CC BY
94
Физико-химическая биология Вестник Нижегородского университета им. Н.И. Лобачевского, 2011, № 2 (2), с. 215-221
УДК 581.1
ИУК-ИНДУЦИРОВАННЫЕ ИЗМЕНЕНИЯ АКТИВНОСТИ ПЕРОКСИДАЗ ЗЕЛЁНЫХ И ЭТИОЛИРОВАННЫХ ПРОРОСТКОВ ПШЕНИЦЫ
© 2011 г. М.В. Томилин, Л.Н. Олюнина, В.С. Сухов, А.А. Брилкина, А.П. Веселов
Нижегородский госуниверситет им. Н.И. Лобачевского
Поступила в редакцию 23.03.2011
Исследована динамика накопления гемсодержащих белков, а также бензидин- и НАДН-пероксидазной активности во внутри- и внеклеточном компартментах побегов и корней проростков яровой пшеницы при введении индолил-3-уксусной кислоты в околокорневой раствор. Показано, что на ранних этапах формирования проростка в исследуемых фракциях происходило светозависимое повышение пероксидазной активности. В надземных органах зелёных проростков внесённая в околокорневой раствор кислота вызывала сдвиг баланса про-/антиоксидантной функции в сторону антиокси-дантной активности. В корнях зелёных проростков она инициировала повышение активности у обеих форм фермента, а в этиолированных - прооксидантную активность пероксидазы. Предполагается, что свет может модифицировать резистентность проростков, индуцируя изменение уровня эндогенной индолил-3-уксусной кислоты.
Ключевые слова: Triticum aestivum L., пероксидаза, индолил-3-уксусная кислота, свет, регуляция.
Введение
Известно, что многие фитогормоны, такие как абсцизовая (АБК), индолил-3-уксусная кислота (ИУК) и другие, играют важную роль в неспецифических физиолого-биохимических защитных реакциях растительного организма, способствуя переключению функциональной активности клеток в стрессовый режим [1, 2]. В частности, действие неблагоприятных факторов приводит к изменению соотношения концентрации ИУК и АБК (вследствие взаимопревращения свободных и связанных форм) [2, 3]; сдвиг в балансе этих фитогормонов вносит существенный вклад в повышение устойчивости растения [2].
Однако в последнее время в литературе активно обсуждаются результаты, свидетельствующие, что в определенных условиях ИУК может выступать не только как триггер защитного ответа клеток, но и как возможный «стресс-агент» [4-6]. В качестве доказательства могут быть приведены следующие данные:
1. существенное повышение уровня ИУК имеет место при действии биотических стрессоров [2];
2. индуцирование под влиянием данного фитогормона:
а) быстрого закисления цитоплазмы [7];
б) деполяризации плазматической мембраны [8, 9];
с) изменения биосинтеза стрессовых белков [10] и формирование других защитных реакций растения. В то же время, механизмы развития
стрессового ответа на действие высоких концентраций ИУК остаются недостаточно изученными. В частности, остается открытым вопрос о механизме влияния ИУК на окислительный метаболизм и активность окислительных ферментов, которые играют существенную роль в развитии мультикомпонентного ответа растения на действие неблагоприятных факторов [11-13]. К числу таких ферментов может быть отнесена пероксидаза (КФ 1.11.1.7) - гемсодержащий гликопротеин.
Пероксидаза (ПО) гистохимически выявлена в различных компартментах клетки в виде растворимой фракции и в форме, связанной как с клеточной стенкой, так и с мембранами [14-16]. Отличительной чертой всех ПО является их полифункциональность, которая проявляется в способности участвовать в таких биохимических реакциях как оксидазное, пероксидазное и оксигеназное окисление субстратов [14, 15]. ИУК является оксидазным субстратом ПО и способна индуцировать изменения в перокси-дазной ферментной системе [17-19].
Цель настоящей работы - исследование динамики развития ответной реакции пероксидаз на введение ИУК в среду выращивания зелёных и этиолированных проростков пшеницы.
Экспериментальная часть
В опытах были использованы этиолированные (выращенные в темноте) и зелёные (14-ча-
совой световой день) проростки яровой пшеницы ТгШеыт aestivum L. сорта «Московская 35» (водная культура). В среду выращивания шестидневных проростков вводили препарат ИУК (10-5 М); продолжительность экспозиции составляла 5, 10 и 15 мин. В качестве контроля использовали растения, не подвергнутые действию данного фитогормона. Сразу после окончания экспозиции проводили экстракцию и определение гемсодержащего белка (ГСБ) цитоплазматической фракции и апопласт-омыва-ющего раствора (АОР).
