CC BY
48
Short communications
Краткие сообщения
Russian Journal of Infection and Immunity = Infektsiya i immunitet Инфекция и иммунитет
2017, vol. 7, no. 2, pp. 203-208 2017, Т. 7, № 2, с. 203-208
ИСПОЛЬЗОВАНИЕ АНТИГЕНСПЕЦИФИЧЕСКИХ КЛЕТОЧНЫХ ТЕСТОВ IN VITRO ДЛЯ ОЦЕНКИ ФОРМИРОВАНИЯ ПОСТВАКЦИНАЛЬНОГО ПРОТИВОЧУМНОГО ИММУНИТЕТА
А.Н. Куличенко, Н.В. Абзаева, С.Е. Гостищева, Е.Л. Ракитина, Д.Г. Пономаренко, М.В. Костюченко
ФКУЗ Ставропольский противочумный институт Роспотребнадзора, г. Ставрополь, Россия
Резюме. Изучена возможность оценки поствакцинального противочумного иммунитета с использованием анти-генстимулированных клеточных тестов in vitro и цитометрического анализа. Объект исследования — образцы крови 17 человек, иммунизированных накожно вакциной чумной живой из штамма Yersinia pestis EV. Взятие крови осуществляли: до вакцинации и после иммунизации на 7 и 21 сутки, через 3 и 6 месяцев. Интенсивность антиген-реактивности лимфоцитов выявляли в клеточных тестах in vitro, анализируя маркеры ранней (CD45+CD3+CD25+) и поздней (CD45+CD3+HLA-DR+) активации лимфоцитов с использованием проточной цитофлуориметрии. В качестве антигенов испытывали комплекс водорастворимых антигенов чумного микроба и аллерген — пестин ПП. Установлен высокий стимулирующий потенциал у комплекса водорастворимых антигенов Y. pestis. Показано, что коэффициент стимуляции относительного содержания Т-лимфоцитов, экспрессирующих рецепторы к IL-2, после вакцинации во все сроки наблюдения был положительный, при этом наибольших значений он достигал на 21 сутки (56,37%) и через 3 месяца (47,41%). При выявлении HLA-DR-позитивных лимфоцитов до вакцинации, на 7 и 21 сутки отмечается отрицательный коэффициент стимуляции, через 3 и 6 месяцев коэффициент стимуляции был положительный. Анализ динамики интенсивности экспрессии маркеров ранней и поздней активации лимфоцитов показал возможность и перспективу применения клеточных тестов in vitro для лабораторной оценки специфической реактивности клеточного иммунитета как на ранних (7 суток), так и поздних (6 месяцев) сроках после вакцинации. Полученные результаты могут быть основанием для разработки нового алгоритма оценки иммунологической эффективности вакцинации контингентов против чумы, основанного на выявлении маркеров активации лимфоцитов при стимуляции антигеном в условиях in vitro.
Ключевые слова: специфическая профилактика чумы, клеточный иммунитет, оценка эффективности вакцинации, маркеры активации лимфоцитов, антигены Yersinia pestis, коэффициент стимуляции.
THE ANTIGEN-SPECIFIC CELL IN VITRO TESTS FOR POST-VACCINATION ANTIPLAGUE IMMUNITY FORMATION
Kulichenko A.N., Abzaeva N.V., Gostischeva S.E., Rakitina E.L., Ponomarenko D.G., Kostuchenko M.V.
Stavropol Plague Control Research Institute, Stavropol, Russian Federation
Abstract. The possibility of post-vaccination anti-plague immunity evaluation was researched using antigen-stimulated cells tests in vitro and cytometry analysis. The object of study — the blood samples of 17 people immunised by the live
Адрес для переписки:
Гостищева Светлана Евгеньевна
355035, Россия, г. Ставрополь, ул. Советская, 13-15,
ФКУЗ Ставропольский научно-исследовательский
противочумный институт Роспотребнадзора.
Тел./факс: +7 (8652) 26-20-50 (служебн.).
