CC BY
68
УДК 616.89:612.018
К. З. Шаинидзе, Н. С. Новикова, Е. А. Корнева
ИММУНОРЕАКТИВНОСТЬ ОРЕКСИН-СОДЕРЖАЩИХ НЕЙРОНОВ ГИПОТАЛАМУСА ПРИ ОГРАНИЧЕНИИ ПОДВИЖНОСТИ У КРЫС
Научно-исследовательский институт экспериментальной медицины РАМН, Санкт-Петербург
Общеизвестно, что стрессорные воздействия разного рода инициируют существенные изменения функций органов и систем, влияя в том числе на такие процессы, как регуляция сна и бодрствования, потребление пищи. На различных моделях стресса показано повышение частоты сердечных сокращений и артериального давления, а также изменение уровня гормонов в крови, в частности, увеличение выработки гормонов гипоталамо-гипофизарно-адреналовой системы (ГГАС) [1] и многие другие изменения. В ходе реакций организма на различные стрессорные воздействия изменяется и взаимодействие нервной и иммунной систем, развивается дисфункция иммунной системы. Иммобилизационный стресс, как было показано в ряде работ, оказывает иммуносупрессирующее действие [1, 2]. В таких условиях проявляется и роль различных нейромедиаторов и нейропептидов, участвующих в механизмах реализации взаимодействия нервной и иммунной систем.
В настоящее время есть основания полагать, что недавно открытые нейромедиаторы орексин А и орексин В могут принимать участие в реализации реакции мозга на стрес-сорные воздействия. Идентификация орексинов в 1998 г. стала результатом совместной работы двух независимых исследовательских групп, использовавших разные методики. Установлено, что орексины (от греч. орексис — аппетит) представляют собой олигопептиды; орексин А состоит из 33 аминокислотных остатков, а орексин Б — из 28. Оба пептида образуются в результате расщепления одного белка-предшественника — пре-проорексина [3].
м-РНК препроорексина обнаруживается в головном мозге у животных начиная с 5-го дня постнатального развития и кодирует белок из 130 аминокислотных остатков, который является общим предшественником для орексина А и Б [4-6]
Основное количество орексин-содержащих нейронов расположено в гипоталамусе в области латерального гипоталамического поля [7]. Известно, что разрушение латерального гипоталамуса ведет к снижению потребления пищи, двигательной активности, угнетению эмоций, ослаблению устойчивости к стрессорным воздействиям. [8]. С другой стороны, показано влияние нейропептида орексина на большинство вышеперечисленных процессов [9-11]. Следует отметить, что помимо орексина и другие нейромедиаторные системы оказывают влияние на данные процессы.
При изучении системы орексин-содержащих нейронов основными методами являются: внутрижелудочковое введение орексина, иммуноцитохимическое выявление орексин-содержащих клеток и рецепторов к орексинам, а также определение содержания препроо-рексиновой мРНК и маркеров активации в орексин-содержащих клетках. Общепринятым маркером активации нейронов является е-Ро8 белок. Использование антител к орексинам
© К. З. Шаинидзе, Н. С. Новикова, Е. А. Корнева, 2008
А и В и к c-Fos белку в сочетании с двойной флуоресцентной меткой для c-Fos и орексинов позволило установить избирательность реакции орексин-содержащих нейронов при различных воздействиях. При воздействиях, связанных с пищевым поведением, сном и процессом восприятия боли, происходит увеличение экспрессии c-Fos белка в орексин-содержащих нейронах. Г ипогликемия, индуцированная введением инсулина или 2-деоксиглюкозы, приводит к повышению количества c-Fos-позитивных орексин-содержащих клеток гипоталамуса крыс на 33 % [12] и 56 % [13] соответственно. Ограничение питания также повышает количество c-Fos-позитивных клеток на 22 % [13]. Длительное лишение сна увеличивает их количество на 32-36 % [14], а при лечении метамфетамином возрастает количество c-Fos-позитивных клеток на 5Q % [14]. В случае применения болевого раздражения около 9Q % орексин-А-позитивных нейронов гипоталамуса активируются и обнаруживают c-Fos иммунореактивность [15]. При охлаждении и ограничении подвижности молодых крыс показано увеличение количества c-Fos-позитивных орексин-содержащих клеток гипоталамуса на 15 и 24 % соответственно, сопровождающееся усилением экспрессии м-РНК препроорексина в нейронах гипоталамуса[16, 17]. Необходимо отметить, что изменения интенсивности экспрессии м-РНК препроорексина при некоторых воздействиях не столь однозначны. При голоде и инсулин-индуцированной гипогликемии отмечалось повышение уровня м-РНК препроорексина, тогда как при гипогликемии, индуцированной введением 2-деоксиглюкозы, экспрессия м-РНК препроорексина снижалась или оставалась без изменений [17], так же как и при кратковременном лишении сна.
