CC BY
51
Химия растительного сырья. 2015. №2. С. 85-96. DOI: 10.14258/jcprm.201502401
УДК 547.1:668
ХРОМАТО-МАСС-СПЕКТРОМЕТРИЧЕСКОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ КОМПОНЕНТНОГО ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА ЭФИРНОГО МАСЛА LAURUS NOBILIS L. ИЗ АБХАЗИИ
© В.И. Лаврентьев1'2 , А.А. Марколия1, С.А. Багателия1, Р.Г. Тания2
1000 «ЭРА-Сухумский физико-технический институт», поселок Агудзера, Гулрыпшский район, 384964 (Абхазия), e-mail: [email protected] 2Абхазский государственный университет, ул. Университетская, 1, Сухум, 384904 (Абхазия)
Цепью настоящей работы является хромато-масс-спектрометрическое исследование компонентного химического состава эфирного масла листьев Laurus nobilis L., произрастающего во влажном субтропическом климате Республики Абхазия. За последние 10-15 лет опубликованы данные о высокой эффективности этого эфирного масла как антибактериального средства для целого ряда штаммов, в частности для Staphylococcus c активностью выше, чем у антибиотика тетрациклина; как антиканцерогенного средства против ряда патогенных клеток, в том числе и против роста аденокарцино-мы MCF7 молочной железы, а также для ряда других фармацевтических приложений. Зависимость состава эфирного масла от региона произрастания эфироносов, а также его фармацевтическая ценность определили актуальность данной работы. В ходе исследования нами выявлено 76 соединений, 74 из них идентифицировано: 48 монотерпенов (основные: лимонен, 1,8-цинеол, линалол, сабинол, терпинен-4-ол, а-терпинеол, а-терпинил ацетат, эвгенол, метил эвгенол) и 22 сескви-терпена (основные: кариофиллен, Р-элемен, кариофиллен оксид). Проведен сравнительный анализ получения эфирного масла методом паровой гидродистилляции и микроволновой (СВЧ) гидродистилляции. В эфирном масле, полученном СВЧ-методом, повышено содержание циклических монотерпенов. Так, содержание а-пинена при гидродистилляции составляет 1,93%, а при СВЧ-методе - 4,72%; содержание сабинена составляет 7,12 и 12,51% соответственно. СВЧ-метод дает большее число тяжелых сесквитерпенов. Причем выход отдельных сесквитерпенов в СВЧ-методе может достигать 2-3-кратного превышения по сравнению с гидродистилляцией. Так, содержание кариофиллена составляет 0,48 и 0,23% соответственно; аналогично для Р-эудесмола - 0,06 и 0,02%. Приведен краткий литературный обзор по получению и свойствам эфирного масла Laurus nobilis L.
Ключевые слова: Laurus nobilis L., эфирное масло, паровая гидродистилляция, микроволновая (СВЧ) гидродистилляция, хромато-масс-спектрометрия, диссоциативная ионизация.
Введение
Эфирное масло Laurus nobilis L. (семейство Lauraceae) - успешно применяется человечеством для консервации продуктов питания и в медицинских целях с древнейших времен, но еще недостаточно изучено.
Для получения эфирного масла чаще используется паровая гидродистилляция [1-13]. При этом выход масла меняется в среднем от 0,6 до 2,0%. В последние годы с этой целью используют сверхкритическую флюидную С02 экстракцию (СКФ) и термическую микроволновую, или СВЧ-экстракцию [5, 8-12]. Выход масла из одного и того же продукта (листья, плоды или др. части растения) несколько выше при использовании СКФ или СВЧ-метода по сравнению с обычной гидродистилляцией. Основное преимущество СВЧ-экстракции - сокращение общего времени выделения масла до 80-90 мин против 240 мин, необ-
Лаврентъев Владимир Ильич - профессор кафедры ходимых при гидродистилляции. Это ведет к мень-
физиологии человека, животных ихимии; ведущий шим затратам электроэнергии, и продукт получается
почти вдвое дешевле. Компонентный состав масла при этом существенно не меняется. За исключением
научный сотрудник, e-mail: [email protected] Багателия Сайда Амирановна - начальник отдела СВЧ-технологий
МарколияАлхас Анатольевич - ведущий научный того, чт0 эфирное масло, полученное СВЧ-сотрудник „ _
гг п -п - экстракцией, включает большее количество оксиге-
1ания газита 1еоргиевна - научный сотрудник г
* Автор, с которым следует вести переписку.
нированных соединений и меньше монотерпенов, по сравнению с маслом от гидродистилляции [5]. В эфирном масле плодов Laurus nobilis L. основным компонентом является (Е)-р-оцимен, обнаружено также около 20 жирных кислот. При этом среди ненасыщенных кислот основными являются олеиновая и ли-ноленовая, а среди насыщенных - лауриновая и пальмитиновая. Содержание жирных кислот меняется в зависимости от места произрастания [4, 10, 14-16].
Анализ приведенных работ свидетельствует, что выход эфирного масла значительно зависит от региона и при этом возможно его 2-3-кратное изменение. Существенное влияние оказывает место происхождения и на состав эфирного масла [4, 9].
Максимальное содержание основного компонента масла - 1,8-цинеола составляет в среднем до 50%, например [4, 17, 18]. Максимальное число компонентов (81) обнаружил Hasan Yalçin с коллегами (Турция) [6]. Качественный состав эфирного масла не очень зависит от сезона сбора сырья (I - начальная вегетация, II - почкообразование, III - цветение и IV - образование плодов). Выход масла достигает максимума во время полного цветения. Наименьший выход наблюдается в период плодообразования и начальной вегетации [7, 19-20].
Большой интерес к эфирному маслу Laurus nobilis L. обусловлен его применением в фармацевтике. Так, установлена антиконвульсивная и антиэпилептическая активность его, обусловленная наличием мети-лэвгенола, эвгенола и пинена [21]. Сообщалось о лечении эпилепсии, для снятия ревматоидных и геморроидальных болей [22]. Используются листья лавра в народной медицине, для лечения невралгии, паркинсонизма и как диуретик [23]. Оно уменьшает газообразование в кишечнике и облегчает желудочные боли. Эфирное масло из листьев применяют при наружном лечении псориаза [4, 14]. Подтверждена антиокси-дантная активность экстрактов из листьев, коры и плодов лавра [24]. Наибольшей активностью обладает экстракт из коры. Этил ацетатный экстракт листьев обнаружил высокую антиоксидантную активность в нейтрализации радикалов DPPH (1-дифенил-2-пикрилгидразил), NO-, O2- и OH-, а также к перикисному окислению липидов [25].
