CC BY
24
21
Рис.З. Схема, отражающая распределение гранул над разными участками хромосомы 21 после гибридизации с sonC (черные кружки) или sonT (белые кружки) и хромосомы 1 после гибридизации с sonC. Каждый кружок соответствует одной грануле.
других новообразований [6, 7]. Гены, являющиеся мишенями этих транслокаций, пока
неидентифицированы. Участок хромосомы 1 Iql2-q21 также вовлечен в ряд изменений, характерных для определенных форм опухолей человека [6, 7]. Предстоит выяснить, не изменяется ли структура и экспрессия гена SON или его гомолога в результате этих хромосомных перестроек.
© Коллектив авторов, 1992 УДК 616-006-092.4/.9:612.015.1
И.Н.Каверина, Ю.М.Васильев, Г.Л.Николсон
Изменения ^трансформированных и трансформированных клеток под действием ингибитора трансглутаминазы монодансилкадаверина
НИИ канцерогена, Онкологический центр М.Д.Андерсена, Хьюстон, США
Одной из характерных черт неопластической трансформации клеток является определенный набор морфологических изменений, связанных с нарушением прикрепления к внеклеточному матриксу и редукцией актиновош цитоскелета. Такие изменения могут
Fig.3. A schematic diagram of granule distribution over various regions of chromosome 21 after hybridization with sonC (dark circles) or sonT (light circles) and chromosome 1 after hybridization with sonC. Each circle represent one granule.
4. Чумаков И.М., Бердичевский Ф.Б., Соколова H.B. и др. II Молекул, биол. — 1991. — Т. 25, № 3. — С. 731-739.
5. Garson J.A., van der Berghe J.A., Komshead J.T. II Nucl. Acid. Res. — 1988. — Vol. 15.— P. 4761-4770.
6. Mitelman F .11 Catalog of chromosome aberrations in cancer. — 3-nd Ed. — New York, 1988.
7. Trent J.M., Kaneko Y., Mitelman F. // Cytogenet. Cell Genet. — 1989. — Vol. 51. — P. 533-562.
Поступила 12.12.91. / Submitted 12.12.91.
I.N.Kaverina, Yu.M. Vasiliev, G.L.Nicolson
Changes in Normal and Transformed Cells under Effect of Transglutaminase Inhibitor Monodansylca-daverine
Research Institute of Carcinogenesis,
AUCRC, Moscow, M.D.Anderson Hospital and Tumor Institute, Houston, USA
Neoplastic cell transformation is characterized by certain morphologic changes related to abnormal adhesion to the extracellular matrix and reduction of actin cytoskeleton. These changes may play a significant role in the invasion and metastasizing. Identifi-
играть значительную роль в процессах инвазии и мета-стазирования. Вопрос о том, какие факторы определяют и контролируют морфологическую трансформацию, представляется очень важным. Один из возможных факторов — это трансглутаминаза (Тг), фермент, изменяющий связь клетки с матриксом.
Тг катализируют Са2+-зависимую реакцию между у-карбоксильной группой глутамина и е-аминогруппой лизина в составе пептидов, образуя внутри- и межмо-лекулярные связи [10]. Тг распространены во многих тканях, клетках и тканевых жидкостях [14 ]. Тканевые Тг обнаруживаются в мембранах разных типов клеток. Они способны сшивать молекулы различных белков, например молекулы матриксного белка фибронектина (Фн) между собой [4], с фибрином [2], с компонентами плазматической мембраны [9, 20 ] и другими белками клетки. К их функциям относят также участие в рецепторзависимом эндоцитозе [8], интернализации рецепторов [7 ] и др.
Тг принадлежит к числу ферментов, активность которых у нормальных и трансформированных клеток различна [3 ]. Однако остается неясным, насколько это различие влияет на разницу в морфологии. Для выяснения ряда аспектов этой проблемы мы использовали крысиные фибробласты клона RAT2/5. Геном этих клеток несет трансформированный ген N-ras под активируемым промотором. В стандартных условиях клетки имеют нормальный фенотип, но при добавлении в среду синтетического стероидного гормона де-ксаметазона происходит ярко выраженная морфологическая трансформация. Таким образом, мы имели возможность сравнивать нормальные и трансформированные клетки, различие которых обусловлено работой только одного гена.
