CC BY
107
Химия растительного сырья. 2012. №3. С. 115-120.
УДК 582.671.12+543.544.43+543.432
ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ И АНТИОКСИДАНТНАЯ АКТИВНОСТЬ ЭКСТРАКТОВ СЕМЯН NELUMBO NUCIFERA
© Е.И. Кондратенко1, А.В. Великородов1', МохамадАхмед Эль сайедАвад1, Н.А. Ломтева1,
КН. Кондратенко2
1 Астраханский государственный университет, пл. Шаумяна, 1, Астрахань,
414000 (Россия), e-mail: [email protected]
2Санкт-Петербургская государственная химико-фармацевтическая академия, ул. Рентгена, 21, Санкт-Петербург, 197101 (Россия), e-mail: [email protected]
Экстракцией 50% водным этанолом с последующим удалением растворителя при пониженном давлении получены экстракты из семян Nelumbo nucifera. Методом газожидкостной хроматографии определено содержание высших жирных кислот из липидной фракции экстракта после их превращения в метиловые эфиры при обработке диазометаном. Исследована антиоксидантная активность экстрактов семян лотоса методом перекисного окисления липидов и по уменьшению поглощения 2,2-дифенил-1-пикрилгидразила (ДФПГ) при X 517 нм. Оценено общее содержание фенолов и флавоноидов в экстрактах семян Nelumbo nucifera.
Ключевые слова: лотос орехоносный, Nelumbo nucifera, экстракт, химический состав, газожидкостная хроматография, спектрофотоколориметрия, жирные кислоты, фенольные соединения, флавоноиды, антиоксидантная активность.
Введение
Лотос орехоносный (Nelumbo nucifera) относится к семейству Лотосовые (Nelumbonaceae). Произрастает на мелководных участках устья Волги, вдоль берегов небольших рек, ериков, дельты. Гелофит. Травянистый длиннокорневищный поликарпик, прибрежноводный гипергликофит, гидрофит [1].
Лотос орехоносный является реликтовым растением, применяющимся с давних времен в народной медицине (не только китайской, индийской, но и жителей рыболовецких сел Астраханской области XVIII-XIX вв.). Основные биологически активные вещества экстрактов лотоса орехоносного - флавоноиды
(кверцетин, изокверцетин, нелумбозид), лейкоанто-цианиды (лейкоцианидин, лейкодельфинидин), алкалоиды (нуциферин, неферин) [2].
В древнем Китае корневища лотоса орехоносного использовали как мочегонное, кровоостанавливающее, тонизирующее средство, а также при недостатке витамина B1. Плоды лотоса входят в состав более чем двухсот препаратов китайской и индийской медицины.
Экстракт семян лотоса орехоносного обладает гепатопротективным действием, а также снижает интенсивность процессов свободнорадикального окисления. Nelumbo nucifera обладает мочегонным, жаропонижающим, гипогликемическимдействием [3].
Антиоксидантная активность различных частей лотоса орехоносного хорошо известна [4].
* Автор, с которым следует вести переписку.
Кондратенко Елена Игоревна - заведующая кафедрой молекулярной биологии, генетики и биохимии, профессор, доктор биологических наук, тел./факс: (8512)51-82-64, e-mail: [email protected] Великородов Анатолий Валериевич - заведующий кафедрой органической и фармацевтической химии, профессор, доктор химических наук, тел./факс: (8512)51-82-64, e-mail: [email protected] МохамадАхмед Эль сайед Авад - аспирант кафедры молекулярной биологии, генетики и биохимии, тел./факс: (8512)51-82-64, e-mail: [email protected] Ломтева Наталья Аркадьевна - доцент кафедры молекулярной биологии, генетики и биохимии, кандидат биологическихнаук, тел./факс: (8512)51-82-64, e-mail: [email protected] Кондратенко Кирилл Николаевич - студент, e-mail: [email protected]
Многими исследователями показана роль экстрактов в регуляции метаболизма [5], доказана имму-норегуляторная активность биологически активных веществ лотоса орехоносного [4].
Изучение химического состава семян популяции лотоса орехоносного, произрастающего в дельте реки Волги, ранее практически не предпринималось, так как растение занесено в Красную Книгу России. В последние годы плантации лотоса орехоносного в Астраханском регионе существенно расширились. Кроме того, появились участки, на которых лотос специально выращивается, что позволяет осуществлять заготовку сырья в этих местах.
