0Обзорная статья УДК 615.076.9
https://doi.org/10.57034/2618723X-2024-03-01
Использование хомяков в доклинических исследованиях
М.Н. Макарова*, В.Г. Макаров
АО «НПО «ДОМ ФАРМАЦИИ», Ленинградская обл., Россия * Е-тай: makarova.mn@doclinika.ru
Резюме. Члены семейства Cricetidae (хомяковые) отряда Rodentia (грызуны) характеризуются наличием защечных мешков, которые необходимы этим животным для переноса и хранения пищи. Хомяк является третьим наиболее часто используемым в биомедицинских исследованиях лабораторным животным после крыс и мышей. Хомяки исторически применялись в нескольких областях, особенно в изучении инфекционных заболеваний, в исследованиях канцерогенеза из-за низкой частоты возникновения спонтанных опухолей, в исследованиях физиологии кровеносных сосудов благодаря легкой доступности и визуализации кровеносных сосудов защечных мешков. Учитывая некоторое сходство метаболических процессов у хомяков и человека, эти животные используются для моделирования нарушений липидного обмена, атеросклероза, диабета, жировой дистрофии печени. Хомяки применяются для моделирования как бактериальных, так и вирусных инфекций. Как показали результаты недавних исследований, модель инфекции, вызываемой коронавирусом SARS-CoV-2, на золотистых хомяках является наиболее приемлемой для оценки патогенеза и терапевтических вмешательств по сравнению с другими моделями на мелких лабораторных животных. С появлением технологий, позволяющих получать генетически модифицированных хомяков, возможности моделирования различных патологических состояний на хомяках существенно расширились. В токсикологических исследованиях наиболее широко используемым видом грызунов являются крысы. Протоколы, используемые для крыс в исследованиях различных видов токсичности, применимы и для хомяков. На хомяках, как и на крысах, возможно проведение всех видов токсикологических исследований, включая репродуктивную токсичность, канцерогенность. В настоящее время эти животные чаще всего используются, если необходимо суббуккальное или сублингвальное введение соединений. Для ряда препаратов, особенно для определенных лекарственных форм (например, орально-диспергируемых), хомяки могут быть наиболее подходящим видом лабораторных животных для оценки токсических эффектов и местной переносимости.
Ключевые слова: хомячок, хомяк, сирийский (золотистый) хомяк, биомедицинские исследования Благодарности. Работа выполнена без спонсорской поддержки.
Для цитирования: Макарова М.Н., Макаров В.Г. Использование хомяков в доклинических исследованиях. Лабораторные животные для научных исследований. 2024; 3. 4-19. https://doi.org/10.57034/ 2618723Х-2024-03-01.
Review
Hamster in preclinical research
M.N. Makarova*, V.G. Makarov
Research and manufacturing company "Home of Pharmacy", Leningrad oblast, Russia * E-mail: makarova.mn@doclinika.ru
Abstract. Members of the family Cricetidae in the order Rodentia are characterized by large cheek pouches that are used to transport and store food. In biomedical research the hamster is the third most frequently used laboratory animal following the rat and mouse. Hamsters historically have been used in several fields, especially in infection disease research, in carcinogenesis research because of its low incidence of spontaneous tumors, in blood vessel physiology research because their cheek pouch vessels are very accessible and easy visualized. Due to some similarities between the metabolic processes of hamsters and humans, these animals are used as a model for lipid metabolism disorders, atherosclerosis, diabetes, and fatty liver desease. Hamsters are used in both bacterial and viral infection research. Recent studies have shown that the golden hamster is the most appropriate animal model of SARS-CoV-2 coronavirus infection for pathogenesis understanding and therapeutic interventions testing compared to other small laboratory animal models. With the advent of technologies that make it possible to obtain genetically modified hamsters, the spectrum of disease models on ham© Макарова М.Н., Макаров В.Г., 2024
sters have expanded significantly. In toxicology, the most widely used species of rodent is the rat. The protocols used for rats in various toxicity studies also apply to hamsters. Hamsters, as well as rats, are suitable for all kinds of toxicological studies, including reproductive toxicity, carcinogenicity. Currently, these animals are most commonly used when subbuccal or sublingual administration of compounds is required. For a number of drugs, especially certain dosage forms (eg, orally disper-sible), hamsters may be the most appropriate laboratory animal species for assessing toxic effects and local tolerance.
Keywords: hamster, Syrian (golden) hamster, biomedical research Acknowledgements. The study was performed without external funding.
For citation: Makarova M.N., Makarov V.G. Hamster in preclinical research. Laboratory Animals for Science. 2024; 3. 4-19. https://doi.org/10.57034/2618723X-2024-03-01.
Введение
Члены семейства Cricetidae (хомяковые) отряда Rodentia (грызуны) характеризуются наличием защечных мешков, которые необходимы этим животным для переноса и хранения пищи.
К представителям Cricetidae, которых по номенклатуре называют хомяками, относят:
• род хомяки обыкновенные (Cricetus): хомяк обыкновенный (C. cricetus);
• род средние хомяки (Mesocricetus): хомяк предкавказский, или хомяк Радде (M. raddei), хомяк сирийский, или золотистый (M. aura-tus), хомяк малоазийский (M. brandti). Отличительной чертой хомяков является наличие на боках туловища в передней половине тела светлых пятен. Длина тела варьирует от 13,5 до 35 см, самый большой вид — обыкновенный хомяк [1].
К хомячкам относят:
• род джунгарские хомячки (Phodopus): джун-гарский хомячок (P. sungorus);
• род эверсманновы хомячки (Allocricetulus): хомячок Эверсмана (A. eversmani);
• род серые хомячки (Cricetulus): серый хомячок (С. migratorius);
• род крысовидные хомячки (Tscherskia): кры-совидный хомячок (T. triton);
• род мышевидные хомячки (Calomyscus): ко-петдагский хомячок (C. mystax). Отличительной чертой хомячков является
отсутствие на туловище светлых пятен. Длина тела до 16 см. Исключение составляет род крысовидных хомячков (Tscherskia), размер тела которых доходит до 22,3 см [1]. Стоит отметить, что некоторые авторы систематических определителей относят род Tscherskia и род Al-locricetulus к хомякам [2].
В обзоре термины «хомяк» и «хомячок» употребляются по названию конкретного рода как наиболее применяемые.
Хомяк (хомячок) — это третий вид лабораторных животных, наиболее часто используемый в доклинических исследованиях после крыс и мышей [3].
Хомяки исторически использовались в нескольких областях, особенно при изучении инфекционных заболеваний, канцерогенеза из-
за низкой частоты возникновения спонтанных опухолей, в исследованиях физиологии кровеносных сосудов благодаря легкой доступности и визуализации кровеносных сосудов защечных мешков, но в настоящее время эти животные чаще всего применяются, если необходимо суббуккальное или сублингвальное введение соединений. На хомячках изучаются различные заболевания, связанные с нарушениями метаболизма, включая диабет.
Из 50 видов Cricetinae всего несколько нашли применение в биомедицинских исследованиях, в частности, сирийский (золотистый) хомяк (Mescricetus auratus), китайский хомяк (Cricetus griseus или barabensis), европейский (обыкновенный) хомяк (Cricetus cricetus), румынский хомяк (хомяк Ньютона) (Mesocritceus newtoni), армянский (серый) хомячок (Crectulus migratorius), джунгарский хомячок (Phodopus sungorus) [3].
Среди всех представителей семейства хомяковых, используемых в лабораториях, 80% составляют сирийские (золотистые) хомяки, остальные 20% в основном китайские, за ними следуют европейские, армянские, румынские, джунгарские [3].
Сирийский хомяк, обитающий в засушливых регионах Юго-Восточной Европы и Малой Азии с умеренным климатом, был впервые описан как новый вид в 1839 г. [1]. В США все доступные для лабораторных исследований сирийские хомяки (питомники: Simonsen Laboratories, Charles River Laboratories, Harlan Laboratories) произошли от поголовья, привезенного из Иерусалима. В 1930 г. в Еврейском университете в Иерусалиме проводили длительные эксперименты по изучению лейшманиоза, единственной моделью на тот момент были китайские хомяки (Cricetusgriseus), используемые для заражения этим патогеном. Надо было постоянно доставлять хомяков из Китая, поскольку условия для успешного разведения китайских хомяков в неволе не были известны. Однако ввиду того, что в регионе прошла эпидемия пастереллеза, китайский хомяк был заменен эндемичным видом хомяка сирийским (золотистым) хомяком. Сирийские хомяки легко разводятся в неволе, относительно свободны
от естественных специфичных для хомячков болезней, но восприимчивы к экспериментальным патогенам. После успешного опыта использования сирийского хомяка в качестве модели лейшманиоза, туберкулеза и бруцеллеза иерусалимские ученые отправили партии сирийских хомяков в исследовательские институты США [4].
Китайский хомяк весит 39-46 г и достигает 9 см в длину во взрослом возрасте. Продолжительность жизни 2,5-3 года в стандартных лабораторных условиях. Хотя китайский хомяк меньше сирийского, его семенники, селезенка и мозг больше. Китайский хомяк был впервые использован в исследованиях в 1919 г. с целью разработки терапии для пациентов с пневмонией. Кроме того, китайский хомяк также применялся для изучения туберкулеза, гриппа, дифтерии и бешенства. В 40-х годах прошлого века 20 особей были перевезены в США. Китайский хомяк использовался главным образом в цитогенетических исследованиях из-за низкого числа хромосом (22 хромосомы в сравнении с 44 у сирийского хомяка) [3].