E-mail: [email protected]
Библиографическое описание:
Куличенко А.Н., Абзаева Н.В., Гостищева С.Е., Ракитина Е.Л., Пономаренко Д.Г., Костюченко М.В. Использование антигенспецифических клеточных тестов in vitro для оценки формирования поствакцинального противочумного иммунитета // Инфекция и иммунитет. 2017. Т. 7, № 2. С. 203-208. doi: 10.15789/2220-7619-2017-2-203-208
© Куличенко А.Н. и соавт., 2017
Contacts:
Svetlana E. Gostischeva
355035, Russian Federation, Stavropol, Sovietskya str., 13-15, Stavropol Plague Control Research Institute. Phone/fax: +7 (8652) 26-20-50 (office). E-mail: [email protected]
Citation:
Kulichenko A.N., Abzaeva N.V., Gostischeva S.E., Rakitina E.L., Ponomarenko D.G., Kostuchenko M.V. Using the antigen-specific cell in vitro tests to assess the formation of post-vaccination immunity antiplague // Russian Journal of Infection and Immunity = Infektsiya i immunitet, 2017, vol. 7, no. 2, pp. 203-208. doi: 10.15789/2220-7619-2017-2-203-208
DOI: http://dx.doi.org/10.15789/2220-7619-2017-2-203-208
plague vaccine (Yersinia pestis EV) epicutaneously. Blood taking was carried out before vaccination and after immunisation on 7 and on 21 days, in 3 and in 6 months. Intensity antigen reactivity of lymphocytes was detected by cell tests in vitro, analysing markers of early (CD45+CD3+CD25+) and late (CD45+CD3+HLA-DR+) lymphocyte activation using flow cytometry. The complex of water-soluble Y. pestis antigens and allergen — pestin PP was tested as antigen. The high stimulating potential was defined of the water-soluble antigens Y. pestis complex. It is shown that coefficient of stimulation of relative level T- lymphocytes which express receptors for IL-2 was positive for all observation times after immunisation. The coefficient of stimulation had maximum values at 21 days (56.37%) and at 3 (47.41%) months. In identifying HLA-DR-positive lymphocytes before vaccination, the negative coefficient of stimulation was indicated on 7 and 21 days and the positive coefficient of stimulation was indicated at 3 and at 6 months. Analysis of intensity expression of early and late lymphocyte activation markers dynamics showed the possibility and prospect of application of cellular in vitro tests for the laboratory evaluation of specific reactivity of cellular immunity in both the early (7 days) and late (6 months) periods after vaccination. The results can be the basis for developing a new algorithm for assessment of immunological effectiveness of vaccination people against plague. It is the algorithm based on the identification of lymphocyte activation markers by antigen stimulation in conditions in vitro.
Key words: specific plague prevention, cellular immunity, evaluation of the effectiveness of vaccination, lymphocyte activation markers, Yersinia pestis antigens, stimulating coefficient.
В последние годы в Российской Федерации сохраняется нестабильная эпизоотологическая ситуация в природных очагах чумы, при этом наиболее сложная эпидемиологическая обстановка сложилась на территории Горно-Алтайского высокогорного природного очага, где в 2014, 2015 и 2016 гг. зарегистрированы случаи заболевания чумой человека. Заболевший чумой в августе 2015 г. человек был привит против чумы (в апреле 2015 г.) [2, 8, 10]. Данный факт актуализирует проблему оценки иммунологической и эпидемиологической эффективности мероприятий по специфической профилактике чумы, важнейший аспект которой — определение сроков формирования и сохранения поствакцинального иммунитета у вакцинированного контингента. Нормативная база федерального уровня, регламентирующая оценку уровня противочумного иммунитета у людей, к настоящему времени отсутствует.
В лабораторной практике используется метод определения эффективности иммунизации против чумы по показателям поствакцинальных титров антител к чумного микроба. Однако имеются данные, что лишь у 35—80% иммунизированного против чумы контингента формируется поствакцинальная сероконверсия [7].
Учитывая ведущую роль клеточного иммунитета в образовании и реализации противочумного иммунитета, серологические реакции только косвенно могут указывать на наличие или отсутствие специфической резистентности организма к чуме [2, 11, 12, 13].
