CC BY
56
■ ТРАНСПЛАНТОЛОГИЯ И ИСКУССТВЕННЫЕ ОРГАНЫ
ИСПОЛЬЗОВАНИЕ МЕТОДА СОНИКАЦИИ В ДИАГНОСТИКЕ ПЕРИИМПЛАНТНОЙ ИНФЕКЦИИ
ДЛЯ КОРРЕСПОНДЕНЦИИ
Оболенский Владимир Николаевич -кандидат медицинских наук, заведующий хирургическим отделением № 3 ГБУЗ «Городская клиническая больница № 13» Департамента здравоохранения г. Москвы E-mail: [email protected]
В.Н. Оболенский1, 2, А.А. Семенистый1, С.М. Степаненко1, З.М. Бурсюк1
1 ГБУЗ «Городская клиническая больница № 13» Департамента здравоохранения г. Москвы
2 ГБОУ ВПО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова», Москва
Ключевые слова:
соникация, бактериологические исследования, периимплантная инфекция
Авторы представляют обзор данных по проблеме периимплантной инфекции и использованию метода соникации в ее диагностике, а также результаты собственного пилотного проспективного сравнительного исследования бактериологических анализов биоптатов периимплантных тканей и соникатов имплантов: в 50% случаев результаты исследований совпали; в 10% случаев соникат выявил возбудителя, а биоптат - нет; в 40% случаев соникат выявил значимую обсемененность импланта выше критического уровня, а биоптат - лишь незначительную контаминацию тканей. Клин. и эксперимент. хир. Журн. им. акад. Б.В. Петровского. 2016. № 2. С. 104-109.
Using sonication in the diagnosis of peri-implant infection
CORRESPONDENCE
Obolensky Vladimir N. -MD, Head of the Surgical Department # 3, City Clinical Hospital # 13 (Moscow) E-mail: [email protected]
Keywords:
sonication, bacteriological examinations, peri-implant infection
V.N. Obolensky1, 2, A.A. Semenistyy1, S.M. Stepanenko1, Z.M. Bursyuk1
1 City Clinical Hospital # 13, Moscow
2 Pirogov Russian National Research Medical University, Moscow
The authors provide an overview of published data on the problem peri-implantit infection and the use of sonication method in its diagnosis, as well as data of its own pilot prospective comparative study of bacteriological analyzes of biopsy samples peri-implant tissues and sonicate of implants: 50% of the research results have coincided; in 10% of cases sonicate identified pathogen, and biopsy - no; in 40% of cases sonicate revealed significant contamination of the implant above the critical level, and biopsy - only a small contamination of tissues.
Clin. Experiment. Surg. Petrovsky J. 2016. N 2. P. 104-109.
Частота инфекционных осложнений области хирургического вмешательства с использованием имплантов варьирует от 3 до 12% [1], а инфекции области хирургического вмешательства (ИОХВ) после эндопротезирования крупных суставов встречаются в 2,5% случаев [2], причем при ревизионном протезировании риск перипротезной инфекции возрастает в 3,3 раза [3]. Во всем мире растет количество эндопротезирований суставов, еще быстрее нарастает процент инфекционных осложнений таких операций [4].
Перипротезная инфекция является наиболее частым осложнением и основной проблемой эндопротезирования суставов [4], «инфекции после тотального эндопротезирования тазобедренного сустава являются разрушительным осложнением со значительными последствиями как для пациентов, так и для системы здравоохранения» [5]. M. Kuper и A. Rosenstein охарактеризовали затраты как ошеломляющие [б], а M. Rezapoor и J. Parvizi прогнозировали, что в 2015 г. в США экономические потери, связанные с перипротезной инфекцией, превысят
1 млрд долл. США. Авторы также отмечают, что летальность при перипротезной инфекции выше, чем при многих видах рака [7, 8].
Факторами риска развития перипротезной инфекции считают иммуносупрессию, злоупотребление алкоголем, системное использование кортикостероидов, неадекватную антибиотико-профилактику, ожирение, сахарный диабет, онкологические заболевания, длительность оперативного вмешательства, интраоперационное переливание компонентов крови, инфекционные заболевания суставов, протезирование сустава и перипротезную инфекцию в анамнезе, а также поверхностные ИОХВ [8-17]. Ожирение увеличивает риск ИОХВ в 1,9 раза [18], наличие сахарного диабета - в 2,1 раза, а сочетание ожирения и диабета - в 5 раз [19].