Европейский хомяк первоначально был обнаружен в промышленных зонах Западной Германии, его естественной средой обитания являются низины Центральной и Восточной Европы. Европейский хомяк — очень агрессивное животное, в дикой природе каждая взрослая особь обитает в отдельной норе. Размеры сходны с таковыми морской свинки, в среднем 27-32 и 22-25 см в длину, масса 450 г и 350 г для самцов и самок соответственно. В дикой природе он впадает в спячку в зимние месяцы. В естественной среде европейские хомяки могут жить до 8 лет, тогда как в лабораторных условиях средняя продолжительность жизни составляет 5 лет. Считается, что это сокращение продолжительности жизни связано с отсутствием зимней спячки у лабораторных хомяков. Европейский хомяк использовался в основном в исследованиях зимней спячки и ингаляционных исследованиях, потому что дыхательный объем его легких является самыми большими среди всех видов лабораторных грызунов [3].
Армянский (серый) хомяк сравним по размеру с китайским, также имеет 22 хромосомы. Впервые он был завезен в Соединенные Штаты в рамках программы культурного обмена США—СССР. Основное применение армянского хомяка — цитогенетические и онкологические исследования, в остальном его применение довольно ограничено.
Румынский хомяк (хомяк Ньютона) был описан в 1965 г. Его размеры и особенности содержания аналогичны параметрам сирийского хомяка.
Джунгарский хомяк был впервые выловлен в Сибири. Имеет довольно мелкие размеры: самцы до 11 см в длину и массой 40-50 г. У джунгарского хомячка на спине есть темная
полоса, короткий хвост длиной около 1 см, который обычно скрыт шерстью. Используется для исследований в области фотопериодизма и терморегуляции [3].
Использование хомяков в качестве моделей различных заболеваний
Наиболее часто используемый вид в биомедицинских исследованиях — сирийский (золотистый) хомяк (Mesocricetus auratus).
На хомяках моделируются различные заболевания человека, такие как атеросклероз, воспалительные миопатии, вирусные инфекционные заболевания, инфекция Clostridium difficile, панкреатит, ожирение, вызванное диетой, резистентность к инсулину. Сирийские хомяки признаны ценными моделями для изучения возникающих острых вирусных заболеваний человека, вызываемых высокопатогенными РНК-вирусами.
Метаболические нарушения Известно, что дислипидемия способствует развитию сердечно-сосудистых заболеваний и других нарушений обмена веществ особенно при резистентности к инсулину и диабете 2-го типа. Увеличение содержания липопро-теинов очень низкой плотности (ЛПОНП) является важной характеристикой дислипидемии, указывающей на дисфункцию метаболизма липидов в печени, от синтеза триглицеридов до транспорта. Показано, что хомяки, получающие диету с высоким содержанием жиров, — более оптимальная модель, чем другие виды грызунов, для изучения метаболизма холестерина, так как хомяки сходным с человеком образом реагируют на поступающие с пищей жиры. Например, как и у людей, хомяки обладают эндогенным белком-переносчиком эфира холестерина (CETP), тогда как у мышей этот белок отсутствует [5]. Как и у людей, в печени хомяка синтезируется только аполипопротеин В-100 (апоВ-100), в то время как у других грызунов, таких как мыши и крысы, в печени синтезируются апоВ-100 и апоВ-48 [6]. У хомяков около 48% общего холестерина плазмы находится в составе липопротеинов низкой плотности (ЛПНП) и около 49% — липопротеинов высокой плотности (ЛПВП), у мышей большая часть холестерина плазмы находится в составе ЛПВП [5].
Поскольку было обнаружено некоторое сходство метаболических характеристик у хомяков и человека, в 1950-х годах в Канаде было начато исследование по изучению связи между холестерином и развитием атеросклероза на хомяках, в котором было показано, что диета, содержащая молоко и яичный желток, приводила к изменениям в сосудах с последующим развитием тромбозов. Позже в исследованиях на самцах сирийских хомяков, получающих диету с высоким содержанием жиров в течение
10 мес (3% холестерина и 15% масла), было подтверждено развитие атеросклероза. Пато-лого-анатомический анализ показал, что на поверхности эндотелия накапливалось большое количество воспалительных клеток, а липиды в значительной степени откладывались в дуге аорты и грудном отделе аорты с инфильтрацией гладкомышечных клеток в интиме уже через 4 нед после применения диеты (ранняя стадия атеросклероза) [5].
Уже в течение 2 нед у хомяков, получающих диету, содержащую 0,1% холестерина, повышались уровни ЛПОНП и ЛПНП в плазме крови, и увеличивался синтез ЛПОНП в печени по сравнению с животными при использовании контрольного рациона. Добавление пищевой пальмитиновой кислоты усиливало влияние холестерина, содержащегося в рационе, на уровни ЛПОНП и ЛПНП в плазме и синтез ЛПОНП в печени [7].
Ловастатин, препарат, снижающий уровень липидов, ослаблял индуцированный диетой атеросклероз, что свидетельствовало о чувствительности хомяков к статинам и возможности использования этих животных для изучения эффективности лекарственных кандидатов [5].
В 2000-х годах на сирийских хомячках было показано, что высокое потребление фруктозы вызывает гиперинсулинемию и увеличение уровня липидов в крови. Было обнаружено, что у сирийских золотистых хомяков, получавший фруктозу, развивалась резистентность к инсулину с выраженной печеночной гиперпродукцией ЛПОНП и триглицеридов, что позволило использовать эту модель для изучения синтеза ЛПОНП при резистентности к инсулину [6].
В последние годы все более очевидной становится роль некодирующих РНК, таких как микроРНК и длинные некодирующие РНК (днРНК). Различные типы некодирующих РНК могут взаимодействовать друг с другом и оказывать влияние на регуляцию метаболизма. На модели индуцированного фруктозой нарушения метаболизма у сирийского хомяка было показано, что изменения в экспрессии микроРНК и днРНК могут влиять на метаболизм липидов. Было проведено секвени-рование некодирующих РНК. Идентифицировали 4450 новых мультиэкзонных днРНК и 755 микроРНК, экспрессируемых в печени. По результатам моделирования установлено несколько механизмов, которые потенциально могут регулировать продукцию ЛПОНП с участием микроРНК. Так, сверхэкспрессия или подавление миР-486 у хомяков, получавших фруктозу, приводила к изменению печеночной экспрессии белков, участвующих в продукции ЛПОНП, и также уровня циркулирующих в крови ЛПОНП, что свидетельствует о роли микроРНК в регуляции уровня ЛПОНП [8].
На хомяках изучается и патогенез атеросклероза. На модели раннего атеросклероза, вызванного атерогенной диетой, изучали механизмы образования и состав атерома-тозной бляшки на сирийских хомячках. Диета, которую животные потребляли в течение 3 мес, включала холестерин 0,5%, 15% сала, крахмал, сахарозу и не содержала селена, витаминов С и Е. Результаты выявили наличие нескольких, ранее неизвестных изменений в липидном и аминокислотном метаболизме. Показана роль таурохолевой кислоты как потенциального биомаркера раннего образования атероматозных бляшек [9].
Еще в середине прошлого века было замечено, что у хомяков, в частности китайских, может спонтанно развиваться диабет. В 1963 г. началось создание инбредных линий китайских хомячков для исследований диабета. Было выведено несколько линий, у которых частота глюкозурии близка к 100%, при этом возраст животных, в котором происходит манифестация глюкозурии, различается между линиями (от 2 нед до 4 мес). У большинства хомячков с диабетом снижен уровень панкреатического инсулина, повышено содержание глюкозы, и снижены значения инсулина в крови. У китайских хомяков развивается диабет от легкой до тяжелой степени. Животные массой 25 г могут за сутки выделять до 75 мл мочи, содержащей 3 г глюкозы. Уровень глюкозы в крови натощак может быть повышен до 500 мг/дл. По результатам патоморфологических исследований у хомяков с диабетом выявлены изменения в островках поджелудочной железы, почках, нервах, кровеносных сосудах, глазах, головном мозге и мочеполовой системе. Патогенез диабета у этих животных, по-видимому, связан с повышенной потребностью в инсулине [10].
Показано, что при потреблении диеты с высоким содержанием жиров и сахаров у хомяков быстро развиваются изменения, характерные для диабета. Диета, содержащая 11,5% кокосового масла, 11,5% кукурузного масла, 0,5% холестерина, 0,25% дезоксихолата с одновременным потреблением 10% фруктозы с питьевой водой, в течение 10 дней приводила к увеличению уровня глюкозы, свободных жирных кислот, триглицеридов в плазме крови, общего холестерина с увеличением уровня ЛПНП и ЛПОНП, а также к развитию резистентности к инсулину [11].
Для индукции диабета также описан следующий подход. Сирийские хомяки получали диету с высоким содержанием жиров в течение 10 нед. В конце 10-й недели натощак хомякам вводили однократно внутрибрюшинно стрептозотоцин, растворенный в цитратном буфере, в дозе 60 мг/кг. В результате у хомяков увеличивался уровень глюкозы крови натощак (до 3 раз по сравнению с контролем), наблюдалось увеличение общего холестерина,
увеличение ЛПНП и снижение ЛПВП, а также снижение (до 3 раз относительно контроля) уровня инсулина в плазме крови. При гистологическом исследовании выявлено изменение структуры островков поджелудочной железы [12].