По-видимому, избирательность реагирования орексин-содержащих нейронов на стрессорные воздействия разного рода может быть связана с функциональными различиями определенной популяции орексин-содержащих нейронов гипоталамуса. Большая часть этих клеток реагирует на сильные стрессорные воздействия ( боль, выраженный недостаток сна, продолжительный голод). Внутрижелудочковое введение орексина ведет к стимуляции секреции адренокортикотропного гормона (АКТГ) [16, 18, 19], активации ГГАС [18], повышению уровня кортикостерона в плазме крови [13, 18, 2Q-25], а также увеличению количества с-Fos-позитивных нейронов в мелкоклеточной части PVN, на мембранах которых были обнаружены рецепторы к орексинам [26]. По мнению ряда авторов участие системы орексин-содержащих нейронов в развитии стрессорных реакций подтверждают и данные о том, что увеличение экспрессии с-Fos гена в орексин-позитивных клетках совпадает со временем выхода АКТГ из клеток гипофиза в ответ на внутрижелудочковое введение орексина А [2Q].
Необходимо отметить, что большинство методов не являются физиологичными и достаточными для выяснения роли орексин-содержащих клеток. Например, использование c-Fos белка в качестве маркера активации клеток не позволяет с уверенностью утверждать, связан ли этот процесс конкретно с выходом орексина, а не других веществ, например динорфина, который также содержится в данных клетках.
Таким образом, анализ современной литературы не свидетельствует определенно об участии орексин-содержащих нейронов гипоталамуса в ответной реакции организма на такие воздействия, как ограничение подвижности. Поэтому для изучения орексин-содержащих нейронов гипоталамуса в настоящей работе использовали иммуногистохи-мический метод, позволяющий определить количество клеток, которые содержат орексин, и локализацию этих нейронов, что необходимо для выявления характера ответа определенных групп нейронов на конкретное воздействия.
Цель настоящей работы состояла в выявлении орексин-содержащих нейронов, изменяющих иммунореактивность при ограничении подвижности у молодых крыс, определении
их локализации, т. е. изменения мозаики распределения орексин-содержащих нейронов гипоталамуса в этих условиях.
Материалы и методы. Исследования проведены на 12 крысах-самцах породы Wistar, весом 2QQ-25Q г. Животных содержали в условиях вивария при комнатной температуре с 12-часовым циклом свет/темнота, свободным доступом к воде и пище. Опыты начинали в 11 ч утра с целью нивелирования различий, связанных с суточными колебаниями содержания орексина в клетках гипоталамуса. Ограничение подвижности у крыс вызывает резко выраженную длительную стрессорную реакцию. Используемая нами модель ограничения подвижности была выбрана с учетом следующих требований.
1. Воздействие на экспериментальных животных должно проводиться в момент, когда естественные колебания в уровне орексинов А и Б минимальны [27-29] .
2. Учитывая, что орексин-содержащие нейроны гипоталамуса участвуют в регуляции таких процессов, как обезболивание [15, 3Q], пищевое поведение [13], а также регуляция цикла сон-бодрствование [14], наиболее адекватно использовать модель, минимально влияющую на эти процессы, что и обусловило применение модели ограничения подвижности в пластиковых контейнерах в течение 1 ч без фиксации конечностей.
Животных экспериментальной группы помещали на час в пластиковые контейнеры, ограничивающие их подвижность. Далее этих животных помещали в обычные клетки, и через час они были наркотизированы фенобарбиталом (в/б 6Q мкг/кг веса животного). В качестве контроля использовали интактных животных, которых наркотизировали фенобарбиталом (в/б 6Q мкг/кг веса животного) одновременно с экспериментальными в 13 ч. Интракардиальную перфузию проводили теплым физиологическим раствором, содержащим гепарин (1Q ед /мл), а затем охлажденным фиксирующим раствором (1QQ мл 4 % параформальдегида на Q,1 М фосфатно-солевом буфере (ФСБ) и Q,2 % пикриновой кислоты, рН 7,4). Через час после перфузии мозг извлекали и погружали в свежий фиксирующий раствор, не содержащий пикриновую кислоту, на 12 ч при температуре +4 °С с последующим приготовлением замороженных фронтальных срезов. Анализировали фронтальные срезы мозга (толщина — 3Q мкм) с 26 по 32 уровень [31] с использованием максимально возможного количества срезов каждого уровня мозга.