Для экстракции внеклеточных пероксидаз навеску (1 г тканей побегов или корней исследуемых проростков) помещали в шприц, заливали 3 мл свежеприготовленной дистиллированной воды и дважды по 1 мин подвергали вакуумной инфильтрации. Период релаксации составлял 2 мин [20]. В соответствии с активностью глюкозо-6-фосфат дегидрогеназы, содержание данного фермента в АОР по отношению к цитоплазматическому составляло менее 1% [21]. После инфильтрации апопласта растительный материал в присутствии нерастворимого поливинилпирролидона фиксировали жидким азотом и гомогенизировали в 0.06 М фосфатном буфере (рН 8.0), отношение массы навески к объёму буфера 1:4.
Цитоплазматическую фракцию получали центрифугированием гомогената (7000 об/мин, 15 мин). Концентрирование пероксидазного белка осуществляли высаливанием (NH4)2SO4 (70-95% насыщения). Определение концентрации ГСБ проводили спектрофотометрическим методом при 403 нм [22] (спектрофотометр ЦУ-1700 Shimadzu, Япония) и по пиридингемохро-могену [23] (со спектральным показателем чистоты RZ = 0.6).
Активность пероксидазы во вне- и внутриклеточном компартментах побегов и корней проростков пшеницы оценивали спектрофотометрически в момент линейного протекания реакции. Активность бензидин-ПО (БПО) определяли при 590 нм [24]. Состав реакционной смеси: 0.5 мл исследуемой пробы, 1.5 мл 0.2 М ацетатного буфера (рН 5.4), 0.5 мл 0.015% Н2О2 и 0.5 мл 5 мМ 4.4’-диаминодифенила (е590 = = 39 мМ-1см-1). НАДН-ПО активность регистрировали по уменьшению поглощения при 340 нм. В кювету вносили 0.5 мл исследуемой пробы, 1 мл 0.2 М ацетатного буфера (рН 5.4),
0.5 мл 16 мМ MnQ2, 0.5 мл 1.6 мМ о-кумаровой кислоты и 0.5 мл 0.3 мМ НАДН (е340 = = 4.23 мМ-1см-1) [25]. Активность исследуемых ферментов выражали в ммоль субстрата/мин на 1 мг ГСБ.
Все опыты проводили в трёх биологических повторностях. На рисунках представлены средние арифметические значения и их среднеквадратичные отклонения.
Результаты и их обсуждение
Как видно из рис. 1, уровень гемсодержаще-го белка цитоплазматических фракций был в 2 и более раза выше, чем в АОР побегов и корней проростков пшеницы. Так как исследуемые пробы АОР и цитоплазматических фракций выровнены по объёму, то можно предположить, что основной пул ПО белка на ранних этапах формирования проростка локализован во внутриклеточном компартменте. Кратковременное действие ИУК (рис. 2), внесённой в околокор-невой раствор, вызывало однонаправленные изменения уровня ГСБ в АОР и цитоплазматической фракции корней как у зеленых, так и у этиолированных проростков. В частности, увеличение в 1.5-2 раза уровня ГСБ в цитоплазматической фракции происходило после 5-минутного воздействия, а в АОР - после 10 мин. При 15-минутной экспозиции на растворах ИУК уровень ГСБ в АОР и цитоплазматических фракциях корней исследуемых проростков снижался.
В надземных органах модификация уровня ГСБ под влиянием экзогенной ИУК протекала сложнее. При 10-15-минутном воздействии в обеих фракциях зелёных проростков было обнаружено ИУК-индуцированное повышение ГСБ в 1.6 раза. Для этиолированных отмечены большие колебания уровня ГСБ в АОР, а при 15-минутной экспозиции на растворах ИУК в АОР и цитоплазматических фракциях - концентрация ГСБ была близка к контрольным значениям.
Известно, что растительные ПО являются секретируемыми ферментами [26]. В связи с этим, выявленные ИУК-индуцированные изменения уровня ГСБ во вне- и внутриклеточном компартментах, по-видимому, могут быть связаны с перераспределением пероксидазного белка (модификация процессов экзо- и эндоци-тоза низкомолекулярных белков; переход в системе связанная - растворимая форма фермента). Возможно, данный эффект ИУК является следствием активирования или ингибирования процессов транспорта ГСБ между клеточными компартментами. В литературе отмечается, что механизм действия ИУК на рост клеток обязательно включает активацию везикулярной секреции, при этом временное повышение в цито-
/-л 2+
плазме концентрации Са усиливает ауксинза-висимую секреторную активность [7].