С помощью специальной диеты на хомяках можно индуцировать изменения в печени, которые позволяют моделировать неалкогольную жировую дистрофию печени. Тем не менее остается неясным, вызывает ли потребление чрезмерного количества пищи само по себе гепатостеатоз. Из-за ключевой роли, которую диета играет в возникновении метаболических нарушений у людей, в большинстве моделей на животных используют диету как способ индуцировать это заболевание. Как правило, диеты с высоким содержанием не только жиров или сахарозы/фруктозы, но и насыщенных жиров, а также с ограничением количества некоторых основных питательных веществ, таких как холин и метионин, вызывают ожирение и жировую дистрофию печени у разных линий и видов грызунов. При этом у грызунов степень инсулинорези-стентности, изменения уровня триглицеридов и других параметров могут сильно различаться в зависимости от линии и пола, а также от источника пищевых жиров. У мышей и крыс обычно наблюдаются низкие уровни общего холестерина и ЛПНП, но высокое содержание ЛПВП, в то время как в результате потребления специальных диет у сирийских хомяков наблюдается большее с человеком сходство изменений профиля липопротеинов по сравнению с другими животными аналогичного размера, например, крысами и мышами. Показано, что потребление сирийскими хомячками специальной диеты с добавлением холестерина и 6% кокосового масла в качестве насыщенных жиров при свободном доступе к воде в течение 5 нед приводило к развитию гиперлипидемии и увеличению уровня глюкозы в крови, а также к изменениям в печени, характеризующим развитие жировой дистрофии [13].
Однако следует отметить, что, хотя хомяки дикого типа обладают многими преимуществами, описанными выше, при моделировании метаболических нарушений, воспроизводимость изменений, вызванных диетой с высоким содержанием жиров, не является оптимальной. В последние годы с развитием новых технологий появились модели генетически модифицированных хомяков, позволяющих изучать различные аспекты развития метаболических нарушений. Так были созданы хомяки, нокаутные по гену рецептора ЛПНП [low density lipoprotein receptor (LDLR)], у которых развивается ги-перхолестеринемия, а также хомяки, нокаутные по генам аполипопротеинов С2 (АроС2) и С3 (АроСЗ), на которых изучается метаболизм липидов [5].
Заболевания
опорно-двигательной системы Остеоартрит
После 2-летнего возраста у хомяков обычно развиваются заболевания суставов в виде остеоартрита и дегенеративных изменений суставов. Происходит расслоение хряща и появляются зоны кальцификации слоев хряща. Кроме того, нарушается строение связок, синовиальная оболочка становится фиброзной. Факторы, способствующие прогрессу заболевания, включают бактериальные инфекции (микоплазмы; Streptobacillus moniliformis, Corynebacterium kutscheri), гормональный дисбаланс [3].
С возрастом у хомяков наблюдается снижение толщины суставного хряща. Содержание протеогликанов хряща увеличивается в возрасте от 1 до 3 мес, далее начинает снижаться, достигая минимальных значений к возрасту 12-15 мес. Такая же динамика отмечается и в отношении содержания коллагена в хрящевой ткани. К 15-му месяцу нарастают дегенеративные изменения суставов, характерные для остеоартрита. Эти характеристики позволяют использовать сирийских хомяков как модель естественно развивающегося остеоартрита [14, 15].
Воспалительные миопатии Идиопатические воспалительные миопатии — группа воспалительных заболеваний неизвестного происхождения. В настоящее время разработано несколько моделей на животных, в том числе на хомяках. Модель на хомяках включает инфицирование простейшим Leishmania infantum, приводящее через 3-4 мес после внутрибрюшинного введения L. infantum к поражению скелетных мышц. В мышцах определяется очаговое воспаление преимущественно в эндомизии и в меньшей степени в периваскулярных зонах. Также обнаруживаются дегенерирующие мышечные волокна, мионекроз. Инфильтрирующие воспалительные клетки в мышцах состоят в основном из Т-клеток, макрофагов. Данная модель сходна с проявлениями полимиозита и может быть полезна при изучении некоторых аспектов этого заболевания, таких как роль Т-клеток в воспалении мышц и миоцитотоксичности, а также при оценке методов лечения [16].
Инфекционные заболевания
Бактериальные инфекции Модель инфекции Clostridium difficile на хомяках наиболее широко изучена. В 1960-х годах было показано, что у хомяков развивается фатальный энтероколит после лечения лин-комицином или клиндамицином: введение антибиотиков в течение нескольких дней приводило к развитию острых воспалительных
поражений кишечника. Причина развития энтероколита некоторое время оставалась неизвестной, но в 1970-х годах было установлено, что введение антибиотиков приводит к развитию дисбактериоза кишечника и размножению C. difficile. Позднее модель была усовершенствована и широко использовалась для изучения патогенеза C. difficile, поскольку патология, наблюдаемая у хомяков, отражает многие клинические аспекты протекания инфекции у человека. В более поздних моделях на хомячках заболевание вызывается введением антибиотиков, которые нарушают нормальную кишечную флору, далее животных инфицируют C. difficile. После инфицирования C. difficile у хомяков наблюдаются многие патофизиологические признаки данной инфекции, возникающие и у людей. Отмечается общее ухудшение состояния животного, изменения в органах желудочно-кишечного тракта, в частности, толстой и слепой кишке. Наблюдается покраснение, воспаление, скопление жидкости и увеличение толстой кишки, сопровождающееся снижением перистальтики кишечника. Если болезнь не лечить, она быстро приводит к летальному исходу у хомяков, и, следовательно, конечной точкой любого эксперимента является показатель выживаемости в днях. Эта быстро развивающаяся с фатальным исходом картина заболевания не характерна для человека, и ключевым отличием модели является то, что у хомячков обычно не развивается диарея. У хомяков развитие инфекции C. difficile протекает в слепой кишке, в то время как у людей — в толстой кишке. Тем не менее, несмотря на некоторые отличия, модель на хомяках является востребованной и на сегодняшний день [17, 18].
Хомяки используются для изучения лепто-спироза. Хотя патогенные штаммы лептоспир могут инфицировать самых разных животных, сирийские хомяки является предпочтительной моделью из-за их восприимчивости к инфекции и воспроизводимости результатов. Восприимчивость хомяков к лептоспирозу может быть связана с тем, что местом естественного обитания этих животных является пустыня, сухой климат, в отличие от влажного, не благоприятствует передаче лептоспироза. У хомяков инфекция развивается очень быстро в отличие от мышей и крыс, которые в естественной среде обитания подвержены заражению и выработали в ходе эволюции резистентность к этой инфекции. Характер прогрессирования лептоспироза у хомяков делает их подходящей моделью для воспроизведения тяжелых форм лептоспироза, которые могут наблюдаться у человека [19].
Вирусные инфекции
Сирийские хомяки признаны ценными животными моделями для изучения возникающих острых вирусных заболеваний челове-
ка, вызываемых высокопатогенными РНК-вирусами [4, 20].
Геморрагическая лихорадка Эбола — тяжелая вирусная инфекция. Модель лихорадки Эбола на нечеловекообразных приматах является «золотым стандартом» для изучения патогенеза заболевания. Морские свинки и мыши используются для предварительной оценки терапевтических подходов, но поскольку вирус дикого типа не вызывает заболевания у грызунов, вирус был адаптирован путем серийного пассирования для индукции летальной инфекции у грызунов. Патогенез лихорадки Эбола, вызванной адаптированным для грызунов вирусом, отличается по ряду аспектов от картины заболевания у людей и нечеловекообразных приматов. Важные клинические признаки у людей и нечеловекообразных приматов, такие как лихорадка и макулопапулезная сыпь, отсутствуют у мышей, инфицированных адаптированным для мышей вирусом Эбола. У морских свинок, инфицированных вирусом Эбола, адаптированным для морских свинок, регистрируется лихорадка, однако макулопапулезная сыпь у этих животных не появляется. У мышей, инфицированных адаптированным вирусом, не всегда наблюдаются нарушения свертывания крови. По сравнению с мышами у морских свинок развивается нарушение коагуляции, в том числе снижение количества тромбоцитов и увеличение времени свертывания крови, но накопление фибрина и коа-гулопатия (диссеминированное внутрисосу-дистое свертывание крови) не так выражены, как у людей и приматов. Из-за имеющихся различий в моделях на грызунах ряд терапевтических подходов, которые эффективны у грызунов, зараженных адаптированным вирусом, неэффективен у нечеловекообразных приматов, инфицированных вирусом дикого типа. Из 5 эквивалентных вакцин, протестированных на грызунах и приматах, 2 давали эквивалентную защиту на всех протестированных моделях, а 3 вакцины, которые обеспечивали некоторую защиту у грызунов, не были эффективны у приматов [4, 21].
Данные исследований на сирийских хомяках, зараженных адаптированным для мышей вирусом Эбола или вирусом дикого типа, показывают, что адаптированный для мышей вирус, введенный внутрибрюшинно, вызывает заболевание со схожей клинической картиной, напоминающей таковую у человека, включая тяжелую коагулопатию, апоптоз лимфоцитов, нарушение регуляции цитокинов, некроз органов-мишеней (лимфатические узлы, селезенка, печень) и летальный исход. Тяжесть коагулопатии, наблюдаемая у сирийских хомяков, инфицированных адаптированным для мышей вирусом Эбола, сходна с таковой, наблюдаемой у макак-резусов после заражения вирусом дикого типа. Изменения в печени у сирийских хомяков очень похожи на таковые
у макак-резусов, включая диссеминированную гепатоцеллюлярную дегенерацию и некроз с инфильтрацией умеренным количеством ней-трофилов и меньшим количеством макрофагов. Предполагается, что модель на хомяках наиболее близка к клинической картине заболевания по сравнению с другими существующими моделями на грызунах и может использоваться для терапевтической оценки лекарственных кандидатов перед тестированием на приматах [4, 21].
Вирус Хендра (HeV) и вирус Нипах ^М) — относительно недавно появившиеся, близкородственные и высокопатогенные парамиксови-русы. Хомяки (МвзоспсвШз аигаШэ) оказались очень восприимчивы к инфекции вирусом Хендра. При заражении вирусспецифическая РНК и вирусные антигены были обнаружены во многих органах, а вирус выделен из разных тканей. У животных развивалась паренхиматозная инфекция в разных органах, в том числе в головном мозге, с васкулитами и многоядерными синцитиями в сосудах. Результаты показывают, что хомяк представляет собой новую модель для изучения инфицирования парамиксовирусами для оценки вакцин и терапевтических подходов [22].
