CC BY
16прямого влияния на формирование памяти у мух исследуемых линий, однако при воздействии ТШ между линиями были выявлены различия в формировании памяти. Это может свидетельствовать о возможном влиянии ТШ на динамику изменения ИО и активность процессов забывания и требует дальнейшего изучения.
Список литературы:
1. Ковалева Т. С., Максимова Н. С., Жуков И. Ю., Першин В. И., Мухина И. В., Гайнуллин М. Р. Кофилин: молекулярно-клеточные функции и роль в функционировании нервной системы//Ней-рохимия — 2019. -Т. Зб. № 1. — С. 14—23.
2. Никитина Е. А., Каминская А. Н., Молотков Д. А., Попов А. В., Савватеева-Попова Е. В. Влияние теплового шока на обучение, формирование памяти и содержание LIMK1 в мозге самцов Drosophila melanogaster с измененной структурой гена limklZ/Журнал эволюционной биохимии и физиологии. — 2014. — Т. S0. № 2. — С. 137—147.
3. Reiter L. T., Potocki L., Chien S., Gribskov M., Bier E. A systematic analysis of human disease-assotiated gene sequences in Drosophila melanogaster//Genome Res. — 2001. — V. 11. № б. — P. 1114—112S
Захарова М.В., Коваленко А.А., Шварц А.П., Демина А.В., Зубарева О.Е., Зайцев А.В.
Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И. М. Сеченова РАН,
Санкт- Петербург, Россия
e-mail: zaharova-masha@yandex.ru
ИЗМЕНЕНИЕ ЭКСПРЕССИИ ГЕНА ITPR2 В РАЗЛИЧНЫХ МОДЕЛЯХ ЭПИЛЕПСИИ
Исследования последних лет указывают на роль кальциевых каналов в патогенезе эпилепсии. Описано значительное повыше-
ние концентрации астроцитарного Ca2+ во время эпилептифор-мной активности [2, 4, 10]. Рост концентрации Ca2+ может привести к высвобождению глутамата из астроцитов и влиять на си-наптическую пластичность [1, 8, 9]. Ding с соавторами в пило-карпиновой модели эпилепсии, используя двухфотонную микроскопию in vivo, показали усиление астроцитарных сигналов Ca2+ в коре через 3 дня после введения конвульсанта и этот период коррелировал с отсроченной гибелью нейронов [3]. Повышение уровня цитоплазматического кальция в ответ на повышение уровня инозитол-трифосфата опосредуется инозитол 1,4,5-трисфосфат-ными рецепторами второго типа (ITPR2). IP3R2 являются критическим и необходимым компонентом сигнального кальциевого пути в астроцитах, что было доказано в работах с животными нокаутными по гену Itpr2 [5—7]. Heuser с соавторами показали, что мыши Itpr2-/- проявляли на 60 % меньше эпилептиформной активности на ЭЭГ по сравнению с мышами дикого типа [5]. Однако особенности экспрессии гена Itpr2 в различных моделях эпилепсии остаются неисследованными.
Целью работы явилось изучение изменений экспрессии гена Itpr2 в мозге крыс в модели фебрильных судорог (ФС), в пен-талентетразоловой и литий-пилокарпиновой моделях эпилепсии. Во всех экспериментах были использованы крысы самцы Вистар.
ФС были использованы для изучения изменений, происходящих в мозге при судорожных состояниях на ранних этапах развития. ФС индуцировали у 10—11-дневных крысят с помощью нагревания их теплым воздухом до развития выраженных судорог. Температура тела контролировалась, в случае ее повышения до 42 извлекали из установки и охлаждали. Продолжительность эксперимента составляла 30 минут.
Введение пентилентетразола ПТЗ применяли для моделирования острых однократных судорог. ПТЗ (в/б, 70 мг/кг) вводили крысам в возрасте 20—22 дней жизни. В эксперименте использовали только животных, у которых развивались выраженные тонико-кло-нические судороги.
Литий — пилокарпиновая модель височной эпилепсии (Li-ПК) была использована для изучения хронических эпилептических процессов. Введение ПК вызывает у экспериментальных животных эпилептический статус, после чего в течение нескольких недель (латентный период модели) в мозге крыс развиваются эпилептические процессы, которые, однако, не сопровождаются вы-
раженными двигательными судорогами, далее в хронический период модели появляются спонтанные рецидивирующие судороги. Для формирования Ы-ПК модели, 7—8 недельным крысам вводили р-р ЫС1 (в/б, 127 мг/кг), затем через 24 часа метилскополамин (в/б, 1 мг/кг), через 30 минут — ПК (в/б, 20—30 мг/кг, по 10 мг/кг каждые 30 минут до появления выраженных судорог). Длительность судорог составляла 75 минут, после чего их прекращали введением диазепама (10 мг/кг). Контрольным животным вместо ПК вводили физ.р-р.
