CC BY
57
8. Методические рекомендации по оценке мясной продуктивности и качества мяса крупного рогатого скота / ВАСХНИЛ. - М., 1990. 86 с.
Шевхужев Анатолий Фоадович, доктор сельскохозяйственных наук, профессор, главный научный сотрудник ФГБНУ «Северо-Кавказский ФНАЦ», Россия, 546241, г. Михайловск, ул. Никонова, д. 49, E-mail: shevkhuzhevaf@yandex.ru
Погодаев Владимир Аникеевич, доктор сельскохозяйственных наук, профессор, главный научный сотрудник ФГБНУ «Северо-Кавказский ФНАЦ», Россия, 546241, г. Михайловск, ул. Никонова, д. 49, E-mail: pogodaev_1954@mail.ru
ШахмурзовМухамедМузачирович, доктор биол. наук, профессор, зав. кафедрой «Зоотехния и ветеринарно-санитарная экспертиза» ФГБОУ ВО «Кабардино-Балкарский государственный аграрный университет им. В.М. Кокова», 360016, г. Нальчик, пр-т В.И. Ленина, 1в.
Голембовский Владимир Владимирович, кандидат сельскохозяйственных наук, старший научный сотрудник ФГБНУ «Северо-Кавказский ФНАЦ», Россия, 546241, г. Михайловск, ул. Никонова, д. 49, E-mail: vvh26@yandex.ru
Shevkhuzhev Anatoly Foadovich, Doctor of Agricultural Sciences, Professor, Chief Researcher of FSBSI "North Caucasus FARC", Russia, 546241, Mikhailovsk, Nikonov Str., 49, E-mail: shevkhuzhevaf@yandex.ru
Pogodaev Vladimir Anikeevich, Doctor of Agricultural Sciences, Professor, Chief Researcher of FSBSI "North Caucasus FARC", Russia, 546241, Mikhailovsk, Nikonov Str., 49, E-mail: pogodaev_1954@mail.ru
Shakhmurzov Mukhamed Muzachirovich, Doctor of Biological Sciences, Professor, Head of the Department of "Animal Science and Veterinary and Sanitary Expertise", Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education "Kabardino-Balkarian State Agricultural University named after V.M. Kokov", 360016, Nalchik, V. I. Lenin Ave., 1v.
Golembovsky Vladimir Vladimirovich, Candidate of Agricultural Sciences, Senior Researcher of FSBSI "North Caucasus FARC", Russia, 546241, Mikhailovsk, Nikonov Str., 49, E-mail: vvh26@yandex.ru
БИОЛОГИЧЕСКИЕ НАУКИ
DOI 10.25930/2687-1254/009.1.14.2021 УДК 636.32/38.082.453.5
ИТОГИ И ПЕРСПЕКТИВЫ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ БИОТЕХНОЛОГИЧЕСКИХ МЕТОДОВ И ПРИЕМОВ В ВОСПРОИЗВОДСТВЕ МЕЛКИХ ЖВАЧНЫХ
А.-М.М. Айбазов, Т.В. Мамонтова, Д.В. Коваленко, М.А. Губаханов
В последние десятилетия все большее значение в практике воспроизводства сельскохозяйственных животных играют биотехнологические методы направленного регулирования репродуктивной функции. Во всем мире данные методы получили широкое распространение, в особенности при разведении крупного рогатого скота. Что касается мелких жвачных, то утверждать о широком применении биотехнологических приемов регуляции репродуктивной функции не приходится. Как показывает статистика ФАО, в настоящее время количество пород овец и коз и их географическое распространение постоянно увеличиваются. В первую очередь, это происходит в связи с важной особенностью мелких жвачных, а именно объясняется тем, что они могут разводиться и производить разнообразную и качественную продукцию на территориях, неблагоприятных, а иногда и вовсе невозможных для разведения других видов сельскохозяйственных животных. Широкое распространение и расширение ареала разведения мелких жвачных поддерживается и развитием, и совершенствованием так называемых вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ). В статье рассматриваются ВРТ, получившие достаточно широкое распространение (искусственное осеменение, криоконсервация спермы и создание хранилищ, индукция и синхронизация половой охоты), а также ВРТ, используемые в редких случаях (технология индукции суперовуляции и трансплантации эмбрионов, получение эмбрионов invitro и криоконсервация эмбрионов). Приводятся причины редкого использования на практике в овцеводстве и козоводстве программ множественной овуляции и эмбриотрансплантации (MOЭT).
Ключевые слова:мелкие жвачные, синхронизация, криоконсервация, эмбрионы, трансплантация
RESULTS AND PROSPECTS FOR THE USE OF BIOTECHNOLOGICAL METHODS AND TECHNIQUES IN THE REPRODUCTION OF SMALL RUMINANTS
A.-M. Aibazov, T.V. Mamontova, D.V. Kovalenko, M.A. Gubakhanov
In recent decades, biotechnological methods for targeted regulation of reproductive function have become more important in the practice of farm animals reproduction. These methods have been widely disseminated all over the world, especially in cattle breeding. As for small ruminants, biotechnological techniques for regulating reproductive function are not widely used. At the same time, FAO statistics show that the number of sheep and goat breeds and their geographical spread are constantly increasing now. This is primarily due to an important characteristic of small ruminants. It can be explained by the fact that they can breed and produce a diverse and high quality product in areas with unfavourable or sometimes even impossible conditions for other farm animals. The wide dissemination and expansion of the breeding range of small ruminants is also supported by the development and improvement of the so-called Assisted Reproductive Technologies (ART). The article deals with ART that are quite widespread (artificial insemination, sperm cryopreservation and creation of storages, induction and synchronization of estrus), and ART which are used in rare cases (technology of superovulation induction and embryo transfer, invitro embryo production and embryo
cryopreservation). The article gives reasons for the rare use of multiple ovulation and embryo transfer (MOET) programmes in sheep and goat breeding in practice.