Для диагностики периимплантной инфекции обычно требуется сочетание клинических, лабораторных, микробиологических, гистологических и инструментальных исследований. Так, уровень лейкоцитов в крови не позволяет определить наличие или отсутствие инфекции; уровень С-реактивного белка считается более информативным маркером при его мониторинге в динамике; роль прокальцитонина в диагностике перипротез-ной инфекции до сих пор не определена; уровень интерлейкина-6 коррелирует с наличием инфекционного процесса; уровень лейкоцитов и ней-трофилов, а также наличие бактерий в аспирате синовиальной жидкости более ценны для диагностического анализа, как и гистология периимплант-ных тканей (впрочем, последняя не идентифицирует возбудителя) [20, 21].
Патогенез имплант-ассоциированной инфекции включает взаимодействие между микроорганизмами, имплантатом и макроорганизмом. Им-плант лишен кровоснабжения и микроциркуляции, которые имеют решающее значение для защиты тканей макроорганизма и доставки антибиотиков. Бактерии на поверхности импланта создают организованные сообщества с функциональной гетерогенностью, напоминающей многоклеточные организмы, причем они обладают способностью к согласованной экспрессии генов и иными механизмами резистентности, в отличие от планктонных форм. Поэтому ни иммунная система пациента, ни используемые антибактериальные средства не могут ликвидировать угрозу реинфекции [22].
Наличие бактериальных биопленок на имплан-тах является предиктором развития периимплант-ной инфекции и реинфекции при репротезирова-нии. Биопленки на имплантах не диагностируются при проведении традиционных бактериологических исследований мазков, аспиратов периимплантной жидкости или биоптатов периимплантных тканей [23-26].
Рис. 1. Контейнер с образцами в стерильном физиологическом растворе
в ультразвуковой камере YX 2100
Рис. 2.Контейнеры с образцами в стерильном физиологическом растворе на вибростенде ELMI Sky Line Shaker S-3L
В связи с этим был предложен метод, позволяющий выявить возбудителя, живущего в биопленках на поверхности импланта, - метод соникации [27-29].
Суть метода заключается в следующем. Ин-траоперационно удаленный имплант помещают в стерильный пластиковый контейнер с герметично закрывающейся крышкой и доставляют его в лабораторию, где в условиях ламинарного шкафа в контейнер добавляют стерильный физиологический раствор или раствор Рингера; затем контейнер устанавливают на вибростенд на 30 с, после чего его помещается в ультразвуковую камеру на 5 мин (частота - 40±2 кГц, мощность -0,22±0,04 Вт/см2) (рис. 1), затем опять переносят на вибростенд на 30 с (рис. 2). После обработки физическими методами из контейнера забирают жидкость, которую центрифугируют в течение 15 мин при 4200 об/мин. Супернатант рассевают по средам, инкубируют до 14 дней [30, 31].
Бактериологическое исследование сониката -метод с наибольшей чувствительностью по сравнению с другими исследованиями (мазок, аспират перипротезной жидкости, биоптат перипротезной ткани), он уступает только гистологическому исследованию перипротезной мембраны [32-34]. Ускорить получение результатов можно, сочетая сони-кацию с методами микрокалометрии или Multiplex PCR [34-36].
Эффективность использования метода соника-ции при диагностике и идентификации перипротезной инфекции доказана в большом количестве исследований [37, 38].
Так, в работе M.E. PortiLLo и соавт. (2014) чувствительность при исследовании биоптатов перипротезных тканей составила 61%, а сони-катов протезов - 81%, причем исследование со-никата выявило наличие анаэробов в 4 случаях, а исследование биоптатов - только в одном [39]. В исследовании C.L. NeLson и соавт. (2014) из 36 больных с двухэтапной ревизионной артро-пластикой (two-stage revision) эндопротеза коленного или тазобедренного сустава при пери-протезной инфекции у 18 пациентов были положительные результаты бактериологического исследования соникатов удаленных антибактериальных спейсеров: у 9 (50%) из них выявлен рецидив инфекционного процесса; из 18 пациентов с отрицательными результатами анализа сониката рецидив выявлен лишь у 2 (11%) больных [25]. В других сравнительных исследованиях перипротезных тканей и соникатов имплантов также было доказано преимущество метода соникации: выявление возбудителя в 47,1% случаев против 70,5% [40] или 45% против 75% (р<0,001) [28].