Детекцию орексин-содержащих нейронов гипоталамуса осуществляли авидин-биотиновым методом. В качестве первых антител использовали кроличьи антитела к орексину А (1:5QQQ) (Sigma), а в качестве вторых — моноклональные антикро-личьи иммуноглобулины (клон RG-16), конъюгированные с биотином (1:1QQQ) (Sigma), выявление которых проводили с помощью авидин-пероксидазной метки. В качестве субстрата для пероксидазы использовали 3’3 диаминобензидин (DAB) (Sigma). Затем срезы монтировали на предметные стекла и заключали в канадский бальзам (Sigma). При анализе иммуногистохимически окрашенных срезов мозга оценивали количество орексин-позитивных клеток во всех структурах гипоталамуса. Меченые нейроны имели темно-коричневую окраску. При подсчете клеток учитывали только клетки с четко окрашенными контурами и наполненные гранулами с орексином не меньше чем на 1/3 клетки.
Для минимизации случайных ошибок, возникающих при изготовлении срезов, в исследовании учитывали количество орексин-содержащих нейронов на всех срезах мозга с 26 по 32 уровень срезов в соответствии с атласом мозга крыс [31]. Окрашивание срезов мозга всех групп животных проводили одновременно. Время окраски было строго стандартизировано. Результаты экспериментов обрабатывали с помощью стандартных методов вариационной статистики. Достоверность различий оценивали по ¿-зависимому
критерию Стьюдента. Подсчеты данных и построение гистограммы выполнены на IBM PC при помощи программы Excel.
Результаты исследования. Анализ количества орексин-позитивных нейронов в гипоталамусе интактных крыс показал, что основной пул орексин-содержащих нейронов локализован в латеральной области гипоталамуса и расположен с 25 уровня, где встречаются крупные одиночные клетки, по 32 уровень срезов мозга. Орексин-иммунореактивные нейроны характеризуются разнообразием форм: сферическая, эллипсоидная, треугольная, что согласуется с литературными данными [32]. У животных интактной группы нейроны заполнены орексиновыми гранулами, имеют четко окрашенные контуры. Наибольшее количество орексин-содержащих нейронов определяется на 28-31 уровнях срезов мозга крыс. Орексин-содержащие нейроны локализованы главным образом в перифорникальной области латерального гипоталамического поля (LHA) (рис. 1). Небольшая часть их также
is.... і б щщщщвяжЁШЁШЁШШЁШ^.
ifllll
H
Ш
------- уа fX :•• ••'
5Q мкм - x 50 мкм
Рис. 1. Микрофотография перифорникальной зоны латерального гипоталамуса крыс с орексин-
позитивными нейронами
Срезы мозга крыс: А — интактные; Б — после ограничения подвижности. Срезы мозга расположены на 28 уровне, согласно атласу L. W. Swanson’s, 1992, — см. выделенную зону на рис. 2, A, правая сторона.
представлена в паравентрикулярном ядре гипоталамуса (PVN), дорзомедиальном ядре гипоталамуса (DMH), заднем поле гипоталамуса (PH) (рис. 2), что согласуется данными литературы [32]. При оценке количества орексин-содержащих нейронов установлено, что у экспериментальных животных происходит снижение степени иммунореактивности орексин-позитивных нейронов в срезах, расположенных на 28 уровне среза мозга крыс, что проявляется в снижении степени визуализации орексин-позитивных нейронов, расположенных в этой области (см. рис. 1). Значительная часть орексин-позитивных клеток на срезах мозга у животных экспериментальной группы содержит меньше орексина в сравнении с его содержанием в орексин-позитивных клетках гипоталамуса интактных животных. При количественном подсчете орексин-содержащих нейронов гипоталамуса после ограничения подвижности животного установлено, что тенденция снижения степени иммунореактивности нейронов наблюдалась лишь на 28 уровне срезов мозга крыс (рис. 3). Количество иммунореактивных орексин-позитивных нейронов снизилось на 27 % по сравнению с количеством орексин-позитивных нейронов у животных контрольной группы.