Коронавирус SARS-CoV-2 представляет собой респираторный РНК-вирус, появившийся в 2019 г. и связанный с различными клиническими фенотипами от бессимптомного до более тяжелого заболевания, обычно называемого коронавирусной болезнью (COVID-19). Как показали результаты исследований, модель инфекции на золотистых хомяках является наиболее приемлемой для оценки патогенеза и терапевтических вмешательств по сравнению с другими моделями на мелких лабораторных животных.
Изоляты SARS-CoV-2 эффективно реплицировались в легких сирийских хомяков, вызывали тяжелые патологические поражения легких после интраназального заражения. Кроме того, микрокомпьютерная томография выявила тяжелое повреждение легких, которое имело общие характеристики с повреждениями легких человека, инфицированного SARS-CoV-2, включая тяжелое, двустороннее, периферически распределенное, многодольчатое затемнение по типу матового стекла. У хомяков, инфицированных SARS-CoV-2, вырабатывались нейтрализующие антитела, что предотвращало последующее повторное заражение SARS-0^-2 [23].
По данным иммуногистохимического анализа показано наличие вирусных антигенов в слизистой оболочке носа, бронхиальных эпителиальных клетках и в легких у хомяков на 2-й и 5-й дни после инокуляции SARS-CoV-2 с последующим быстрым клиренсом вируса и гиперплазией пневмоцитов через 7 дней после инокуляции. Вирусные антигены обнаружены в эпителиальных клетках двенадцатиперстной
кишки, вирусная РНК выявлена в фекалиях. Показано, что признаки, связанные с инфекцией SARS-CoV-2 у золотистых хомяков, напоминают те, которые обнаруживаются у людей с легкой формой инфекции SARS-CoV-2 [24].
Обонятельная и вкусовая дисфункции распространены при COVID-19, особенно у пациентов с легкими симптомами. По результатам вирусологического, молекулярного и гистологического изучения обонятельного нейро-эпителия 7 пациентов с COVID-19 с острой потерей обоняния показано, что обонятельный нейроэпителий является основным местом заражения SARS-CoV2. Репликация SARS-CoV-2 в обонятельном нейроэпителии была связана с локальным воспалением. У золотистых хомяков SARS-CoV-2 также вызывал потерю обоняния, которая наблюдалась до тех пор, пока вирус оставался в обонятельном эпителии и обонятельной луковице. Сохранение SARS-0^-2 и связанное с ним воспаление в обонятельном нейроэпителии могут быть причиной длительных или рецидивирующих симптомов COVID-19, таких как потеря обоняния [25].
Сходные результаты получены в исследовании, сравнивающем краткосрочные и долгосрочные системные реакции у золотистых хомяков после заражения SARS-CoV-2 или вирусом гриппа А. Показано, что SARS-CoV-2 превосходит вирус гриппа по своей способности вызывать необратимое повреждение легких и почек и оказывает воздействие на обонятельную луковицу и эпителий, приводящее к активации миелоидных и Т-клеток, продукции про-воспалительных цитокинов и интерферона. Эти изменения коррелировали с нарушением обоняния (регистрировали в тесте по поиску пищи), продолжающимся в течение месяца после элиминации вируса. Наблюдаемые у хомяков изменения в тканях сходны с теми, которые выявлялись в биоматериале людей, перенесших COVID-19. Предполагается, что данная модель на животных может быть хорошо применима для оценки терапевтического потенциала лекарственных средств [26].
Канцерогенез
В течение нескольких 10-летий хомяки успешно использовались для моделирования рака, вызванного вирусами и химическими веществами [3].
Одним из примеров является индукция рака ротовой полости путем местного применения канцерогенных химических веществ, таких как 7,12-диметилбенз[а]антрацен (ДМБА). Рак головы и шеи является 6-м по распространенности видом рака в мире, при этом рак полости рта составляет примерно половину всех случаев рака головы и шеи, и, несмотря на достижения в терапии,заболеваемость и смертность от рака полости рта остаются высокими. За несколько 10-летий использования модели рака полости рта на хомяках было показано,
что эта модель канцерогенеза после местного введения ДМБА в защечный мешок хомяка хорошо воспроизводит все стадии развития рака ротовой полости человека от предраковых до злокачественных состояний. Эта модель особенно полезна для изучения рака полости рта, который развивается из-за бездымных табачных изделий, которые употребляют путем жевания или рассасывания в полости рта [27, 28].
Другим примером давно используемой модели химически индуцированного рака у хомяков является рак поджелудочной железы, вызванный ^нитрозобис(2-оксопропил)ами-ном. Модель на хомяках достаточно хорошо воспроизводит стадии рака поджелудочной железы человека, поскольку она вызывает панкреатическую интраэпителиальную не-оплазию, предраковую стадию, которая прогрессирует в тяжелую аденокарциному протоков поджелудочной железы, наблюдаемую у людей [29].
Хомяки используются для тестирования эффективности вакцин против рака и онко-литических онковирусов. В частности, онко-литические аденовирусы интенсивно исследуются как онколитические агенты, поскольку их геном и биология хорошо изучены и они относительно безопасны. Однако репликация аденовируса зависит от вида лабораторных животных, например, у мышей вирус не реплицируется. Поэтому оценку онколитических векторов аденовируса часто проводят на им-мунодефицитных мышах с ксенотрансплан-татами опухолей человека для обеспечения репликации вируса. Это снижает ценность информации, полученной в результате экспериментов in vivo, так как на этих моделях сложно оценить безопасность вирусных векторов и их роль в иммунных реакциях хозяина. Кроме того, поскольку аденовирус человека плохо реплицируется в нормальных и опухолевых тканях мышей, трудно определить нецелевые эффекты. У сирийских хомяков аденовирус человека реплицируется в нормальных и опухолевых тканях. В 2021 г. была разработана модель глиомы на сирийских хомяках, позволяющая репликацию онколитиче-ского аденовируса. Сирийские хомяки также используются для оценки онколитического вируса простого герпеса, реовируса и др. [30].
До недавнего времени существенным препятствием для более широкого использования хомяков в моделировании рака и других заболеваний человека по сравнению, например, с моделями на мышах было отсутствие возможности создания генетически модифицированных хомяков. С появлением технологии генной инженерии CRISPR/Cas9 стало возможно получать таких животных. Так, были созданы 3 модели нокаутных (КО) по генам TP53, KCNQ1 и IL2RG хомяков для изучения рака. TP53 представляет собой фактор транскрипции, который
участвует в ряде клеточных функций, имеющих решающее значение для подавления рака, включая регуляцию клеточного цикла, обнаружение повреждений ДНК, выявление и реакцию на окислительный стресс, апоптоз, старение. Показано, что не только у гомозиготных по TP53, но и гетерозиготных по TP53 нокаутных хомяков развивается широкий спектр раковых заболеваний начиная с 53-дневного возраста. У гомозиготных хомяков наиболее распространенными видами рака были лимфо-мы (29%), гемангиосаркомы (27%) и миелоид-ные лейкозы (21%) [28].
KCNQ1 представляет собой ген калиевого канала, который широко экспрессируется в тканях не только человека, но и грызунов. Мутации KCNQ1 у людей вызывают ряд патологий, включая сердечную аритмию, дефекты внутреннего уха и гиперплазию желудка. Кроме этого, показано, что KCNQ1 действует как ген-супрессор опухолей желудочно-кишечного тракта. У гомозиготных нокаутных по KCNQ1 хомяков наблюдались неврологические отклонения, включая дефекты внутреннего уха, покачивание головы. В целом, более чем у 85% гомозиготных хомяков развился рак, при этом средний возраст гибели животных составлял 150 дней. Четыре наиболее распространенных вида рака включали Т-клеточные лимфомы, опухоли плазматических клеток, гемангиосаркомы и миелопро-лиферативное заболевание, соответствующее миелоидному лейкозу [28].
IL2RG кодирует общую субъединицу гамма-цепи в рецепторах интерлейкина-2, которые регулируют функции множества цитокинов интерлейкина-1. У хомяков, нокаутных по гену IL2RG, наблюдаются серьезные дефекты развития лимфоцитов (значительное снижение количества CD4+ Т-клеток и CD8+ Т-клеток, В- и NK-клеток), что воспроизводит многие аспекты иммунодефицитных состояний человека [28].
Отмечено, что модели на хомячках характеризуются большим фенотипическим сходством с развитием заболевания у человека, чем модели с использованием нокаутных мышей [28].
Токсикология
Токсичность при однократном и многократном введении Токсикологические исследования включают изучение токсических свойств при однократном и многократном введении, определение генотоксичности, канцерогенности, репродуктивной и онтогенетической токсичности, оценку местной переносимости и другие токсикологические исследования (при необходимости).
Наиболее широко используемым в таких исследованиях видом грызунов являются крысы. Протоколы, используемые для крыс, в исследованиях токсичности при однократ-
ном (например, OECD TG 4201, OECD TG 4232, OECD TG 4253) и многократном (например, OECD TG 4074, OECD TG 4085) введении можно применять для хомяков.
Хомяки являются подходящей моделью для изучения орально-диспергируемых форм, которые применяются суббуккально и сублинг-вально. Крысы и мыши для этой цели не подходят из-за малого размера ротовой полости и невозможности фиксации препарата в ней. Хомяки имеют большие защечные мешки вместимостью до 18 г, что позволяет ввести исследуемый препарат в неизменном виде и в количестве, достаточном для регистрации токсических эффектов и местно-раздражающего действия. Целесообразность использования хомяков для тестирования орально-диспергируемых форм также обусловлена сходством гистологического строения щек у грызунов и человека [31].
