CC BY
119
УДК 577.15 (088.8)
ИММОБИЛИЗАЦИЯ ЛИЗОЦИМА В КРИОГЕЛЬ ПОЛИВИНИЛОВОГО СПИРТА
Физико-химический институт им. А. В. Богатского НАН Украины, Одесса 2ГУ «Институт глазных болезней и тканевой терапии им. В. П. Филатова НАМН Украины», Одесса 3Московский государственный университет тонких химических технологий им. М. В. Ломоносова, Россия
E-mail: s.dekina@gmail.com
Получено 08.11.2013
Целью работы было исследование иммобилизации лизоцима в криогель поливинилового спирта и физико-химических свойств полученного продукта. Гидролитическую активность лизоцима определяли бактериолитическим методом, используя в качестве субстрата ацетоновый порошок клеток Micrococcus lysodeikticus. Содержание протеина устанавливали методом Лоури-Хартри. Иммобилизацию лизоцима проводили посредством включения в гель поливинилового спирта с последующими циклами замораживания-оттаивания. Антимикробную активность изучали стандартным диско-диффузионным методом. Получены гидрогелевые пленочные покрытия с антимикробным действием, нерастворимые в физиологических условиях, с количественным сохранением протеина и гидролитической активности лизоцима. Продукт характеризуется расширенным рН-профилем активности при кислых значениях рН, стабильностью в кислой среде (рН 5,5) и во время хранения. Отмечено его антимикробное действие в отношении Staphylococcus aureus АТСС 25923 F -49, Pseudomonas aeruginosa 415, Escherichia coli 055 K59912/4, Candida albicans ATCC 885-653. Предложенный метод иммобилизации лизоцима в криогель поливинилового спирта позволяет получать стабильный, высокоэффективный продукт, обладающий антимикробной активностью и являющийся перспективным для использования в биомедицинских исследованиях.
Ключевые слова: лизоцим, криогель поливинилового спирта, гидрогелевые покрытия, антимикробное действие.
Учитывая возрастающую резистентность микроорганизмов к антибиотикам, перспективным для лечения инфекционных заболеваний является использование бактериоли-тических энзимов. Лизоцим (КФ 3.2.1.17) — энзим, разрушающий клеточную стенку бактерий за счет гидролиза 1,4-Р-связей между остатками N-ацетилмурамовой кислоты и N-ацетил-Б-глюкозамина в составе цепи пептидогликана.
В медицине лизоцим применяют для лечения хронических септических состояний и гнойных процессов, при ожогах, отморожениях, конъюнктивитах, эрозиях роговицы, стоматитах и других инфекционных заболеваниях. Препарат нетоксичен, не раздражает ткани и может использоваться при плохой переносимости других антибактериальных средств [1].
Отсутствие стабильных лекарственных форм энзима (за исключением таблеток), необходимость приготовления растворов ex tempore стимулируют исследования в области его иммобилизации. Матрицей для иммобилизации лизоцима выбрали криогель поливинилового спирта (КГПВС). Эти криогели являются подходящими носителями для иммобилизации клеток, энзимов, поскольку они экономичны, нетоксичны, обладают высокой емкостью, нерастворимы в физиологических условиях, образуют прозрачные пленки, что дает возможность применять их в различных биотехнологических процессах, синтезе пептидов, в медицине [2-5].
Криогель образуется из водного раствора поливинилового спирта (ПВС) в процессе замораживания-оттаивания вследствие многочисленных водородных связей. ПВС
С. С. Декина1 И. И. Романовская1 А. М. Овсепян1 А. Л. Молодая2 И. И. Пашкин3
является стереорегулярным полимером с синдиотактическими и изотактически-ми участками. Синдиотактические участки ответственны за формирование межмолеку-лярных водородных связей, а изотактические образуют внутримолекулярные связи (рис. 1).
f
НЧ А* \ >
У Т
.-СНг-СИ-СНг-^Н -СН2-СН-..
н
Синдиотактический участок цепи
,„-СН2-СН - CHj-CH -СН2-СН-...