Обсуждение. Разные виды иммобилизационного воздействия, как было показано в ряде работ, вызывают ярко выраженную стрессорную реакцию [1]. Это подтверждено данными об увеличении содержания катехоламинов в плазме крови и тканях организма
Рис. 2. Локализация орексин-содержащих нейронов в дорзомедиальном гипоталамусе (DMH) (A, B, C) и заднем гипоталамическом поле (PH) (D, E). A, D — схемы фронтальных срезов мозга с орексин-содержащими нейронами, которые обозначены точками; B, C, E — микрофотографии выделенных на схеме зон (B, E ув. 1Q, C ув. 4Q). A, B, C — 28 уровень срезов мозга; D, E — 31 уровень срезов мозга. На рисунке под буквой A см. выделенную зону слева
14Q
12Q
1QQ
8Q
6Q
4Q
2Q
Q
I I Интактные
После
ограничения
движения
26
27 28 29 3Q 31
32
Рис. 3. Количество орексин-позитивных нейронов в перифорникальной зоне латерального гипоталамуса крыс после ограничения подвижности Y — абсолютное количество орексин-позитивных нейронов на срезе; X — 26-32 уровни срезов мозга крыс по атласу L.W. Swanson; *p < 0,05 по сравнению с количеством орексин-позитивных клеток у животных
контрольной группы.
Y
после иммобилизации или ограничения подвижности, что происходит в результате высвобождения норадреналина из симпатических нервных окончаний и секреции адреналина из хромаффинных клеток мозгового вещества надпочечников [33]. Во время стресса также активируется ГГАС, о чем свидетельствует повышение в плазме крови уровня глюкокор-тикоидов [33].
В ряде работ было продемонстрировано, что орексин-содержащие нейроны могут быть вовлечены в ответную реакцию организма на стрессорное воздействие [13, 16, 18-25, 34-36]. Однако данные разных исследователей весьма противоречивы. В одних работах показано, что введение орексина, в особенности орексина А, стимулирует секрецию адренокортикотропного гормона (АКТГ) [16, 18, 19] из клеток гипофиза, а на мембранах клеток гипофиза были найдены рецепторы к орексину обоих типов [37-41]. Орексиновые рецепторы первого типа (OXR1) представлены в соматотрофных клетках аденогипофиза, где синтезируется гормон роста, а орексиновые рецепторы второго типа (OXR2) располагаются в промежуточной доле на мембране кортиколипотрофных клеток аденогипофиза, в которых синтезируется АКТГ [37]. На мембранах мелких клеток паравентрикулярного ядра, продуцирующих кортикотропин-рилизинг гормон, были обнаружены OXR2 [18]. Внутрижелудочковое введение орексинов вызывает активацию нейронов этой области гипоталамуса, которая более ярко выражена при введении орексина А [18]. Авторы считают, что орексин А и орексин Б могут влиять на секрецию АКТГ.
Однако есть данные, что блокирование OXR1 прекращает выход АКТГ из клеток гипофиза в ответ на стрессорное воздействие [42], а, как известно, этот тип рецепторов является высокоаффинным только по отношению к орексину А. Не совсем ясно, каким образом блокирование рецепторов только к орексину А могло полностью подавить секрецию АКТГ, вызванную стрессорным воздействием, тогда как существует и орексин Б, также влияющий на высвобождение АКТГ клетками гипофиза [18].
На модели ограничения подвижности молодых (2-месячных) половозрелых крыс показано повышение уровня c-Fos белка в орексин-позитивных клетках, что свидетельствует об активации орексин-содержащих нейронов гипоталамуса [17]. К тому же в ответ на ограничение подвижности происходит повышение уровня препроорексиновой м-РНК в латеральном гипоталамическом поле [16]. Исходя из этих данных можно предположить, что снижение степени визуализации орексин-содержащих нейронов, выявленное при ограничении подвижности крыс, можно объяснить нарушением баланса синтеза и утилизации орексина в орексин-содержащих нейронах. Существует предположение, согласно которому повышение расхода орексина может индуцировать торможение процесса трансляции пре-проорексина с м-РНК, что и может проявляться в снижении степени визуализации орексина в этих клетках через 1 ч после окончания ограничения подвижности.