Цель настоящей работы - исследование химического состава образцов экстракта семян лотоса орехоносного, произрастающего в низовьях реки Волги, оценка антиоксидантной активности экстрактов различными методами.
Экспериментальные условия
Сырье. Семена лотоса орехоносного заготавливали в сентябре на участках вблизи населенных пунктов Астраханской области (г. Камызяк, п. Володаровский). Семена во избежание разрушения биологически активных веществ и для удаления излишней влаги высушивали наиболее распространенным методом -воздушной сушкой, основанной на свободном доступе воздуха к растительному материалу, разложенному в затемненном месте, и вместе с оболочкой размалывали в агатовой ступке.
Экстракт из семян Nelumbo nucifera получали экстракцией биологически активных веществ с помощью 50% водного этанола согласно протоколу WHO CG-04 [6]. Семена лотоса массой 500 г высушивали, измельчали до порошкообразного состояния и подвергали экстрагированию 50%-ным этанолом в аппарате Сокслетта. Растворитель удаляли на ротационном испарителе при пониженном давлении (20 мм рт. ст.). Выход экстракта в виде красновато-коричневой вязкой массы составил 10%.
Выделение липидов из густого экстракта семян лотоса орехоносного. Выделение липидов осуществляли по методу [7] с использованием смеси хлороформ - метанол, 2 : 1 (по объему). Соединения нелипидной природы удаляли трехкратной промывкой экстракта смесью метанол - вода, 1 : 1 (по объему). Хлороформный раствор липидов сушили безводным сульфатом натрия, растворитель удаляли при 60 °С при пониженном давлении в вакууме водоструйного насоса.
Отделение жирных кислот. Образцы липидов омыляли в течение ночи с помощью 20%-ного этаноль-ного раствора KOH при комнатной температуре. Жирные кислоты из калиевых солей выделяли подкислени-ем раствора с помощью 5 н соляной кислоты и экстрагировали диэтиловым эфиром. Эфирный экстракт промывали 3 раза дистиллированной водой, сушили безводным сульфатом натрия и фильтровали [8].
Определение жирных кислот, выделенных из липидной фракции экстрактов семян лотоса, осуществляли методом газожидкостной хроматографии [9] после их превращения в соответствующие метиловые эфиры при обработке диазометаном. Эфирный раствор диазометана получали из N-HHTp030-N-метилмочевины по известной методике [10].
Колонка TR-FAME (70% цианопропилполисилфениленсилоксан), капиллярная колонка размером 30 м х 0,25 мм, толщина пленки - 0,25. Режим хроматографирования: температура инжектора - 200 °С; температура детектора - 220 °С; плазменно-ионизационный детектор: начальная температура - 140 °С, время удерживания - 0 мин, скорость - 5 °С/мин; температура - 200 °С; время удерживания - 3 мин, скорость потока газов: азота - 30 мл/мин, водорода - 50 мл/мин, воздуха - 350 мл/мин.
Жирные кислоты, выделенные из липидов, и стандартные образцы жирных кислот (Nu-chek Prop.) с хроматографической чистотой 99% (C10:0, C11:0, C12:0, C13:0, C14:0, C15:0, C15:1, C18:0, C18:1, C18:2, C18:3, C20:0, C20:1, C22:0) отдельно растворяли в небольшом количестве безводного метанола, добавляли небольшими порциями раствор диазометана в диэтиловом эфире до прекращения выделения газообразного азота. Реакционную массу оставляли при комнатной температуре на 10 мин, а затем концентрировали до объема 10 мл, при этом избыток диэтилового эфира и диазометана удаляли при комнатной температуре с помощью струи газообразного азота. Для полного растворения метиловых эфиров жирных кислот добав-ляли по 2 капли хлороформа. Чистоту метиловых эфиров стандартных образцов дополнительно контролировали методом газожидкостной хроматографии.