Хомяки используются в исследованиях токсичности при ингаляционном и эндотрахе-альном введении. У хомяков реже возникают спонтанные опухоли органов дыхания и респираторные заболевания, а эпителий респираторных органов в большей степени похож на эпителий человека, чем у других лабораторных грызунов. Характеристики абсорбции альдегидов, озона и других раздражающих газов легкими хомяка аналогичны таковым у крыс и мышей. Из-за смешанного характера дыхания (в отличие от характера дыхания крысы через нос) хомяки используются для изучения эффектов ингаляционного поступления твердых частиц. В исследованиях сигаретного дыма определенные инбредные линии хомяков являются единственными лабораторными грызунами, у которых дым может вызвать рак. Было обнаружено, что воздействие фракций смолы или табачного дыма у хомяков способствует возникновению рака гортани, гистологически сходного с патологией, которая развивается у людей. По этим причинам хомяков используют для изучения токсичности сигаретного дыма и механизмов ее развития [3].
В то же время, как показали результаты исследований [3, 32], хомяки могут быть менее чувствительны к некоторым фармакологическим агентам, таким как барбитураты, морфин и колхицин. Пероральная LD50 колхицина для хомяка в 600 раз превышает смертельную дозу, известную для человека, а морфин при введении хомякам в высоких дозах не вызывает существенных фармакологических эффектов.
При выборе вида животных для токсикологических исследований необходимо принимать во внимание имеющиеся научные данные и учитывать профиль фармакологической активности лекарственного препарата, экспрессию ферментов 1-й фазы детоксикации, особенности фармакокинетики, а также планируемый способ применения и длительность клинического применения. Для ряда препаратов, особенно для определенных лекарственных форм (например, орально-диспергируемых), хомяки могут быть наиболее подходящим видом лабораторных животных для оценки токсических эффектов и местной переносимости.
Генотоксичность
Для оценки возможных генотоксических эффектов проводятся исследования in vitro и in vivo.
Хомяки в исследованиях генотоксичности примечательны тем, что для оценки генотоксических эффектов in vitro используются тесты на клеточных культурах, полученных от хомяков. Так, широко используется метод изучения генотоксичности на клетках яичника китайского хомячка (СНО) для оценки способности соединения индуцировать хромосомные аберрации. Исходно клетки CHO, используемые в этом анализе, были получены от китайского хомяка [3]. Культура клеток фибробластов легкого китайского хомяка V79 используется для изучения повреждающих ДНК эффектов соединений [33].
Для исследования генотоксичности in vivo выполняется два теста. В качестве первого может использоваться микроядерный тест на ге-мопоэтических клетках грызунов. Во втором анализе in vivo проводится оценка повреждения ДНК.
В случае необходимости оценки генотоксичности in vivo на хомяках с использованием одного или нескольких тестов исследования генотоксичности целесообразно проводить в рамках изучения токсических свойств. В этом случае возможен забор материала при эвтаназии. В качестве тестов для оценки возможных генотоксических свойств может быть использован анализ частоты образования микроядер в костном мозге или периферической крови, а также комет-тест, для проведения которого забирают образцы тканей от нескольких органов.
Канцерогенность
Исследования канцерогенных свойств новых лекарственных средств проводятся с целью выявления потенциального канцерогенно-
1 OECD Test No. 420. OECD GUIDELINE FOR THE TESTING OF CHEMICALS. Acute Oral Toxicity - Fixed Dose Procedure. 2001.
2 OECD Test No. 423. OECD GUIDELINE FOR THE TESTING OF CHEMICALS. Acute Oral Toxicity - Acute Toxic Class Method. 2001.
3 OECD Test No. 425. OECD GUIDELINE FOR THE TESTING OF CHEMICALS. Acute Oral Toxicity: Up-and-Down Procedure. Adopted: 16 October 2008 Corrected: 30 June 2022.
4 OECD Test No. 407 OECD GUIDELINE FOR THE TESTING OF CHEMICALS. Repeated Dose 28-Day Oral Toxicity Study in Rodents. Adopted: 3 October 2008.
5 OECD Test No. 408 OECD GUIDELINE FOR THE TESTING OF CHEMICALS. Repeated dose 90-day oral toxicity study in rodents Adopted: 25 June 2018.
го действия этого вещества у лабораторных животных и определения возможного риска для человека. Обычно исследования канцерогенных свойств проводят на мышах и/или крысах при многократном введении лекарственного средства на протяжении средней продолжительности жизни животного с регистрацией и последующим сравнением частоты развития новообразований в контрольной и экспериментальных группах67.
Хомяки являются очень подходящими животными для исследований канцерогенности из-за низкой частоты спонтанного развития опухолей. Частота спонтанных опухолей у сирийских хомяков ниже, чем у мышей или крыс, при этом хомяки очень восприимчивы к экспериментально индуцированному канцерогенезу.
У хомяков наиболее часто спонтанные опухоли обнаруживаются в коре надпочечников и кишечнике, затем по частоте встречаемости следуют опухоли лимфоретикулярной системы, эндометрия, эндокринной системы и яичников у возрастных самок. Доброкачественные опухоли обычно представляют собой аденомы коры надпочечников и полипы кишечного тракта. Лимфосаркомы являются наиболее распространенными злокачественными опухолями у сирийского хомяка. Опухоли гипофиза, легких, мочевого пузыря, печени и молочной железы у хомяков практически неизвестны, но они возникают спонтанно у возрастных крыс и мышей. Генетические дрейфы, наблюдаемые во многих колониях хомяков, могут влиять на частоту спонтанных опухолей как у крыс, так и у мышей [3].
Хомяков рекомендуют использовать для изучения канцерогенности ароматических аминов, полициклических углеводородов и других соединений, предположительно являющихся легочными канцерогенами [32, 34]. У собак карциномы мочевого пузыря, индуцированные ароматическими аминами, могут развиваться в течение 7 лет, а у хомяков могут вызывать новообразования менее чем за 1 год [3, 35].
Поскольку у хомяков по сравнению с другими видами лабораторных грызунов более низкая частота развития спонтанных новообразований, но при этом хомяки демонстрируют повышенную чувствительность к канцерогенам, в 80-х годах прошлого века обсуждалась целесообразность более широкого использования хомяков (взамен мышей) в регуляторных токсикологических исследованиях канцерогенности [36].
В то же время анализ доклинической оценки канцерогенности не показал существенных преимуществ хомяков при выявлении канцерогенных эффектов. Из 304 соединений, проанализированных IARC (International Agency for Research on Cancer, Международное агентство по изучению рака), 130 оказались канцерогенными как минимум для одного вида грызунов. Из этих 130 только 38 соединений были протестированы как на хомяках, так и на крысах, 35 — на хомяках и мышах, а 78 — на крысах и мышах. Из изученных на хомяках и крысах 84% соединений показали одинаковые результаты у обоих видов, 86% дали одинаковые результаты у мышей и хомяков, 90% показали аналогичные результаты у мышей и крыс. Исходя из этих данных, предполагается, что хомяки не более и не менее чувствительны к токсическим эффектам, чем другие виды грызунов, используемых в долгосрочных исследованиях [37].
Протоколы по изучению канцерогенности, используемые для исследований на крысах, можно использовать во время работы с хомяками. Кроме этого, необходимо принять во внимание, что частоту забора крови у хомяков следует свести к минимуму из-за плохого доступа к венам и большой их ломкости, также необходимо сократить продолжительность исследования (до 96 нед) из-за несколько более короткой продолжительности жизни хомяка [3].
Репродуктивная и онтогенетическая токсичность
Изучение репродуктивной токсичности включает оценку влияния тестируемого соединения на фертильность и раннее эмбриональное, эм-бриофетальное, пренатальное и постнатальное развитие, а также на развитие неполовозрелого потомства.
В исследованиях токсичности при многократном введении может быть проведена оценка репродуктивной системы у самцов и самок по результатам стандартного гистопатологиче-ского исследования органов репродуктивной системы. Такая оценка считается сопоставимой по чувствительности к выявлению токсического действия на репродуктивные органы животных со специальными исследованиями фертильности8.
Для большинства фармацевтических препаратов обычно подходит трехэтапный дизайн исследований репродуктивной токсичности, хотя можно комбинировать эти дизайны с целью сокращения количества используемых
6 ГОСТ Р 57146-2016 «Лекарственные средства для медицинского применения. Изучение канцерогенности лекарственных средств и вспомогательных веществ». [GOST R 57146-2016 "Lekarstvennye sredstva dlya meditsinskogo primeneniya. Izuchenie kantserogennosti lekarstvennykh sredstv i vspomogatel'nykh veshchestv". (In Russ.)].
7 ICH S1A Guideline on the need for carcinogenicity studies of pharmaceuticals.
8 Решение коллегии ЕЭК от 26.11.19 № 202 Об утверждении Руководства по доклиническим исследованиям безопасности в целях проведения клинических исследований и регистрации лекарственных препаратов. [Reshenie Kollegii EE'K ot 26.11.19 N. 202 Ob utverzhdenii Rukovodstva po doklinicheskim issledovaniyam bezopasnosti v celyax provedeniya klinicheskix issledovanij i registracii lekarstvennyx preparatov. (In Russ.)].
животных. Дизайны исследований по влиянию на фертильность и раннее эмбриональное развитие (FEED), эмбриофетальное (EFD) и пре-постнатальное (PPND), а также их комбинаций описаны в руководстве ICH S5(R3)9 (в приложении 1). При выборе дизайна (ов) исследования следует учитывать все имеющиеся фармакологические, токсикокинетические и токсикологические данные о препарате.
Самым распространенным биологическим видом при проведении исследований являются крысы в силу практичности, сравнимости с другими результатами, полученными для данного вида животных, и большой базы накопленных знаний по данному биологическому виду.