В 70-80-е гг. прошлого столетия было установлено, что кожно-аллергическая реакция на антигены чумного микроба может служить объективным показателем развития иммунитета организма к инфекции. Кожный аллерголо-гический тест опосредован реакцией гиперчувствительности замедленного типа, реализуемой СВ4+ лимфоцитами 1-го типа и их цитокинами, соответственно он отражает специфическую активность клеточного иммунитета [3, 5, 6, 13].
Несмотря на достаточно высокую специфичность (более 90%) кожно-аллергических реакций для определения поствакцинального иммунитета к чуме, тесты in vivo широкого внедрения так и не получили. Основной причиной этого стал высокий риск формирования общих и местных побочных реакций на парентеральное введение аллергена.
Бесперспективность инвазивных методов оценки клеточного противочумного иммунитета определила актуальность дальнейших исследований, которые были направлены на поиск информативных иммунологических маркеров, позволяющих in vitro определить их наличие и уровень активности. С этой целью для исследования поствакцинального противочумного иммунитета был рекомендован тест повреждения нейтрофилов (ППН), основу которого составляла оценка амебоидной активности и повреждаемости нейтрофилов крови сенсибилизированных лиц после взаимодействия со специфическим аллергеном. Предпринимались попытки выявлять противочумный иммунитет в реакции дегрануляции гранулоцитов под влиянием аллергена чумного микроба (микробного пестина). Для определения антигенре-активности сенсибилизированных лимфоцитов также использовали показатели пролифератив-ной, цитокинпродуцирующей активности, экспрессии активационных молекул при контакте с основными антигенами Yersinia pestis (капсуль-ный антиген, мышиный токсин, ЛПС, ОСА, пе-стин) [4, 7, 11].
Несмотря на многочисленные исследования в данной области, метод количественной оценки клеточного противочумного иммунитета, который бы четко коррелировал с формированием специфического иммунитета к возбудителю чумы, так и не предложен.
Таким образом, совершенствование методов лабораторной оценки эффективности специфической профилактики чумы — актуальная задача, решение которой позволит разработать
эффективный инструмент иммунологического мониторинга контингентов профессионального риска, подлежащих вакцинации.
Цель исследований — изучение возможности оценки поствакцинального противочумного иммунитета с использованием антиген-стиму-лированных клеточных тестов in vitro и технологии цитометрического анализа.
Материалы и методы
Объект исследования — образцы крови 17 человек, иммунизированных накожно вакциной чумной живой из штамма Yersinia pestis EV линии НИИЭГ. Обследуемый контингент подлежал ежегодной иммунизации против чумы по эпидемическим показаниям. Взятие крови осуществляли в следующие сроки: до вакцинации, на 7 и 21 сутки, через 3 и 6 месяцев (срок наблюдения) после иммунизации.
Интенсивность антигенреактивности лимфоцитов выявляли в клеточных тестах in vitro, анализируя маркеры ранней (CD45+CD3+CD25+) и поздней (CD45+CD3+HLA-DR+) активации лимфоцитов с использованием конъюгирован-ных с флуорохромами моноклональных антител (Beckman Coulter, США).
Коэффициент стимуляции (КС) рассчитывали по формуле [4]: КС = (C-D)/C х 100, где КС — коэффициент стимуляции лимфоцитов в условиях in vitro (в %); С — относительный (абсолютный) уровень содержания в крови популяций (субпопуляций) лимфоцитов в опытной пробе; D — относительный (абсолютный) уровень в крови популяций (субпопуляций) лимфоцитов в контрольной пробе.
В качестве антигенов использовали комплекс водорастворимых антигенов чумного микроба (ВрАг), приготовленный по методике Е.Н. Афанасьева [1] и аллерген — пестин ПП, полученный по методу, предложенному Т.М. Тараненко [9]. В контрольной пробе с целью выявления возможной спонтанной активации лимфоцитов, клетки обрабатывали стерильным 0,9% изотоническим раствором натрия хлорида.
Статистический анализ проводили с использованием пакета прикладных программ Statisti-ca 6.0. Для выявления статистической значимости различий результатов использовали t-критерий Стьюдента. Различия считались достоверными при р < 0,05.