Установлено полное прекращение роста грибков плесени при действии паров эфирного масла Laurus Nobilis L. [26]. Позже подтверждено антифунгицидное действие эфирного масла на три патогенных грибка Botrytis cinerea, Monilinia laxa и Penicillium digitatum [27]. Обнаружена высокая антибактериальная активность лаврового масла против трех видов штаммов: Staphylococcus aureus, Staphylococcus intermediums и Klebsiella pneumonia [17], а также Bacillus subtilis [28] и еще девяти видов бактерий, выделенных из микробной флоры ротовой полости человека [29]. Антибактериальная активность объясняется наличием в эфирном масле моно- и сесквитерпенов с ароматическими кольцами, способных образовывать водородные связи с активными группировками энзимов. Активные терпены со спиртовыми, альдегидными и эфирными группами могут вносить свой вклад в антимикробный эффект эфирного масла. Известна сильная антимикробная активность энантиомеров а-пинена, Р-пинена, лимонена и линалула, например [30], а также 1,8-цинеола [31]. Изучена антибактериальная активность экстрактов коры, плодов, цветов и листьев Laurus Nobilis L. различными растворителями [32]. Сообщалось об антибактериальной активности масла из листьев лавра против 9 штамов бактерий: три грамм-положительных и шесть грамм-отрицательных с эффектом выше, чем от антибиотика tetracycline [33].
Установлены антиканцерогенные свойства эфирного масла Laurus nobilis против клеток adenocarcinoma молочной железы (MCF7) [34]. Показана цитотоксическая активность масла из листьев лавра на раковые клетки Hela, U-251, HepG2, MCF7 и H460 [35]. Там же сообщается и об антиоксидантной активности на радикалы DPPH. Обнаружена высокая активность терпеноидов лавра против трипаносом epimastigotes of T. cruzi [36].
Таким образом, представленные литературные данные о перспективном использовании препаратов эфирного масла в медицине, а также многочисленные данные о сильной зависимости качественного и количественного состава этого масла от региона произрастания эфироноса, стимулировали проведение данного исследования.
Экспериментальная часть
Листья лавра заготавливали в конце октября 2013 г. в пригородах Сухума. Для исследований использовались свежие листья. Сбор паров из полученного сырья проводили двумя методами: гидродистилляцией (метод Гинзберга) и СВЧ-экстракцией. Выход масла, полученного гидродистилляцией, не превышал 1,3%,
аСВЧ-экстракцией - 1,8%. Гидродистилляцию осуществляли на лабораторной установке, состоящей из 3-литровой колбы и обратного холодильника, при этом масло собиралось в приемник Гинзберга в течение не менее 4-5 ч. Колбу заполняли на 2/3 объема листьями, закрытыми полностью водой, и нагревали на электроплитке с асбестовым одеялом. СВЧ-экстракцию осуществляли на обычной микроволновой печке Scarlet, в крышке которой высверлили отверстие для патрубка с вставленной в него тефлоновой трубкой. Пар, содержащий компоненты эфирного масла, через тефлоновую трубку поступал в диэлектрический трубопровод и далее - в конденсатор, охлаждаемый водой комнатной температуры, из которого конденсат выливался в специальный стеклянный сосуд. Процедуру проводили в течение 3 часов. СВЧ-экстракция позволяет использовать в качестве растворителя воду, содержащуюся в самом свежем растении. В цехах института разработана и действует полупромышленная СВЧ-установка для получения эфирных масел в килограммовых количествах из различных эфироносов Абхазии. Образцы с этой установки также подвергались анализу. Полученные порции эфирного масла сушили над свежепрокаленным сульфатом натрия. Далее определяли плотность, взвешивали и определяли выход целевого продукта в процентах от массы исходного сырья. Плотность эфирного масла определяли на цифровом вибрационном измерителе плотности жидкостей «ВИП-2МР» фирмы METLER. Состав и количественное содержание эфирного масла осуществляли с помощью газожидкостной хроматографии. Использовался хроматограф «Хроматэк-Кристалл 5000.2» с пламенно-ионизационным детектором и колонкой TR-5MS: 30 м х 0,25 мм ID х 0,25 мкм. Температура термостата колонки программировалась от 50 °С с выдержкой в 1 мин до 280 °С с градиентом 5 °С/мин. Скорость потока газа-носителя (Не) -1,2 мл/мин; деление потока 1 : 20. Температура инжектора - 270 °С, детектора - 260 °С. Эфирное масло для анализов разбавляли абсолютным спиртом в соотношении 1 : 10 и вводили в испаритель хроматографа микрошприцом в количестве 0,2 мкл. Для расчета качественных и количественных характеристик анализ одного и того же образца проводили минимум три раза.
Идентификацию всех компонентов проводили с помощью хромато-масс-спектрометрии. Для этого использовался прибор фирмы «Agilent Technologies» 7890А. В приборе применялась аналогичная колонка TR-5MS: 30 м х 0,25 мм ID х 0,25 мкм. Температура колонки программировалась от 40 °С (выдержка 2 мин) с градиентом 10 °С в мин до 250 °С и далее до 300 °С с градиентом 50 °С/мин. Температура ввода пробы - 260 °С и линии сепаратора - 200 °С. Энергия ионизирующих электронов - 70 эВ; температура ионного источника 230 °С. Регистрировали масс-спектр положительных ионов в диапазоне масс 30600 m/Z. Поток газа-носителя (Не) - 1,2 мл/мин. Количество вводимой пробы - 0,2 мкл. Для идентификации компонентов использовали полные масс-спектры, которые сравнивали со спектрами NIST-MS-Library. Для подтверждения использовались также времена удерживания и индексы Ковача. Количественный состав определяли по площадям хроматографических пиков без учета корректирующих коэффициентов.
Результаты и их обсуждение
В данной работе проведено исследование состава эфирного масла листьев Laurus Nobilis L., произрастающего в Республике Абхазия, полученного методом паровой дистилляции и СВЧ-экстракции. В результате проведенного нами исследования было установлено наличие 76 компонентов, идентифицировано из них 74. Плотность эфирного масла Laurus nobilis L. составила 0,921 г/см3. Состав эфирного масла несколько меняется в зависимости от метода экстракции. Оно состоит в основном из монотерпенов и сескви-терпенов циклического, бициклического и ациклического строения и из всевозможных оксигенированных производных этих соединений. Присутствует небольшое количество высших линейных углеводородов. Основным компонентом эфирного масла листьев Laurus nobilis L. является 1,8-цинеол или эвкалиптол. Среди компонентов при микроволновой экстракции содержание сесквитерпенов, их оксигенатов и других тяжелых компонентов выше, чем при гидродистилляции, что совпадает с данными [9-12].
В таблице 1 представлены результаты ГХ/МС анализа эфирного масла Laurus nobilis L, полученного СВЧ-экстракций.
Идентификацию компонентов осуществляли, используя три основных источника информации:
1. По данным масс-спектрометрии - сравнением масс-спектров полученных соединений со спектрами NIST library, при их совпадении не ниже, чем на 90%, а в отдельных спорных случаях - и по результатам рассмотрения закономерностей диссоциативной ионизации соответствующих соединений под действием электронного удара [37].
2. По данным хроматографнческого анализа - с учетом времени удерживания и индексов Ковача. Индексы Ковача брались для каждого вещества из литературных источников для капиллярных колонок, близких по своим свойствам к колонке, используемой в данной работе - TR-5MS (с неполярной фазой): DB-5, AT-5, HT-5 и/или их MS-вариантов и при условиях хроматографнческого анализа идентичных с нашими условиями.