Keywords: small ruminants, synchronization, cryopreservation, embryos, transfer
В последние десятилетия все большее значение в практике воспроизводства сельскохозяйственных животных играют биотехнологические методы направленного регулирования репродуктивной функции. Во всем мире данные методы получили широкое распространение, в особенности при разведении крупного рогатого скота. Что касается мелких жвачных, то этого утверждать нельзя. Как показывает статистика, в настоящее время количество пород овец и коз и их географическое распространение постоянно увеличиваются. Овцы и козы распространены по всему миру, особенно в Африке и Америке - около 850,0 млн и 930,0 млн соответственно, тогда как в Азии, Европе и Океании содержалось 173,0 млн овец и 67,0 млн коз. В Российской Федерации, по данным на конец 2020 года, содержалось около 22,0 млн овец. Из основной продукции этих отраслей в мировом масштабе можно выделить производство баранины и козлятины (произведено и реализовано на 37,0 и 25,0 миллиардов долларов соответственно), а мировая экономическая стоимость овечьего и козьего молока составила 5,6 и 6,4 миллиарда долларов соответственно [1].
В общем мировом «мясном пироге» международная торговля бараниной ограничена и составляет около 7% от общего объема производства. Основная часть экспорта баранины на мировой рынок идет из южного полушария (Новая Зеландия -47%, Австралия - 36% от общего объема) в основном в Европейский Союз, страны Северной Азии, на Ближний Восток и Северную Америку. Во многих частях мира, особенно в регионах с умеренным климатом, мясо овец и коз является наиболее потребляемым продуктом [1].
В одной стороны, увеличение численности овец и коз происходит в связи с важной особенностью мелких жвачных, а именно объясняется тем, что они могут разводиться и производить разнообразную и качественную продукцию на территориях неблагоприятных, а иногда и вовсе невозможных для разведения других видов сельскохозяйственных животных. С другой - рост разведения мелких жвачных в последние десятилетия поддерживался развитием и совершенствованием вспомогательных репродуктивных технологий.
Широкое распространение и расширение ареала разведения мелких жвачных поддерживается и развитием, и совершенствованием так называемых вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ). К ним относят искусственное осеменение, криоконсервация спермы и создание хранилищ, синхронизация половой охоты, технология индукции суперовуляции и трансплантации эмбрионов, получение эмбрионов invitro и их криоконсервация. Однако, несмотря на более чем полувековые исследования и разработки, некоторые ВРТ (искусственное осеменение, криоконсервация спермы, синхронизация половой охоты) получили достаточно широкое распространение, другие вспомогательные технологии, такие как технология индукции суперовуляции и трансплантации эмбриона, получение эмбрионов invitro и криоконсервация эмбрионов, используются в редких случаях. К примеру, программы множественной овуляции и эмбриотрансплантации (МОЭТ) у мелких жвачных обычно ограничиваются несколькими странами и в подавляющем количестве случаев все еще
остаются уделом экспериментаторов. Это явилось следствием того, что в практическом плане метод МОЭТ нельзя считать эффективным, хотя он в некоторой степени и обеспечивает недорогой вариант экспорта генетического материала через международные границы. Неэффективность трансплантации детерминирована в основном одной, но очень значимой проблемой: успех этой техники непредсказуем из-за многих ограничивающих факторов, влияющих на общие результаты. К основным лимитирующим факторам можно отнести сезонность репродукции с длительным естественным периодом анэструса, высокую вариабельность яичникового ответа на гормональные обработки, низкую оплодотворяемость, необходимость использования (как правило, одноразово) высокоценных маток в качестве доноров эмбрионов, необходимость и негативные моменты хирургического вмешательства для сбора и переноса гамет и эмбрионов [2]. Эти негативные параметры в сочетании с высокими затратами на приобретение гормональных препаратов и их использование препятствовали широкомасштабному использованию технологии трансплантации эмбрионов у овец и коз, и до сих пор данный метод считается недостаточно надежным для применения в крупномасштабных системах разведения. Поэтому выглядит вполне резонным, что многие ученые и практики считают МОЭТ у мелких жвачных одной из самых разочаровывающих вспомогательных репродуктивных технологий.
Цель данного обзора - провести анализ некоторых современных биотехнологических методов и приемов управления репродуктивной деятельностью с тем, чтобы дать четкое представление о биологической и хозяйственной ценности каждого, а также составить прогноз о перспективах их дальнейшего применения.
Управление репродуктивной деятельностью и контроль яичникового цикла у овец и коз. Овцы и козы относятся к полицикличным животным с четко выраженным половым сезоном. Это значит, что они характеризуются сезонными циклами воспроизводства, состоящими из периода размножения (обычно начинается в конце лета или в начале осени, в существенной степени детерминирован уменьшением длины светового дня и заканчивается в начале зимы в ответ на увеличение длины светового дня) и ановуляторного периода (охватывает период с поздней зимы до середины лета), разделенного переходными периодами.