Результаты
Антиген CD25 — высокоаффинный рецептор интерлейкина 2 (IL-2Ra), который экспрессиру-ется активированными Т-лимфоцитами, в меньшей степени B-клетками. Наличие на поверхности лимфоцитов CD25 указывает на их раннюю
активацию, основная часть не активированных Т-клеток иммунологической памяти у человека конститутивно экспрессирует CD25.
Анализ количества CD25-позитивных лимфоцитов у обследуемых до вакцинации, вне зависимости от применяемого антигена, свидетельствовал об отсутствии статистически достоверной разницы значений показателя в группах сравнения. Так, при инкубации с 0,9% раствором натрия хлорида количество CD45+CD3+CD25+ лимфоцитов в среднем составило — 12,12+1,22%, при in vitro активации ВрАг вакцинного штамма Y. pestis EV — 14,15+1,04%, при стимуляции пес-тином — 14,90+0,97%.
Во все периоды обследования спонтанной активации лимфоцитов не зафиксировано. Количество лимфоцитов, экспрессирующих маркеры ранней активации при воздействии 0,9% раствором натрия хлорида на 7, 21 сутки через 3 и 6 месяцев после иммунизации в среднем фоновый уровень составил 12,94+1,58%.
При активации клеток ВрАг уже на 7 сутки отмечается статистически достоверное повышение (на 46,7%) интенсивности экспрессии лимфоцитами рецептора к IL-2Ra (CD25) до 19,39+2,19% (р < 0,05). К 21 суткам исследуемый показатель имел двукратное увеличение, по сравнению с значением до вакцинации, составив в среднем 27,92+1,82% (р < 0,05). Через 3 и 6 месяцев после введения вакцины наблюдалась тенденция к снижению количества CD25-позитивных лимфоцитов относительно предыдущего срока обследования, в среднем до 24,30+1,88% и 22,72+2,75% (p < 0,05), при этом количество специфически активированных лимфоцитов в сравнении с контрольными данными остается выше на 90,1 и 66,4% соответственно.
Анализ применения аллергена пестина для специфической активации лимфоцитов в условиях in vitro показал, что во все периоды исследования — на 7, 21 сутки и через 3 и 6 месяцев после иммунизации количество CD45+CD3+CD25+ лимфоцитов не имело статистически значимой разницы в сравнении с аналогичными данными контроля, составив в среднем 16,60+0,78, 11,96+1,57, 14,23+1,21 и 13,15+1,64% соответственно (табл. 1).
По данным современной литературы, экспрессия лимфоцитами антигена DR главного комплекса гистосовместимости II класса ассоциирована с поздней и длительной активацией лимфоцитов. HLA-DR+ лимфоциты длительно циркулируют в кровотоке, отражая активированное состояние иммунной системы.
Интенсивность экспрессии HLA-DR лимфоцитами у обследуемых до вакцинации при инкубации с изотоническим раствором и стимуляции специфическими антигенами Y. pestis составила: 0,9% раствором натрия хлорида — 23,02+2,48%, ВрАг — 22,44+2,31%, пестином — 20,36+1,86%, при этом количественные различия статистически не значимы.
Таблица 1. Количество специфически активированных Т-лимфоцитов (CD25+), %
Table 1. Quantity of specifically activated Т-lymphocytes (CD25+), %
Сроки обследования Terms of inspection Стимулирующий антиген Stimulating antigen Контроль (0,9% р-р NaCl) Control (0,9% solution of NaCl)
ВрАг WsAg Пестин Pestin
До вакцинации Before vaccination 14,15±1,04 14,90±0,97 12,12±1,22
Через 7 сут после вакцинации 7 days after vaccination 19,39±2,19 16,60±0,78 13,18±1,47
Через 21 сут после вакцинации 21 days after vaccination 27,92±1,82 11,96±1,57 12,18±1,38
Через 3 мес после вакцинации 3 months after vaccination 24,30±1,88 14,23±1,21 12,78±1,10
Через 6 мес после вакцинации 6 months after vaccination 22,72±2,75 13,15±1,64 13,64±1,72
Во все сроки исследования спонтанного усиления экспрессии лимфоцитами антигена DR не установлено. На 7, 21 сутки и через 3 и 6 месяцев после иммунизации количество HLA-DR+ лимфоцитов после инкубации с 0,9% раствором натрия хлорида (контроль) составило 16,99+0,91, 29,05+2,81, 27,32+2,98 и 16,50+1,63% соответственно.
