CC BY
11
Снижение подвижности сперматозоидов отмечено при интоксикацн ртутью в максимальной и средней дэзах на протяжении всего 2-годичного эксперимента. Вместе с тем достоверное сокращение количества и времени подвижности сперматозоидов при интоксикации ртутью в максимальной дозе зарегистрировано с 6-го по 18-й месяц, тогда как при действии ртути в средней дозе (0,00025 мг/кг) изменение этих показателей отмечалось с 12-го месяца интоксикации. В то же время если снижение кислотной и осмотической резистентностн сперматозоидов при действии максимальной дозы ртути отмечено с 6-го по 24-й месяц, то уменьшение осмотической резистентности в средней дозе наблюдалось на 6-м и 18-м месяцах, а кислотной устойчивости — на всем протяжении эксперимента.
В аналогичном эксперименте с барнем снижение подвижности, осмотической и кислотной резистентности сперматозоидов отмечено на протяжении всего времени затравки животных только максимальной дозой (0,5 мг/кг). Уменьшение количества и времени подвижности сперматозоидов при воздействии бария в максимальной дозе отмечено также на протяжении всего периода интоксикации, а при действии средней дозы (0,05 мг/кг) изменения этих показателей наблюдались с 12-го месяца опыта.
Для оценки гонадотокснческого эффекта определяли активность Р-галактозидами и р-глюкозидами в семенной жидкости крыс. Интоксикация ртутью и барием в максимальной и пороговой дозах сопровождалась снижением активности (5-галактозидазы в семенной жидкости, в то же время как активность (5-глюкозидазы не изменялась при действии всех испытанных доз. Данный факт подтверждает значимость изучения активности р-галактозидазы в семенной жидкости как биохимического критерия гонадотокснческого действия металлов.
По окончании 18-месячного хронического эксп?рнмента с ртутью и барнем проведено морфогнстологнческос исследование семенников крыс При морфологическом исследовании семенников животных, получавших ртуть в дозе 0,0025 мг/кг, отмечено появление канальцев с десквамацией сперматогенного эпителия, вакуолизацией цитоплазмы спер-матоцитов первого порядка. Отдельные семенные канальцы были в фазе разрушения. У крыс, подвергавшихся воздей-
1 Морфологические исследования выполнены в лаборатории морфологии НИИ общей и коммунальной гигиены им. А. Н. Сысина АМН СССР под руководством канд. мед. наук Т. И. Бонашевской совместно с канд. биол. наук Н. А. Беляевой.
ствню ртути в средней дозе, наблюдались менее выражен-^ ные изменения. У животных, получавших ртуть в максиме, мальной и средней дозах, выявлены также отчетливые ат-рофические процессы в гонадах. Во многих канальцах на базальной мембране оставались только фолликулярный эпителий и слой сперматоцитов первого порядка. В сохраненных семенных канальцах определялась вакуолизация сперматогенного эпителия. Между канальцами обнаружены островки гладулоцнтов, окружающие сосуды, и оксифиль-ная жидкость, связанная с процессами лимфостаза, т. е. отечностью гонад. В артериолах выявлены сужение просвета и гипертрофия медии. Следует отмстить, что у крыс, подвергавшихся воздействию ртути в дозе 0,000025 мг/кг, состояние гонад не отличались от такового у контрольных животных.
Воздействие бария, начиная со средней дозы, приводило к появлению процесса тубулорексиса. У всех крыс, получавших барий в максимальной и средней дозах, имелись явления тубулорексиса. В семенных канальцах наблюдались различные фазы этого процесса, начиная от локального нарушения целостности базальной мембраны и кончая ее разрывом и попаданием содержимого канальцев в интерту-булярные пространства. Такое нарушение гематотестику-лярного барьера может сопровождаться аутоиммунизацией, приводящей к образованию на базальных мембранах ауто-имунных комплексов антиген — антитело.
Выводы. 1. Ртуть и барий при длительном поступлении в организм лабораторных животных с водой в малых ¿и. концентрациях способны оказывать гонадотоксическое дей-^ ствие.
2. Гонадотокснчсский эффект ртути и бария усиливается в зависимости от дозы и времени воздействия.