Сезон размножения состоит из последовательности половых циклов, иногда называемыми эстральными циклами (греч. оштро<; «страсть, неистовство, ярость») [3]. Половые циклы у мелких жвачных в среднем составляют 17 дней (с вариациями от 15 до 22 дней) у овец и 21 день (с вариациями от 12 до 23 дней) у коз [4]. Половой цикл разделяется на фолликулярную фазу и лютеиновую фазу, примерно равными по продолжительности. Овариальный цикл полностью контролируется сложной нейро-гуморальной регуляцией, осуществляющейся в основном системой гипоталамус-гипофиз-гонады. Как понятно из определений, в фолликулярную фазу происходит развитие фолликула в яичнике, способного к овуляции, затем высвобождение ооцита, пригодного для оплодотворения. Если в последующем происходит оплодотворение, то на месте лопнувшего фолликула в яичнике образуется временная железа внутренней секреции (желтое тело), вырабатывающая прогестерон для подавления выработки гипофизом фолликулостимулирующего гормона и поддержания беременности. Если оплодотворение не происходит, наступает лютеиновая фаза, во время которой яйцеклетка элиминируется, желтое тело в течение нескольких дней рассасывается,
переставая выделять прогестерон и тем самым не препятствуя старту развития новых фолликулов в яичнике.
Следовательно, для эффективной регуляции необходимо адекватное управление репродуктивной деятельностью и овариальным циклом. Было предложено несколько методов контроля активности яичников у мелких жвачных, которые в зависимости от сезона подразделяются на применяемые в половой сезон и используемые в анэстральный период.
Введение прогестерона и его аналогов (прогестагенов). Наиболее широко используемые методы регуляции эстрального цикла и овуляции в мире основаны на применении прогестерона или его аналогов (прогестагенов). Метод предложен в середине прошлого века и с небольшими вариациями дошел до наших дней. Распространенность данного метода объясняется, во-первых, его достаточной эффективностью и, во-вторых, возможностью применения как в половой, так и анэстральный сезоны. Наиболее распространенными препаратами прогестерона в мире являются ацетат фторгестона и ацетат медроксипрогестерона.
Применение прогестерона и его аналогов основано на имитации действия естественного прогестерона, вырабатываемого желтым телом во время лютеиновой фазы цикла, и позволяет контролировать секрецию ФСГ и ЛГ гипофизом и тем самым предотвращать овуляцию. Прекращение воздействия препаратом приводит к наступлению фолликулярной фазы, во время которой наблюдается интенсивный рост преовуляторного фолликула, у самки проявляется течка и происходит овуляция.
Впервые такой подход осуществили Robinsonetal. (1967), протокол которых состоял из интравагинально введенных поролоновых губок, пропитанных прогестагенами [5]. Обнаружено, что обработка одинаково эффективна для вызывания половой охоты как в сезон размножения, так и в анэстральный период. Степень синхронизации у самок была очень высокой (65-85%). Впоследствии Ritaretal. (1984) с высокой результативностью применили метод для синхронизации эструса у коз [6].
Почти одновременно Welchetal. (1984) сообщили о разработке дозатора с контролируемым внутренним высвобождением препарата (CIDR), изготовленного из инертного силиконового эластомера, пропитанного натуральным прогестероном [7]. С тех пор они стали широкой альтернативой интравагинальным поролоновым губкам.
В настоящее время используются усовершенствованные методы обработки овец и коз прогестагенами путем введения внутривлагалищных полиуретановых губок или силиконовых эластичных спиралей, пропитанных определенным количеством прогестерона или его синтетических аналогов. Обычно с этой целью используется флуорогестон ацетат или медроксипрогестерон ацетат. Внутривлагалищные губки и спирали имеют определенные торговые названия: «Chшnogest», <^егат1х», «Оvakшn», «Зупсгке», «СIDR-G». Большое значение на результативность оказывают протоколы введения прогестерона и прогестагенов. Длительность воздействия до недавнего времени составляла 14-16 дней у овец и коз [8].
В США внутривлагалищные полиуретановые губки обычно вводятся козам на 9-18 дней, с последующим внутримышечным введением СЖК во время их удаления или за 48 часов до этого. Применение данной схемы способствует наступлению эструса у 90% самок, а признаки половой охоты проявляются через 24-48 часов после удаления губки.
Во Франции наиболее распространенным методом синхронизации эструса у коз является внутривлагалищное введение губки, содержащей 45 мг флуорогестон ацетата, сроком на 11 дней. Затем, за 48 часов до удаления губки, животным однократно вводится 400-600 И.Е. сывороточного гонадотропина жеребых кобыл и 50 мкг клопростенола (синтетического аналога простагландина F-2a). Через 43-45 часов после удаления губки проводится однократное искусственное осеменение коз без выявления признаков половой охоты.
Сравнительное изучение влияния сроков экспозиции тампонов с прогестагеном во влагалище коз на процент животных, проявивших признаки эструса и их оплодотворяемость, показало, что введение губки с 45 мг флуорогестон ацетата на 11 дней и последующее инъецирование животным за 48 часов до ее удаления 400 И.Е. СЖК и 50 мкг клопростенола способствовало проявлению эструса у 81-98% коз при оплодотворяемости 62-65% [9].
Помимо внутривлагалищных губок для стимуляции эструса у коз используют силиконовые эластичные спирали, пропитанные 330 мг 9% прогестерона. Этот препарат разработан в Новой Зеландии и имеет торговое название «CГОR-G». Внутривлагалищное введение козам спирали на 16-18 дней и внутримышечное введение 250 И.Е. СЖК за 48 часов до ее удаления стимулирует эструс у 90% животных. В период сезона размножения у коз возможно с высокой эффективностью применять силиконовые спирали с прогестероном без использования гонадотропных гормонов. В экспериментах на козах также было установлено, что дополнительная обработка животных аналогами простагландина F-2a не дало положительного влияния [6].