Хомяки также используются в исследованиях репродуктивной токсичности, так как представляют не менее удобную, чем крыса, модель благодаря таким факторам, как регулярность эстрального цикла самок, короткий период беременности, быстрое эмбриональное развитие и низкая частота спонтанных пороков развития. Половой зрелости самцы сирийских хомяков достигают в возрасте 6-7 нед, самки — в возрасте 4-6 нед. Продолжительность беременности у самок сирийского хомяка в возрасте 6 мес составляет 16 дней и в возрасте 1 год — 17 дней. Размер помета до 12 детенышей [3].
При исследовании на хомяках установлены тератогенные эффекты ряда соединений. Показано, что ретиноевая кислота (метаболит витамина А) вызывает тератогенные эффекты у хомяков. Другими тератогенами для хомяков являются циклофосфамид, динокап, гидрокортизон, колхицин, винкристин, винбластин, тяжелые металлы [3]. Эффекты талидомида, вероятно, зависят от вида/линии хомяков. Так, тератогенные эффекты талидомида были изучены в рамках одного сравнительного исследования (1964 г.) на крысах, мышах, хомяках и кроликах. У потомства самок кроликов, получавших талидомид во время беременности (50-300 мг/кг) наблюдали дозозависимое увеличение числа аномалий развития плода. У мышей, крыс и хомяков, получавших препарат в дозах 200 мг/кг (мыши) и 150 мг/кг (крысы и хомяки), значимого увеличения частоты развития аномалий плода по сравнению с контролем не выявили [38]. Однако приблизительно в это же время было обнаружено, что талидомид все же оказывает тератогенное воздействие на отдельные линии сирийского хомяка. Исследование проводили на 8 инбред-ных линиях. После спаривания самки получали талидомид в составе диеты. Достоверное по отношению к контролю увеличение частоты аномалий плода было обнаружено у 5 из 8 исследованных линий [39].
Тератогенные эффекты вальпроевой кислоты, которая вызывает пороки развития у челове-
ка, были выявлены в исследованиях на мышах и хомяках, но не были установлены в исследованиях на крысах, кроликах и нечеловекообразных приматах [40].
Имеющиеся данные позволяют рассматривать использование хомяков в качестве альтернативы кроликам.
Методы сбора биологических образцов
В целом, для хомяков применимы те же методы сбора биологических образцов, что и для других видов лабораторных грызунов (крыс, мышей).
Методы взятия крови
Отбор образцов крови из ретроорбитального синуса является методом выбора для сбора образцов крови у хомяка. Методология та же, что и для крыс. Можно использовать иглу 23G или капиллярные трубки. Таким образом можно получить образец объемом до 3 мл, но такой забор является терминальным. Объем повторных заборов ограничивается оптимальным для животного объемом 0,5 мл. Рекомендовано использование анестезии [3].
Пункция сердца. Кровь может быть забрана путем пункции сердца, проводимой под анестезией. Эта процедура у хомяков достаточно сложная, требующая наличия у персонала практического навыка. Сердце иногда бывает сложно найти или при пункции оно может «уходить» в сторону от иглы. Используют иглы диаметром 25 G, объем образца крови из сердца 1-2 мл. При проведении процедуры существует вероятность летального исхода, поэтому данную манипуляцию целесообразно планировать как терминальную.
Многократно кровь может быть забрана путем обрезки кончика хвоста (но не более 6 раз), из бедренной, яремной и большой подкожной вены [3]. Однако эти вены обладают большой вариативностью расположения, могут «уходить» в сторону от иглы и обладают большей ломкостью по сравнению с венами крыс и мышей.
Сбор мочи
Для хомяков применимы те же методы сбора мочи, как и для других грызунов (мышей, крыс).
Моча может быть собрана в метаболических клетках. Данный способ забора позволяет оценить суточный диурез. Хотя конструкция метаболической клетки позволяет разделять мочу и кал, при получении образца не исключено его загрязнение. Если для анализа требуется небольшое количество мочи, и/или необходим образец, лишенный загрязнений, может быть применен цистоцентез, метод, при котором для сбора мочи игла вкалывается непосред-
9 ICH S5(R3) Guideline on Detection of Reproductive and Developmental Toxicity for Human Pharmaceuticals. 2020.
ственно в мочевой пузырь. Процедура проводится под анестезией [3].
Объемы и способы введения В токсикологических исследованиях часто существует необходимость введения больших объемов лекарственного препарата для достижения требуемых доз. Введение больших объемов может быть затруднено на практике и вызвать неблагоприятные физиологические эффекты, ставящие под угрозу благополучие животных.
На сегодняшний день с точки зрения гуманных принципов обращения с животными используются такие понятия, как рекомендованный объем и максимальный объем для введения препаратов животным. Использование сведений о рекомендованных и максимальных объемах для введения лекарственных средств позволит более рационально подходить к вопросу разработки плана исследования, сводя к минимуму страдания животного [39].
В таблице 1 представлены рекомендуемые и максимальные объемы введения для хомяков [41-46].
Внутрижелудочное введение. Для введения животное захватывают за кожу шеи и спины. Внутрижелудочный зонд вводят в рот через межзубное пространство, зонд проводится по задней стенке глотки в пищевод до уровня желудка. Этот метод аналогичен процедуре, проводимой на мышах и крысах.
Суббуккальное (сублингвальное) введение. В исследованиях на животных необходимо использовать путь введения, аналогичный таковому в клинической практике. При изучении лекарственных форм, распадающихся в ротовой полости (орально-диспергируемые формы), введение в защечный мешок может рассматриваться как аналогичный введению суббуккально и сублингвально. Хомяки имеют большие защечные мешки, которые открываются на внутренней поверхности щек, что обеспечивает легко осуществимое, безболезненное и гуманное введение большого количества препарата без нарушения целостности лекарственной формы.
Введение препарата в защечные мешки проводят как с использованием анестезии, так и без нее, в зависимости от целей исследования и размера вводимых лекарственных форм и необходимой длительности воздействия. Наиболее целесообразно введение препарата в защечный мешок без использования шовного материала [31]. Для проведения процедуры без наркотизации животное фиксируют за кожу шеи и спины, помещают препарат непосредственно в защечный мешок. Перед введением защечные мешки животных освобождают от корма.
Подкожное введение. Животное фиксируют, захватывая за кожу шеи и спины, сильно оттянув складку кожи на спине сразу за головой.
Таблица 1.
Объемы препаратов для введения хомякам
Способ введения Рекомендованный (максимальный) объем введения
Энтерально (гаваж) 5 мл/кг (20 мл/кг)
Подкожно 1 мл/кг (5 мл/кг)
Интрадермально 0,05 мл/участок (0,1 мл/участок)
Внутримышечно 0,05 мл/участок (0,1 мл/участок)
Внутрибрюшинно 1 мл/кг (10 мл/кг)
Интраназально 30 мкл/носовой ход (50 мкл/носовой ход)
Внутривенно 1 мл/кг (5 мл/кг)
Эндотрахеально 0,13-0,3 мл/животное
Ректально 0,2 мл/животное (1,0 мл/животное)
Интравагинально 0,05 мл/животное (0,15 мл/животное)
При проведении процедуры можно располагать животное на решетке (крышка клетки). Иглу вводят под кожу в области шейной складки, направляя параллельно спине.
Внутрикожное введение. Сначала сбривают шерсть над желаемым местом инъекции. Животное фиксируют, иглу вводят в кожу всего на 1-2 мм. Если сопротивление резко уменьшается, значит игла прошла сквозь кожу. Необходимо вытянуть и снова ввести иглу. Если введение выполнено правильно, на коже видна небольшая папула.
Внутримышечное введение. Внутримышечные инъекции наиболее часто делают в мышцы задней и передней части бедра хомяка. Рекомендуется выполнение инъекции двумя сотрудниками, один из них фиксирует животное, захватывая за кожу шеи и спины, второй держит конечность и проводит инъекцию, удерживая четырехглавую мышцу между указательным и большим пальцем. Препарат вводят в мышечную массу.
Внутрибрюшинное введение. При внутрибрю-шинном введении хомяка фиксируют, захватывая за кожу шеи и спины. При неправильном введении существует риск попадания препарата в мочевой пузырь, кишечник и другие органы. Во избежание прокола органов брюшной полости, иглу вводят под углом 30°, немного левее средней линии. Для грызунов эту технику лучше всего выполнять, удерживая животных с наклоненной вниз головой [42].
Внутривенное введение. Для этой процедуры рекомендована наркотизация. Можно использовать бедренную, яремную и латеральную подкожную вены. Область инъекции необходимо освободить от шерсти, разрезать кожу, чтобы обнажить вену, а затем ввести иглу в вену и препарат.
Интравагинально, ректально. Обычно для ин-травагинального или ректального введения ис-
пользуются кремы, мази суппозитории или расплавы суппозиториев. Введение выполняется без анестезии. В случае невозможности использования готовой лекарственной формы животному, вследствие малых размеров тела, суппозитории предварительно расплавляют в термостате при температуре 38±2 °С в течение 10-15 мин. Вводят с использованием инсу-линового шприца без иглы или механического дозатора [46].
Интраназальное введение. В этом случае используют пипетки или механические одноканальные дозаторы. Также в качестве устройств для интраназального введения применяют внутривенный катетер без иглы и шприц Гамильтона. Перед введением, если необходимо, выполняют общую анестезию и фиксацию. При проведении манипуляции наконечник устройства подносят на расстояние 1-2 мм от носового хода, выдавливают каплю, далее капля под своей тяжестью капает в носовой ход. После попадания 1 капли, перед введением следующей, нужно делать паузу для предотвращения накапливания жидкости и ее проглатывания. Вставлять наконечник устройства в носовой ход животного или подносить слишком близко нельзя из-за возможной травматизации ходов, особенно при повторных введениях [47].