X V. \ S'
н н н
Изотактический участок цепи
Рис. 1. Структура криогеля поливинилового спирта[6]
Целью работы являлось исследование особенностей процесса иммобилизации ли-зоцима в криогель поливинилового спирта и физико-химических свойств иммобилизованного продукта.
Материалы и методы
В работе использовали лизоцим яичного протеина (М. м. 14,4 кДа, 68000 ед/мг, AppliChem, Бельгия), ацетоновый порошок клеток Micrococcus lysodeikticus 2665 (Merck, Германия), поливиниловый спирт (М. м. 125 кДа, Sigma — Aldrich Co. LLC, США).
Гидролитическую активность лизоцима определяли бактериолитическим методом в буферном растворе (NaH2PO4/Na2HPO4, рН 6,2; 0,1 моль/дм3), используя в качестве субстрата ацетоновый порошок клеток Micrococcus lysodeikticus 2665 [7]. За единицу активности энзима принимали количество, снижающее оптическую плотность суспензии клеток на 0,001 за 1 мин при 55 °С. Активность свободного лизоцима принимали за 100% и сравнивали ее с активностью иммобилизованного образца. Содержание протеина устанавливали по методу Лоури-Хартри [8].
Иммобилизацию лизоцима проводили согласно разработанной нами методике:
к 25 см3 10%-го водного раствора ПВС добавляли 8,8 см3 0,1%-го раствора лизоцима, содержащего 0,25 мг биглюконата хлоргек-сидина, при постоянном перемешивании (30 мин). Для формирования пленочных покрытий рассчитанный объем смеси вносили в чашки Петри, замораживали при -24 °С, выдерживали 24 ч и размораживали, с последующим повторным замораживанием и оттаиванием. Высекали образцы площадью 0,8 см2, герметично упаковывали.
Для изучения динамики выхода лизоци-ма к иммобилизованному препарату добавляли 8,8 см3 дистиллированной воды. Через равные промежутки времени в течение 3 ч отбирали по 0,1 см3 раствора и определяли гидролитическую активность энзима.
рН-оптимум активности энзима оценивали, добавляя к одинаковым по активности пробам свободного и иммобилизованного образца раствор субстрата и буферные растворы с концентрацией 0,1 моль/дм3 в диапазоне рН 3,0-10,0. Для определения рН-стабиль-ности равные по активности пробы свободного и иммобилизованного лизоцима инкубировали в Na-фосфатном буферном растворе (0,1 моль/дм3, pH 5,5, 37 °С) в течение 3 ч, активность контролировали с интервалом 30 мин.
Термооптимум активности образцов энзима устанавливали по активности лизоци-ма в диапазоне температур 20-80 °С. Термостабильность определяли инкубацией равных по активности проб лизоцима в Na-фосфатном буферном растворе (0,1 моль/дм3, рН 6,2) при температуре 80 °С в течение 6 ч, активность контролировали с интервалом 30 мин.
Полученный иммобилизованный продукт хранили при температуре 4 °С. Определяли гидролитическую активность иммобилизованного лизоцима через один, два и три месяца.
Микробиологические исследования выполняли в лаборатории микробиологии (свидетельство об аттестации № Р0-041а/2012) ГУ «Институт глазных болезней и тканевой терапии им. В. П. Филатова НАМН Украины». В качестве тест-штаммов применяли стандартные типовые музейные культуры микроорганизмов:
- Staphylococcus aureus АТСС 25923 F-49;
- Pseudomonas aeruginosa 415;
- Escherichia coli 055 K59912/4;
- Candida albicans ATCC 885-653.
В качестве контроля использовали образцы, не содержащие лизоцим.
Антимикробную активность образцов изучали стандартным диско-диффузионным методом с применением питательной среды
Мюллера-Хинтона [9]. Питательную среду готовили согласно инструкции изготовителя, разливали в чашки Петри. Из культур микроорганизмов готовили микробную суспензию с концентрацией 1,5108 КОЕ/см3, что соответствует стандарту мутности 0,5 по МакФарланду [9]. Контроль оптической плотности суспензии осуществляли с помощью денситометра.
Стандартный инокулюм наносили пипеткой на поверхность чашки Петри с питательной средой в объеме 1-2 см3. Приоткрытые чашки подсушивали при комнатной температуре в течение 10-15 мин.