Многими экспериментаторами изучалась возможность сокращения сроков экспозиции влагалищных спиралей при стимуляции эструса. В частности, на козах вне сезона размножения отмечалась высокая эффективность введения силиконовой спирали сроком на 6 дней, с последующим внутримышечным введением 200-300 И.Е. СЖК во время ее удаления [4, 10]. В этом случае признаки эструса проявились через 30-40 часов после окончания обработки. Авторы отмечают, что при использовании данной схемы стимуляции эструса у коз в сезон размножения необходима дополнительная однократная обработка животных простагландином F-2a во время введения спирали.
Опыты по введению козам спирали с прогестероном на 4, 5, 6, 7 или 8 дней, выявили более высокую оплодотворяемость после 5-дневной обработки животных. Стимуляция эструса отмечалась у 90% самок, и средний интервал от удаления спирали до наступления половой охоты составил 30 часов [8].
Доказано, что введение козам в анэстральный период внутривлагалищных спиралей с прогестероном способствует увеличению в сыворотке крови концентрации прогестерона (>5 нг/мл) в течение первых 3-4 дней, а через 6 дней его концентрация снижается до 2 нг/мл и остается низкой до их удаления, причем прогестероновый профиль в сыворотке крови животных, наблюдаемый при введении губок или спиралей, отличается от динамики содержания прогестерона в крови при нормальном эстральном цикле, характеризующейся пониженной концентрацией этого гормона в начальный период цикла и повышенной концентрацией до начала рассасывания желтого тела. По мнению ряда исследователей, эта специфическая динамика уровня прогестерона в крови обработанных животных ускоряет наступление новой волны созревания фолликулов [4, 8].
На козах проведен также целый ряд исследований по изучению эффективности стимуляции эструса с помощью введения им в область уха подкожных имплантов, содержащих синтетический аналог прогестерона - норгестомет [4, 6, 11, 12]. В США для стимуляции эструса у мелкого рогатого скота используются импланты, применяемые для крупного рогатого скота под торговой маркой «Syncromate - В». Данные импланты в объеме 6 мг синтетического прогестагенаноргестомета, но для коз вводится половина этой дозы. Имплант, содержащий 3 мг норгестомета, вводится козам подкожно в ухо сроком на 9-14 дней, с последующим инъецированием 300-400 И.Е. СЖК и 50 мкг клопростенола за 48 часов до его удаления. После такой обработки эструс отмечался у 62-98% животных, а результативность осеменения составила 45-83%, в зависимости от сезона размножения и метода осеменения. Следует сказать, что использование прогестерона или его аналогов не влияет на многоплодие самок [13].
В собственных исследованиях отобрано две группы взрослых, потенциально нормальных в репродуктивном отношении коз (по 10 животных в каждой). Эксперимент проведен в половой сезон (октябрь). Козам первой группы интравагинально вводили пессарии, пропитанные мегестролацетатом, в дозе 30 мг/гол. на 14 дней. К козам второй группы применяли У ушного импланта «Крестар» сроком на 12 дней и внутримышечно однократно инъецировали 1 мл препарат «Крестар» (Интервет, Голландия). Имплант вводили в области латеральной поверхности уха. Результаты исследования показали, что в группе животных, обработанных подкожным введением препарата «Крестар», все 10 коз (100% животных) пришли в охоту в течение 24 часов. В первой группе коз с интравагинальным введением пессариев в охоту пришли только 60% животных [8, 14].
Аналогичный опыт проведен на козах в анэстральный период (март). В первой группе коз в охоту пришли 7 из 12 коз (58%), во второй - 10 из 13 (77,0%) [8]. Таким образом мы делаем вывод, что использование подкожных имплантов является более эффективным и технологичным. К недостаткам метода можно отнести более высокую стоимость обработки и практическую недоступность препарата в российских условиях.
Следует отметить несколько важных с практической точки зрения моментов в технологии синхронизации эструса у овец и коз. Как было уже сказано, дополнительное введение прогестагенов направлено на увеличение продолжительности жизни желтого тела в яичнике и имитацию лютеиновой фазы. Однако концентрация прогестерона в плазме повышается в течение первых 48 часов после введения, а в конце обработки, начиная с 6-7 дня, уровень гормона может быть низким и недостаточным для эффективного подавления секреции ЛГ [15]. Это, в свою очередь, может привести к неадекватному росту фолликулов с появлением стойких крупных эстрогенных фолликулов [16, 17]. При использовании данного метода синхронизации, например, в технологии индукции суперовуляции, появление стойких крупных фолликулов оказывает сильное негативное влияние на выход яйцеклеток и, соответственно, эмбрионов [18]. Сообщается, что низких уровней прогестерона/прогестагенов в плазме во время суперовуляторной обработки можно было бы избежать при использовании укороченной по времени обработки (продолжительностью 6 дней), которая позволит избежать вышеупомянутых недостатков [8, 16]. С другой стороны известно, что 6-дневный период обработки короче, чем период регрессии возможного желтого тела в яичниках, следовательно,
необходимо применять однократную дозу простагландина F2a (PGF2a) или его аналогов для индукции регрессии желтого тела.