г
ш
о
з
га
о.
н
і
0)
3
I
о
0,2
0,18
0,16
0,14
0,12
0,1
0,0B
0,06
0,04
0,02
0
ЗЕЛЕНЫЕ
ПРОРОСТКИ ПШЕНИЦЫ
ЭТИОЛИРОВАННЫЕ
ПОБЕГИ
КОРНИ
Рис. 1. Уровень гемсодержащего белка в цитоплазматической фракции ( и этиолированных проростков пшеницы
ПОБЕГИ КОРНИ
) и AОР ( □ ) побегов, корней зелёных
ADP:
Цитоплазматическая фракция:
побеги
побеги
корни
корни
МИН
Рис. 2. Влияние экзогенной ИУК на уровень гемсодержащего белка в цитоплазматической фракции ( ■ ) и АОР ( □ ) побегов, корней зелёных (а) и этиолированных (б) проростков пшеницы
а
б
Пероксидаза специфична к субстратам различной природы. Для взаимодействия фермента с молекулой субстрата, последняя должна иметь две структурные особенности: специфическую химическую связь, которую фермент атакует, и функциональную группу, ориентирующую мо-
лекулу субстрата в активном центре фермента [27]. Субстраты классических пероксидаз растений принято дифференцировать на 3 группы. К первой относят двухэлектронные доноры, для которых главным является связывание вблизи или проникновение внутрь активного центра.
Вторая группа - одноэлектронные ароматические субстраты, которые связываются вблизи активного центра. Третья группа - это субстраты, окисляющиеся по цепи переноса электронов (АВТЗ, ИУК, НАД(Ф)Н и др.) [28]. Таким образом, фермент имеет две различные функции (оксидазную и пероксидазную), что позволяет предполагать в каталитическом действии пе-роксидазы участие двух независимых активных центров, пространственно разделенных, хотя и близко расположенных друг от друга на молекуле фермента [29].
Как показывают результаты, представленные в таблице, уровень активности пероксидазной ферментной системы зелёных и этиолированных проростков существенно отличается. Антиоксидантная активность зелёных в сравнении с этиолированными проростками была повышенной во внутри- и внеклеточном пространстве. Интересно отметить, что эти различия в большей степени были выражены при анализе цитоплазматических фракций: для корней в 2, а для побегов, соответственно, в 4 раза. Уровень прооксидантной (НАДН-ПО) активности был также повышен у зелёных проростков. В частности, в побегах проростков цитоплазматических фракций зафиксированы различия в 14.5 раза, в корнях - в 2.5 раза; в АОР исследуемых органов проростков это превышение составляло 1.1 и 3.3 раза соответственно. Таким образом, уже на раннем этапе онтогенеза четко выявляется светозависимость активности перокси-дазной ферментной системы. Свет, скорее всего вызывая модификацию структуры фермента, индуцирует в клетках проростков пшеницы повышение активности БПО и НАДН-ПО. Известно, что влияние света на обмен веществ опосредовано через систему фоторецепторов. Их возбуждение инициирует каскад реакций, который может вызвать модификации в окислительном метаболизме и, соответственно, структуры белков. Возможно также изменение активности регулируемых светом генов и, как следствие, количества фермента [15, 30].
Введение ИУК в околокорневой раствор вызывало во фракциях побегов и корней проростков пшеницы неоднозначные изменения активности ПО (рис. 3). При сравнении активности НАДН-ПО и БПО побегов зелёных и этиолированных проростков были зафиксированы разнонаправленные изменения в обеих фракциях; в частности, через 5 мин после воздействия повышенных концентраций ИУК для зелёных проростков отмечено снижение НАДН-ПО в 1.5 -2 раза, а для этиолированных, соответственно, повышение оксидазной активности ПО в 2-3 раза. Активирующее действие ИУК на модификацию антиоксидантной активности ПО клеток побегов было выявлено только у зелёных проростков - повышение при 5- и 15-минутном экспонировании проростков на растворах ИУК (цитоплазматическая фракция) и 10 мин (внеклеточный компартмент). В цитоплазматических фракциях и в АОР надземных органов этиолированных проростков в варианте с ИУК активность БПО была снижена почти в 3 раза.