По-видимому, орексины в качестве нейромедиаторов участвуют в процессе реализации реакций мозга на стрессорные воздействия. Это положение подтверждается данными о том, что орексины А и Б при внутрижелудочковом введении инициируют активацию нейроме-диаторных систем — дофаминэргической [43, 44], серотонинэргической [45-47] и норадре-нэргической [23, 48], а также стимулируют кортикотропин-гормон-продуцирующие клетки ГГАС [6, 13, 33, 37-42, 48-5Q]. Есть предположение, что избирательность изменений, происходящих в орексин-содержащих нейронах при ограничении подвижности, может отражать наличие разнородных популяций орексин-содержащих клеток, которые дают проекции в разные области мозга. Возможно, что именно на 28 уровне расположены нейроны, аксоны которых образуют проекции к нейронам других нейромедиаторных систем, вовлеченных в реакции организма на различные стрессорные воздействия.
Анализ изученных данных позволяет предположить, что система орексин-содержащих нейронов вовлекается в развитие комплекса реакций, протекающих в мозге в процессе формирования ответа на ограничение подвижности, что наиболее выражено в клетках структур, расположенных на срезах 28 уровня.
Summary
Shainidze K. Z., Novikova N. S., Korneva E. A. Immunereactivity of hypothalamic orexin-containing neurons after restraint stress of rats.
Immunereactivity of orexin-containing neurons has been studied after restraint stress application. Orexin-containing neurons are located mostly in perifornical zones of lateral hypothalamic area at 25-32 levels of brain slices (Swanson L. W. 1992). The greatest number of orexin-containing neurons is defined at 28-31 levels of brain slices. Small part of them is also located in (PVN) paraventricular, (DMH) dorsomedial and posterior hypothalamic (PH) nuclei. Restraint stress leads to decreasing immunereactivity of orexin-containing neurons in rats hypothalamus. It was established that orexin-containing neurons of hypothalamus, which changed their immunereactivity after restraint stress, are located in the perifornical area at 28 level of brain slices. These results suggest that orexin-containing neurons are involved in the development of complex brain reactions to restraint stress application.
Key words: orexin, stress, restraint stress, hypothalamus.
Литература
1. Sheridan J., Feng N., Bonneau R. et al. // J. Neuroimmunol. 1991. Vol. 31. № 2. P. 245-255.
2. Корнева Е. А., Шхинек Э. К. Гормоны и иммунная система. Л., Наука, 1988. 251 с.
3. Sakurai T., Amemiya A., Ishii M. et al. Orexins and orexin receptors: a family of hypothalamic neuropeptides and G protein-coupled receptors that regulate feeding behavior // Cell. 1998. Vol. 92. P. 573-585.
4. Date Y., Ueta Y., Yamashita H. et al. Orexins, orexigenic hypothalamic peptides, interact with autonomic, neuroendocrine and neuroregulatory systems // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. Vol. 96. P. 748-753.
5. Peyron C., Tighe D. K., van den Pol A. N. et al. Neurons containing hypocretin (orexin) project to multiple neuronal systems // J. Neurosci. 1998. Vol. 18. P. 9996-10016.
6. Sakurai T. Orexins and orexin receptors: implication in feeding behavior // Regul. Pept. 1999. Vol. 85. P. 25-30.
7. De Lecea L., Kilduff T. S., Peyron C. et al. The hypocretins: hypothalamus-specific peptides with neuroexcitatory activity // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. Vol. 95. P. 322-327.
8. Татонь Ян. Ожирение: патофизиология, диагностика, лечение. Варшава, 1981.
9. Hervieu G. J., Cluderay J. E., Harrison D. C. et al. Gene expression and protein distribution of the orexin-1 receptor in the rat brain and spinal cord // Neurosciense. 2001. Vol. 103. P. 777-797.
10. Nambu T., Sakurai T., Mizukami K. et al. Distribution of orexin neurons in the adult rat brain // Brain. Res. 1999. № 827. Р. 243-260.
11. Van den Pol A. N., Gao X. B., Obrietan K. et al. Presynaptic and postsynaptic actions and modulation of neuroendocrine neurons by a new hypothalamic peptide, hypocretin/orexin // J. Neurosci. 1998. Vol. 18. P. 7962-7971.
12. Moriguchi T., Sakurai T., Nambu T. et al. Neurons containing orexin in the lateral hypothalamic area of the adult rat brain are activated by insulin-induced acute hypoglycemia // Neurosci. Lett. 1999. Vol. 264. P. 101-104.