При изучении функций Тг часто используют различные ингибиторы. В данной работе мы применяли самый эффективный конкурентный ингибитор, выступающий как субстрат Тг, — N- (5-аминопептил) -5-диметил амино-1-нафталенсульфонамид (моно-дансилкадаверин-MDC) [15 ]. Нашей задачей было выяснение роли Тг в формировании фибронектинового матрикса и актиновой системы цитоскелета нормальных и трансформированных клеток, а также в адгезии клеток на Фн.
Материалы и методы. Крысиные фибробласты клона RAT2/5 были любезно предоставлены Х.Патерсоном (Лондон). Они содержат ген N-ras под гормонзависимым промотором вируса MMTV. Методики трансфекции и тестирования описаны в работе J.A.McKay и соавт. [17].
Использовали ингибитор Тг MDC ("Sigma") и синтетический стероидный гормон дексаметазон ("Sigma").
Стекла помещали в раствор Фн ("Sigma") (100 мкг/мл) около 0,04 мл/см и высушивали.
Клетки выращивали на среде DMEM в присутствии 5% эмбриональной сыворотки при 37°С в 5% СС>2- Для экспериментов клетки рассаживали в среду с 1 % сыворотки на стекла с фибро-нектиновой подложкой и без нее. Дексаметазон добавляли сразу из спиртового раствора 200 мкМ до концентрации 2 мкМ в среде.
cation of factors that determine and control the morphologic transformation is thus of great importance. Transglutaminase (Tg), i.e. an enzyme inducing changes in the cell adhesion to the matrix may be such a factor.
Tg catalyzes the Ca2+-dependent reaction between the y-carboxyl group of glutamine and e-aminogroup of lysine in peptides to establish intra- and inter-molecular bonds [10]. Tg is common for many tissues, cells and cellular fluids [14]. Testicular Tg is found in membranes of various cell types. It can sew molecules of various proteins, e.g. molecules of matrix protein fibronectin (Fn) with each other [4], with fibrin [2 ], components of plasmatic membranes [9, 20 ] and other cellular proteins. It also contributes to receptor-dependent endocytosis [8 ], receptor internalization [7 ], etc.
Tg belongs to enzymes with different activity in normal and transformed cells [3 ]. However, the effect of this difference on morphologic alterations is unclear. In order to study some aspects of this problem we have used rat fibroblasts of RAT 2/5 clone. The genome of these cells possesses a transfected gene N-ras under the activated promotor. The cells have normal phenotype under standard conditions, but exercise a dramatic morphologic transformation under the effect of the synthetic steroid hormone dexamethasone. So, we could compare normal and transformed cells with action of one gene alone accounting for the difference.
Various inhibitors are often used in study of Tg function. In this investigation we used the most efficient concurrent inhibitor acting as the Tg substratum, i.e. N-(5-aminopentyl)-5-dimethyl amino-1-naphthalenesulphonamide (monodansylcadaverine — MDC) [15 ]. We aimed to reveal the role of Tg in formation of the fibronectin matrix and the cytos-keleton actin system of normal and transformed cells, as well as in the adhesion of cells to Fn. Materials and Methods. Rat fibroblasts of RAT 2/5 clone were kindly submitted by H.Patterson (London). They possess N-ras gene under the hormone-dependent promotor of MMTV virus. The transfection and testing methods are described in I.A.McKay et al. [17].
We used Tg inhibitor MDC (Sigma) and synthetic steroid hormone dexamethasone (Sigma).
The glasses were put into Fn solution (Sigma) (100^g/ml) about
0.04 ml/cm and dried.
The cells were cultured on DMEM with 5% of fetal serum at 37°C in 5% C02- For the experiments the cells were transferred in the medium with 1 % of serum on glasses with fibronectin support or free from it. Dexamethasone was added immediately from alcohol solution 200 /a.M upto a concentration of 2 /iM in the medium. MDC was added from solution of 200 fi M in serum-free medium to reach the concentration studied immediately or 3 days after passage. The cells were fixed 4 days later.
The preparations were fixed with 4% paraformaldehyde solution on phosphate buffer with 0.1 % of tritone X-100 for 20 min and stained by indirect immunofluorescence [1]. To identify vinculin
D
Рис.1. Актин в редкой культуре клеток RAT2/5 на фибронектиновой подложке.