Метиловые эфиры жирных кислот, полученные из образцов экстракта, и стандартные вещества анализировали на газовом хроматографе Pye Unicam Series 304, оборудованном детектором двойной ионизации и двойным регистрирующим устройством. Разделение метиловых эфиров жирных кислот проводилось с использованием стеклянной колонки, скрученной в спираль (1,5 м х 4 мм), заполненной диатомитом (100-
120 mesh), на который нанесен 10% адипинат полиэтиленгликоля. Повышение температуры колонки 8 °С/мин от 190 °С, затем изотермально при 190 °С в течение 25 мин при подаче азота со скоростью 30 мл/мин.
Общее содержание фенолов и флавоноидов определяли колориметрическим методом [11].
Выделение фенольных соединении. Экстракцию фенольных соединений выполняли с использованием различных растворителей (метанола, этанола, смеси этанола и воды, 1 : 1, ацетона, 2-пропанола и этилацета-та) в диапазоне pH от 1,5 до 3,6. Для удаления жиров из полученных экстрактов их обрабатывали в орбитальном шейкере (SO1, Stuart Scientific UK) трехкратно гексаном (в соотношении 10 : 1 (объем/вес)) при комнатной температуре в течение 1,5 ч. Экстракт затем фильтровали с использованием GF/F бумажного фильтра на воронке Бюхнера, фильтрат, содержащий липиды, отбрасывали. Остаток повторно экстрагировали различными растворителями (метанолом, этанолом, смесью этанола и воды (1 : 1), 2-пропанолом и этилацетатом) при разных соотношениях объема растворителя к массе образца (от 3 : 1 до 12 : 1) и продолжительности экстракции (от 30 мин до 24 ч) в орбитальном шейкере при комнатной температуре. Полученный экстракт вновь фильтровали с использованием GF/F бумажного фильтра на воронке Бюхнера. Объединенные фильтраты упаривали досуха на роторном испарителе (Ika-Werke RV06-ML, Германия), а остаток снова растворяли в метаноле и хранили при температуре -20 °С до последующего анализа.
Определение содержания фенолов. Общее содержание фенолов в экстрактах семян лотоса осуществляли колориметрическим методом при X 725 нм с использованием реагента Фолина - Чикальтео [12]. Ме-танольный раствор экстракта (0,1-0,3 мл), 20 мл деионизированной воды и 0,63 мл реагента Фолина - Чикальтео добавляли в мерную колбу объемом 25 мл. Через 3 мин в колбу приливали 2,5 мл 35%-ного раствора карбоната натрия. Содержимое перемешивали и доводили до метки деионизированной водой. Через 1 ч измеряли поглощение образца при X 725 нм относительно пустой кюветы на двулучевом УФ-спектрофотометре Hitachi U-3210. В качестве стандарта для получения калибровочной кривой и для определения фенольных соединений от 60 до 140 мг в 25 мл анализируемого раствора служила 3,4,5-три-гидроксибензойная кислота.
Выделение флавоноидов из семян лотоса. Флавоноиды экстрагировали по методу Гертога [13], для чего 5 г каждого образца экстракта семян лотоса гомогенизировали с 40 мл 75%-ного метанола и трет-бутилгидрохиноном в агатовой ступке. К полученной смеси осторожно добавляли 10 мл 6 н соляной кислоты. Полученную смесь нагревали при 90 °С в течение 2 ч. После охлаждения смесь фильтровали через бумажный фильтр из Ватмана №1 и переносили в мерную колбу с помощью метанола. После вытеснения воздуха азотом разложение флавоноидов ингибируется. Экстракты хранили при -80 °С для проведения последующего анализа.
Определение общего содержания флавоноидов выполнено косвенно путем оценки общего содержания фенольных соединений. Общее содержание фенольных соединений определено с помощью реагента Фолина - Чикальтео [14,15]. Смешивали 1 мл образца (разбавленного от 50 до 25% от исходной концентрации метанолом), 0,5 мл 2 н реагента Фолина - Чикальтео и 3 мл соды (200 мг/мл). Смесь перемешивали, оставляли стоять при комнатной температуре 15 мин и измеряли поглощение при 725 нм на спектрофотометре HITACHI 220S. В качестве стандарта использовали галловую кислоту.