На поверхность питательной среды помещали образцы с иммобилизованным лизоци-мом. Аппликацию проводили стерильным пинцетом. Сразу после аппликации чашки Петри помещали в термостат вверх дном и инкубировали при температуре 35 °С в течение 24 ч. После инкубации чашки помещали вверх дном на темную матовую поверхность таким образом, чтобы свет падал на них под углом 45° (учет в отраженном свете) и определяли диаметр зон задержки роста микроорганизмов (д. з. з. р.) вокруг исследуемых препаратов.
Данные экспериментов обрабатывали статистически согласно [10].
70%) в кислой среде (рН 5,5) в течение 3 ч, в то время как свободный лизоцим активен не более 1 ч (рис. 3). Расширение рН-профи-ля активности и повышенная стабильность в кислой среде могут быть обусловлены буферными свойствами полимерной матрицы в микроокружении энзима.
Термооптимум и термостабильность иммобилизованного образца аналогичны таковым свободного энзима. Значения констант термоинактивации для свободного и иммобилизованного лизоцима существенно не отличаются и составляют 2,610-3 мин-1, 3,610-3 мин-1, соответственно. Таким образом, КГПВС не влияет на термостабильность энзима.
Изучение динамики высвобождения лизоцима из полимерной матрицы свидетельствует, что 100%-й выход наблюдается через 1 ч инкубации в водном растворе. Высвобождение лизоцима происходит равномерно — 50% за первые 30 мин, 50% в последующие 30 мин, что обусловлено пористой морфологией КГПВС, обеспечивающей диффузионно-незатрудненное высвобождение лизоцима в раствор (рис. 4).
Микробиологические исследования показали, что продукт обладает выраженным антимикробным действием по отношению
Результаты и обсуждение
Для получения стабильных форм протеиновых образцов в биотехнологии, в зависимости от поставленной цели, применяют
2 основных подхода: нековалентное включение и химическое связывание [11]. С целью иммобилизации лизоцима использовали метод нековалентного включения в поливиниловый спирт, в меньшей степени нарушающий протеиновую структуру и позволяющий конструировать новые стабильные, высокоактивные продукты пролонгированного действия, определенного вектора всасывания.
В результате иммобилизации лизоцима в криогель ПВС получены гидрогелевые полимерные пленки пролонгированного действия с высокой гидролитической активностью, основные характеристики которых представлены в табл. 1.
Известно, что процесс иммобилизации приводит к повышенной устойчивости энзимов в денатурирующих условиях. Так, при исследовании рН-оптимума активности и рН-стабильности иммобилизованного лизо-цима наблюдали расширение первого показателя на 1,5 ед. в область кислых значений (рис. 2), при этом иммобилизованный продукт сохранял высокую активность (более
-Лизоцим свободный
рН
Лизоцим иммобилизованный
Рис. 2. Зависимость гидролитической активности свободного и иммобилизованного лизоцима от рН инкубационной среды
(М ± т, п = 5)
а н
ч и
H Cd [-і
i:o
100
so
60
40
20
о
"Р <0.05 'Р <0.05 ’Р <0,05
'Р <0.05
*Я<0,01
30 60 90 120 150
Время, мин
□ Лизоцим свободный с Лизоцим иммобилизованный
Рис. 3. Зависимость гидролитической активности свободного и иммобилизованного лизоцима от времени инкубации (рН 5,5, п = 5)
Таблица 1. Характеристика иммобилизованного лизоцима (* при n = 5)
Свойства Показатели (М ± т)
Мольное отношение лизоцим: ПВС 1:35
Гидролитическая активность, ед/г иммобилизованного препарата 8125 ± 340 (* Р < 0,005)
Степень включения протеина,% 100 ± 2,5 (* Р < 0,005)
Площадь, см2 0,8 ± 0,04 (* Р < 0,05)
Толщина, мм 3,0 ± 0,1 (* Р < 0,01)
Средняя масса пленки, мг 8 ± 0,3 (* Р < 0,01)
Цвет Бесцветные, прозрачные
Время растворения в воде, физ. растворе, мин Нерастворимы в физиологических условиях
Время хранения, мес 3 мес (94,0 ± 2,3%, * Р < 0,01) сохранения активности
к тест-штаммам Staphylococcus aureus АТСС 25923 F-49, Pseudomonas aeruginosa 415, Escherichia coli 055 K59912 / 4, Candida albicans ATCC 885 — 653 (табл. 2).