а — в контроле; Ь — после обработки MDC; с — после трансформации дексаметазоном; d — после трансформации дексаметазоном и обработки MDC. Об. 401,25, ок. 10.
MDC добавляли из раствора 200 мкМ в бессывороточной среде до исследуемой концентрации сразу или через 3 сут после пассирования. Клетки фиксировали через 4 сут.
Препараты фиксировали 4% раствором параформальдегида на фосфатном буфере с 0,1% тритона Х-100 в течение 20 мин и окрашивали по методу непрямой иммунофлюоресценции [ 1 ]. Для выявления винкулина использовали мышиные моноклональные антитела [11], любезно предоставленные А.Белкиным (ВКНЦ АМН СССР, Москва), для выявления Фн — кроличьи поликлональные антитела [13], для выявления рецептора к Фн — мышиные моноклональные антитела, любезно предоставленные Е.Роуслахти (Ла Хойя, США). В качестве вторых антител использованы кроличьи антитела к мышиным иммуноглобулинам и козьи антитела к кроличьим иммуноглобулинам, конъюгированные с ФИТЦ ("Sigma”).
Для выявления актина использовали меченный родамином фал-лоидин, любезно предоставленный Т.Виландом (Гейдельберг, ФРГ). Препараты исследовали с помощью флюоресцентного микроскопа “Opton” (об. 401,25, ок. 10).
Результаты. 1. Форма клеток Контрольные (не подвергавшиеся специфическим обработкам 4-дневные культуры при 1 % сыворотки в
Flg.1. Actln in low density culture of RAT 2/5 cells on fibro-nectln support.
a — in the control; b — after treatment with MDC; c — after transformation with dexamethasone; d — after transformation with dexamethasone and treatment with MDC. 0b.401.25, e.p.
10.
we used murine monoclonal antibodies [11] kindly submitted by A.Belkin (Cardiology Research Center of the USSR AMS, Moscow) and to identify Fn — rabbit polyclonal antibodies [13]. To reveal Fn receptor — murine monoclonal antibodies, kindly submitted by E.Rouslahti (La Hoya, USA). As the second antibody we used rabbit antibodies to murine immunoglobulins and goat antibodies to rabbit immunoglobulins conjugated with FITC (Sigma).
To identify actin we used rodamin-labeled phalloidine, submitted by T.Wiland (Heidelberg, FRG). The preparations were studied using an Opton fluorescent microscope (ob.40xl .25, e.p. lOx). Results. 1. Shape
Control (intact 4-day culture on the medium with
1 % of serum) cells of RAT 2/5 clone on fibronectin support or glass in low density culture (fig. 1, a) are well spread, have lamellae at the leading margin, are often of oblong polarized shape. In high density culture on the glass there is a monolayer of polygonal cells with unclear-cut boundaries.
In the presence of 50/¿M of MDC low density culture on the fibronectin support shrinks in 24 hours,
среде) клетки клона КАТ2/5 на фибронектиновой подложке или стекле в редкой культуре (рис. 1, а) хорошо распластаны, с обширными ламеллами на ведущем крае, часто имеют вытянутую поляризованную форму. В густой культуре на стекле образуется монослой полигональных клеток с плохо выявленными границами.
В присутствии 50 мкМ МБС редкие культуры на фибронектиновой подложке через 24 ч поджимаются, ламеллы исчезают (рис. 1, Ь). Клетки приобретают округлую, овальную или слегка вытянутую полигональную форму, поляризованы редко. Аналогичные изменения наступают в культуре на стекле в присутствии 80 мкМ МБС через 24 ч и в присутствии 25 мкМ МБС через 4 сут. В присутствии 80 мкМ МБС через 24 ч и в присутствии 25 мкМ МОС через 4 сут клетки густой культуры на стекле становятся более округлыми, с более четкими границами, на краю пласта поджимаются.
При увеличении концентрации и/или времени инкубации в МБС во всех случаях клетки округляются и открепляются от подложки.
Клетки, инкубированные в дексаметазоне (4 сут при концентрации 2 мкМ в среде с 1 % сыворотки), становятся вытянутыми, сильно поляризованными, с маленькими ламеллами на ведущем крае и образуют длинные (около 2/3 общей длины клетки) тонкие отростки на противоположном крае (рис. 1, с). В густой культуре они часто растут в несколько слоев, как правило, ориентированно по длинной оси.