Антиоксидантные свойства экстракта семян Nelumbo nucifera оценивали по методу, основанному на взаимодействии продуктов перекисного окисления липидов с тиобарбитуровой кислотой с образованием окрашенного комплекса с максимумом поглощения 540 нм [16, 17]. Раствор экстракта семян Nelumbo nucifera (0,5%-ный), приготовленный на физиологическом растворе, вводили животным внутрижелудочно с помощью зонда в дозе 50 мг/кг массы тела. В эксперименте были использованы 92 самки крыс (средняя масса -220 г, возраст - 20-24 мес.). Животные содержались в стандартных условиях вивария при свободном доступе к воде и пище. Самки крыс были разделены на три группы: I - интактный контроль; II - животные, получавшие внутрижелудочно физиологический раствор; III - животные, получавшие внутрижелудочно раствор экстракта семян лотоса орехоносного. Животные получали раствор экстракта семян лотоса орехоносного и физиологический раствор ежедневно в одно и то же время с 10 до 12 ч. Их декапитацию проводили после предварительной наркотизации легким диэтиловым эфиром. Декапитацию проводили через 1, 2 и 3 недели введения растворов и соответственно подразделяли животных на I, II, и III группы. Антиокислительную активность оценивали по снижению каталазной активности в сердце и печени.
Для определения антирадикальной активности экстрактов семян лотоса орехоносного использовали реакцию со стабильным свободным радикалом 2,2-дифенил-1-пикрилгидразилом (ДФПГ) (Sigma-Aldrich) [18].
Для приготовлении рабочих растворов применяли 96% этиловый спирт. Первоначальная концентрация ДФПГ в реакционной смеси составляла 7-10"5 моль/л. Степень обесцвечивания растворов ДФПГ при добавлении экстрактов определяли спектрофотометрически при 517 нм [19]. В качестве стандартного вещества использовали а-токоферрол. Степень ингибирования 2,2-дифенил-1-пикрилгидразила (в %) рассчитывали по формуле [20]:
Степень ингибирования ДФПГ (%) = [(А0 - (А - Аь)/А0) х 100],
где А0 - оптическая плотность ДФПГ без образца экстракта при X 517 нм; А - оптическая плотность образца экстракта с ДФПГ при этой же длине волны; Аь - оптическая плотность образца экстракта без ДФПГ при X 517 нм.
Обсуждениерезультатов
Результаты определения содержания жирных кислот в экстрактах семян лотоса орехоносного представлены в таблице 1.
Основными жирными кислотами, входящими в состав экстракта семян лотоса орехоносного, произрастающего в низовьях реки Волги, являются лауриновая (35,26%), линолэладиновая (18%), линолевая (12,76%) и миристиновая (11,37%) кислоты.
Общее содержание фенольных соединений и флавоноидов в экстракте семян лотоса представлено в таблице 2.
Результаты изучения антиоксидантной активности экстрактов семян лотоса орехоносного методом перекисного окисления липидов приведены в таблице 3.
Внутрижелудочное введение водно-спиртового экстракта семян лотоса орехоносного приводило к снижению свободнорадикального окисления в печени (табл. 3). При этом происходило снижение ТБК-активных продуктов при внутрижелудочном введении экстракта семян Ыв1ытЬо пыс/вга по сравнению с контрольной группой, и наиболее сильные различия наблюдаются при двухнедельном введении экстракта. Каталазная активность в печени также уменьшалась у групп, получающих водно-спиртовой экстракт семян Ыв1ытЬо пыа/вга по сравнению с аналогичным показателем у контрольной группы. Достоверно значимое снижение каталазной активности происходило на всем протяжении введения экстракта (у всех трех экспериментальных групп). В сердце наблюдалась аналогичная тенденция, но изменения носили несколько иной характер (табл. 3). Внутрижелудочное введение экстракта семян Ыв1ытЬо пыа/вга не приводило к изменению ТБК-активных продуктов в сравнении с контрольными животными. Каталазная активность в сердце снижалась при двух- и трехнедельном введении экстракта семян лотоса орехоносного по сравнению с аналогичным показателем у контрольной группы. Таким образом, водно-спиртовой экстракт семян Ыв-1ытЬо пыа/вга, вводимый внутрижелудочно, проявлял антиоксидантное действие на печень и сердце.
Результаты определения антирадикальной активности экстрактов семян лотоса орехоносного по степени ингибирования ДФПГ представлены в таблице 4.