Полученный продукт иммобилизованного лизоцима перспективен для применения при трансбуккальном и интраназальном способах введения лекарств.
Таким образом, в результате исследований получен иммобилизованный лизоцим в криогеле поливинилового спирта в виде гидрогелевых пленок пролонгированного действия, характеризующийся полным сохранением гидролитической и антимикробной активности после иммобилизации, а также стабильностью. Эффективность иммобилизации подтверждена расширением рН-профиля гидролитической активности лизоцима в область кислых значений, стабилизацией в кислой среде, сохранением 94% активности в течение 3 мес. Иммобилизованный лизоцим свободно диффундирует из полимерной матрицы, оказывая выраженное антимикробное действие относительно тест-штаммов Staphylococcus aureus АТСС 25923 F-49, Pseudomonas aeruginosa 415, Escherichia coli 055 K59912 / 4, Candida albicans ATCC 885653 и может найти применение в медицине.
5 10 30 60 90
Время инкубации, мин
Рис. 4. Динамика высвобождения лизоцима из пленки (рН 6,2, 37 °С)
Таблица 2. Антимикробное действие гидрогелевых пленок с лизоцимом (n = 5)
Тест-штамм микроорганизма Д.з.з.р., см (M±m)
Staphylococcus aureus АТСС 25923 F-49 1,7 ± 0,15 (* P < 0,05)
Pseudomonas aeruginosa 415 1,1 ± 0,10 (* P < 0,05)
Escherichia coli 055 K59912 / 4 1,2 ± 0,13 (* P < 0,01)
Candida albicans ATCC 885 — 653 1,3 ± 0,11 (* P < 0,05)
REFERENCES
1. Mashkovsky M. D. Medicines: A guide for physicians. 16th ed. Moscow: Novaya volna. 2012, 1216 p. (In Russian).
2. Martynenko N. N., Gracheva I. M., Sarishvili N. G., Zubov A. L., El’-Registan G. I., Lozinsky V. I. Immobilization of champagne yeasts by inclusion into cryogels of polyvinyl alcohol: Means of preventing cell release from the carrier matrix. Appl. Biochem. Microbiol. 2004, 40 (2), 158-164.
3. Lozinskiy V. I. Cryogels based on natural and synthetic polymers: preparation, properties and applications. Uspekhi khimii. 2002, 71 (6), 559-585. (In Russian).
4. Lozinskiy V. I. New family of macroporous and supermacroporous materials for biotechnological purposes-polymeric cryogels. Izvestiya RAN, Seriya Khimiya. 2008, V. 5, P. 996-1013. (In Russian).
5. Lozinskiy V. I., Damshkaln L. G., Kurochkin I. N. Study of cryostructuring of polymer systems. 33. The cooling rate of aqueous solutions of polyvinyl alcohol influence at their freezing on physicochemical properties and morphology of porous cryogels, obtained after thawing. Colloid. Zh. 2012, 74 (3), 343-352. (In Russian).
6. Lozinsky V. I., Plieva F. M. Poly(vinyl alcohol) cryogels employed as matrices for cell immobilization.
3. Overview of recent research and developments. Enz.Microb. Technol. 1998, 23 (3-4), 227-242.
7. Levitskiy A. P. Lysozyme instead of antibiotics. Odessa: KP OgT, 2005, 74 p. (In Russian).
8. Hartree E. F. Determination of protein: a modification of the Lowry method, that gives a linear photometric response. Anal. Biochem. 1972, 48 (2), 422-427.