Введение простагландинов и аналогов (простаноидов). Целью введения PGF2a или его аналога (простаноидов) является устранение желтого тела и, как следствие, индукция роста фолликулярной фазы с овуляцией [19]. Таким образом, обработка простагландином эффективна только у самок с функциональным желтым телом. Следовательно, в анэстральный сезон, когда у животных нет овуляции, использование простагландинов совершенно бесполезно и даже вредно. В половой же сезон с естественно циклирующими самками цель применения PGF2a или его аналога состоит в том, чтобы элиминировать желтое тело и тем самым индуцировать появление фолликулярной фазы. Однако необходимо помнить, что обрабатываемые животные в сезон размножения находятся в разных стадиях полового цикла. Это значит, что животные в лютеиновой фазе среагируют на обработку регрессией желтого тела, а у животных в фолликулярной фазе инъекция PGF2a окажется в лучшем случае бесполезной. Следовательно, для синхронизации течки в группе самок требует двух инъекций с интервалом 7-10 дней, гарантируя, что при второй дозе PGF2a почти все животные будут находиться в средней фазе и ответят течкой и овуляцией.
PGF2a эффективна для синхронизации эструса в половой сезон как у овец, так и у коз, но отмечается, что его практическое применение ограничено снижением фертильности [20]. Обработка во время ранней лютеиновой фазы (достигается двумя дозами PGF2a с интервалом 5-6 дней) может быть адекватной альтернативой для синхронизации течки [21]. Сообщается, что в протоколах МОЕТ допускается производство достаточно большого количества пригодных для трансплантации эмбрионов во время эструса, индуцированного PGF2a, без использования прогестагенных губок [22].
Использование мелатонина. Ранее мы показали, что нейро-гуморальная регуляция репродуктивной функции у мелких жвачных зависит от множества паратипических факторов, наиболее значимым из которых является длительность светового дня (фотопериод). Изучение и раскрытие функции мелатонина у мелких животных открыло новые способы контроля над воспроизводством у этих видов, вызывая изменения в функции фотопериода и, соответственно, делая реальной круглогодовую модель воспроизводства. Выяснили, что введение мелатонина может имитировать у овец и коз условия репродуктивного сезона, но эффективность синхронизации, полученной с помощью этой обработки, все еще обсуждается. Показано, что обработка мелатонином овец и коз в анэстральный период влияет на их эндокринный статус [23]. Zhаngetаl. (2013) сообщил, что количество желтых тел у овец с подкожными имплантатами мелатонина в дозе 40 или 80 мг было достоверно выше, чем в контрольной группе [24]. Forcadaetal. (2006) сообщили, что введение имплантатов, содержащих мелатонин, высокопродуктивным овцам RasaAragonesa хотя и не увеличивало уровень суперовуляции, но было связано с лучшей жизнеспособностью эмбрионов по сравнению с контролем, уменьшило количество нежизнеспособных (дегенеративных и отсталых) эмбрионов, повысило криорезистентность эмбрионов [19].
Получение и трансплантация эмбрионов: хирургические и нехирургические методы. В настоящее время сбор и перенос эмбрионов у мелких жвачных можно
проводить хирургическим путем (лапаротомия), лапароскопическим или трансцервикальным методом.
Лапаротомия. В настоящее время хирургические методы сбора и переноса эмбрионов у мелких жвачных животных при помощи оперативного вскрытия брюшной полости используются во всем мире. Лапаротомия позволяет визуализировать внутренние репродуктивные органы, проанализировать состояние матки, рогов, яйцепроводов и яичников, исключить патологию, точно подсчитать количество желтых тел и тем самым объективизировать полученный результат. Несмотря на то, что первые эксперименты проведены почти 90 лет назад [25], лапаротомия до настоящего времени остается в активном применении. При этом практически все экспериментаторы отмечают, что лапаротомия подразумевает больший риск для оперируемых животных, поскольку требует общей анестезии, что, в свою очередь, предполагает необходимость голодной выдержки животных в течение 24 часов, введения различных препаратов и хирургического вмешательства. Следствием этого подхода является то, что даже при максимальном соблюдении антисептики, у оперируемого животного возможно развитие воспалительных процессов, образование спайек, которые могут затрагивать яичники, яйцеводы и матку и обычно связаны со снижением эффективности метода. Поэтому количество операций на одну самку обычно ограничивается двумя или тремя [11]. Другими ограничениями являются относительно высокая стоимость оборудования и стресс животных из-за манипуляций с внутренними репродуктивными органами.
Процент эмбрионов, извлеченных с помощью этого метода, колеблется от 40% до 80% в зависимости от используемой методики промывки, объема и количества попыток промывания рогов матки, а также навыков и опыта оператора.
Перенос эмбрионов с помощью хирургической лапаротомии осуществляется по той же процедуре, что и для сбора: эмбрионы (обычно один или два на реципиента, если используются эмбрионы, полученные тугуо, или большее количество, если используются эмбрионы, полученные туйго), переносятся в рог матки, в его верхнюю треть, с помощью катетера.
Результативность трансплантации эмбрионов (приживляемость) в среднем составляет 50-70% и зависит от многих факторов, основными из которых являются мастерство оператора, стадия развития эмбриона, его морфология, синхронность эстрального цикла донора и реципиента и другие.
Лапароскопия. Лапароскопия является альтернативным методом извлечения и переноса эмбрионов от коз и овец. Такой процесс является малоинвазивным, это приводит к меньшему количеству воспалительных спаек, и, следовательно, донор может повторно использоваться для сбора до семи раз. Однако этот метод по-прежнему требует специального оборудования и квалифицированного персонала. Несмотря на хорошую эффективность, метод не получил широкого распространения во всем мире. Ограничивающими факторами являются требуемый высокий профессионализм операторов, наличие относительно дорогого оборудования. К примеру, стоимость полного комплекта лапароскопического оборудования производства «КагШоге» или«RichardVolf» составляет более $20 000.