В корнях исследуемых проростков установлено активирующее действие ИУК на активность НАДН-ПО. Максимальный эффект ИУК у этиолированных проростков проявлялся при 5-минутном воздействии: в АОР увеличение в
1.8 раза; в цитоплазматической фракции - в
8.9 раза. Для зелёных проростков эти изменения зафиксированы при 10-15-минутном воздействии ИУК, в частности, в АОР ИУК индуцированная стимуляция НАДН-ПО была в 1.3 раза, в цитоплазматической фракции активность ПО с данным субстратом повышена в 2.5 раза. Активность БПО корней у этиолированных проростков при введении ИУК в околокорневую среду не изменялась; в АОР и цитоплазме клеток корней зелёных проростков выявлено увеличение БПО активности (15-минутное экспонирование на растворах ИУК).
Таким образом, удалось установить неоднозначный эффект ИУК на проростки пшеницы, выращенные в разном световом режиме. ИУК
Таблица
Уровень пероксидазной активности в цитоплазматической фракции и апопласт-омывающем растворе побегов, корней зелёных и этиолированных проростков пшеницы
Фракции Донор электрона Aктивность пероксидазы, ммоль / мг ГСБ-мин
зелёные п] зоростки этиолированные проростки
побеги корни побеги корни
АОР БПО 0.29±0.03 0.37±0.04 0.27±0.03 0.28±0.01
HAДH-ПО 3.03±0.29 3.83±0.19 2.84±0.23 1.18±0.31
Цитоплазматическая БПО 18.12±0.19 8.59±0.22 4.06±0.11 4.08±0.26
HAДH-ПО 2.28±0.19 0.77±0.28 0.16±0.11 0.31±0.13
З е л ё н ы е
Э т и о л и р о в а н н ы е
Є
е
ю
о
С
р
о
Время, мин
Время, мин
Время, мин
1000 п 800 600 -400 -200 0
0 5 10 15
Времи, мин
Рис. 3. Влияние экзогенной ИУК на изменение активности БПО (О) и НАДН-ПО (□) в цитоплазматической фракции (О, □) и АОР (ф, ■) побегов, корней зелёных и этиолированных проростков пшеницы
инициировала в надземных органах зелёных проростков быстрое (через 5 мин после воздействия) повышение активности БПО и снижение НАДН-ПО; у этиолированных проростков эффект ИУК на ферментативную систему ПО побегов был противоположным. В корнях зелёных и этиолированных проростков выявлено максимальное активирующее действие ИУК на активность НАДН-ПО, причем этот эффект более быстро проявлялся в варианте «этиолированные проростки». Следовательно, экзогенная ИУК в зависимости от условий может оказывать воздействие на пероксидазную ферментную систему, вызывая повышение или уменьшение одной из форм ПО. В наших экспериментах ИУК стимулировала антиоксидантную (БПО) активность ПО надземных органов зелёных и прооксидантную (НАДН-ПО) активность в побегах этиолированных проростков. В корнях обоих исследуемых вариантов проростков пшеницы изменения активности пероксидазной ферментной системы были довольно близкими: ИУК избирательно повышала оксидазную функцию ПО данных органов, что вполне закономерно.
Корни находились в непосредственном контакте с экзогенной ИУК, которая, являясь оксидазным субстратом фермента, могла вызывать активацию соответствующих изоформ и изменения в изоферментном спектре ПО. Свет, вероятно, снижает данный эффект ИУК на корни и побеги зелёных проростков, в частности, инициируя, наряду с активацией прооксидантной, возрастание антиокси-дантной функции ПО.
В последнее время в литературе активно обсуждается роль ПО не только в утилизации пероксида водорода, но и в её образовании, а также в образовании супероксид -анион-радикала. Установлены новые механизмы функционирования ПО, во многом связанные с изучением «гидроксильного» каталитического цикла с участием «соединения III» и генерацией активных форм кислорода [31]. Можно предположить, что в наших исследованиях ИУК, воздействуя на пероксидазную систему, могла в этиолированных проростках пшеницы индуцировать окислительный взрыв; в зелёных, скорее всего, направленно смещать баланс про-/антиоксидантной активности ПО в сторону
антиоксидантной, что особенно эффективно происходило в надземных органах; в корнях оказывала стабилизирующие влияние на окислительный гомеостаз и, соответственно, баланс АФК в проростках данного варианта.