При активации лимфоцитов in vitro ВрАг на 7, 21 сутки и через 3 месяца после вакцинации не выявлено статистически значимой разницы в значениях интенсивности экспрессии маркера поздней активации в сравнении с контролем. Так, на 7 сутки количество HLA-DR+ лимфоцитов составило в среднем 15,82+1,35%, на 21 сутки — 28,45+1,92%, а через 3 месяца — 27,81+2,56%. Однако при обследовании вакцинированных через 6 месяцев после иммунизации установлено достоверное повышение интенсивности экспрессии антигена DR на 42,1% составившее в среднем 23,45+2,71% (р < 0,05), при этом у двух вакцинированных (11,8%) этот показатель был выше контрольных значений в 2 раза.
При анализе интенсивности экспрессии рецептора HLA-DR лимфоцитами при стимуляции пестином статистически достоверных различий по сравнению с контрольными значениями во все сроки обследования не выявлено (табл. 2).
Анализ стимулирующего потенциала комплекса водорастворимых антигенов Y. pestis относительно активации сенсибилизированных лимфоцитов в условиях in vitro показал, что коэффициент стимуляции относительного содержания лимфоцитов, экспрессирующих маркеры CD45+CD3+CD25+ во все сроки наблюдения был положительный, при этом наибольших значений он достигал на 21 сутки (56,37%) и через 3 месяца (47,41%) после иммунизации. При выявлении CD45+CD3+HLA-DR+ клеток до вакцинации, на 7 и 21 сутки отмечаются отрицательные коэффициенты стимуляции, затем через 3 и 6 месяцев коэффициент стимуляции становится положительный (рис.).
Таким образом, наибольшим стимулирующим потенциалом in vitro в отношении иммунных лимфоцитов обладает комплекс водорас-
Таблица 2. Количество специфически активированных Т-лимфоцитов (HLA-DR+), %
Table 2. Number of specifically activated Т-lymphocytes (HLA-DR+), %
Сроки обследования Terms of inspection Стимулирующий антиген Stimulating antigen Контроль (0,9% р-р NaCl) Control (0,9% solution of NaCl)
ВрАг WsAg Пестин Pestin
До вакцинации Before vaccination 22,44±2,31 20,36±1,86 23,02±2,48
Через 7 сут после вакцинации 7 days after vaccination 15,82±1,35 18,88±4,31 16,99±0,91
Через 21 сут после вакцинации 21 days after vaccination 28,45±1,92 31,01±2,81 29,05±2,81
Через 3 мес после вакцинации 3 months after vaccination 27,81±2,56 30,44±3,11 27,32±2,98
Через 6 мес после вакцинации 6 months after vaccination 23,45±2,71 15,60±1,81 16,50±1,63
творимых антигенов Y. pestis, при этом максимум клеточной антигенспецифической активности (по маркеру CD25) приходится на 21 сутки после введения вакцины.
Динамика интенсивности экспрессии маркеров ранней и поздней активации лимфоцитов показала возможность и перспективу применения описанного методического подхода для лабораторной оценки формирования поствакцинального иммунитета (или фактической приви-тости) у вакцинированных на ранних (7 суток) и поздних (6 месяцев) сроках после вакцинации. При этом наиболее информативным показателем активности клеточного адаптивного иммунитета против возбудителя чумы можно считать антиген-стимулированную экспрессию Т-лимфоцитами маркера CD25 (рецептор к IL-2).