Таблица І. Содержание жирных кислот (ЖК) в экстрактах семян Nelumbo nucifera
Кислота Время удерживания, мин Содержание ЖК, %
в экстракте семян лотоса орехоносного вблизи г. Камызяк в экстракте семян лотоса орехоносного вблизи п. Володарский
Лауриновая (С12:0) 6,933 35,26 35,33
Миристиновая (С14:0) 11,537 11,37 11,13
Пальмитиновая (С16:0) 12,333 10,10 11,07
Пальмитоолеиновая (С 16:1) 13,283 0,84 0,71
Стеариновая (С18:0) 15,608 1,99 1,97
Олеиновая (С 18:1) 16,092 4,25 4,23
Линолевая (С18:2) 17,073 12,76 12,59
Линолэлаидиновая (С18:2) 17,213 18,01 18,04
Линоленовая (С 18:3) 18,290 1,28 1,17
5-линоленовая (С 18:3) 18,717 0,59 0,40
Эйкозановая (С20:0) 21,592 1,82 1,85
^мс-11-эйкозеновая (С20:1) 23,827 1,67 1,45
Таблица 2. Содержание фенольных соединений и флавоноидов в экстракте семян лотоса
Место сбора сырья Содержание фенольных соединений, г/100 г Содержание флавоноидов, г/100 г
г. Камызяк 1,70 0,82
п. Володарский 1,68 0,81
Таблица 3. Антиоксидантные свойства экстракта семян Nelumbo nucifera
Контроль Экстракт Nelumbo nucifera Контрольная група (NaCl)
I группа II группа III группа I группа II группа III руппа
ТБК-активные продукты в печени /
2,8 ±0,47 2,3±0,16 1,7±0,22 л 1,9±0,12 2,6±0,22 4,5±0,68 л 2,2 ±0,21
Каталазная активность в печени
44,5 ±0,48 28,2 ±1,97/3 34,5±1,35/3 36,3 ±1,42 /3 42,8 ±0,44 30,1±1,12 /3 43,4±0,75
ТБК-активные продукты в сердце
1,6 ±0,2 2,0 ±0,29 1,8 ± 0,28/1 2,1 ±0,40 1,9±0,37 1,9 ±0,29 1,7 ±0,11
Каталазная активность в сердце
18,4 ±2,83 20,7 ± 2,62 7,7 ± 2,78/1 8,5 ±2,40 ;1 17,0 ±2,5 26,0 ±3,81 24,8±1,08
1 Продукты, реагирующие с тиобарбитуровой кислотой; >х - достоверность различий по сравнению с контрольной группой; /2 - р < 0,05; /3 -р < 0,01; р < 0,001.
Таблица 4. Антирадикальная активность экстрактов семян Nelumbo nucifera
Образец Степень ингибирования 2,2-дифенил-1-пикрилгидразила, %
при 25 мкл при 50 мкл при 100 мкл
а-токоферрол 88,2 91,3 95,8
(концентрация 0,1 г/100 мл метанола)
Экстракт из семян лотоса (г. Камызяк) 50,5 67,6 87,6
Экстракт из семян лотоса (п. Володарский) 52,3 68,9 89,4
Заключение
Полученные экспериментальные данные по химическому составу и антиокислительной активности
экстрактов семян Nelumbo nucifera, произрастающего в дельте реки Волга, свидетельствует о перспективности использования биологически активных веществ этого растения при разработке различных фармацевтических композиций.
Список литературы
1. Лактионов А.П. Флора Астраханской области : монография. Астрахань, 2009. 296 с.
2. Wu M.J., Wang L., Weng C.Y., Yen J.H. Antioxidant activity of methanol extract of the lotus leaf (Nelumbo nucifera
Gaertn.) // Am. J. Chin. Med. 2003. Vol. 31, N5. Pp. 687-698.
3. Mukherjee P.K., Saha K., Balasubramanian R., Pal M., Saha B.P. Studies on psychopharmacological effects of Nelumbo
nucifera Gaertn. rhizome extract // J. Ethnopharmacol. 1996. Vol. 54, N2-3. Pp. 63-67.