Известно, что одним из индикаторов стрес-соустойчивости растений служит увеличение антиоксидантной активности ПО, что было показано в работах И.В. Максимова, Е.А. Черепановой [30], И.А. Грашковой с сотр. [32], а также нашими более ранними исследованиями [33]. Суммируя вышесказанное, можно сделать следующее предположение. Опытные проростки, выращенные на свету, вероятно, обладают повышенной способностью адаптироваться к стрессирующим воздействиям высоких концентраций ИУК. Последнее может быть связано с ИУК-индуцированными изменениями в перок-сидазной ферментной системе.
Работа выполнена при финансовой поддержке ФЦП «Научные и научно-педагогические кадры инновационной России» на 2009—2013 гг. (государственный контракт № 14.740.11.0732 от 12.10.2010).
Список литературы
1. Мелехов Е.И., Ефремова Л.К. Влияние экзогенных фитогормонов на устойчивость растительных клеток к нагреву и 2,4-Д // Физиол. раст. 1990. Т. 37. № 3. С. 561-567.
2. Шакирова Ф.М. Неспецифическая устойчивость растений к стрессовым факторам и её регуляция. Уфа: Гилем, 2001. 160 с.
3. Кудоярова Г.Р. Иммунохимические исследования гормональной системы растений: регуляторы роста и ответы на внешние воздействия. Автореферат дис. ... д-ра. биол. наук. СПб., 1996. 46 с.
4. Tomilov A.A., Tomilova N.B., Abdallah I., Yoder J.I. Localized hormone fluxes and early haustorium development in the hemiparasitic plant Triphysaria versicolor // Plant Physiol. 2005. V. 139. N. 3. P. 1469-1480.
5. Johnson C.D., Narasimha Ch.S., Chernoff E.E. et al. Protein geranylgeranyltransferase I is involved in specific aspects of abscisic acid and auxin signaling in Arabidopsis // Plant Physiol. 2005. V. 138. N. 2. P. 722733.
6. Hyun Y.J., Jeong H.S., Kyung Y.E., Sung L.W. Evidence of an auxin signal pathway, microRNA167-ARF8-GH3, and its response to exogenous auxin in cultured rice cells // Nucl. Acids Res. 2006. V. 34. N. 6. P. 1892-1899.
7. Полевой В.В. Ауксинзависимый биоэлектрический потенциал: механизмы и роль // Вестник ННГУ. Сер. биол. 2001. № 1 (1). С. 16-19.
8. Тарчевский И.А. Сигнальные системы клеток растений. М.: Наука, 2002. 294 с.
9. Пятыгин С.С., Орлова О.В., Мысягин С.А. Надёжность и реактивность биологических систем. Н. Новгород: ННГУ, 2006. 75 с.
10. Косаковская И.В. Стрессовые белки растений. Киев: Институт ботаники им. Холодного, 2008. 150 с.
11. Kawano T. Roles of the reactive oxygen species-generating peroxidase reactionsin plant defense and growth induction // Plant Cell Reports. 2003. V. 21. P. 829-837.
12. Курганова Л.Н., Веселов А.П., Балалаева И.В., Чурюмова В.А. Модифицирующее действие р-индо-лилуксусной кислоты на липопероксидацию в листьях гороха при тепловом шоке // Вестник ННГУ. Сер. биол. 2001. № 1. С. 155-158.
13. Олюнина Л.Н., Томилин М.В., Веселов А.П. Влияние экзогенной ИУК на изоферментный спектр пероксидаз в зелёных и этиолированных проростках пшеницы // Materialy V Miedzynarodowej naukowi-praktycznej konferencji «Dynamika naukowych badan -2009», Przemysl. V. 9. Р. 94-96.
14. Андреева В.А. Фермент пероксидаза. М.: Наука, 1988. 127 с.
15. Савич И.М. Пероксидазы - стрессовые белки растений // Усп. совр. биол. 1989. Т. 107. С. 406-417.
16. Syros T., Yupsanis T., Zafiriadis H., Economou A. Activity and isoforms of peroxidases, lignin and anatomy, during adventitious rooting in cuttings of Ebenus cretica L. // Plant Physiol. 2004. V. 131. Р. 69-77.
17. Газарян И.Г. Биотехнология пероксидаз растений и грибов // Итоги науки и техники. Сер. биотехнология. М.: ВИНИТИ, 1992. Т. 36. С. 4-54.