Однако подавляющее количество публикаций посвящено использованию метода соникации в диагностике инфекционных осложнений только эндопротезирования крупных суставов.
Цель нашего пилотного проспективного сравнительного исследования - оценить клиническую эффективность метода соникации в диагностике различной периимплантной инфекции.
Материал и методы
Проведен сравнительный анализ результатов бактериологических исследований 30 пациентов с различными видами периимплантной инфекции, находившихся на лечении в отделении гнойной хирургии ГКБ № 13 с сентябрь 2015 г. по февраль 2016 г.
Всего в исследование включен 21 пациент с инфекционными осложнениями металлоостео-синтеза (5 - костей стопы, в том числе один пациент после пяточно-таранного артродеза, а другой -с ранее установленным спейсером первой плюсневой кости, 6 - костей голени и 1 - надколенника, 3 - костей предплечья и 6 - плечевой кости); 7 больных с перипротезной инфекцией после протезирования крупных суставов (1 - коленного, 6 - тазобедренного); 1 пациентка с инфекционными осложнениями эндокоррекции сколиоза и 1 больная - с инфекционными осложнениями ненатяжной герниопластики.
Материал для исследований забирали интра-операционно при удалении клинически инфицированных имплантов. Всего исследовано 90 образцов от 30 пациентов с периимплатной инфекцией: 60 биоптатов тканей и 30 соникатов (28 удаленных металлоконструкций, 1 спейсер плюсневой кости и 1 сетка). Все образцы были доставлены в бактериологическую лабораторию в течение 10-15 мин от момента забора материала.
В лаборатории контейнеры с образцами, помещенными в стерильный физиологический раствор, устанавливали сначала на вибростенд ELMI Sky Line Shaker S-3L на 30 с (рис. 1), затем помещали в ультразвуковую камеру YX 2100 на 5 мин (рис. 2), затем снова переносили на вибростенд на 30 с; соникат центрифугировали, супернатант рассевали по средам с инкубацией до 14 дней. Биоптаты тканей исследовали по традиционным методикам.
Результаты
Все полученные результаты можно разделить на 3 группы: 1-я - отрицательные и в биоптатах, и в соникатах; 2-я - несовпадение данных; 3-я -положительные с одинаковой степенью обсеме-ненности и в биоптатах, и в соникатах.
Так у 9 пациентов рост микрофлоры не обнаружен ни в биоптатах, ни в соникатах.
У 2 пациентов в биоптатах тканей рост не выявлен, а в соникатах выявлен рост E. faecalis -103 и 108.
У 12 пациентов в биоптате выявлена микрофлора с низкой степенью обсемененности (в среднем <102), в соникате - та же флора, но с обсеменен-ностью выше критического уровня (в среднем >105): в 8 случаях S. aureus (рис. 3), из них в 3 случаях - MRSA; в 1 случае E. faecalis; в 1 случае Ps. aeruginosa; в 2 случаях ассоциации микроорганизмов (S. aureus + E. cloacae и S. aureus + E. faecalis + E. coli).
У 1 пациента в биоптате выявлен метициллин-чувствительный S. aureus (MSSA) - 103, а в соникате -метициллин-резистентный S. aureus (MRSA) 104.
У 6 пациентов результаты исследований совпали и по виду флоры, и по степени обсеменен-ности: 3 случая S. aureus (MSSA), 3 ассоциации резистентных микроорганизмов (S. aureus (MRSA) + Ps. aeruginosa, S. epidermidis (MRSE) + E. faecalis, P. mirabilis + E. faecalis).
Данные по видовому составу выделенной микрофлоры и степени обсемененности представлены в таблице и на рис. 3.