С учетом ключевой роли клеточного иммунитета при чуме, использование антиген-стимулиро-ванных клеточных тестов in vitro и технологии ци-тометрического анализа открывает возможность количественно определять поствакцинальную специфическую антигенреактивность лимфоцитов в отношении Y. pestis. Полученные результаты могут быть основанием для разработки нового метода количественной оценки иммунологической эффективности вакцинации против чумы по эпидемиологическим показаниям, основанного на выявлении маркеров активации лимфоцитов при стимуляции специфическим антигеном.
Список литературы/References
1. Афанасьев Е.Н., Таран И.Ф., Тюменцева И.С. Антигенная структура бруцелл. Сообщение I. Сравнительная оценка методов выделения водорастворимых антигенов бруцелл. Ставрополь, 1986. 16 с. [Afanasiev E.N., Taran I.F., Tyumen-tseva I.S. Antigennaya struktura brutsell. Soobshchenie I. Sravnitel'naya otsenka metodov vydeleniya vodorastvorimykh antigenov brutsell [Antigenic structure of Brucella. Report I. Comparative evaluation of methods for the isolation of Brucella water-soluble antigens]. Stavropol, 1986. 16p.]
2. Балахонов С.В. Случай заболевания человека чумой в Кош-Агачском районе Республики Алтай в 2015 г. Сообщение 1. Клинико-эпидемиологические и эпизоотологические аспекты // Проблемы особо опасных инфекций. 2016. № 1. С. 55—60. [Balakhonov S.V. The case of human plague in Kosh-Agach district of the Altai Republic in 2015. Report 1. Clinical, epidemiological and epizootological aspects. Problemy osobo opasnykh infektsiy = Problems of Particularly Dangerous Infections, 2016. no. 1, pp. 55-60. (In Russ.)]
3. Белобородов Р.А., Тараненко Т.М., Бахрах Е.Э., Муравьева Н.К., Дудкова В.К. Эффективность компонентов пестина ПП при определении корреляции аллергической реактивности и приобретенной резистентности к чуме // Проблемы особо опасных инфекций. 1974. № 6 (40). С. 51—54. [Beloborodov R.A., Taranenko T.M., Bachrach E.E., Muravieva N.K., Dudkova V.K. Efficiency pestina PP components in determining the correlation of allergic reactivity and acquired resistance to the plague. Problemy osobo opasnykh infektsiy = Problems of Particularly Dangerous Infections, 1974, no. 6 (40), pp. 51-54. (In Russ.)]
4. Богачева Н.В., Крючков А.В., Дармов И.В., Воробьев К.А., Печенкин Д.В., Елагин Г.Д., Колесников Д.П. Экспериментальная оценка методом проточной цитофлюорометрии уровня клеточной иммунологической памяти у лиц, вакцинированных против чумы и сибирской язвы // Клиническая лабораторная диагностика. 2013. № 11. С. 48—53. [Bogacheva N.V., Kryuchkov A.V., Darmov I.V., Vorobiev K.A., Petchenkin D.V., Elagin G.D., Kolesnikov D.P. Experimental evaluation using flow cytofluorometry level cell immunological memory in individuals vaccinated against plague and anthrax. Klinicheskaya laboratornaya diagnostika = Clinical Laboratory Diagnostics, 2013, no. 11, pp. 48-53. (In Russ.)]
5. Коробкова Е.И. Живая противочумная вакцина. М.: Медгиз, 1956. 205 с. [Korobkova E.I. Zhivaya protivochumnaya vak-tsina [Live plague vaccine]. M.: Medgiz, 1956. 205p.]
6. Кравцов А.Л., Шмелькова Т.П., Щуковская Т.Н. Влияние противочумной вакцинации на функциональную активность клеток врожденного иммунитета человека // Проблемы особо опасных инфекций. 2011. № 107. С. 77—80. [Kravtsov A.L., Shmelkova T.P., Schukovskaya T.N. Effect of anti-plague vaccination in the functional activity of the human innate immune cells. Problemy osobo opasnykh infektsiy = Problems of Particularly Dangerous Infections, 2011, no. 107, pp. 77-80. (In Russ.)]