Трансцервикальные процедуры - извлечение эмбрионов овец и коз нехирургическими методами (NSER) - разработано в 1980-х годах, и недавно к ним
возобновился интерес. Этот метод менее инвазивен и требует более простого протокола анестезии (эпидуральная блокада и местная цервикальная анестезия), чем лапаротомия и лапароскопия. Более того, животные могут оставаться в положении стоя под действием седативных препаратов. Впервые нехирургический сбор и перенос зарегистрированы у коз, у которых из-за анатомической конфигурации репродуктивного тракта легче пройти шейные складки по сравнению с овцами. При использовании нехирургической техники шейку матки фиксируют нетравматическими щипцами, позволяющими тракцию, и через шейку матки вводят катетер, чтобы достичь желаемого рога матки [26]. Можно использовать другой тип катетера (обычно с одним или двумя путями) для промывания репродуктивного тракта различными объемами собирающей среды. Показатели выздоровления варьируются от 60% до 100%, в зависимости от животного и навыков оператора, и не сильно отличаются от показателей, полученных при лапаротомии или лапароскопии.
Отсутствие спаек при использовании NSER является основным преимуществом и позволяет проводить последовательные сборы в отличие от лапаротомии или лапароскопии. Но сложность введения катетера через шейку матки, в основном у овец, и отсутствие возможности ректальной манипуляции тракта являются основными препятствиями при проведении процедур NSER. Сравнение показало, что нехирургический перенос эмбрионов обычно приводит к уровню беременности и рождаемости около 50% [26].
Трансплантация криоконсервированных эмбрионов. Успешная программа МОЕТ обычно включает в себя возможность замораживания эмбрионов до их имплантации синхронизированным реципиентам. Криоконсервация стала неотъемлемой частью коммерческой индустрии переноса эмбрионов, но ее применение у мелких жвачных основано на относительно небольшом количестве исследований, а процесс замораживания необходимо постоянно улучшать и упрощать [27, 28].
С практической точки зрения замораживание эмбрионов имеет много преимуществ:
1) замораживание эмбрионов, полученных от самок с высокой генетической ценностью, способствует распространению превосходной генетики от самок, что ускоряет скорость генетического улучшения;
2) криоконсервация эмбрионов облегчает международную торговлю ценным генетическим фондом, что является финансово осуществимой и безопасной альтернативой транспортировке живых животных.
Данных об успешности протоколов замораживания эмбрионов у мелких жвачных относительно мало по сравнению с крупным рогатым скотом. Первые ягнята от замороженных/размороженных эмбрионов родились в 1976 г., а ягнята от верифицированных эмбрионов - в 1990 г.
Протоколы медленной заморозки требуют наличия морозильной камеры для биологических продуктов и времени для завершения. Сверхбыстрый метод, такой как витрификация, эффективен по времени и стоимости, поскольку не требует специального оборудования и, следовательно, хорошо адаптирован для повседневного использования в полевых условиях. Эмбрионы овец и коз способны выжить как при медленном замораживании, так и при витрификации [2, 9]. Сравнение различных методов в основном основано на показателях окота после переноса эмбрионов. Однако
отбор эмбрионов для переноса основан на стереомикроскопической оценке морфологии эмбриона после оттаивания в соответствии с рекомендациями Международного общества по переносу эмбрионов [26].
Витрификация эмбрионов, скорее всего, станет методом будущего, поэтому были предложены различные устройства и системы, различающиеся в зависимости от типа и концентрации криопротектора.
ВапЫа1. (2001) сообщили о 50% выживаемости эмбрионов и высоком уровне беременности до срока (72%) после прямого переноса витрифицированных эмбрионов овцы, что было аналогично результатам для метода ступенчатого разведения (72% и 60% соответственно). Не обнаружено различий между витрифицированными эмбрионами, перенесенными после удаления криопротектора тукго или непосредственно после оттаивания, с точки зрения окота (67% против 75% соответственно) и выживаемости эмбрионов (рожденные ягнята/перенесенные эмбрионы; 49% против 53% соответственно). Однако жизнеспособность зависит от происхождения эмбрионов. Были обнаружены различия в показателях выживаемости между эмбрионами, полученными тугуо, и эмбрионами, полученными с помощью методов ГУР. Фактически жизнеспособность эмбрионов, полученных тугуо, не достоверно снижается после замораживания (70-90%), тогда как выживаемость эмбрионов, полученных ГУР, значительно ниже после криоконсервации (30-40%) [2,
9].
Заключение. В практике воспроизводства мелких жвачных как в мире, так и в России биотехнологические методы направленного регулирования репродуктивной функции играют важную, но недостаточную роль. Данные методы получили широкое распространение, в особенности при разведении крупного рогатого скота. Что касается мелких жвачных, то утверждать о широком применении биотехнологических приемов регуляции репродуктивной функции не приходится. Развитие и совершенствование некоторых, так называемых вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ) (искусственное осеменение, криоконсервация спермы) и создание хранилищ получили широкое распространение. Другие же (синхронизация половой охоты, технология индукции суперовуляции и трансплантации эмбриона, получение эмбрионов туйго и криоконсервация эмбрионов) используются в редких случаях. У мелких жвачных программы множественной овуляции и эмбриотрансплантации обычно ограничиваются несколькими странами и все еще в подавляющем количестве остаются уделом экспериментаторов. В первую очередь это объясняется высокой финансовой затратностью на проведение манипуляций и низкой экономической эффективностью. По -видимому, успехи в применении ВРТ будут зависеть от удешевления себестоимости, а также возможности проведения геномного анализа экономически продуктивных показателей овец и коз. В качестве альтернативы программам МОЭТ, могущей вывести эту технологию из статуса исследования в лаборатории в полевые условия, некоторые ученые считают технологию туйго производства эмбрионов (ГУР), предполагающую забор яйцеклеток от живых взрослых и молодых доноров женского пола с последующим их культивированием и оплодотворением гамет. Прогнозируется, что использование этой технологии производства эмбрионов и последующего замораживания может существенно расширить распространение ценного генетического материала в популяциях мелких жвачных. Кроме того, считается, что эта
технология более приемлема для создания популяций без риска передачи болезней. Еще одним положительным моментом является потенциально существенный вклад в сохранение исчезающих видов или пород, а также при создании генофондных банков представителей дикой фауны, потенциально привлекательных для интродукции в сельскохозяйственное производство.