Обсуждение
Таким образом, в 50% случаев результаты исследований совпали; в 10% случаев соникат вы-
Характеристика выделенной микрофлоры
Вид возбудителя Биоптаты (n=21) Соникаты (n=21)
Staph. aureus (MSSA) 9 8
Staph. aureus (MRSA) 3 4
Enterococcus faecalis 1 3
Ps. aeruginosa 1 1
Staph. epidermidis (MRSE) + Enterococcus faecalis 1 1
Staph. aureus (MSSA) + Enterobacter cloacae 1 1
Staph. aureus (MRSA) + Ps. aeruginosa 1 1
Enterococcus faecalis + Proteus mirabilis 1 1
Staph. aureus (MRSA) + Enterococcus faecalis + Escherichia coli 1 1
I Биоптат
□ Соникат
Рис. 3. Сравнение результатов роста S. aureus: слева -из биоптата периимплантной ткани, справа -из сониката импланта
Степень обсемененности в биоптатах и соникатах
9
8
7
6 5 4 3 2
1
И
1
1
I
п
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21
1
0
явил возбудителя, а биоптат - нет; в 40% случаев соникат выявил значимую обсемененность импланта выше критического уровня, а биоптат - лишь незначительную контаминацию тканей.
Полученные данные повлияли на алгоритм лечения пациентов: так, у больных 1-й группы с отрицательными результатами всех бактериологических исследований длительность антибактериальной терапии в среднем составила 12,4+2,6 дня, у пациентов 2-й группы с несовпадением результатов бактериологических исследований (т.е. наличие биопленок на имплантах и невысокая контаминация периимплантных тканей) - 21,1+4,1 дня, а при полном совпадении положительных результатов (3-я группа, одинаковая обсемененность имплан-тов и периимплантных тканей) - 34,3+7,2 дня. Кроме того, метод пролонгированной локальной
антибактериальной терапии (использование им-прегнированной гентамицином коллагеновой губки или преформированных спейсеров крупных суставов с гентамицином или с гентамици-ном и ванкомицином) в 1-й группе применен в 33,3% случаев, а у больных 2-й и 3-й групп -в 66,7% случаев.
Выводы
Метод соникации - простой и легко воспроизводимый, он позволяет более достоверно оценить качественные и количественные характеристики периимплантной инфекции, определить алгоритм и длительность антибактериальной терапии, а в результате улучшить результаты лечения пациентов.
Литература/References
1. Sankar S., Crudden J., Meisel H.J. Examining the in-vitro zeolite composite in tackling surgical site spine infections. EBJIS. antimicrobial and in-vivo anti-biofilm efficacy of a PEEK-silver 2014; abstract F072, P. 80.
2. Lindeque B., Hartman Z., Noshchenko A., Cruse M. Infection after primary total hip arthroplasty. Orthopedics. 2014; Vol. 37 (4): 257-65.
3. Frank R.M., Cross M.B., Della Valle C.J. Periprosthetic joint infection: modern aspects of prevention, diagnosis, and treatment. J Knee Surg. 2015; Vol. 28 (2): 105-12. doi: 10.1055/s-0034-1396015. Epub 2014 Nov 19.
4. Yin J.M., Liu Z.T., Zhao S.C., Guo Y.J. Diagnosis, management, and prevention of prostheticjoint infections. Front Biosci (Landmark Ed). 2013; Vol. 18: 1349-57.
5. Sukeik M., Haddad F.S. Two-stage procedure in the treatment of late chronic hip infections - spacer implantation. Int J Med Sci. 2009; Vol. 6 (5): 253-7.
6. Kuper M., Rosenstein A. Infection prevention in total knee and total hip arthroplasties. Am J Orthop (Belle Mead NJ). 2008; Vol. 37 (1): E2-5.
7. Rezapoor M., Parvizi J. Prevention of Periprosthetic Joint Infection. J Arthroplasty. 2015 Mar 18. pii: S0883-5403(15)00207-7. doi: 10.1016/j.arth.2015.02.044. [Epub ahead of print].
8. Tande AJ, Patel R. Prosthetic joint infection. Clin Microbiol Rev. 2014 Apr;27(2):302-45. doi: 10.1128/CMR.00111-13.
9. Morrison T.A., Figgie M., Miller A.O., Goodman S.M. Periprosthetic joint infection in patients with inflammatory joint disease: a review of risk factors and current approaches to diagnosis and management. HSS J. 2013; Vol. 9 (2): 183-94. doi: 10.1007/ s11420-013-9338-8.