Действие МОС на такие культуры проявляется при тех же дозах и сроках, что и в контроле. В редкой культуре клетки поджимаются, сохраняя удлиненную форму (рис. 1,^). Как правило, ламеллы исчезают, а отростки немного укорачиваются. В густой культуре тот же эффект выражен слабее; культура достигает меньшей плотности.
2. Актин
Контрольные клетки (см. рис. 1 ,а) содержат много пучков актиновых микрофила ментов, проходящих через всю клетку, а также сонаправленных активному краю или кольцевых. Выявляются яркая полоса и складки (раффлы) на краю ламеллы. В густой культуре часто пучки в соседних клетках продолжают друг друга.
После воздействия МОС (см. рис. 1,6) при указанных выше дозах и сроках в клетках остаются немногочисленные короткие и тонкие пучки, актин распределен в основном диффузно. В густой культуре актино-вые структуры сохраняются несколько лучше.
В клетках, инкубированных в дексаметазоне (см. рис. 1,с), в редкой и густой культуре обычно видны тонкие пучки, параллельные длинной оси клетки. В ла-меллах актина мало, отростки часто ярко окрашены.
После воздействия МОС (см. рис. 1 ,сЬ остается в основном диффузное окрашивание; в густой культуре часто сохраняются пучки.
the lamellae disappear (fig. 1 ,b). The cells get round, oval or slightly oblong, polygonal, the polarization is rare. Similar changes in the culture on the glass in the presence of 80/iM of MDC are observed 24 hours and in the presence of 25 juM of MDC — 4 days later.
In the presence of 80 ,mM of MDC in 24 hours and in the presence of 25 //M of MDC in 4 days the cells of the dense culture on the glass become more round, with more clear-cut boundaries and shrink at the layer margin.
With increase in concentration and/or time of incubation in MDC the cells get round and detach from the support.
The cells incubated in dexamethasone (4 days at a
2 ¿¿M concentration in the 1% serum medium) become oblong, highly polarized, with small lamellae at the leading margin and produce long (of about 2/3 of the whole cell length), thin processes at the opposite margin (fig.l, c). In dense culture they often form several layers oriented as a rule along the larger axis.
The MDC effect on such cultures manifests itself at the same dosage and terms as in the control. In low density culture the cells shrink while retaining the oblong shape (fig.l, d). As a rule the lamellae disappear, the processes get shorter. In dense culture the effect is less pronounced; the culture losses in density.
2. Actin
Control cells (see fig.l, a) exhibit many clusters of actin microfilaments all over the cell, as well as oriented along the active margin or circular. There are a bright stripe and ruffles at the lamella margin. In dense culture the clusters of the adjacent cells continue each other.
After treating with MDC (see fig. 1, b) at the mentioned dosage and terms there are short, thin clusters observed in the cells, actin is distributed diffusely. In dense culture the actin structures are maintained somewhat better.
In the cells incubated in dexamethasone (see fig. 1, c) the low and high density cultures usually demonstrate thin clusters parallel to the longer axis. The lamellae have little actin, the processes are bright.
On treating with MDC (see fig. 1, d) the cultures present mainly diffuse staining; the clusters often remain in the dense culture.
3. Focal contacts (vinculin staining)
The control cells in the low density culture exhibit a considerable number of stroke contacts coinciding with the actin cluster ends. They are observed both at the margin and in the center of the cell. In dense culture the contacts are seen much worse in all the cases.
After treatment with MDC the number of the contacts decreases, predominant point contacts are localized at the shrunken cell margins.
Рис.2. Фн в густой культуре клеток ИАТ2/5 на стекле, а — в контроле; Ь — после обработки МЭС;
трансформации дексаметазоном; дексаметазоном и обработки MDC.
d — после
с — после трансформации
3. Фокальные контакты (окраска на винкулин)
В контрольных клетках в редкой культуре выявляется значительное количество штриховых контактов, совпадающих с окончаниями актиновых пучков. Они распределены как у края, так и в центральной части клетки. В густой культуре контакты выявляются значительно хуже во всех случаях.
После обработки МБС количество контактов уменьшается, преобладают точечные контакты, расположенные на поджавшихся краях клетки.
В клетках, инкубированных в дексаметазоне, контактов мало. Они часто точечные в теле клетки, иногда в виде мелких штрихов по ходу отростка.