Эндотрахеальное введение. Хомякам, как и другим мелким лабораторным грызунам, можно осуществлять эндотрахеальное введение при помощи катетеров или специального эндотрахеального зонда, как правило, имеющего шариковый наконечник для предупреждения травматизации. Применение специальных эндотрахеальных зондов дает возможность более точно дозировать исследуемые вещества и вводить их в количестве, не приводящем к механической обструкции дыхательных путей. Также для проведения эндотрахеального введения могут применяться атравматические зонды для внутрижелудоч-ного введения с параметрами,аналогичными эндотрахеальным зондам. Самым простым и наименее инвазивным методом является введение эндотрахеального зонда через ротоглотку. Эндотрахеальное введение, как правило, проводится под общей анестезией, однако при достаточном опыте процедуру можно выполнять без наркотизации животного. В таком случае необходимо использовать местные анестетики [45].
Заключение
Хомяк является третьим наиболее часто используемым в биомедицинских исследованиях лабораторным животным после крыс и мышей. Благодаря наличию некоторых физиологических и биохимических особенностей хомяки — наиболее подходящий вид лабораторных грызунов для исследований метаболических
нарушений, инфекционных заболеваний, канцерогенеза. С появлением новых технологий стало возможно создавать генетически модифицированных хомяков, что существенно расширяет возможности применения этих животных для моделирования различных патологических состояний. Отмечено, что модели на хомячках характеризуются большим фено-типическим сходством с развитием заболевания у человека, чем модели с использованием нокаутных мышей.
В исследованиях токсичности хомяки являются подходящей моделью для изучения орально-диспергируемых форм, которые вводят в защечные мешки. Крысы и мыши для этой цели не подходят из-за малого размера ротовой полости и невозможности фиксации препарата в ней. Для ряда препаратов, особенно для определенных лекарственных форм (например, орально-диспергируемых), хомяки могут быть наиболее подходящим видом лабораторных животных для оценки токсических эффектов и местной переносимости.
Хомяки также используются в исследованиях токсичности с ингаляционным и эндотрахеальным введением. У хомяков реже возникают спонтанные опухоли органов дыхания и респираторные заболевания, а эпителий респираторных органов в большей степени похож на таковой человека, чем у других лабораторных грызунов.
При этом хомяки относительно просты в разведении и содержании. Протоколы токсикологических исследований, разработанные для крыс и мышей, могут быть применимы для исследований на хомяках с минимальными (при необходимости) изменениями.
СПИСОК ИСТОЧНИКОВ
1. Громов И.М., Ербаева М.А. Млекопитающие фауны России и сопредельных территорий. Зайцеобразные и грызуны. Санкт-Петербург: ЗИН РАН. 1995. 320 с. [Gromov I.M., Erbaeva M.A. Mlekopitayushchie fauny Rossii i sopredel'nykh territory. Zajceobraznye i gryzu-ny. Sankt-Peterburg: ZIN RAN. 1995. 320 p. (In Russ.)].
2. Виноградов B.C., Громов И.М. Краткий определитель грызунов фауны СССР. JL: Наука, 1984. 140 с. [Vinogradov B.C., Gromov I.M. Kratkij opredelitel' gryzunov fauny SSSR. JL: Nauka, 1984. 140 p. (In Russ.)].
3. Animal models in toxicology / Edited by S.C. Gad. 2nd ed. CRC Press, 2007. 933 p.
4. Wahl-Jensen V., Bollinger L., Safronetz D. et al. Use of the Syrian hamster as a new model of ebola virus disease and other viral hemorrhagic fevers // Viruses. 2012. Vol. 4. N. 12. P. 3754-3784. DOI: 10.3390/v4123754.
5. Liu G., Lai P., Guo J., Wang Y., Xian X. Genetically-engineered hamster models: applications and perspective in dyslipidemia and atherosclerosis-related cardiovascular disease // Medical Review. 2021. Vol. 1. N. 1. P. 92-110. DOI: 10.1515/mr-2021-0004.
6. Taghibiglou C., Rashid-Kolvear F., Van Iderstine S.C. et al. Hepatic very low density lipoprotein-ApoB overproduction is associated with attenuated hepatic insulin
signaling and overexpression of protein-tyrosine phosphatase 1.
7. Ohtani H., Hayashi K., Hirata Y. et al. Effects of dietary cholesterol and fatty acids on plasma cholesterol level and hepatic lipoprotein metabolism // J. Lipid Res. 1990. Vol. 31. N. 8. P. 1413-1422.
8. Li Z., Xiong C., Mo S. et al. Comprehensive transcriptome analyses of the fructose-fed Syrian Golden hamster liver provides novel insights into lipid metabolism // PLoS ONE. 2016. N. 11. P. e0162402. DOI: 10.1371/journaL. pone.0162402
9. Jové M., AyaLa V., Ramirez-Nunez O. et al. Lipidomic and metaboLomic analyses reveal potential plasma biomarkers of early atheromatous plaque formation in hamsters // Cardiovasc. Res. 2013. Vol. 97. N. 4. P. 642-652. DOI: 10.1093/cvr/cvs368.
10. Gerritsen G.C. The Chinese hamster as a model for the study of diabetes mellitus// Diabetes. 1982. Vol. 31. SuppL 1. Pt 2. P. 14-23. DOI: 10.2337/diab. 31.1.s14.
11. Wang P. R., Guo Q., IppoLito M. et al. High fat fed hamster, a unique animal model for treatment of diabetic dysLipidemia with peroxisome proLiferator activated receptor alpha selective agonists // Eur. J. Pharmaco.
12. Arora S., HaLdar C., Gupta S. Hamster as a model for diabetic study // International Journal of Research in Medical Sciences and Technology. (IJRMST) 2018. Vol. 6. P. 245-250.
13. Bhathena J., KuLamarva A., Martoni C. et al. Diet-induced metabolic hamster model of nonalcoholic fatty liver disease // Diabetes Metab. Syndr. Obes. 2011. Vol. 4. P. 195-203. DOI: 10.2147/DMSO.S18435.
14. Cope P.J., Ourradi K., Li Y., Sharif M. Models of osteoarthritis: the good, the bad and the promising // Osteoarthritis Cartilage. 2019. Vol. 27. N. 2. P. 230-239. DOI: 10.1016/j.joca.2018.09.016.
15. JuLkunen P., HaLmesmäki E.P., Iivarinen J. et al. Effects of growth and exercise on composition, structural maturation and appearance of osteoarthritis in articular cartilage of hamsters // J. Anat. 2010. Vol. 217. N. 3. P. 262-274. DOI: 10.1111/j.1469-7580.2010.01270.x.
16. PacieLLo O., Wojcik S., Gradoni L. et al. Syrian hamster infected with Leishmania infantum: a new experimental model for inflammatory myopathies // Muscle Nerve. 2010. Vol. 41. N. 3. P. 355-361. DOI: 10.1002/mus.21502.
17. Best E.L., Freeman J., Wilcox M.H. Models for the study of Clostridium difficile infection // Gut Microbes. 2012. Vol. 3. N. 2. P. 145-167. DOI: 10.4161/gmic.19526.
18. Hutton M.L., Mackin K.E., Chakravorty A., Lyras D. Small animal models for the study of Clostridium difficile disease pathogenesis // FEMS Microbiol Lett. 2014. Vol. 352. N. 2. P. 140-149. DOI: 10.1111/15746968.12367.
19. Haake D.A. Hamster model of Leptospirosis. Curr. Protoc // Microbiol. 2006. Chapter 12. Unit 12E.2. DOI: 10.1002/9780471729259.mc12e02s02.
20. Zivcec M., Safronetz D., Haddock E., FeLdmann H., Ebiha-ra H. Validation of assays to monitor immune responses in the Syrian golden hamster (Mesocricetus auratus) // J. Immunol. Methods. 2011. Vol. 368. P. 24-35.
21. Ebihara H., Zivcec M., Gardner D. et aL. A Syrian golden hamster model recapitulating eboLa hemorrhagic fe-
ver // J. Infect. Dis. 2013. Vol. 207. N. 2. P. 306-318. DOI: 10.1093/infdis/jis6.
22. Guillaume V., Wong K.T., Looi R.Y. et al. Acute Hendra virus infection: Analysis of the pathogenesis and passive antibody protection in the hamster model // Virology. 2009. Vol. 387. P. 459-465. DOI: 10.1016/ j.viroL2009.03.001.
23. Imai M., Iwatsuki-Horimoto K., Hatta M., Loeber S. et al. Syrian hamsters as a small animal model for SARS-CoV-2 infection and countermeasure development // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2020. Vol. 117. N. 28. P. 16587-16595. DOI: 10.1073/pnas.2009799117.
24. Sia S.F., Yan L.M., Chin A.W. H., Fung K. et al. Pathogenesis and transmission of SARS-CoV-2 in golden hamsters // Nature. 2020. Vol. 583. N. 7818. P. 834-838. DOI: 10.1038/s41586-020-2342-5.
25. de Melo G.D., Lazarini F., Levallois S., Hautefort C. et al. COVID-19-related anosmia is associated with viral persistence and inflammation in human olfactory epithelium and brain infection in hamsters // Sci. Transl. Med. 2021. Vol. 13. N. 596. P. eabf8396. DOI: 10.1126/ scitrans1med.abf8396.
26. Frere J.J., Serafini R.A., Pryce K.D., Zazhytska M. et al. SARS-CoV-2 infection in hamsters and humans results in lasting and unique systemic perturbations after recovery // Sci. Transi. Med. 2022. Vol. 14. N. 664. P. eabq3059. DOI: 10.1126/scitranslmed.abq3059.