3. Результат закреплялся по номеру соединения (изомера) Chemical Abstracts Service (CAS), взятого из паспортных данных соответствующего вещества на сайтах Интернета [NIST, PubChem, PubMed, Chemindustry, Pherobase, Wiley].
Таблица 1. Химический компонентный состав эфирного масла листьев Laurus Nobilis L.
Пик t, мин
№ Компонент KI Содержание, %* Формула № CAS Масс-спектр**
1 2 3 4 5 6 7 8
1 Уксусная кислота 2,360 602 0,32 С2Н4О2 64-19-7 60, 43, 45, 60, 42, 29, 31, 44, 41, 61
2 а-туйен 5,912 932 0,06 СюН16 2867-05-2 136.93, 91, 77, 92, 136, 79.106, 41, 65, 53
3 а-пинен 6,393 940 0,23 СюН16 80-56-8 136, 93, 91, 77, 41, 79, 39, 69, 53, 51, 121
4 Дегидро-1,8-цинеол 6,687 973 0,31 СюН160 66113-062 152, 109, 94, 124, 79, 69, 43, 137, 91, 134, 119, 152
5 Р-пинен 6,883 977 0,36 СюН16 127-91-3 136, 93, 69, 91, 41, 77, 79, 39, 92, 121,136
6 Сабинен 7,081 978 0,18 СюН16 3387-41-5 136, 93, 41, 77, 91, 79, 39, 69, 94, 80, 136,121
7 Мирцен 7,114 992 0,12 СюН16 123-35-3 136, 93, 41, 69, 39, 79, 53, 67, 77, 121,136
8 />-цимен 7,205 1030 0,83 С10Н14 99-87-6 134, 119, 134, 91, 117, 77, 41, 65, 39, 115, 103, 105
9 Лимонен 7,282 1032 3,00 СюН16 138-86-3 136, 68, 93, 67, 79, 121, 136, 94, 39, 107, 53
10 1,8-цинеол 7,366 1036 20,87 С10Н18О 470-82-6 154, 81, 43, 108, 111, 83, 71, 139, 93, 55, 69
11 у-терпинен 7,758 1061 0,22 СюН16 99-85-4 136, 93, 91, 136, 77, 121, 92, 79, 43, 105, 119
12 4-туйанол 7,899 1071 0,65 С10Н18О 546-79-2 154, 93, 91, 77, 43, 121, 136, 71, 79, 111, 92
13 Терпинолен 8,221 1087 0,81 СюН16 586-62-9 136, 93, 121, 136, 91, 79, 77, 41, 43, 105, 107
14 Линалоол 8,389 1098 3,12 С10Н18О 78-70-6 154, 93, 71, 55, 43, 41, 121, 80, 136.69, 67
15 Хотриенол 8,445 1101 0,22 СюН160 20053-888 152, 71, 82, 67, 43.41, 55, 119, 91, 79, 134
16 а-фенхол 8,605 1117 0,20 С10Н18О 22627-958 154, 81, 80, 41, 43, 55, 57, 67, 71, 69, 93, 139
17 />-ментен-1-ол 8,746 1133 0,79 С10Н18О 17699-160 154, 43.93, 79, 77, 111, 121, 91, 139, 136, 94
18 Изотуйол 8,889 1140 0,11 СюН160 513-23-5 154, 95, 93, 43, 41, 81, 55, 67, 79, 121, 69, 110
19 Сабинол 9,047 1147 2,14 СюН160 471-16-9 152, 92, 91, 81, 119, 109, 134, 70, 55, 79, 43
20 Пинокарвеол 9,124 1165 0,21 СюН160 1674-08-4 152, 91, 119 , 92, 77, 83, 109, 134, 55, 81, 79
21 i-пинокамфон 9,271 1172 0,43 СюН160 15358-880 152, 68, 79, 93, 67, 41, 55, 123, 91, 119, 134
22 Миртеналь 9,312 1173 0,18 С10Н14О 564-94-3 150, 79, 107, 41, 91, 108, 77, 39, 106, 39, 135
23 iso-пинокарвон 9,404 1175 1,15 С10Н14О 30460-925 150, 108, 81, 41, 53, 135, 79, 150, 107, 69, 77, 91
24 5-терпинеол 9,467 1177 1,49 С10Н18О 7299-42-5 154, 59, 81, 93, 95, 136, 43, 67, 79, 96, 121,139
Продолжение таблицы 1
1 2 3 4 5 6 7 8
25 Терпинен-4-ол 9,649 1180 8,60 С10Н18О 562-74-3 154, 71, 93, 111, 43, 136, 154, 91,
55, 69, 86, 121
26 Туй-3-ен-10-аль 9,712 1193 0,52 С10Н12О 99500-87- 150, 135, 91, 79, 43, 132, 117, 115,
5 119, 105, 107
27 Изокарвеол 9,754 1194 0,49 СюН160 35907-10- 152, 109, 119, 134, 91, 67, 41, 79,
9 95, 69, 55, 81
28 а-терпинеол 9,817 1197 3,61 С10Н18О 98-55-5 154, 59, 93, 121, 136, 81, 43, 79, 67,
92, 107, 139
29 Миртенол 9,908 1201 2,02 СюН160 515-00-4 152, 79, 91, 108, 41, 119, 77, 93, 67,
39, 55, 134
30 у-терпинеол 10,034 1203 0,23 С10Н18О 586-81-2 154, 93, 121, 91, 77, 136, 92, 39, 41,
43, 79, 139
31 Пиперитол 10,098 1204 0,20 С10Н18О 491-04-3 154, 84, 43, 41, 139, 93, 83, 55, 39,
69, 111, 136
32 Г-карвеол 10,195 1216 0,36 СюН160 1197-07-5 152, 109, 84, 119, 91, 41, 134, 83,
55, 152, 69, 137
33 ^иокарвеол 10,321 1230 0,45 СюН160 1197-06-4 152, 109, 91, 41, 119, 67, 55, 79, 93,
134, 69, 81
34 Не идентифициро- 10,403 0,21
35 ван Г-гераниол 10,499 1249 0,22 С10Н18О 106-24-1 154, 69, 93, 68, 123, 84, 80, 111,
121, 55, 136, 92
36 Не идентифициро- 10,564 0,22
37 ван Ундеканон 10,678 1266 0,86 С11Н22О 53452-7--3 170, 58, 43, 71, 59, 29, 41, 85, 96,
112, 170, 127
38 Сабинил ацетат 10,972 1287 0,87 С12Н18О2 3536-54-7 194, 91, 92, 43, 119, 134, 109, 81,
83, 194, 151, 41
39 Борнил ацетат 11,161 1289 1,31 С12Н20О2 76-49-3 196, 95, 121, 43, 136, 93, 41, 108,
67, 79, 154, 55
40 2-ундеканон 11,196 1291 1,03 С11Н22О 112-12-9 170, 58, 43, 71, 59, 41, 170, 85, 112,
155.141, 57
41 Периллилол 11,337 1302 0,23 СюН160 536-59-4 152, 68, 79, 91, 119, 92, , 93, 77, 41,
105, 39, 75, 134
42 Пинокарвил ацетат 11,409 1305 0,20 С12Н18О2 1686-15-3 194, 91, 43, 41, 92, 119, 134, 69, 79,