13. Kurose T., Ueta Y., Yamamoto Y. et al. Effects of restricted feeding on the activity of hypothalamic orexin (OX)-A containing neurons and OX2 receptor mRNA level in the paraventricular nucleus of rats // Regul. Pept. 2002. Vol. 104. P. 145-151.
14. Estabrooke I. V., McCarthy M. T., Ko E. et al. Fos expression in orexin neurons varies with behavioral state // J. Neurosci. 2001. Vol. 21. P. 1656-1662.
15. Elias C. F., Saper C. B., Maratos-Flier E. et al. Chemically defined projections linking the mediobasal hypothalamus and the lateral hypothalamic area // J. Comp. Neurol. 1998. Vol. 402. Р. 442-459.
16. Ida T., Nakahara K., Murakami T. et al. Possible involvement of orexin in the stress reaction in rats // Biochem. Byophys. Res. Commun. 2000. Vol. 270. P. 318-323.
17. Sakamoto F., Yamada S., Ueta Y. Centrally administered orexin-A activates corticotrophin-realising factor (CRF)-containing neurons in the hypothalamic paraventricular nucleus and central amygdaloid nucleus of rats: possible involvement of central orexins on stress-activated centrall CRF neurons // Regul. Pept. 2004. Vol. 118.
18. Kuru M., Ueta Y., Serino R. et al. Centrally administered orexin/hypocretin activates HPA axis in rats // Neuroreport. 1977-1980. Vol. 11.
19. Samson W. K., Taylor M. M., Follwell M., Ferguson A. V Orexin actions in hypothalamic paraventricular nucleus: physiological consequences and cellular correlates // Regul. Pept. 2002. Vol. 104. P. 97-103.
20. JaszberenyiM., Bujdoso E., Pataki I., Telegdy G. Effects of orexins on the hypothalamic-pituitary-adrenal system // J. Neuroendocrinol. 2000. Vol. 12. P. 1174-1178.
21. Jaszberenyi M., Bujdoso E., Pataki I., Telegdy G. The role of neuropeptide Y in orexin-induced hypothalamic-pituitary-adrenal activation // Ibid. 2001. Vol. 13. P 438-441.
22. Hagan J. J., Leslie R. A., Patel S. et al. Orexin A activates locus coeruleus cell firing and increases arousal in the rat // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. Vol. 96. P 10911-10916.
23. Al-Barazanji K.A., Wilson S., Baker J. et al. Central orexin-A activates hypothalamic-pituitary-adrenal axis and stimulates hypothalamic corticotropin releasing factor and arginine vasopressin neurones in conscious rats // J. Neuroendocrinol. 2001. Vol. 13. P. 421-424.
24. Russell S. H., Small C. J., Dakin C. L. et al. The central effects of orexin-A in the hypothalamic-pituitary-adrenal axis in vivo and in vitro in male rats // Ibid. P. 561-566.
25. Mullett M. A., Billington C. J., Levine A. S., Kotz C. M. Hypocretin I in the lateral hypothalamus activates key feeding-regulatory brain sites // Neuroreport. 2000. Vol. 11. P. 103-108.
26. Trivedi P., Yu H., MacNeil D. J. et al. Distribution of orexin receptor mRNA in the rat brain // FEBS Lett. 1998. Vol. 438. P. 71-75.
27. Paulo J. F. Martins, Va'nia D’Almeida, Mario Pedrazzoli et al. Increased hypocretin-1 (orexin-a) levels in cerebrospinal fluid of rats after short-term forced activity // Regul. Pept. 2004. Vol. 117. P. 155-158.
28. Taheri S., Sunter D., Dakin C. et al. Diurnal variation in orexin A immunoreactivity and prepro-orexin mRNA in the rat central nervous system // Neurosci. Lett. 2000. Vol. 279. P 109-112.
29. Yoshida Y., Fujiki N., Nakajima T. et al. Fluctuation of extracellular hypocretin-1 (orexin A) levels in the rat in relation to the light-dark cycle and sleep-wake activities // Eur. J. Neurosci. 2001. Vol. 14. P. 1075-1081.
30. Zhu L., Onaka T., Sakurai T. et al. Activation of orexin neurons after noxious but not conditioned fear stimuli in rat // Neuroendocrinol. 2002. Vol. 13. № 10. P 1351-1353.