4. Jiang Y., Ng T.B., Liu Z., Wang C., Li N., Qiao W., Liu F. Immunoregulatory and anti-HIV-1 enzyme activities of antioxidant components from lotus (Nelumbo nucifera Gaertn) rhizome // Biosci. Rep. 2011. Vol. 30, N5. Pp. 381-390.
5. Huang C., Chen W., Yang C., Lin H., Way T., Chiang W., Liu S. Extract of Lotus Leaf (Nelumbo nucifera) and Its Active Constituent Catechin with Insulin Secretagogue Activity // J. Agric. Food Chem. 2011. Vol. 59, N4. Pp. 1087-1094.
6. WHO: protocol CG-04. Preparation of alcoholic extract for bioassay and phytochemical studies (APJF/IP, 1001 A). Geneva, World Health Organization, 1983a.
7. OA. A. C. Official Methods of Analysis of Association of Official Analytical Chemist. 14th ed. Washington D.C. (2000).
8. Vogel A.J. A text book of practical organic chemistry. 3th ed. London. 1975. Pp. 969-971.
9. Farag R.S., Hallabo S.A.S., Hewedi F.M., Basyony A.E. Chemical evaluation of rape seed // Fette-Seifen Anstrichmittel. 1986. Vol. 88, N10. Pp. 391-397.
10. Беккер X., Домшке Г., Фангхенель Э. Органикум : в 2 т. Т. 2. М., 1992. 417 с.
11. Lafaka Т., Sinanoglou V., Lazos E.S. On the extraction and antioxidant activity of phenolic compounds from winery wastes // Food Chemistry. 2007. Vol. 104. Pp. 1206-1214.
12. Gutfinger T. Polyphenols in olive oils // J. Am. Oil Chem. Soc. 1981. Vol. 58. Pp. 966-968.
13. Hertog M.G.L., Hollman P.C.H., Katan M.B. Content potentially anticarcinogenic flavonoids 28 vegetables fruits commonly in the Netherlands // J. Agr. and Food Chem. 1992. Vol. 40. Pp. 2379-2383.
14. Regazzi E., Veronese G. Quantitative analysis of phenolic compounds after thin-layer chromatographic separation // J. Chromatography. 1973. Vol. 77. Pp. 369-375.
15. Xia Liu R., Wang Q., Zhuguo H., Li L., ShuBi K., An Guo D. Simultaneous determination of 10 major flavanoids in Dal-bergi Oderifera by high performance liquid chromatography // J. Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 2005. Vol. 39, N3-4. Pp. 469-476.
16. Стальная И.Д., Гаришвили T.T. Метод определения малонового диальдегида с помощью тиобарбитуровой кислоты // Современные методы в биохимии. М., 1977. С. 66-68.
17. Королюк М.А., Иванов Л.И., Майорова М.Г., Токарева В.Е. Метод определения активности каталазы // Лабораторное дело. 1988. №1. С.16-19.
18. Molyneux P. The use of the stable free radical diphenylpicrylhydrazyl (DPPH) for estimating antioxidant activity // Songklanalarin J. Sci.Technol. 2004. Vol. 26, N2. Pp. 211-219.
19. Lee J.C., Kim H.R., Kim J., Jang N.S. Antioxidant property of an ethanol extract of the stem of Opuntia fmsindieu var Saboten // J. Agric. and Food Chem. 2002. Vol. 50. Pp. 6490-6496.
20. Lo S.-F., Nalawade S.M., Mulabagal V., Natthew S., Chen C.-L., Kuo C.-L., Tsay H.-S. In vitro propagation by asymbi-otic seed germination and 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH) radical scavenging activity studies of tissue culture raised plants of three medicinally important species of Dendrobium // Biol. Pharm. Bull. 2004. Vol. 27, N5. Pp. 731-735.
Поступило в редакцию 23 июля 2011 г.