81, 108, 152
43 4-терпинил-ацетат 11,582 1305 3,38 С12Н20О2 4821-04-9 196, 93, 43, 136, 121, 79, 91, 81, 77,
107, 105, 67
44 Миртенил ацетат 11,666 1319 0,29 С12Н18О2 1079-01-2 194, 119, 91, 134, 43, 92, 77, 59,
105, 93, 41, 179
45 1-гидроксинео- 11,932 1341 0,94 С12Н20О3 212, 109, 43, 93, 108, 137, 152, 82,
дигидрокарвеил 79, 71, 83, 197
ацетат
46 а-терпинил ацетат 12,058 1348 15,72 С12Н20О2 80-26-2 196, 121, 93, 136, 68, 67, 79, 43, 77,
59, 41, 91, 181
47 Эвгенол 12,149 1354 2,43 С10Н12О2 97-53-0 164, 164, 149, 77, 103, 131, 91, 121,
137, 133, 104
48 Иланген 12,373 1362 0,54 С15Н24 14912-44- 204, 93, 105, 119, 120, 91, 161, 69,
8 92, 41, 79, 204
49 Р-элемен 12,618 1381 0,86 С15Н24 515-13-9 204, 81, 93, 67, 68, 41, 107, 147, 53,
121, 79, 189
50 метил-эвгенол 12,716 1402 4,63 С11Н14О2 93-15-2 178, 178, 91, 103, 107, 147, 163, 77,
115.65.135
51 Кариофиллен 13,031 1418 1,91 С15Н24 87-44-5 204, 93, 133, 91, 79, 69, 105, 41,
120, 107, 119, 161
52 Периллил ацетат 13,101 1425 0,24 С12Н18О2 15111-96- 194, 119, 91, 43, 134, 79, 94, 77, 93,
3 152, 137, 179
53 Циннамил ацетат 13,227 1442 0,28 С11Н1202 103-54-8 176, 115, 43, 116, 92, 105, 134, 133,
117, 77, 176
54 2-тридеканон 13,367 1482 0,25 С13Н260 593-08-8 198, 58, 43, 71, 59, 91, 41, 105, 161,
55, 119, 133
Окончание таблицы 1
1 2 3 4 5 6 7 8
55 Р-Селинен 13,479 1491 0,44 С15Н24 17066-670 204, 93, 41, 105, 91, 161, 133, 204, 81, 119, 189
56 Валенцен 13,535 1492 0,43 С15Н24 4630-07-3 204, 161, 204, 105, 93, 107, 79, 119, 133, 91, 135
57 Гермакрен-Б 13,801 1495 0,22 С15Н24 23986-745 204, 161, 105, 91.119, 41, 81, 79, 133, 55, 204, 147
58 Леден 13,871 1497 0,67 С15Н24 21747-466 204, 105, 107, 133, 161, 189, 147, 204, 93, 91, 81
59 а-муролен 13,969 1504 0,42 С15Н24 31983-229 204, 161, 91, 105, 189, 119, 133, 41, 204, 93, 107
60 у-кадинен 14,179 1507 0,47 С15Н24 1460-97-5 204, 161, 105, 91, 79, 93, 41, 138, 81, 77, 204, 55
61 5-кадинен 14,270 1508 0,41 С15Н24 483-76-1 204.161.119, 105, 134, 91.204, 41, 189, 81.77, 55
62 а-бизаболен 14,452 1511 0,48 С15Н24 29837-078 204, 93, 119, 121, 43, 79, 80, 67, 109, 77, 204, 55
63 Каламенен 14,509 1517 0,24 С15Н22 72937-554 202, 159, 187, 145, 160, 173, 43, 41, 129, 119, 91
64 Р-бизаболен 14,711 1522 0,20 С15Н24 495-61-4 204, 69, 93, 41, 94, 204, 67, 79, 109, 161, 107, 135
65 Р-спатчуленол 14,978 1570 0,40 С15Н24О 77171-552 220, 91, 105, 43, 119, 205, 159, 79, 131, 145, 187
66 1,5,7-додекатриен 15,020 1574 0,22 С12Н20 83085-830 164, 79, 93, 107, 91, 135, 77, 41, 164 , 67, 121, 55
67 Кариофиллен оксид 15,069 1577 1,10 С15Н24О 1139-30-6 220, 93, 79, 91, 41, 107, 69, 121, 55, 149, 161, 205
68 Спатчуленол 15,209 1581 0,24 С15Н24О 6750-60-3 220, 91, 93, 159, 107, 105, 79, 69, 119, 55, 177, 77
69 1-епи-кубенол 15,398 1615 0,26 С15Н26О 73365-772 222, 159, 105, 161.91, 81, 43, 55, 41, 204, 179, 207
70 т-муролол 15,502 1640 0,21 С15Н26° 19912-620 222, 161, 95, 43, 121, 204, 79, 105, 189, 93, 81
71 Кариофилладиен-5-ол 15,664 1651 0,52 С15Н24О 38284-263 220, 136, 91, 79, 105, 69, 41, 119, 93, 187, 202, 205
72 Р-эудесмол 15,832 1653 0,57 С15Н26О 473-15-4 222, 59, 149, 93, 108, 105, 79, 81, 164, 91, 189, 204
73 Кариофилленол 15,881 1654 0,25 С15Н26О 472-97-9 222, 91, 105, 79, 93, 107, 81, 67, 43, 131, 161, 189
74 а-кадинол 16,015 1659 0,20 С15Н26О 481-34-5 222, 43, 95, 121, 41, 204, 161, 105, 79, 81, 164, 93
75 а-копаен-8-ол 16,217 1665 0,20 С15Н24О 58569-258 220, 159, 119, 91, 105, 145, 41, 107, 133, 160, 202
76 а-бисаболол 16,521 1682 0,15 С15Н26° 515-69-5 222, 43, 69, 41, 109, 119, 93, 55, 67, 121, 204, 161,
76 2,7-дигидрокси-кадален 18,233 0,21 С15Н18О2 77401-253 230, 105, 230.119, 91, 215, 169, 143, 77, 197, 79
Итого 98,02
* Содержание компонентов в % от цельного эфирного масла. Приведены данные ГХ/МС анализа. (Следует помнить, что данные количественного хроматографического анализа с ПИД и МС детектором могут отличаться ввиду их различной чувствительности к одним и тем же веществам. При МС детекторе вариабельность значительно выше, так как чувствительность в этом случае зависит от большего числа факторов: эффективности ионизации, сечения ионизации и диссоциативной ионизации молекулярных ионов. Последняя сильно зависит от строения молекулы, наличия кратных связей и различных функциональных групп.); ** Первая цифра - молекулярный ион, если она подчеркнута, то пик иона присутствует в спектре.