7. Ляпина А.М., Федорова В.А., Хижнякова М.А., Телепнев М.В., Мотин В.Л. Рекомбинантные полипептиды как биомаркеры оценки иммунологической эффективности вакцинации живой чумной вакциной у людей // Медицинский
60 50 40 30 20 10 О -10 -20
у^6,37
31,85/ 39,96
/ '29,64
14,35 1,76
-2,25 -2,11
__
до вакцинации ч/з 7 сут. ч/з 21 сут. ч/эЗмес. ч/збмес.
before 7 days after 21 days after 3 months after 6 months after vaccination
CD45*CD3*CD25*
CD45+CD3+HLA-DR+
Рисунок. Динамика значений КС лимфоцитов крови людей, вакцинированных против чумы, при in vitro активации ВрАг
Figure. Blood lymphocytes CS values dynamics in vaccinated against plague patients, with in vitro activation of WsAg
В плане продолжения исследований — определение динамики изменения изученных показателей и коэффициента стимуляции в более поздние сроки (до 1 года).
академический журнал. 2012. Т. 12, № 3. С. 85—87. [Lyapina A.M., Fedorova V.A., Khizhnyakova M.A., Telepnev M.V., Motin V.L. Recombinant polypeptide biomarkers assess immunological effectiveness of vaccination of live plague vaccine in humans. Meditsinskii akademicheskii zhurnal = Medical Academical Journal, 2012, vol. 12, no. 3, pp. 85—87. (In Russ.)]
8. Попова А.Ю., Кутырев В.В., Балахонов С.В., Ежлова Е.Б., Демина Ю.В., Пакскина Н.Д., Щучинов Л.В., Попов Н.В., Косилко С.А., Дубровина В.И., Корзунов В.М., Михайлов Е.П., Мищенкова А.И., Денисов А.В., Рождественский Е.Н., Бугоркова С.А., Ерошенко Г.А., Краснов Я.М., Топорков В.П., Лудский А.А., Раздорский А.С., Матросов А.Н., Пор-шаков А.М., Лопатин А.А., Щербакова С.А. Координация мероприятий противочумных учреждений Роспотребнад-зора по оздоровлению Горно-Алтайского высокогорного природного очага чумы в 2016 г. // Проблемы особо опасных инфекций. 2016. № 4. С. 5-10. [Popova A.Yu., Kutyrev V.V., Balakhonov S.V., Ezhlova E.B., Demina Yu.V., Pakskina N.D., Shchuchinov L.V., Popov N.V., Kosilko S.A., Dubrovina V.I., Korzunov V.M., Mikhailov E.P., Mishchenkova A.I., Denisov A.V., Rozhdestvenskii E.N., Bugorkova S.A., Eroshenko G.A., Krasnov Ya.M., Toporkov V.P., Ludskii A.A., Razdorskii A.S., Mat-rosov A.N., Porshakov A.M., Lopatin A.A., Shcherbakova S.A. Coordination of measures of plague control instituons, aimed at rehabilitation and sanitation of Gorno-Altai high-mountain natural plague focus in 2016. Problemy osobo opasnykh infektsiy = Problems of Particularly Dangerous Infections, 2016, no. 4, pp. 5—10. (In Russ.)]
9. Тараненко Т.М. Изучение химического состава аллергена пестина ПП. Исследование пестина методом электрофореза // Проблемы особо опасных инфекций. 1968. № 2. С. 154-157. [Taranenko Т.М. Study of the chemical composition of the allergen Pestin PP. Pestin study by electrophoresis. Problemy osobo opasnykh infektsiy = Problems of Particularly Dangerous Infections, 1968, no. 2, pp. 154—157. (In Russ.)]
10. Фирстова В.В., Бахтеева И.В., Титарева Г.М., Зырина Е.В., Иванов С.А., Киселева Н.В., Копылов П.Х., Анисимов А.П., Дятлов И.А. Определение экспрессии маркера ранней активации CD69 на лимфоцитах иммунных мышей после стимуляции их антигенами чумного микроба // Проблемы особо опасных инфекций. 2010. № 103. С. 56-59. [Firstova V.V., Bakhteeva I.V., Titareva G.M., Zyrina E.V., Ivanov S.A., Kiseleva N.V., Kopylov P.Kh., Anisimov A.P., Dyatlov I.A. Determination of CD69 expression of the early activation marker on the lymphocytes of the immune mice after stimulation with antigens of plague microbe. Problemy osobo opasnykh infektsiy = Problems of Particularly Dangerous Infections, 2010, no. 103, pp. 56-59. (In Russ.)]