18. Гамбург К.З. Биохимия ауксина и его действие на клетки растений. Новосибирск: Наука, 1976. 272 с.
19. Гамбург К.З., Рекославская Н.И., Швецов С.Г. Ауксины в культурах тканей и клеток растений. Новосибирск: Изд-во НГУ, 1990. 243 с.
20. Паду Э.Х. Свойства пероксидазы и фенил-аммиак-лиазы при образовании и лигнификации клеточных стенок стебля пшеницы // Физиол. раст. 1995. Т. 42. № 3. С. 408-415.
21. Кочетов Г.А. Практическое руководство по энзимологии. М.: Высшая школа, 1971. 352 с.
22. Ogawa S., Shira Y., Morishima I. Calcium binding by horseradish peroxidase C and the heme enviro-mental structure // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1979. V. 90. N. 2. P. 674-678.
23. Falk J.E. Porphyrins and Metalloporphyrins. Am-sterdam-N.Y.-London: Elsevier, 1964. 236 p.
24. Гавриленко В.Ф., Ладыгина М.Е., Хандо-бина Л.М. Большой практикум по физиологии растений. М.: Высшая школа, 1975. 327 с.
25. Fecht-Christoffers M.M., Fuhrs H., Braun Hans-Peter, Horst W.J. The role of hydrogen peroxide-producing and hydrogen peroxide-consuming peroxidases in the leaf apoplast of cowpea in manganese tolerance // Plant Physiol. 2006. V. 140. P. 1451-1463.
26. Schloss P., Walter C., Mader M. Basic peroxidases in isolated vacuoles of Nicotiana tabacum L. // Planta. 1987. V. 170. P. 225-235.
27. Граскова И.А., Войников В.К. Слабосвязанные с клеточной стенкой пероксидазы и их участие в защитных механизмах растений // Матер. Всерос. научн. конф. «Устойчивость организмов к неблагоприятным факторам внешней среды», 24-28 августа
2009 г. Иркутск: НЦ РВХ ВСНЦ СО РAМH. С. 105109.
28. Газарян И.Г. Хушпульян Д.М., Тишков В.И. Особенности структуры и механизма действия пе-роксидаз растений // Усп. биол. химии. 2006. Т. 46. С. 303-322.
29. Gibson D.M., Liu E.V. Substrate specification of peroxidase isozymes in the developing pea seedling // Ann. Bot. 1978. V. 42. P. 1075-1083.
30. Максимов И.В., Черепанова E.A. Про-/ Amrc-оксидантная система и устойчивость растений к патогенам // Усп. совр. биол. 2006. Т. 126. С. 250-261.
31. Passardi F., Penel C., Dunand C. Performing paradoxical: how plant peroxidases modify the cell wall // Trends in Plant Science. 2004. V. 9. P. 534-540.
32. Graskova I.A., Antipina I.V., Potapenko O.Y., Voinikov V.K. Pathogen impact on the activity dynamics of potato suspension cells extra-cellular peroxidase // J. Stress Physiol. & Biochem. 2005. V. 1. P. 15-20.
33. Орлова А.Г., Олюнина Л.Н., Французова В.П., Веселов А.П. Влияние гипертермии на активность пероксидазы и ИУК-оксидазы в проростках пшеницы // Вестник ННГУ. Сер. биол. 2007. № 3. С. 116-118.
IAA-INDUCED CHANGES IN PEROXIDASE ACTIVITY IN GREEN OR ETIOLATED WHEAT SEEDLINGS
M. V. Tomilin, L.N. Olyunina, V.S. Sukhov, A.A. Brilkina, A.P. Veselov
We have studied the dynamics of heme-containing protein accumulation as well as benzidine- and NADH-peroxidase activities in intra- and extracellular compartments of wheat seedling shoots and roots at IAA introduction to root solution. The light-dependent increase of peroxidase activity has been shown to occur in the fractions investigated at early stages of wheat seedling formation. In the aerial parts of wheat green seedlings, the same IAA introduction has caused the shift of pro/antioxidant balance towards the antioxidant activity. In the green seedling roots, IAA induced an increase of enzyme activity in both forms, while in etiolated seedlings it only increased prooxidant activity. It is assumed that light may modify seedling resistance by inducing changes in endogenous IAA levels.
Keywords: Triticum aestivum, peroxidase, inddil-3-acetic acid, light, regulation.