Рассмотрение закономерностей диссоциативной ионизации осуществлялось только для компонентов, совпадение спектров которых было ниже 90% по отношению к библиотечному, и/или индексы Ковача которых не соответствовали времени удерживания, полученных в условиях хроматографнческого анализа в данной работе.
-(СНз)2СОИ M-59 *
ОН
M+, m/Z=154(1%)
M-(CH3)2COH)+, m/Z=95(42%)
Одним из самых низких процентов совпадения масс-спектров (48%) был зафиксирован для компонента с временем удерживания tya = 9,467 мин. Тщательное изучение этого спектра показало, что это спектр 5-терпинеола (а не 2-метил-6-метилен-7октен-2-ол - по выдаче библиотечного поиска). В нем имеется пик молекулярного иона этого циклического соединения М+ с m/Z = 154 (1%). В спектре также присутствует пик квазимолекулярного иона, образующиеся в результате потери метальной группы (М-СН3)+ с m/Z = 139 (8%), и пик ионов, образующихся при элиминировании воды (М-Н20)+ с m/Z = 136 (24%). Следует отметить, что образование молекулярных и квазимолекулярнх ионов в ходе диссоциативной иониза-ции для линейных молекул всегда менее вероятно, чем для их циклических гомологов [37]. В библиотечном же спектре линейного терпинеола эти пики, как и пик ионов с m/Z = 95 (образующийся по схеме) отсутствуют - есть лишь небольшой пик с m/Z = 136 (2%). Если в ходе этого процесса положительный заряд локализуется не на циклическом фрагменте, как показано на схеме, а на уходящей изопропанольной группе, то образуется основной ион (СН3)2СОН)+ с m/Z = 59 (100%). Пик ионов с m/Z = 59 в обоих спектрах является основным, поскольку оба вещества имеют изопропанольную группировку. Однако при отщеплении этой группы из молекулярного иона линейной молекулы остаточный линейный осколок не будет давать стабильного иона с m/Z = 95, поэтому пик этих ионов и отсутствует в библиотечном спектре. По этой же причине в нем нет и пика ионов с циклическим строением М-(СН3)2СОН,-СН2)+ с m/Z = 81, образующегося при элиминировании метилена из ионов с m/Z = 95, и характерного только для циклической молекулы 5-терпинеола с достаточно высокой интенсивностью пика m/Z = 81 (65%). Кроме основного пика ионов с m/Z = 59, в обоих спектрах присутствует также пик иона М-Н20,-(СН3)2СН)+ с m/Z = 93 с интенсивностью 52% в спектре 5-терпинеола и 21% в спектре линейной молекулы, что также свидетельствует в пользу циклического строения исходной молекулы. Все это указывает на принадлежность данного спектра 5-терпинеолу, а не 2-метил-6-метилен-7октен-2-олу. Кроме различий масс-спектров линейный компонент не подходит и по времени удерживания с индексом Ковача, лежащим в пределах 1090-1100. В то время как 5-терпинеол хорошо вписывался в ближайшее окружение по этому параметру (KI=1175) (см. табл. 1).
Плохая сходимость (77%) библиотечного спектра со спектром исследуемого образца выявлена для пика со временем удерживания 11,932 мин (см. табл. 1). По библиотечным данным это 7-охаби-цикло[4.1.0]гептан-1-метил,4-(1-метилэтенил) с молекулярной массой 152. Однако это вещество имеет индекс Ковача в пределах 1100, что не соответствовало положению данного пика на хроматограмме. Кроме того, в спектре этого вещества присутствуют пики ионов с m/Z = 212 (8%), 197 (7%) и 183 (1%), которых нет в библиотечном спектре. После разбора закономерностей диссоциативной ионизации установлено, что это спектр циклического монотерпена: 1-гидроксинеогидрокарвеил ацетата. Из его молекулярного иона m/Z = 212 (8%) при отщепления метальной группы образуется квазимолекулярный ион (М-СН3)+ с m/Z = 197 (7%) и после элиминирования из последнего метилена образуется ион (М-СН3,- СН2)+ с m/Z = 183 (1%). Образование пика ионов с m/Z = 152 объясняется элиминированием молекулы уксусной кислоты из молекулярного иона.
Это один из основных путей диссоциативной ионизации ацетатов органических со- ^ единений [37]. Наличие в спектрах обоих веществ основного пика ионов с m/Z = 43 объясняется отщеплением изопропильной группировки. Далее ион с m/Z = 152 диссоциирует практически по тому же пути, что и молекулярный ион вещества, выданного при библиотечном поиске. Поэтому в остальном их спектры очень похожи.
Ниже приведен пример, когда сходимость библиотечного спектра (аллоаромадендрен с молекулярной массой 204) со спектром анализируемого компонента (время удерживания 15,881) составила 93%. Однако индекс Ковача для этого вещества в условиях нашего анализа лежит в пределах 1470-1500, что не
ОН
ОН
СН3СООН
M+, m/Z=212(8%)
M- СН3СООН)+, m/Z= 152(24%)
соответствует положению пика на хроматограмме. Внимательное рассмотрение спектров показало, что в нашем спектре присутствует пик ионов с m/Z = 222 (4%) - это пик молекулярного иона кариофилленола и пик его квазимолекулярного иона (М-СН3)+ с m/Z = 207 (6%). Оба этих пика отсутствуют в библиотечном спектре. Появление пика ионов с m/Z = 204 легко объясняется элиминированием молекулы воды из моле-
Далее эти ионы с m/Z = 204 диссоциируют по той же схеме, что и молекулярные ионы аллоаромадендрена, поэтому спектры обоих веществ практически совпадают. Индекс Ковача для кариофилленола лежит в пределах 1650-1659, что соответствует положению этого компонента на хроматограмме в наших условиях анализа.
Обнаруженный нами кадалендиол (№76 в табл. 1) является фотоактивируемым фитоалексином. Он продуцируется листьями растения в ответ на воздействие паразитов, являясь ингибитором роста этих паразитов [38]. Следует отметить, что в литературных данных мы не нашли сообщения об обнаружении кадалендиола в составе эфирного масла Laurus Nobilis L.
В таблице 2 представлены результаты сравнительного количественного состава основных компонентов эфирного масла Laurus Nobilis L., полученного обычной гидродистилляцией (ГД) и СВЧ-экстракцией. Из таблицы 2 видно, что выход более тяжелых сесквитерпенов и их окси производных при СВЧ-экстракции несколько выше. Отдельные тяжелые сесквитерпены экстрагируются только СВЧ-методом (сравните с табл. 1).