31. Swanson L. W. Brain Maps: Computer Graphics Files. Amsterdam: Elsevier Science, 1992.
32. Chen C. T., Dun S. L., Kwok E. H. et al. Orexin A-like immunoreactivity in the rat brain // Neurosci. Lett. 1999. Vol. 260. P. 161-164.
33. George P. Chrousos, MD, Philip W. Gold, MD. The Concepts of Stress and Stress System Disorders // JAMA. 1992. Vol. 267. № 9.
34. Stricker-Krongrad A., BeckB. Modulation of hypothalamic hypocretin/orexin mRNA expression by glucocorticoids // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. Vol. 296. P. 129-133.
35. Kayaba Y., Nakamura A., Kasuya Y. et al. Attenuated defense response and low basal blood pressure in orexin knockout mice // Amer. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2003. Vol. 285. P. R581-R593.
36. Date Y., Ueta Y., Yamashita H. et al. Orexins, orexigenic hypothalamic peptides, interact with autonomic, neuroendocrine and neuroregulatory systems // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. Vol. 96. P. 748-753.
37. Blanco M., Lopez M., Garcia-Caballero T. et al. Cellular localization of orexin receptors in human pituitary // J. Clin. Endocrinol. Metab. 2001.Vol. 86. P 1616-1619.
38. Date Y., MondalM. S., Matsukura S. et al. Distribution of orexin/hypocretin in the rat median eminence and pituitary // Brain Res. Mol. Brain. Res. 2000. Vol. 76. P. 1-6.
39. Jöhren O., Neidert S. J., Kummer M. et al. Prepro-orexin and orexin receptor mRNAs are differentially expressed in peripheral tissues of male and female rats // Endocrinol. 2001. Vol. 142. P. 3324-3331.
40. Jöhren O., Bruggemann N., Dendorfer A. et al. Gonadal steroids differentially regulate the messenger ribonucleic acid expression of pituitary orexin type 1 receptors and orexin type 2 receptors // Ibid. 2003. Vol. 144. P 1219-1225.
41. Zhang S., Blache D., Vercoe P. E. et al. Expression of orexin receptors in the brain and peripheral tissues of the male sheep // Regul. Pept. 2005. Vol. 124. P. 81-87.
42. Willis K. Samson, Sara L. Bagley, Alastair V Ferguson et al. The Hypocretin/Orexin Type 1 Receptor in Brain: A Role in Cardiovascular Control and the Neuroendocrine Response to Immobilization Stress // Amer. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2006. 10 Aug. doi:10.1152/ajpregu.00496.2006.
43. Matsuzaki I., Sakurai T., Kunii K. et al. Involvement of the serotonergic system in orexin-induced behavioral alterations in rats // Regul. Pept. 2002. Vol. 104. P. 119-123.
44. Duxon M. S., Stretton J., Starr K. et al. Evidence that orexin-A-evoked grooming in the rat is mediated by orexin-1 (OX1) receptors, with downstream 5-HT2C receptor involvement // Psychopharm. (Berl.). 2001. Vol. 153. P. 203-209.
45. Brown R. E., Sergeeva O., Eriksson K. S., Haas H. L. Orexin A excites serotonergic neurons in the dorsal raphe nucleus of the rat // Neuropharmacol. 2001. Vol. 40. P. 457-459.
46. Horvath T. L., Peyron C., Diano S. et al. Hypocretin (orexin) activation and synaptic innervation of the locus coeruleus noradrenergic system // J. Comp. Neurol. 1999. Vol. 415. P. 145-159.
47. Haynes A. C., Jackson B., Chapman H. et al. A selective orexin-1 receptor antagonist reduces food consumption in male and female rats // Regul. Pept. 2000. Vol. 96. P. 45-51.
48. Rodgers R. J., Halford J. C. et al. A selective orexin-1 receptor antagonist, enhances behavioural satiety and blocks the hyperphagic effect of orexin-A in rats // Eur. J. Neurosci. 2001. Vol. 13. P. 1444-1452.
49. Fujiki N., Yoshida Y., Ripley B. et al. Changes in CSF hypocretin-1 (orexin A) levels in rats across 24 hours and in response to food deprivation // Neuroreport. 2001. № 12. P. 993-997.
50. Abrahamson E. E., Leak R. K., Moore R. Y. The suprachiasmatic nucleus projects to posterior hypothalamic arousal systems // Idid. P. 435-440.
Статья принята к печати 21 мая 2008 г.