Эффект МБС выражен в уменьшении числа контактов.
4. Рецептор к Фн
На фибронектиновой подложке рецептор во всех случаях сораспределен с винкулином. На стекле распределен равномерно в виде мелких точек.
5. Фн в густой культуре
Фн в редкой культуре во всех случаях выявляется в виде незначительных точек. Фн на стекле в густой культуре контрольных клеток (рис. 2,а) представляет
Fig.2. Fn in high density culture of RAT 2/5 cells on glass.
a — In the control; b — after treatment with MDC; c — after transformation with dexamethasone; d — after transformation with dexamethasone and treatment with MDC.
In the cells incubated in dexamethasone there are just a few contacts. They are mainly point-type within the cell body, and sometimes look like small strokes along the processes.
The MDC effect manifests itself as a decrease in the contact number.
4. Receptor to Fn
On the fibronectin support the receptor is co-dis-tributed with vinculin. On the glass it is distributed in a small-dot-like manner.
5. Fn in dense culture
Fn in low density culture is observed as scarce dots.
Fn on the glass in dense culture of the control cells (fig.2, a) looks like nets and branch structures of bright, rather thick fibrillae. They are sometimes connected to form a common matrix. There is some Fn in the intracellular vesicules as well.
Not all the cells produce Fn on incubation with MDC (fig.2, b). It is seen as short wide sticks and small simple nets. Fn-containing intracellular vesicules are bright, somewhat larger than in the control.
собой сетки и разветвленные структуры из ярких довольно толстых фибрилл. Часто они соединены и образуют общий матрикс. Некоторое количество Фн содержится и во внутриклеточных везикулах.
После инкубации с MDC (рис. 2,Ь) не все клетки вырабатывают Фн. Он выявляется в виде коротких широких палочек и маленьких несложных сеток. Фн-содержащие внутриклеточные везикулы ярко окрашены, несколько крупнее, чем в контроле.
Клетки, инкубированные в дексаметазоне (рис. 2,с), в густой культуре образуют большое количество Фн в виде густой сети из тонких фибрилл, часто ориентированных вдоль длинной оси клеток.
После обработки MDC (рис. 2,d) Фн-матрикс составляют отдельные тонкие нити и простые сетки.
Обсуждение. При воздействии ингибитора Тг MDC на густые культуры наблюдается резкое уменьшение количества Фн во внеклеточном матриксе. Ранее была известна способность разных Тг сшивать молекулы Фн с другими фибриллярными белками (фибрином, коллагеном) или между собой [12, 16]. Отмечались также сораспределение Фн- и Тг-активности при фракционировании клеток [3 ] и положительная корреляция между количеством Тг и Фн во внеклеточном матриксе в культуре [5 ]. Эти данные и наши результаты позволяют предположить, что Тг активно формирует Фн-матрикс в культуре, сшивая молекулы белка между собой. При высоком уровне Тг-активности образуется мощный матрикс, а после ингибирования фермента количество связанного Фн резко уменьшается, что и приводит к указанной корреляции.
Нами обнаружено уменьшение количества и размеров фокальных контактов клеток на фибронектиновой подложке и на стекле под действием MDC. Нарушения фокальных контактов могут быть прямым следствием уменьшения количества Фн на стекле (весьма возможно, некоторые изменения матрикса происходят и в системе на фибронектиновой подложке). В то же время известно, что MDC и другие ингибиторы Тг ингибируют образование сшивок между Фн и определенными мембранными белками [18]. Поликлональные антитела к комплексам Фн с этими белками при иммунофлюоресцентном окрашивании выявляют фокальные контакты. Отсутствие сшивок между Фн и мембраной, вызываемое MDC, вероятно, и является причиной редукции фокальных контактов.
Мы подтвердили хорошо известный факт [21], что интегриновый рецептор к Фн расположен в фокальных контактах. Вместе с тем молекулярная масса одного из мембранных белков, входящих в MDC-зависимый комплекс с Фн, выявляемый в фокальных контактах, совпадает с массой клеточной Тг. Таким образом, возможно, что Тг при адгезии на Фн сораспределена с рецептором Фн в мембранах фокальных контактов [18]. Можно предположить, что взаимодействие между рецептором и Фн обеспечивает контакт клетки и субст-
The cells incubated in dexamethasone (fig.2, c) in dense culture produce a large amount of Fn as a dense network of thin fibrillae, often oriented along the cell long axis.