Таблица 2. Зависимость компонентного состава эфирного масла Laurus ^ЫШ L. от метода получения*
№ Компонент ГД, % СВЧ, % № Компонент ГД, % СВЧ, %
1 Уксусная кислота 0,03 0,11 26 1-гераниол 0,03 0,02
2 а-туйен 0,24 0,58 27 Сабинил ацетат 0,08 0,04
3 а-пинен 1,93 4,72 28 Борнил ацетат 0,30 0,18
4 Камфен 0,25 0,22 29 2-ундеканон 0,03 0,05
5 Сабинен 7,12 12,51 30 4-терпинил ацетат 0,37 0,28
6 ß-пинен 3,15 4,21 31 Миртенил ацетат 0,07 0,14
7 Мирцен 0,16 1,79 32 1 -гидроксинео-дигидрокарвеилацетат 0,08 0,13
8 р-цимен 0,61 0,18 33 а-терпинил ацетат 5,78 3,44
9 лимонен 3,65 4,50 34 Эвгенол 0,27 0,15
10 1,8-цинеол 61,65 52,65 35 Иланген 0,21 0,28
11 у-терпинен 0,8 0,13 36 Р-элемен 0,20 0,24
12 4-туйанол 0,63 0,97 37 Метил-эвгенол 0,09 0,46
13 Терпинолен 0,65 0,70 39 Кариофиллен 0,23 0,48
14 Линалоол 3,48 5,56 40 Р-селинен 0,03 0,05
15 Хотриенол 0,22 0,11 41 Гермакрен-Б 0,04 0,07
16 р-ментен-1-ол 0,09 0,04 42 Леден 0,23 0,34
17 сабинол 0,10 0,06 43 у-кадинен 0,03 0,08
18 i-пинокарвеол 0,08 0,02 44 5-кадинен 0,02 0,05
19 5-терпинеол 0,21 0,10 45 а-бизаболен 0,06 0,10
20 Терпинен-4-ол 2,00 1,31 46 Р-спатчсуленол 0,10 0,07
21 Туй-3-ен-4-ол 0,05 0,04 47 Кариофиллен оксид 0,17 0,16
22 а-терпинеол 1,27 0,36 49 1-эпи-кубенол 0,01 0,05
23 миртенол 0,17 0,28 50 Кариофилладиен-5-ол 0,01 0,04
24 t-карвеол 0,08 0,06 51 Р-эудесмол 0,02 0,06
25 с-карвеол 0,04 0,03
*Данные по относительному процентному содержанию приведены по данным ГХ-ПИД для компонентов, обнаруженных обоими методами. Полный состав компонентов экстрагированных СВЧ экстракцией (см. табл. 1).
кулярных ионов кариофилленола:
-H2O
M+, m/Z=222(4%)
M-H2O)+, m/Z=204(22%)
Следует особо отметить, что в литературных данных нет полного соответствия по компонентному химическому составу эфирного масла Ьаыгш ЫвЫШ Ь. Как правило, фигурирует 15-20 компонентов, присутствующих во всех работах. По-видимому, это связано с тем, что число компонентов в масле и их относительное содержание зависит от ряда объективных и субъективных причин. Объективные причины - регион произрастания, сезон сбора, состояние сырья (сухое, свежее и пр.) и метод получения эфирного масла. Субъективные - методика (не метод) анализа, в частности условия проведения анализа. Поскольку все эти несоответствия относятся в основном к минорным компонентам, то представляется целесообразным привести таблицу таких компонентов (табл. 3) с содержанием менее 0,1%, которые не были идентифицированы из-за некачественных масс-спектров.
Таблица 3. Времена удерживания и линейные индексы удерживания (I лин) неидентифицированных минорных компонентов эфирного масла Ьаыгш ЫоЫШ Ь, обнаруженных методом ГХ/МС
№ t,MHH I лин № t,MHH I лин № T,mhh I лин
1 5,91 906 10 10,73 1272 18 14,69 1521
2 6,45 944 11 11,06 1288 19 15,61 1649
3 7,41 1046 12 11,75 1321 20 15,92 1657
4 7,46 1050 13 12,81 1409 21 16,31 1672
5 7,57 1056 14 12,93 1415 22 16,43 1676
6 7,98 1075 15 13,34 1473 23 16,67 1687
8 9,23 1169 16 13,62 1493 24 18,85 1692
9 9,32 1174 17 14,04 1405 25 18,98 1699
Выводы
1. В ходе проведенного исследования в составе эфирного масла Laurus Nobilis L. из Абхазии обнаружено 76 химических компонентов. Среди них циклические и бициклические монотерпены, (по-ли)циклические сесквитерпены и их оксигенированные производные. Большинство этих веществ успешно используются в фармацевтической промышленности, парфюмерии и пищевой промышленности.
2. Сравнение методов получения эфирного масла Laurus Nobilis L. из листьев растения показало, что в ходе СВЧ-экстракции выделяется несколько больше компонентов в основном за счет более тяжелых се-сквитерпенов и их оксипроизводных.
3. Впервые в составе эфирного масла Laurus Nobilis L. обнаружен 2,7-дигидроксикадален. Он является фотоактивируемым фитоалексином и продуцируется листьями растения в ответ на воздействие пара -зитов, являясь ингибитором роста этих паразитов.
Список литературы
1. Baria A., Topcu G., Tumen G., Kingston D.G.I. Identification of cytoxic sesquiterpenes from Laurus Nobilis L. // Food Chem. 2007. Vol. 104. Pp. 1478-1484.
2. Adams R.P. Identification of essential oil components by Gas Cromatography/Mass Spectrometry. Allured Pabl. Corp.: Carol Stream, IL (USA), 1995.
3. Macchioni F., Perrucci S. Pierluigi C., et al. Composition and Acaricidal Activity of Laurus novocanariensis and Laurus Nobilis Essential Oils Against Psoroptes cuniculi // J. Essential Oil Res. 2006. N1. Pp. 27-31.
4. Sangun M.K., Aydin E., At al. Comparision of chemical composition of the essential oil of Laurus Nobilis L. leaves and fruits from different regions of Hatay, Turkey // J. Environm. Biol. 2007. N28(4). Pp. 731-733.
5. Flamini G., Tebano M., Cioni P.L., at al. Comparision between the conventional method of extraction of essential oil of Laurus Nobilis L. and novel method which uses microwaves applied in situ, without resorting to an oven // J. Chromatography A. 2007. N1143. Pp. 36-40.
6. Yalfin H., Akin M., Sanda M., Qakir A. GC/MS analysis of Laurus Nobilis essential oil composition of Northern Cyprus // J. Med Food. 2007. N10(4). Pp. 715-719.
7. Verdian-risi M., at al. Phenological variation of Laurus Nobilis L.essential oil from Iran // Electronic J. Environm. Agricult. Food Chem. 2008. N7(11). Pp. 3321-3325.
8. Carreda A., Marongiu D., Porcedda S., Soro C. Supercritical CO2 extraction and characterization of Laurus nobilis essential oil // J. Agric. Food Chem. 2002. N30. Pp. 1492-496.
9. Marzouki H., Khaldi A., Marongiu B. et al. Isolation of the oils from Laurus Nobilis of Tunisia and Algeria by supercritical CO2 extraction // Electronic J. Environm. Agricult. Food Chem. 2004. N3. Pp. 113-118.
10. Marzouki H., Piras A., et al. Extraction and separation of volatile and fixed oils from berries of Laurus Nobilis by supercritical CO2 extraction // Molecules. 2008. N13. Pp. 1702-1711.