27. Jin J., Guo L., VonTungeln L., Vanlandingham M., Cerniglia C.E., Chen H. Smokeless tobacco impacts oral microbiota in a Syrian Golden hamster cheek pouch carcinogenesis model // Anaerobe. 2018. Vol. 52. P. 29-42. DOI: 10.1016/j.anaerobe.2018.05.010.
28. Wang Z., Cormier R.T. Golden Syrian Hamster Models for Cancer Research // Cells. 2022. Vol. 11. N. 15. P. 2395. DOI: 10.3390/cells11152395.
29. Terasaki M., Nishizaka Y., Murase W., Kubota A. et al. Effect of Fucoxanthinol on Pancreatic Ductal Adenocarcinoma Cells from an N-Nitrosobis (2-oxopropyl) amine-initiated Syrian Golden Hamster Pancreatic Carcinogenesis Model // Cancer Genom. Proteom. 2021. Vol. 1. P. 407-423.
30. Jia Y., Wang Y., Dunmall L.S. C. et al. Syrian hamster as an ideal animal model for evaluation of cancer immunotherapy // Front. Immunol. 2023. Vol. 14. P. 1126969. DOI: 10.3389/fimmu.2023.1126969.
31. Калатанова А.В., Авдеева О.И., Макарова М.Н. и др. Использование защечных мешков хомяков при проведении доклинических исследований лекарственных средств, диспергируемых в полости рта // Фармация. 2016. Т. 65. № 7. С. 50-55. [Kalatanova A.V., Avdeeva O.I., Makarova M.N. et al. Ispol'zovanie zash-chechnykh meshkov khomyakov pri provedenii dok-linicheskikh issledovanij lekarstvennykh sredstv, dis-pergiruemykh v polosti rta // Farmaciya. 2016. Vol. 65. N. 7. P. 50-55. (In Russ.)].
32. Houchin O.B. Toxic Levels of Morphine for the Hamster // Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine. 1943. Vol. 54. N. 3. P. 339-340. DOI: 10.3181/00379727-54-14428.
33. Chaung W., Mi L.J., Boorstein R.J. The p53 status of Chinese hamster V79 cells frequently used for studies on DNA damage and DNA repair // Nucleic Acids Res. 1997. Vol. 25. N. 5. P. 992-994. DOI: 10.1093/nar/25.5.992.
34. Aufderheide M., Thiedemann K.U., Riebe M., Kohler M. Quantification of proliferative lesions in hamster lungs after chronic exposure to cadmium aerosols // Exp. Pathol. 1989. Vol. 37. N. 1-4. P. 259-263. DOI: 10.1016/s0232-1513(89)80064-7.
35. Witschi H., Wilson D.W., Plopper C.G. Modulation of N-nitrosodiethylamine-induced hamster lung tumors by ozone // Toxicology. 1993. Vol. 77. N. 1-2. Vol. 193202. DOI: 10.1016/0300-483x(93)90149-m.
36. Homburger F., Van Dongen C.G., Adams R.A., Soto E. Hamsters and Gerbils: Advantages and Disadvantages as Models in Toxicity Testing // Journal of the american college of toxicology 1985. Vol. 4. N. 1. P. 1-15.
37. Arnold D.L., Grice H.C. The use of the Syrian hamster in toxicology studies, with emphasis on carcinogenesis bioassay // Prog. Exp. Tumor Res. 1979. Vol. 24. P. 222234. DOI: 10.1159/000402099.
38. Fratta I.D., Sigg E.B., Maiorana K. Teratogenic effects of thalidomide in rabbits, rats, hamsters, and mice // Toxicol Appl. Pharmacol. 1965. Vol. 7. P. 268-286. DOI: 10.1016/0041-008x(65)90095-5.
39. Homburger F., Chaube S., Eppenberger M., Bogdonoff P.D., Nixon C.W. Susceptibility of certain inbred strains of hamsters to teratogenic effects of thalidomide // Toxicol Appl. Pharmacol. 1965. Vol. 7. N. 5. P. 686-693. DOI: 10.1016/0041-008x(65)90126-2.
40. Nau H. Species differences in pharmacokinetics and drug teratogenesis // Environ Health Perspect. 1986. Vol. 70. P. 113-129. DOI: 10.1289/ehp.8670113.
41. Рыбакова А.В., Макарова М.Н., Кухаренко А.Е., Ви-чаре A.C, Рюффер Ф-Р. Существующие требования и подходы к дозированию лекарственных средств лабораторным животным // Ведомости Научного центра экспертизы средств медицинского применения. 2018. Т. 8. № 4. С. 207-217. [Rybakova A.V., Ma-karova M.N., Kukharenko A.E., Vichare A.S, Ryuffer F-R. Sushchestvuyushchie trebovaniya i podkhody k do-zirovaniyu lekarstvennykh sredstv laboratornym zhi-votnym // Vedomosti Nauchnogo centra ehkspertizy sredstv medicinskogo primeneniya. 2018. Vol. 8. N. 4. P. 207-217. (In Russ.)].
42. Morton D.B., Jennings M., Buckwell A. et al. Joint Working Group on Refinement. Refining procedures for the administration of substances. Report of the BVAAWF/ FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refine-
ment. British Veterinary Association Animal Welfare Foundation/Fund for the Replacement of Animals in Medical Experiments/Royal Society for the Prevention of Cruelty to Animals/Universities Federation for Animal Welfare // Lab. Anim. 2001. Vol. 35. N. 1. P. 1-41. DOI: 10.1258/0023677011911345.
43. Turner P.V., Brabb T., Pekow C., Vasbinder M.A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider // J. Am. Assoc. Lab. Anim. Sci. 2011. Vol. 50. N. 5. P. 600-613.
44. Washington State University Institutional Animal Care and Use Committee Guideline 10: Drug and Chemical Administration.
45. Трофимец Е.И., Макарова М.Н., Кательникова А.Е., Крышень К.Л. Эндотрахеальный способ введения лекарственных средств лабораторным животным // Лабораторные животные для научных исследований. 2020. № 2. С. 65-75. [Trofimec E.I., Makarova M.N., Katel'nikova A.E., Kryshen' K.L. Ehndo-trakheal'nyj sposob vvedeniya lekarstvennykh sredstv laboratornym zhivotnym // Laboratornye zhivotnye dlya nauchnykh issledovanij. 2020. N. 2. P. 65-75. (In Russ.)]. DOI: 10.29296/2618723X-2020-02-08.
46. Чернышова А.В., Рощина Е.А., Алексеева Л.И., Кательникова А.Е., Макарова М.Н. Рекомендованные и максимально допустимые объемы для ректального и интравагинального введения лекарственных средств разным видам животных // Лабораторные животные для научных исследований. 2023. № 1. С. 40-51. [Chernyshova A.V., Roshchina E.A., Alekse-eva L.I., Katel'nikova A.E., Makarova M.N. Rekomen-dovannye i maksimal'no dopustimye ob'emy dlya rek-tal'nogo i intravaginal'nogo vvedeniya lekarstvennykh sredstv raznym vidam zhivotnykh // Laboratornye zhivotnye dlya nauchnykh issledovanij. 2023. N. 1. P. 4051. (In Russ.)]. DOI: 10.57034/2618723X-2023-01-04.
47. Кательникова А.Е., Крышень К.Л., Зуева А.А., Макарова М.Н. Интраназальное введение лекарственных средств лабораторным животным // Лабораторные животные для научных исследований. 2019. № 2. [Katel'nikova A.E., Kryshen' K.L., Zueva A.A., Makarova M.N. Intranazal'noe vvedenie lekarstvennykh sredstv laboratornym zhivotnym // Laboratornye zhivotnye dlya nauchnykh issledovanij. 2019. N. 2. (In Russ.)]. DOI: 10.29296/2618723X-2019-02-09.
Информация об авторах
М.Н. Макарова, доктор медицинских наук,
директор, makarova.mn@doclinika.ru,
https://orcid.org/0000-0003-3176-6386
В.Г. Макаров, доктор медицинских наук,
научный руководитель,
https://orcid.org/0000-0002-2447-7888
АО «НПО «ДОМ ФАРМАЦИИ», 188663, Россия, Ленинградская обл., Всеволжский район, г.п. Кузьмоловский, ул. Заводская, д. 3, к. 245.
Information about the authors M.N. Makarova, MD, Director, makarova.mn@doclinika.ru, https://orcid.org/0000-0003-3176-6386 V.G. Makarov, MD, Scientific director, https://orcid.org/0000-0002-2447-7888 Research and manufacturing company "Home of Pharmacy", 188663, Russia, Leningrad oblast, Vsevolozhskiy district, Kuzmolovskiy t.s., Zavodskaya st. 3-245.
Вклад авторов в написание статьи
М.Н. Макарова — поиск, обобщение данных литературы,написание и редактирование текста рукописи.
В.Г. Макаров — критический пересмотр текста и одобрение окончательного варианта рукописи для публикации.
Сведения о конфликте интересов В.Г. Макаров является главным редактором журнала «Лабораторные животные для научных исследований». М.Н. Макарова является членом редакционной коллегии журнала «Лабораторные животные для научных исследований».
Authors contribution
M.N. Makarova — search and consolidation of literature data, writing and editing of the text of the manuscript.
V.G. Makarov — critical review and approval
of the final version of the manuscript for publication.
Conflict of interest
V.G. Makarov is the Editor-in-Chief of Laboratory animals for science. M.N. Makarova is a member of the editorial board of Laboratory animals for science.
Дата поступления рукописи
в редакцию: 22.02.2024
Дата рецензии статьи: 18.04.2024
Дата принятия статьи к публикации: 13.05.2024
Received: 22.02.2024 Reviewed: 18.04.2024 Accepted for publication: 13.05.2024