Забор структур мозга (вентральный и дорзальный отделы гип-покампка) для анализа производили через 3 и 10 дней после судорог в модели ФС; через 3 часа, 1, 3, 7 после пентилентетразоловых судорог; через 3, 7 суток (латентная фаза) и 60 суток (хроническая фаза) в П-ПК модели височной эпилепсии.
Анализ экспрессии гена Itpr2 в клетках мозга, проводили методом ОТ-ПЦР в реальном времени. Результаты, полученные для Itpr2, нормировали по среднему геометрическому результатов, полученных для трех генов домашнего хозяйства, которые были подобраны в отдельном исследовании для каждой экспериментальной модели: ПТЗ — Ас^п, Оар^, Б2ш (дорзальный гиппокамп) и Рр1а, Ир13а, (вентральный гиппокамп); П-ПК — Оар^, Рдк1, Рр1а (дорзальный гиппокамп) и НргИ, Рдк1, Рр1а (вентральный гиппокамп); ФС — Рр1а (дорзальный гиппокамп) и Оар^, Рдк1, НргИ (вентральный гиппокамп).
Показано, что через 3 дня после ФС экспрессия гена Itpr2 снижалась в дорзальном гиппокампе. После введения ПК, напротив, отмечалось усиление экспрессии гена Itpr2 во всех обследованных областях мозга в латентную фазу модели (через 3 дня после судорог), в хроническую фазу изменений не выявлено. Также усиление экспрессии гена Itpr2 было выявлено в клетках вентрального гип-покампа через 3 дня после ПТЗ судорог. Эти изменения позволяют предполагать усиление Са2+ сигналинга в исследуемых структурах мозга в ПК и ПТЗ моделях.
Таким образом, полученные данные свидетельствуют о возможной вовлеченности 1Р3И2 в эпилептогенез, направленность изменений экспрессии гена Itpr2 зависела от использованной экспериментальной модели.
Работа поддержана грантом РФФИ N 17—00—00408.
Список литературы:
1. Achour S. Ben, Pascual O. Glia: The many ways to modulate synaptic plasticity//Neurochemistry International. 2010. № 4 (57). P. 440—445.
2. Boison D., Laboratories D. N., Faculty M. Epilepsy and astrocyte energy metabolism//Glia. 2019. № 66 (6). P. 1235—1243.
3. Ding S., Fellin T., Zhu Y., Lee S., Auberson Y. P., Meaney D. F., Coulter D. A., Carmignoto G., Haydon P. G. Enhanced Astrocytic Ca 2 3 Signals Contribute to Neuronal Excitotoxicity after Status Epilepticus// The Journal of Neuroscience. 2007. № 27 (40). P. 10674—10684.
4. Fellin T., Gomez-gonzalo M., Gobbo S., Carmignoto G., Hay-don P. G. Astrocytic Glutamate Is Not Necessary for the Generation of Epileptiform Neuronal Activity in Hippocampal Slices//The Journal of Neuroscience. 2006. № 36 (26). P. 9312—9322.
5. Heuser K., Nome C. G., Pettersen K. H., Âbjorsbrâten K. S., Jensen V., Tang W., Sprengel R., Tauboll E., Nagelhus E. A., Enger R. Ca 2 + Signals in Astrocytes Facilitate Spread of Epileptiform Activity//Oxford University Press. 2018. (28). P. 4036—4048.
6. Jarand M. E., Anna B. H., Wannan E. T., Enger R., Jensen V., Petters-en K. H., Nagelhus E. A. Astroglial endfeet exhibit distinct Ca 2 + signals during hypoosmotic conditions//Glia. 2019. (67). P. 2399—2409.
7. Petravicz J., Boyt K. M., Mccarthy K. D., Stanwood G. Astrocyte IP3R2-dependent Ca 2 + signaling is not a major modulator of neuronal pathways governing behavior//Behavioral Neuroscince. 2014. (8). P. 1 — 13.
8. Pittà M. De, Brunel N., Volterra A. Astrocytes: Orchestrating synaptic plasticity?//Neuroscience. 2016. (323). P. 43—61.
9. Ronzano R. Astrocytes, microglie et plasticité synaptique//Mede-cine/Sciences. 2017. № 12 (33). P. 1071 — 1078.
10. Tian G., Azmi H., Takano T., Xu Q., Peng W., Lin J., Oberheim N., Lou N., Wang X., Zielke H. R., Kang J., Nedergaard M. An astrocytic basis of epilepsy//NATURE MEDICINE. 2005. № 9 (11). P. 973—981.