Литература
1. Поголовье овец и коз в мире [электронный ресурс] // Продовольственная и сельскохозяйственная организация Объединенных наций. URL: http://www.fao.org/faostat/ru (дата обращения: 11.02.2021).
2. Current status of embryo technologies in sheep and goat / Cognie Y., Baril G., Poulin N., Mermillod P. // Theriogenology. 2003. № 59. Р. 171-188.
3. Эструс [Электронный ресурс] // Википедия: Свободная энциклопедия. URL: https://ru.wikipedia.org/wiki/%D0%AD%D1%81%D1%82%D1%80%D1%83%D1%81 (дата обращения: 11.02.2021)
4. Айбазов М.М., Мамонтова Т.В. Результативность индукции эструса у молочных коз в анэстральный период // Зоотехния. 2020. № 7. С. 29-32.
5. The evaluation of several progestogens administered in intravaginal sponges for the synchronization of estrus in the entire cyclic merino ewe / In: Robinson T.J. (ed), Control of the ovarian cycle in the sheep: White and Bull PTY Ltd., Australia, 1967. Р. 76-91.
6. Ritar A.J., Maxwell W.M., Salamon S. Ovulation and LH secretion in the goat after intravaginal progestagen sponge-PMSG treatment // J ReprodFertil. 1984. № 72(2). Р. 559-563.
7. CIDR dispensers for oestrus and ovulation control in sheep / Welch R.A.S., Andrewes W.D., Barnes D.R., Bremer K., Harvey T.G. // In: Proceedings of the 10th international congress on animal reproduction & artificial insemination, USA. 1984. vol 3. Р. 354-355.
8. Айбазов А.М.М., Мамонтова Т.В. Эффективное воспроизводство овец и коз. Ставрополь: типография ФГБНУ «Северо-Кавказский ФНАЦ», 2020. 213 с.
9. Successful direct transfer of vitrified sheep embryos / Baril G., Traldi A.L., Cognie Y., Leboeuf B., Beckers J.F., Mermillod P. // Theriogenology. 2001. № 56. Р. 299-305.
10. Menchaca A., Rubianes E. New treatments associated with timed artificial insemination in small ruminants // ReprodFertil Dev. 2004. № 16(4). Р.403-413.
11. Lehloenya K.C., Greyling J.P.C. Effect of route of superovulatory gonadotrophin administration on the embryo recovery rate of Boer goat does // Small Rumin Res. 2009. № 87. Р.39-44.
12. Warwick B.L., Berry R.O., Horlacher W.R. Results of mating rams to angora female goats // In: Proceedings of the American Society of animal production. 1934. Р. 225-227.
13. Comparison of the effects of pretreatment with Veramix sponge (medroxyprogesterone acetate) or CIDR (natural progesterone) in combination with an injection of estradiol-17P on ovarian activity, endocrine profiles, and embryo yields in cyclic ewes superovulated in the multiple-dose Folltropin-V (porcine FSH) regimen / Bartlewski P.M., Seaton P., Szpila P., Oliveira M.E., Murawski M., Schwarz T., Kridli R.T., Zieba D.A. // Theriogenology. 2015. № 84(7). Р. 1225-1237.
14. Аксенова П.В., Айбазов М.М., Коваленко Д.В. Биотехнологические методы и приемы интенсификации воспроизводства овец и коз // Овцы, козы, шерстяное дело. 2012. № 2. С. 35-38.
15. Exogenous progesterone and progestins as used in estrous synchrony do not mimic the corpus luteum in regulation in luteinizing hormone and 17b-estradiol in circulation of cows / Kojima F.N., Stumpf T.T., Cupp A.S., Werth L.A., Robertson M.S., Wolfe M.W. et al // BiolReprod. 1992. № 47. Р.1009-1017.
16. Leyva V., Buckrell B.C., Walton J.S. Regulation of follicular activity and ovulation in ewes by exogenous progestagen // Theriogenology. 1998. № 50. P. 395-416.
17. Effect of peripheral concentrations of progesterone on follicular growth and fertility in ewes / Johnson S.K., Dailey R.A., Inskeep E.K., Lewis P.E. // DomestAnimEndocrinol. 1996. № 13. P. 69-79.
18. Multiple factors affecting the efficiency of multiple ovulation and embryo transfer in sheep and goats / Gonzalez-Bulnes A., Baird D.T., Campbell B.K., Cocero M.J., Garcia-Garcia R.M., Inskeep E.K., Lopez-Sebastian A., McNeilly A.S., Santiago-Moreno J., Souza C.J., Veiga-Lopez A. // ReprodFertil Dev. 2004. № 16(4). Р.421-435.
19. Abecia J.A., Forcada F., Gonzalez-Bulnes A. Hormonal control of reproduction in small ruminants // AnimReprod Sci. 2012. № 130(3-4). Р. 173-179.
20. Control of fertility and fecundity of sheep by means of hormonal manipulation / Scaramuzzi R.J., Downing J.A., Campbell B.K., Cognie Y. // Austr. J Biol Sci. 1988. № 41. Р. 37-45.