Kondratenko E.I., Velikorodov A.V. , Mohamad Ahmed El saied Avad, Lomteva N.A., Kondratenko K.N. CHEMICAL COMPOSITION AND ANTIOXIDANT ACTIVITY OF NELUMBO NUCIFERA SEED EXTRACTS
Astrakhan State University, 1 Shaumyan sq., Astrakhan, 414000 (Russia), e-mail: [email protected]
By extraction with 50% aqueous ethanol and subsequent removal of solvent at reduced pressure are received extracts from Nelumbo nucifera seed. Bu gas liquid chromatography method determines the contents of fatty acids from lipid fractions of an extract after their transformation into methyl ethers at processing diazomethane. It is investigated antioxidant activity of seed extracts lotus by lipid peroxidation method and on reduction of 2,2-diphenyl-1-picrilhydrazyl free radical (DPPH) absorption at X 517 nm. The total contents of phenols and flavonoids in extracts of Nelumbo nucifera seed are appreciated.
Keywords: Nelumbo nucifera, seed, extracts, chemical composition, lipid extraction, fatty acids, methylation of fatty acids with diazomethane, gas liquid chromatography, extraction of phenolic compounds and flavonods, estimation of total phenols and flavonoids, antioxidant activity, lipid peroxidation, DPPH radical scavenging activity determination.
References
1. Laktionov A.P. Flora Astrakhanskoi oblasti. [Flora Astrakhan region]. Astrakhan, 2009. 296 p. (in Russ.).
2. Wu M.J., Wang L., Weng C.Y., Yen J.H. Am. J. Chin. Med, 2003, vol. 31, no. 5, pp. 687-698.
3. Mukherjee P.K., Saha K., Balasubramanian R., Pal M., Saha B.P. J. Ethnopharmacol., 1996, vol. 54, no. 2-3, pp. 63-67.
4. Jiang Y., Ng T.B., Liu Z., Wang C., Li N., Qiao W., Liu F. Biosci. Rep., 2011, vol. 30, no. 5. pp. 381-390.
5. Huang C., Chen W., Yang C., Lin H., Way T., Chiang W., Liu S. J. Agric. Food Chem., 2011, vol. 59, no, 4, pp. 1087-1094.
6. WHO: protocol CG-04. Preparation of alcoholic extract for bioassay and phytochemical studies (APJF/IP, 1001 A). Ge-
neva, World Health Organization, 1983a.
7. OA. A. C. Official Methods of Analysis of Association of Official Analytical Chemist. 14th ed. Washington D.C. (2000).
8. Vogel A.J. A text book of practical organic chemistry. 3th ed. London, 1975, pp. 969-971.
9. Farag R.S., Hallabo S.A.S., Hewedi F.M., Basyony A.E. Fette-Seifen Anstrichmittel., 1986, vol. 88, no. 10, pp. 391-397.
10. Bekker Kh., Domshke G., Fangkhenel' E. Organikum. [Organikum]. Moscow, 1992, vol. 2, 417 p. (in Russ.)
11. Lafaka T., Sinanoglou V., Lazos E.S. Food Chemistry, 2007, vol. 104, pp. 1206-1214.
12. Gutfinger T. J. Am. Oil Chem. Soc., 1981, vol. 58, pp. 966-968.
13. Hertog M.G.L., Hollman P.C.H., Katan M.B. J. Agr. and Food Chem., 1992, vol. 40, pp. 2379-2383.
14. Regazzi E., Veronese G. J. Chromatography, 1973, vol. 77, pp. 369-375.
15. Xia Liu R., Wang Q., Zhuguo H., Li L., ShuBi K., An Guo D. J. Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 2005, vol. 39, no. 3-4, pp. 469-476.
16. Stal'naia I.D., Garishvili T.T. Sovremennye metody v biokhimii. [Modern methods in biochemistry]. Moscow, 1977, pp. 66-68. (in Russ.)
17. Koroliuk M. A., Ivanov L.I., Maiorova M.G., Tokareva V.E. Laboratornoe delo, 1988, no. 1, pp. 16-19. (in Russ.)
18. Molyneux P. Songklanalarin J. Sci.Technol, 2004, vol. 26, no. 2, pp. 211-219.
19. Lee J.C., Kim H.R., Kim J., Jang N.S. J. Agric. and Food Chem., 2002, vol. 50, pp. 6490-6496.
20. Lo S.-F., Nalawade S.M., Mulabagal V., Natthew S., Chen C.-L., Kuo C.-L., Tsay H.-S. Biol. Pharm. Bull., 2004, vol. 27, no. 5, pp. 731-735.
Received July 23, 2011
* Corresponding autor.