11. Zekovic Z.P., Lepojevic Z.D., Mujic I.O. Laurel extracts obtained by steam distillation, supercritical fluid and solvent extraction // J. Nat. Prod. 2009. Vol. 2. Pp. 104-109.
12. IvanoviC J. et al. Supercritical CO2 extract and essential oil of bay (Laurus Nobilis L.) - chemical composition and antibacterial activity // J. Serbian Chem. Soc. 2010. Vol. 75(3). Pp. 395-404.
13. Marzouki H. at al. Essential oil composition and variability of Laurus Nobilis L. growing in Tunisia, comparison and chemometric investigation of different plant organs // Nat. Prod. Res. 2009. N23(4). Pp. 343-354.
14. Kilic A., Hafizoglu H., Kollmannsberger H., Nitz S. Volatile constituents and key odorants in leaves, buds, flowers, and fruits of Laurus Nobilis // J. Agric. Food Chem. 2004. N52. P. 160.
15. Castilho P.C., Costa V.C., Rodrigues A., Partidario A. Characterization of laurel fruit oil from Madeira Island, Portugal // JAOCS. 2005. Vol. 82. N13. Pp. 863-868.
16. Hafizoglu T., Reunanen M. Studies on the components of Laurus nobilis from Turkey with special referene to laurel berry fat // Fat Sci. Technol. 1993. N95. Pp. 304-308.
17. Derwich E., Benziane Z., Boukir A. Chemical composition and antibacterial activity of leaves essential oil of Laurus Nobilis from Morocco // Austr. J. Basic Appl. Sci. 2009. N3(4). Pp. 3818-3824.
18. Verdian-rizi M. Chemical composition and Larvicidal activity of the essential oil of Laurus Nobilis L. from Iran // Iranian J. Pharm.Sci. 2009. N5(1). Pp. 47-50.
19. Marzouki H., Elaissi A. et al. Seasonal and geographical variation of Laurus Nobilis L. essential oil from Tunisia // Open Natur. Prod. J. 2009. N2. Pp. 86-91.
20. Verdian-risi M. Variation in the essential oil composition of Laurus Nobilis L. of different growth stages cultivated in Iran // J. Basic Appl. Sci. 2009. N5(1). Pp. 33-36.
21. Sayyah M., Vaizadeh J., Kamalinejad M. Anticonvulsant activity of the leaf essential oil of Laurus nobilis against pentylenetetrazol and maximal electroshock-induced seizures // Phytomedicine. 2002. Vol. 9(3). Pp. 212-216.
22. Zargari A. Medicinal Plants. Teheran, 1990. Vol. IV. Pp. 325-328.
23. Aqili Khoreseny M.S., Collection of drugs (Materia media) // Engelab-e-Eslami Publishing and Educational organization. Tegeran, 1992. Pp. 624-630.
24. Simic M., Kondakovic T.K., Kovacevi N. Preliminary assay on the antioxidative activiti of Laurus nobilis extracts // Fitoterapia. 2003. N7(6). Pp. 613-616.
25. Kaurinovic B., Popovic M., Vlaisavljevic S. In vitri and in vivo effects of Laurus nobilis L. leaf extracts // Molecules. 2010. N15. Pp. 3378-3390.
26. Qamar S., Cliaudhary F.M. Antifungal activity of some essential oil from local plants // Pak J Sci. Indust. Res. 1991. N34. Pp. 30-31.
27. Corato U., Maccioni O., Trupo M., Sanzo G. Use of essential oil of Laurus nobilis obtained by means of a supercritical CO2 technique against post harvest spoilage fungi // Crop Protection. 2010. Vol. 29(2). Pp. 142-147.
28. Al-Hussaini R., Mahasneh A.M. Microbal growth and quorum sensing antagonist activities of herbal plants extracts // Molecules. 2009.N14. Pp. 3425-3435.
29. Masood N., Chaudhry A., Tariq P. Bactericidal activity of Black pepper, Bay leaf, Aniseed and Coriander against oral isolates // Pak. J. Farm. Sci. 2006. Vol. 19(3). Pp. 214-218.
30. Filipowicz N., Kaminski M., Kurlenda J., Asztemborska M. Antibacterial and antifungal activity of juniper berry oil and its selected components // Phytotherapy Research. 2003. N17. Pp. 227-231.
31. Sivropoulou A.C., et al. Antimicrobial, Cytotoxic and Antiviral Activity of Salvia fruticisa Essential oil // J. Agric. Food Chem. 1997. N45. Pp. 3197-3201.
32. Al-Hussaini R., Mahasneh A.M. Antimicrobal and antiquorum sensing activity of Laurus nobilis L extracts // J. Med. Sci. 2009. Vol. 43(4). Pp. 286-298.
33. Moghtader M., Farahmand A. Evaluation of the antibacterial effects of essential oil from the leaves of Laurus nobilis L. in Kerman Province // J. Microbiology and Antimicrobials. 2013. Vol. 5(2). Pp. 13-17.
34. Al-Kalaldeh J.Z. et al. Volatile oil composition and antiproliferative activity of Laurus nobilis L, Origanum syriacum, Origanum vulgare and Salvia triloba against human breast adenocarcinoma cells // Nutrition Res. 2010. Vol. 30(4). Pp. 271-278.
35. El-Sawi S.A., Ibrahim M.E., Ali A.M. Cytotoxic, antioxidant and antimicrobial activities of essential oil of leaves of Laurus nobilis L grown in Egypt and its chemical composition // Med. Arom. Plant Sci. Biotechnology. 2009. Vol. 3. Special issue 1. Pp. 16-23.
36. Uchoiyama N., K.Matsunaga, Kiuchi F., Yjnda G., Tsubouchi A., Nakalma-Shimada J., Aoki T. Tripanocidal Terpenoids from Laurus nobilis L. // Chem. Farm. Bull. 2002. Vol. 50. Pp. 1514-1516.
37. Gross J. Mass spectrometry. 2-nd ed. Berlin; Heidelberg: Springer-Verlag, 2011. 350 p.
38. Edwards W.R., Hall J.A. Light filtering by epidermal flavonoids during the resistant response of cotton to Xanthomonas protects leaf tissue from light-dependent phytoalexin toxicity // Phytochemistry. 2008. Vol. 69(12). Pp. 2320-2328.
Поступило в редакцию 18 июня 2014 г.
После переработки 21 октября 2014 г.