10. Baek S.H. Identification and preoperative optimization of risk factors to prevent periprosthetic joint infection. World J Orthop. 2014; Vol. 5 (3): 362-7. doi: 10.5312/wjo.v5.i3.362.
11. Al Mohajer M., Darouiche R.O. The expanding horizon of prosthetic joint infections. J Appl Biomater Funct Mater. 2014; Vol. 12 (1): 1-12. doi: 10.5301/jabfm.5000202.
12. Wu C., Qu X., Liu F., Li H., et al. Risk factors for periprosthetic joint infection after total hip arthroplasty and total knee arthroplasty in Chinese patients. PLoS One. 2014; Vol. 9 (4): e95300. doi: 10.1371/journal.pone.0095300.
13. Kuiper J.W.,Willink R.T., Moojen D.J., van den Bekerom M.P., Colen S. Treatment of acute periprosthetic infections with prosthesis retention: Re^ew of current concepts. World J Orthop. 2014; Vol. 5 (5): 667-76. doi: 10.5312/wjo.v5.i5.667.
14. Bedair H., Goyal N., Dietz M.J., Urish K., et al. A history of treated periprosthetic joint infection increases the risk of subsequent different site infection. Clin Orthop Relat Res. 2015 Feb 11. [Epub ahead of print].
15. Peel T.N., Dowsey M.M., Daffy J.R., Stanley P.A., et al. Risk factors for prosthetic hip and knee infections according to arthroplasty site. J Hosp Infect. 2011; Vol. 79 (2): 129-33. doi: 10.1016/j.jhin.2011.06.001.
16. Carroll K., Dowsey M., Choong P., Peel T. Risk factors for superficial wound complications in hip and knee arthroplasty. Clin Microbiol Infect. 2014; Vol. 20 (2): 130-5. doi: 10.1111/14690691.12209.
17. Jonsson E.O., Johannesdottir H., Robertsson O., Mogensen B. Bacterial contamination of the wound during primary total hip and knee replacement. Median 13 years of follow-up of 90 replacements. Acta Orthop. 2014; Vol. 85 (2): 159-64. doi: 10.3109/17453674.2014.899848.
18. Kerkhoffs G.M., Servien E., Dunn W., Dahm D., et al. The influence of obesity on the complication rate and outcome of total knee arthroplasty: a meta-analysis and systematic literature review. J Bone Joint Surg Am. 2012; Vol. 94 (20): 1839-44.
19. J msen E., Nevalainen P., Eskelinen A., Huotari K., et al. Obesity, diabetes, and preoperative hyperglycemia as predictors of periprosthetic joint infection: a single-center analysis of 7181 primary hip and knee replacements for osteoarthritis. J Bone Joint Surg Am. 2012; Vol. 94 (14): e101.
20. Trampuz A., Widmer A.F. Infections associated with orthopedic implants. Curr Opin Infect Dis. 200б; Vol. 19: 349-5б.
21. Osmon D.R., Berbari E.F., Berendt A.R., Lew D., et al. Diagnosis and management of prosthetic joint infection: clinical practice guidelines by the infectious diseases society of America. Clin Inf Dis. 2013; Vol. 5б (1): e1-25. doi: 10.1093/cid/cis803.
22. Stewart P.S., Costerton J.W. Antidiotic resistance of bacteria in biofilms. Lancet. 2001; Vol. 358: 135-8.
23. Trampuz A., Widmer A.F. Infections associated with orthopedic implants. Curr Opin Infect Dis. 200б; Vol. 19: 349-5б.
24. Zimmerli W., Trampuz A., Ochsner P.E. Prosthetic-Joint Infections. N Engl J Med. 2004; Vol. 351: 1б45-54.
25. Trampuz A., Zimmerli W. Prosthetic joint infections: update in diagnosis and treatment. Swiss Med Wkly. 2005; Vol. 135: 243-51.
26. Berbari E.F., Marculescu C., Sia I., Lahr B.D., et al. Culture-negative prosthetic joint infection. Clin Infect Dis. 2007; Vol. 45: 1113-1119.