ІММОБІЛІЗАЦІЯ ЛІЗОЦИМУ В КРІОГЕЛЬ ПОЛІВІНІЛОВОГО СПИРТУ
С. С. Декіна1,1.1. Романовська1 А. М. Овсепян1, А. Л. Молода2,1.1. Пашкін3
1Фізико-хімічний інститут ім. О. В. Богатського НАН України, Одеса 2ДУ «Інститут очних хвороб і тканинної терапії ім. В. П. Філатова НАМН України», Одеса 3Московський державний університет тонких хімічних технологій ім. М. В. Ломоносова, Росія
E-mail: s.dekina@gmail.com
Метою роботи було дослідження іммобілізації лізоциму в кріогель полівінілового спирту та фізико-хімічних властивостей отриманого продукту. Гідролітичну активність лізоциму визначали бактеріолітичним методом, використовуючи як субстрат ацетоновий порошок клітин Micrococcus lysodeikticus. Вміст протеїну визначали методом Лоурі-Хартрі. Іммобілізацію лізоциму проводили включенням в гель полівінілового спирту з подальшими циклами заморо-жування-відтавання. Антимікробну активність зразків вивчали стандартним диско-дифузій-ним методом. Одержано гідрогелеві плівкові покриття з антимікробною дією, нерозчинні у фізіологічних умовах, з кількісним збереженням протеїну і гідролітичною активністю лізоциму. Продукт характеризується розширеним pH-про-філем активності за кислих значень рН, стабільністю в кислому середовищі (рН 5,5) і під час зберігання. Відзначено його антимікробну дію щодо Staphylococcus aureus АТСС 25923 F-49, Pseudomonas aeruginosa 415, Escherichia coli 055 K59912 / 4, Candida albicans ATCC 885-653. Запропонований метод іммобілізації лізоциму в кріогель полівінілового спирту дає змогу одержувати стабільний, високоефективний продукт з антимікробною активністю, перспективний для використання в біомедичних дослідженнях.
Ключові слова: лізоцим, кріогель полівінілового спирту, гідрогелеві покриття, антимікробна дія.
9. MB 9.9.5-143-2007. Determination of the sensitivity of microorganisms to antibiotics. Methodologichni recomendacii. 74 p. (In Ukranian).
10. Lapach S. N., Tschubenko A., Babich L. N. Statistical methods in biomedical research using Excel. Kyiv: Morion, 2000, 320 p. (In Russian).
11. Romanovskaya I., Dekina S., Andronati S. Construction of immobilized proteins. Saarbrücken: LAP Lambert Academic Publishing GmbH & Co. KG, 2012, 335 p. (In Russian).
IMMOBILIZATION OF LYSOZYME IN POLYVINYL ALCOHOL CRYOGEL
S. S. Dekina1, I. I. Romanovska1,
A. M. Ovsepyan1, A. L. Molodaya2,
1.1. Pashkin3
1Bogatsky Physico-Chemical Institute of the National Academy of Sciences of Ukraine, Odesa
2The Filatov Institute of Eye Diseases and Tissue Therapy of the National Academy of Medical Sciences of Ukraine, Odesa
3Lomonosov Moscow State University of Fine Chemical Technology, Russian
E-mail: s.dekina@gmail.com
The lysozyme immobilization in cryogel of polyvinyl alcohol and physico-chemical properties of obtained preparation was investigated. Hydrolytic activity of lysozyme was determined by bacteriolytic method, using Micrococcus lysodeikticus cells acetone powder as substrate. Protein content was determined by the Lowry-Hartree method. Immobilization of lysozyme was conducted by entrapment in polyvinyl alcohol gel with subsequent cycles of freezing-thawing. Antimicrobial activity was studied by standard disk-diffusional method. The hydrogel filmic coatings with antimicrobial action, insoluble at physiological conditions, with quantitative retaining of protein and hydrolytic activity of lysozyme were obtained. The product is characterized by the widened pH-profile of activity at acidic pH values, stability in acidic medium (pH 5.5) and at storage. Its antimicrobial action against Staphylococcus aureus ATCC 25923 F-49, Pseudomonas aeruginosa 415, Escherichia coli 055 K 59912/4 and Candida albicans ATCC 885-653 was noted. The proposed method of lysozyme immobilization allows to obtain stable, highly effective product with antimicrobial activity, prospective for usage in biomedical investigations.
Key words: lysozyme, cryogel of polyvinyl alcohol, hydrogel coatings, antimicrobial action.