On treatment with MDC (fig.2, d) the Fn matrix is composed of single thin filaments and simple nets.
Discussion. The influence of Tg inhibitor MDC on dense cultures results in a sharp drop in Fn content in the extracellular matrix.
Various Tg are known to sew Fn molecules with other fibrillary proteins (fibrin, collagen) or with each other [12, 16]. The co-distribution of the Fn and Tg activity in cell fractionation has also been reported [3 ], as well as a positive correlation between Tg and Fn contents in the extracellular matrix in culture [5 ]. These data and our findings allow the supposition that Tg actively forms the Fn matrix in culture by sewing protein molecules to each other. The Tg activity being high, the matrix is great, while after inhibition of the enzyme the amount of bound Fn falls sharply to give the correlation mentioned.
We have discovered a MDC-dependent decrease in the number and size of cell focal contacts both on the fibronectin support and on the glass. The abnormalities of the focal contacts may result directly from the fall in the Fn content on the glass (it is quite possible that some matrix changes occur on the fibronectin support as well). At the same time MDC and other Tg inhibitors are known to inhibit adhesion of Fn to certain membrane proteins [18]. Polyclonal antibodies to Fn complexes with these proteins exhibit focal contacts after immunofluorescence staining. M DC-induced absence of the adhesion sites between Fn and the membrane may account for the focal contact reduction.
We have confirmed the well-known fact [21 ] that the Fn integrin receptor is located in the focal adhesion sites. However, molecular mass of membrane protein in the MDC-dependent complex with Fn revealed in the focal adhesion sites is the same as the cellular Fn mass. Therefore it is possible that in Fn adhesion Tg is co-distributed with the Fn receptor in the focal contact membranes [18]. We suppose that interaction between the receptor and Fn provides for the cell-substratum contact, but stabilization and ripening of the contact require Tg activities and a covalent bond of the membrane and matrix. We have also shown that treatment with MDC results in dramatic changes in the actin system. Formation of actin filament clusters requires presence of the contacts and, consequently, interaction with the substratum (extracellular matrix) [6 ]. It seems that in the absence of strong contacts with the substratum the resulting weak interaction is not sufficient to maintain and develop a system of actin filament clusters in cells treated with MDC. On the other hand there are data proving that the system of actin microfilaments
рата, но стабилизация и созревание контакта требуют работы Тг и образования ковалентной связи мембраны и матрикса.
Нами показано также, что обработка ЛШС приводит к сильным изменениям в актиновой системе. Формирование пучков актиновых микрофиламентов требует наличия фокальных контактов и, следовательно, взаимодействия с субстратом (внеклеточным матриксом) [6 ]. По-видимому, в отсутствие прочных контактов с субстратом сохраняющееся в результате слабое взаимодействие недостаточно для поддержания или создания развитой системы пучков актиновых микрофиламентов в клетках, обработанных ЛШС. С другой стороны, существует ряд данных, свидетельствующих о том, что система актиновых микрофиламентов активно вовлечена в формирование Фн фибрилл на латеральной поверхности клетки [19]. В таком случае МБС-зависимая редукция актиновой системы может вторично влиять на формирование Фн-матрикса.
Изменения морфологии клеток под действием ингибитора Тг несколько напоминают изменения при трансформации, т.е. в нашем случае при воздействии дексаметазоном. Это относится к уменьшению степени распластывания и количества актиновых пучков. Действительно, ранее неоднократно отмечалось, что уровень Тг в трансформированных клетках ниже, чем в нормальных аналогах [4 ]. Однако морфология обработанных МЭС и трансформированных клеток 1£АТ2/5 сильно различается (например, обработанные МБС клетки округлы, а трансформированные — вытянуты и имеют отростки). Кроме того, в нашей системе количество Фн в матриксе нормальных и трансформированных клеток практически не различалось, а после воздействия ЛШС на те и другие сильно уменьшалось. Ингибитор не снимал различий нормальных и трансформированных клеток, а вызывал сдвиг их морфологии в одну и ту же сторону.