27. Nelson C.L., Jones R.B., Wingert N.C., Foltzer M., et al. Sonication of Antibiotic Spacers Predicts Failure during Two-stage Re^sion for Prosthetic Knee and Hip Infections. Clin Orthop Relat Res. 2014; Vol. 472: 2208-14. doi: 10.1007/s11999-014-3571-4.
28. Kobayashi N., Bauer T.W., Tuohy M.J., Fujishiro T., et al. Brief ultrasonication improves detection of biofilm-formative bacteria around a metal implant. Clin Orthop Relat Res. 2007; Vol. 457: 210-3.
29. Trampuz A., Piper K.E., Jacobson M.J., Hanssen A.D., et al. Sonication of Removed Hip and Knee Prostheses for Diagnosis of Infection. N Engl J Med. 2007; Vol. 357: б54-б3.
30. Holinka J., Bauer L., Hirschl A.M., Graninger W., et al. Sonication cultures of explanted components as an add-on test to routinely conducted microbiological diagnostics improve pathogen detection. J Orthop Res. 2011; Vol. 29: б17-22.
31. Schafer P., Fink B., Sandow D., Margull A., et al. Prolonged bacterial culture to identify late periprosthetic joint infection: a promising strategy. Clin Infect Dis. 2008; Vol. 47: 1403-9.
32. Hischebeth G.T.R., Randau T.M., Molitor E., Wimmer M.D., et al. Comparison of bacterial growth in sonication fluid cultures with periprosthetic membranes and with cultures of biopsies for diagnosing periprosthetic joint infection. Diagnost Microbiol Inf Dis. 201б; Vol. 84: 112-5.
33. Zhai Z., Li H., Qin A., Liu G., et al. Meta-analysis of sonication fluid samples from prosthetic components for diagnosis of infection after total joint arthroplasty. J Clin Microbiol. 2014; Vol. 52: 1730-б.
34. Janz V., Wassilew G.I., Kribus M., Trampuz A., et al. Improved identification of polimicrobal infection in total knee arthroplasty through sonicate fluid cultures. Arch Orthop Trauma Surg. 2015; Vol. 135: 1453-7. doi 10.1007/s00402-015-2317-4.
35. Borens O., Yusuf E., Steinrucken J., Trampuz A. Accurate and early diagnosis of orthopedic de^ce-related infection by microbial
heat production and sonication. J Orthop Res. 2013. Vol. 31 (Iss. 11): 1700-3. doi 10.1002/jor.22419.
36. Achermann Y., Vogt M., Leunig M., Wust J., et al. Improved diagnosis of periprosthetic joint infection by multiplex PCR of sonication fluid from removed implants. J Clin Microbiol. 2010; Vol. 48: 1208-14.
37. Portillo ME, Salvado M, Sorli L, Alier A, et al. Multiplex PCR of sonication fluid accurately differentiates between prosthetic joint infection and aseptic failure. J Infect. 2012; Vol. 65: 541-8. doi:.10.1016/j.jinf.2012.08.018.
38. Piper K.E., Jacobson M.J., Cofield R.H., Sperling J.W., et al. Microbiologic diagnosis of prosthetic shoulder infection by use of implant sonication. J Clin Microbiol. 2009; Vol. 47: 1878-84.
39. Sorli L., Puig L., Torres-Claramunt R., Gonzalez A., et al. The relationship between microbiology results in the second of a two-stage exchange procedure using cement spacers and the outcome after revision total joint replacement for infection: the use of sonication to aid bacteriological analysis. J Bone Joint Surg Br. 2012; Vol. 94: 249-253.
40. Portillo M.E., Salvado M., Alier A., Martinez S., et al. Advantages of sonication fluid culture for the diagnosis of prosthetic joint infection. J Infect. 2014; Vol. 69: 35-41. doi:.10.1016/ j.jinf.2014.03.002.
41. Evangelopoulos D.S., Stathopoulos I.P., Morassi G.P., Koufos S., et al. Sonication: a valuable technique for diagnosis and treatment of periprosthetic joint infections. Sci World J. Vol. 2013. Article ID 375140, 5 p. http://dx.doi.org/10.1155/2013/375140.