21. Ovarian and endocrine responses in tropical sheep treated with reduced doses of cloprostenol / Contreras-Solis I., Vasquez B., Diaz T., Letelier C., Lopez-Sebastian A., Gonzalez-Bulnes A. // AnimReprod Sci. 2009. № 114(4). Р. 384-392.
22. Good quality sheep embryos produced by superovulation treatment without the use of progesterone devices / Mayorga I., Mara L., Sanna D., Stelletta C., Morgante M., Casu S., Dattena M. // Theriogenology. 2011. № 75(9). Р. 1661-1668.
23. Melatonin treatment of embryo donor and recipient ewes during anestrus affects their endocrine status, but not ovulation rate, embryo survival or pregnancy / Mc Evoy T.G., Robinson J.J., Aitken R.P., Robertson I.S. // Theriogenology. 1998. № 49(5). Р. 943-955.
24. Effects of melatonin on superovulation and transgenic embryo transplantation in small-tailed han sheep (Ovisaries) / Zhang L., Chai M., Tian X., Wang F., Fu Y., He C., Deng S., Lian Z., Feng J., Tan D.X., Liu G. // Neuro Endocrinol Lett. 2013. № 34(4). Р. 294-301.
25. Warwick B.L., Berry R.O., Horlacher W.R. Results of mating rams to angora female goats. In: Proceedings of the American Society of animal production, 1934. pp 225-227.
26. Viable offspring after successful non-surgical embryo transfer in goats / Fonseca J.F., Esteves L.V., Zambrini F.N., Brandao F.Z., Verneque S. et al // Arq Bras Med Vet Zootec. 2014. № 66. Р. 613-616.
27. Mc Ginnis L.K., Duplantis S.C., Youngs C.R. Cryopreservation of sheep embryos using ethylene glycol // AnimReprod Sci. 1993. № 30. Р. 273-280.
28. Изучение свойств спермы баранов в культуральных средах для оплодотворения invitro / Беляев В.А., Шахова В.Н., Гвоздецкий Н.А., Левченко В.М., Каниболоцкая А.А., Таралова П.К., Зинченко Д.А. // Сборник научных трудов Всероссийского научно-исследовательского института овцеводства и козоводства. 2016. Т. 1. № 9. С. 263-265.
Айбазов Али-Магомет Муссаевич, доктор с.-х. наук, профессор, главный научный сотрудник, Всероссийский НИИ овцеводства и козоводства - филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Северо-Кавказский федеральный научный аграрный центр», 355004, Российская Федерация, Ставропольский край, г. Ставрополь, пер. Зоотехнический, 15; е-mail: velikii-1@yandex.ru; тел.: +7 (8652) 719559.
Мамонтова Татьяна Васильевна, кандидат с.-х. наук, ведущий научный сотрудник, Всероссийский НИИ овцеводства и козоводства - филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Северо-Кавказский федеральный научный аграрный центр», 355004, Российская Федерация, Ставропольский край, г. Ставрополь, пер. Зоотехнический, 15; е-mail: mamontova.vniiok@gmail.com; тел.: +79283189633.
Коваленко Дмитрий Вадимович, кандидат биол. наук, старший научный сотрудник, Всероссийский НИИ овцеводства и козоводства - филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Северо-Кавказский федеральный научный аграрный центр», 355004, Российская Федерация, Ставропольский край, г. Ставрополь, пер. Зоотехнический, 15; е-mail: dmitriy-v26@mail.ru; тел.: +79187471585.
Губаханов Мугутдин Абдурахманович, младший научный сотрудник, Всероссийский НИИ овцеводства и козоводства - филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Северо-Кавказский федеральный научный аграрный центр», 355004, Российская Федерация, Ставропольский край, г. Ставрополь, пер. Зоотехнический, 15; е-mail: cool.muga@yandex.ru; тел.: +79614998549.
Aybazov Ali-Magomet Mussaevich, Doctor of Agricultural Sciences, Chief Research Associate, North Caucasus Federal Agrarian Research Centre; 355004, 15, Zootechnichesky Ln, Stavropol, Russian Federation. E-mail: info@fnac.center; phone: +7 (86553) 2-32-97.
Mamontova Tatyana Vasilievna, Candidate of Agricultural Sciences, Key Research Associate, North Caucasus Federal Agrarian Research Centre; 355004, 15, Zootechnichesky Ln, Stavropol, Russian Federation. E-mail: info@fnac.center; phone: +7 (86553) 2-32-97.
Kovalenko Dmitriy Vadimovich, Candidate of Biological Sciences, Senior Research Associate, North Caucasus Federal Agrarian Research Centre; 355004, 15, Zootechnichesky Ln, Stavropol, Russian Federation. E-mail: info@fnac.center; phone: +7 (86553) 2-32-97.
Gubahanov Mugutdin Abdurakhmanovich, Junior Research Associate, North Caucasus Federal Agrarian Research Centre; 355004, 15 Zootechnichesky Ln, Stavropol, Russian Federation. E-mail: info@fnac.center; phone: +7 (86553) 2-32-97.
DOI 10.25930/2687-1254/010.1.14.2021 УДК 636.32/.38.033
ПОИСК ГЕНОВ-КАНДИДАТОВ, АССОЦИИРОВАННЫХ С ВЫСОТОЙ В ХОЛКЕ У ОВЕЦ ПОРОДЫ ДЖАЛГИНСКИЙ МЕРИНОС
А.Ю. Криворучко, Т.Ю. Саприкина, О.А. Яцык, А.А. Каниболоцкая