По всей видимости, в нашем случае различия нормальных и трансформированных клеток не связаны непосредственно с разной активностью Тг. Вместе с тем применение ингибитора этого фермента может усиливать или имитировать эффект трансформации. Представляется возможным, таким образом, что Тг — фактор, модулирующий трансформацию.
Литература / References
1. Бершадский А.Д., Тинт И.С., Гельфанд В.И. и др. II Онтогенез. — 1979. — Т.30. — С. 231-234.
2. Barsigian C., Fellin F.M., Jain A., Martines J. // J. Biol. Chem.
— 1988. — Vol. 263. — P. 14 015-14 022.
3. Birckbichler P.J., Orr G.R., Patterson M.K. Jr. II Cancer Res.
— 1976. — Vol. 36. — P. 2911-2914.
4. Birckbichler P.J., Patterson M.K. Jr. // Ann. N.Y. Acad. Sei. — 1978. — Vol. 312. — P. 354-365.
5. Birckbichler P.J., Upchurch H., Patterson M.K. Jr. et al. // Fed.Proc. — 1985. — Vol. 44 — P. 477 (abstract).
is involved in formation of Fn fibrillae on the cell lateral surface [19]. In this case the MDC-dependent reduction of the actin system may again exert influence on the formation of the Fn matrix.
The changes in cell morphology under the effect of the Tg inhibitor resemble the changes resulting from transformation, i.e. treatment with dexamethasone in our investigation. This relates to reduction of the spreading degree and the actin cluster number. Indeed, there are reports on the Tg level in transformed cells being lower than in their normal analogs [4 ]. However, the morphologies of MDC-treated and transformed RAT 2/5 cells display a markedly different characteristics (e.g. the MDC-treated cells are round, while the transformed ones are oblong and have processes). Besides the Fn content in the matrix of both normal and transformed cells is practically the same, after treatment with MDC the content drops sharply. The inhibitor does not remove the difference between the normal and transformed cells, but rather induces a similar shift in their morphology.
It seems that the difference of the normal and transformed cells in our investigation is not directly associated with different Tg activities. However, the inhibitor of this enzyme may enhance or simulate the transformation effect. We think therefore that Tg is probably a transformation modulating factor.
6. Burridge K., Fath K., Kelly T. et al. // Ann. Rev. Cell Biol. — 1988. — Vol. 4. — P. 487-525.
7. Chuang D.-M. // Molec. cell Biochem. — 1984. — Vol. 58. — P. 79-89.
8. Davies P.J.A., Murtaugh M.P. et al. // Ibid. — P. 69-77.
9. Fellin F.M., Barsigian C., Rich E., Martinez J.11 J.biol.Chem. — 1988. — Vol. 263. — P. 1791-1797.
10. Folk J.E., Finlayson J.S. // Advans Protein Chem. — 1977. — Vol. 31. —P. 1-133.
11. Glukhova M.A., Frid M.G., Koteliansky V.E. // J. biol. Chem.
— 1990. — Vol. 265. — P. 13 042-13 046.
12. Keski-Oja J., Mosher D.F., Vaneri A. // Cell. — 1976. — Vol. 9. — P. 29-35.
13. Ljubimov A.V., Martel N., Jamasaki H. // Exp. Cell Res. —
1985. — Vol. 156. — P. 311-326.
14. Lorand L., Conrad S.M. // Molec. cell Biochem. — 1984. — Vol. 58. — P. 9-35.
15. Lorand L., Rule N.G., Ong H.H. et al. // Biochem. J. — 1968.
— Vol. 7.—P. 1214-1223.
16. Mosher D.E. // Molec. cell Biochem. — 1984. — Vol. 58. — P. 63-68.
17. McKay I.A., Marshall C.J., Cales C., Hall A. // EMBO J. —
1986. — Vol. 5. — P. 2617- 2621.
18. Menter D.G., Updyke T.V., Mclntire L.V., Nicolson G.L. // Preprint. — 1991.
19. Peters D.M.P., Mosher D.F. // J. cell Diol. — 1987. — Vol. 104. —P. 121-130.
20. Tyrrell D.J., Sale W.S., Slife C.W. // J. biol. Chem. — 1988.
— Vol. 263. — P. 8454-8469.
21. Rouslahti E., Pierschbacher M.D. // Science. — 1987. — Vol. 238.— P. 491-497.
Поступила 26.11.91. / Submitted 26.11.91.