11. Do Y., Didierlaurent A.M., Ryu S., Koh H., Park C.G., Park S., Perlin D.S., Powell B.S., Steinman R.M. Induction of pulmonary mucosal immune responses with a proteinvaccine targeted to the DEC-205/CD205 receptor. Vaccine, 2012, no. 30 (45), pp. 63596367. doi: 10.1016/j.vaccine.2012.08.051
12. Philipovskiy A.V., Smiley S.T. Vaccination with live Yersinia pestis primes CD4 and CD8 T cells that synergistically protect against lethal pulmonary Y. pestis infection. Infection and Immunity, 2007, vol. 75, no. 2, pp. 878-885. doi: 10.1128/IAI.01529-06
13. Rajan T.V. The Gell-Coombs classification of hypersensitivity reactions: a re-interpretation. Trends Immunol., 2003, vol. 24, no. 7, pp. 376-379. doi: 10.1016/S1471-4906(03)00142-X
Авторы:
Куличенко А.Н., член-корреспондент РАН, д.м.н., профессор, директор ФКУЗ Ставропольский научно-исследовательский противочумный институт Роспотребнадзора, Ставрополь, Россия;
Абзаева Н.В., к.б.н., зав. научно-производственной лабораторией чумных вакцин ФКУЗ Ставропольский научно-исследовательский противочумный институт Роспотребнадзора, Ставрополь, Россия; Гостищева С.Е., научный сотрудник научно-производственной лаборатории чумных вакцин ФКУЗ Ставропольский научно-исследовательский противочумный институт Роспотребнадзора, Ставрополь, Россия; Ракитина Е.Л., к.м.н., ведущий научный сотрудник сектора иммунологии и патоморфологии особо опасных инфекционных заболеваний лаборатории бруцеллеза ФКУЗ Ставропольский научно-исследовательский противочумный институт Роспотребнадзора, Ставрополь, Россия; Пономаренко Д.Г., к.б.н., зав. лабораторией бруцеллеза ФКУЗ Ставропольский научно-исследовательский противочумный институт Роспотребнадзора, Ставрополь, Россия; Костюченко М.В., научный сотрудник сектора иммунологии и патоморфологии особо опасных инфекционных заболеваний лаборатории бруцеллеза ФКУЗ Ставропольский научно-исследовательский противочумный институт Роспотребнадзора, Ставрополь, Россия.
Поступила в редакцию 03.04.2017 Принята к печати 20.04.2017
Authors:
Kulichenko A.N., RAS Corresponding Member, PhD, MD (Medicine), Professor, Director of the Stavropol Plague Control Research Institute of Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing, Stavropol, Russian Federation; Abzaeva N.V., PhD (Biology), Head of the Laboratory of Plague Vaccine Research and Production, Stavropol Plague Control Research Institute of Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing, Stavropol, Russian Federation; Gostischeva S.E., Researcher, Laboratory of Plague Vaccine Research and Production, Stavropol Plague Control Research Institute of Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing, Stavropol, Russian Federation; Rakitina E.L., PhD (Medicine), Leading Researcher, Department of Clinical Immunology and Pathomorphology of Especially Dangerous Infectious Diseases, Laboratory of Brucellosis, Stavropol Plague Control Research Institute of Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing, Stavropol, Russian Federation;
Ponomarenko D.G., PhD (Biology), Head of the Laboratory of Brucellosis, Stavropol Plague Control Research Institute of Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing, Stavropol, Russian Federation; Kostuchenko M.V., Researcher, Department of Clinical Immunology and Pathomorphology of Especially Dangerous Infectious Diseases, Laboratory of Brucellosis, Stavropol Plague Control Research Institute of Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing, Stavropol, Russian Federation.
Received 03.04.2017 Accepted 20.04.2017