Lavrentiev V.I.12*, Markoliya A.A.1, Bagatelle S.A.1, Tania R.G.2 CHROMATOGRAPHY-MASS SPECTROMETRIC STUDIES COMPONENT OF CHEMICAL COMPOSITION OF ESSENTIAL OIL LAURUS NOBILIS L. ABKHAZIA 1«ERA-Sukhumi Physical-Technical Institute», the village Agudzera, Gulripshi district, 384964 (Abkhazia), e-mail: [email protected]
2Abkhazian State University, ul. Universitetskaya, 1, Sukhumi, 384904 (Abkhazia)
The aim of this work is the gas chromatography-mass spectrometiic investigation of the component chemical composition of essential oil of leaves of Laurus nobilis L., grown in a humid subtropical climate of the Republic. Over the last 10-15 years, published data on the high effectiveness of the essential oil as an anti-bacterial agent for a variety ryadya strains, in particular for staphylococcus c higher activity than antibiotic tetracycline; as an anti-cancer agent against a number of pathogenic cells, including against the growth of MCF7 mammary adenocarcinoma, as well as a number of other pharmaceutical applications. The dependence of the composition of the essential oil from the growing region efironosov and its pharmaceutical value determined the relevance of the work. During the study we identified 76 compounds, 74 have been identified: 48 monoterpenes (core: limonene, 1,8-cineole, linalool, sabinol, terpinen-4-ol, a-terpineol, a-terpinene acetate, eugenol, methyl eugenol) and 22 sesquiterpene (basic: caryophyllene, P-elements, caryophyllene oxide). A comparative analysis of the obtained essential oil by steam hydrodistillation and microwave (MW) hydrodistillation. The essential oil obtained by the microwave, increased content of cyclic monoterpenes. So the content of a-pinene in the hydrodistillation of 1,93%, while the microwave method, 4,72%; Sabina content of 7,12 and 12,51%, respectively. Microwave method gives a greater number of severe sesquiterpenes. And the output of individual sesquiterpenes in the microwave method can be up to 2 - 3-fold higher compared to Steam distillation. Thus, the content of caryophyllene 0,48 and 0,23%, respectively; similarly for P-eudesmola 0,06 and 0,02%. A brief literature review on the preparation and properties of essential oil of Laurus nobilis L.
Keywords: Laurus nobilis L., essential oil, steam distillation, for microwave (MW) Steam distillation, gas chromatog-raphy-mass spectrometry, dissociative ionization.
References
1. Baria A., Topcu G., Tumen G., Kingston D.G.I. Food Chem. 2007, vol. 104, pp. 1478-1484.
2. Adams R.P. Identification of essential oil components by Gas Cromatography/Mass Spectrometry. Allured Pabl.
Corp.: Carol Stream, IL (USA), 1995.
3. Macchioni F., Perrucci S. Pierluigi C., et al. J. Essential Oil Res. 2006, no. 1, pp. 27-31.
4. Sangun M.K., Aydin E., At al. J. Environm. Biol. 2007, no. 28(4), pp. 731-733.
5. Flamini G., Tebano M., Cioni P.L., at al. J. Chromatography A. 2007, no. 1143, pp. 36-40.
6. Yalçin H., Akin M., Sanda M., Çakir A. J. Med Food. 2007, no. 10(4), pp. 715-719.
7. Verdian-risi M., at al. Electronic J. Environm. Agricult. Food Chem. 2008, no. 7(11), pp. 3321-3325.
8. Carreda A., Marongiu D., Porcedda S., Soro C. J. Agric. Food Chem. 2002, no. 30, pp. 1492-496.
9. Marzouki H., Khaldi A., Marongiu B. et al. Electronic J. Environm. Agricult. Food Chem. 2004, no. 3, pp. 113-118.
10. Marzouki H., Piras A., et al. Molecules. 2008, no. 13, pp. 1702-1711.
11. Zekovic Z.P., Lepojevic Z.D., Mujic I.O. J. Nat. Prod. 2009, vol. 2, pp. 104-109.
12. IvanoviC J. et al. J. Serbian Chem. Soc. 2010, vol. 75(3), pp. 395-404.
13. Marzouki H. at al. Nat. Prod. Res. 2009, no. 23(4), pp. 343-354.
14. Kilic A., Hafizoglu H., Kollmannsberger H., Nitz S. J. Agric. Food Chem. 2004, no. 52, p. 160.
15. Castilho P.C., Costa V.C., Rodrigues A., Partidario A. JAOCS. 2005, vol. 82, no. 13, pp. 863-868.
16. Hafizoglu T., Reunanen M. FatSci. Technol. 1993, no. 95, pp. 304-308.
17. Derwich E., Benziane Z., Boukir A. Austr. J. Basic Appl. Sci. 2009, no. 3(4), pp. 3818-3824.
18. Verdian-rizi M. Iranian J. Pharm.Sci. 2009, no. 5(1), pp. 47-50.
19. Marzouki H., Elaissi A. et al. Open Natur. Prod. J. 2009, no. 2, pp. 86-91.
20. Verdian-risi M. J. Basic Appl. Sci. 2009, no. 5(1), pp. 33-36.
21. Sayyah M., Vaizadeh J., Kamalinejad M. Phytomedicine. 2002, vol. 9(3), pp. 212-216.
22. Zargari A. Medicinal Plants. Teheran, 1990, vol. IV, pp. 325-328.
23. Aqili Khoreseny M.S. Engelab-e-Eslami Publishing and Educational organization. Tegeran, 1992, pp. 624-630.
24. Simic M., Kondakovic T.K., Kovacevi N. Fitoterapia. 2003, no. 7(6), pp. 613-616.
25. Kaurinovic B., Popovic M., Vlaisavljevic S. Molecules. 2010, no. 15, pp. 3378-3390.
26. Qamar S., Cliaudhary F.M. Pak J Sci. Indust. Res. 1991, no. 34, pp. 30-31.
27. Corato U., Maccioni O., Trupo M., Sanzo G. Crop Protection. 2010, vol. 29(2), pp. 142-147.
28. Al-Hussaini R., Mahasneh A.M. Molecules. 2009, no. 14, pp. 3425-3435.
29. Masood N., Chaudhry A., Tariq P. Pak. J. Farm. Sci. 2006, vol. 19(3), pp. 214-218.
30. Filipowicz N., Kaminski M., Kurlenda J., Asztemborska M. Phytotherapy Research. 2003, no. 17, pp. 227-231.
31. Sivropoulou A.C., et al. J. Agric. Food Chem. 1997, no. 45, pp. 3197-3201.
32. Al-Hussaini R., Mahasneh A.M. J. Med. Sci. 2009, vol. 43(4), pp. 286-298.
33. Moghtader M., Farahmand A. J. Microbiology and Antimicrobials. 2013, vol. 5(2), pp. 13-17.
34. Al-Kalaldeh J.Z. et al. Nutrition Res. 2010, vol. 30(4), pp. 271-278.
* Corresponding author.
35. El-Sawi S.A., Ibrahim M.E., Ali A.M. Med. Arom. PlantSci. Biotechnology. 2009, vol. 3, no. 1, pp. 16-23.
36. Uchoiyama N., K.Matsunaga, Kiuchi F., Yjnda G., Tsubouchi A., Nakalma-Shimada J., Aoki T. Chem. Farm. Bull. 2002, vol. 50, pp. 1514-1516.
37. Gross J. Mass spectrometry. 2-nd ed. Berlin; Heidelberg: Springer-Verlag, 2011, 350 p.
38. Edwards W.R., Hall J.A. Phytochemistry. 2008, vol. 69(12), pp. 2320-2328.
Received June 18, 2014 Revised October 21, 2014