3. Установленные нами ранее гигиенические нормативы для ртути и бария в воде являются безопасными в отношении воспроизводства организма.
Литература
1. Гигиенические критерии состояния окружающей среды. М., 1981, вып. 6.
2. Красовский Г. //., Жолдакова 3. И., Егорова Н. А. и др. — В кн.: Медицинские проблемы охраны окружающей среды. М., 1981, с. 109—123.
3. Саноцкий И. В., Фоменко В. Н. Отдаленные последствия влияния химических соединений на организм. М., 1979.
Поступила 29.10.85
УДК 613.632-07:612.117.5 + 615.9.015.4:612.117.5
И. И. Мащакевич
ХЕМИЛЮМИНЕСЦЕНЦИЯ СЫВОРОТКИ КРОВИ В УСЛОВИЯХ ХРОНИЧЕСКОГО ТОКСИКОЛОГИЧЕСКОГО ЭКСПЕРИМЕНТА
Ивано-Фракковский медицинский институт
При изучении токсических свойств новых химических соединений большое внимание уделяется изучению функционального состояния клетки и внутриклеточных структур, механизма повреждения и репарации биологических мембран [4].
К числу показателей, способных дать важную информацию о состоянии биомембран, относится интенсивность свободно-радикального перекисного окисления липидов (СРО). Одним из наиболее адекватных методов изучения этого процесса является определение интенсивности сверхслабого свечения биологических субстратов — метод биохемилю-минесценции [3].
Настоящая работа посвящена изучению возможности использования инициированной хемилюминесценции (ХЛ) для оценки процессов СРО липидов сыворотки крови в условиях хронического токсикологического эксперимента. Исследования проведены на белых крысах массой 180—
250 г. Животных подвергали воздействию фенозановой пыли (фенозана-1, фенозана-30). Концентрацию в камере определяли весовым и фотоколориметрическнм методами. Запыление животных проводили 5 дней в неделю по 4 ч, при этом выдерживали следующие сроки затравки: 0,5, 1, 2, 3 и 4 мес.
Сыворотку крови получали центрифугированием цельной крови в течение 10 мин при 900 Для определения ХЛ в кювету вводили 0,5 мл сыворотки и 9,5 мл 0,2 М фосфатного буфера (рН 7,45). Инициированную ХЛ изучали на собранной нами квантоме-трической установке, детекторами которой служили ФЭУ-37 и ФЭУ-39 А. Фотоэлектронный умножитель находился в термостатированной темповой камере при 10—12 °С. Исследуемый субстрат помещали в термостатированную (37°) кварцевую кювету с механической мешалкой (33 об/мин). Кривые ХЛ записывали на КСП-4. Чувствительность установки гфоверяли
Характер и параметры кинетических кривых ХЛ, инициированной ионами двухвалентного железа.
По оси абсцисс — время между добавлением железа и началом стационарного свечения (в кип); по оси ординат — интенсивность ХЛ (в отн. ед.). Обозначения приведены в тексте.
светоднодом перед каждым измерением. Ток светодиода контролировали микроамперметром (3 мкА). Для изучения ХЛ, инициированной ионами двухвалентного железа, в субстрат вводили 1 мл 0,15 М раствора сульфата железа. Кинетические кривые ХЛ регистрировали на протяжении 15—20 мин [21-
Полученные кинетические кривые ХЛ (см. рисунок) имеют стадии развития: спонтанное свечение биосубстрата, быстрая вспышка свечения после добавления сульфата железа, стадия угнетения и медленная вспышка ХЛ, переходящая в стационарное свечение. Для количественной оценки ХЛ измеряли амплитуду спонтанного свечения (Ас), амплитуду быстрой (1т) и медленной (Н) вспышки ХЛ, светосумму (Б) инициированного свечения и время выхода ХЛ на стационарный уровень [1].
Результаты исследований параметров ХЛ сыворотки крови интактных и подопытных животных представлены в табл. 1 и 2. Опыты показали, что у интактных животных 1-й и 2-й групп имелись колебания параметров ХЛ во времени, которые можно объяснить сезонными, возрастными и индивидуальными колебаниями уровня ХЛ сыворотки крови [3]. Разность свечения сыворотки крови подопытных групп животных определялась индивидуальными рабочими характеристиками каждого фотоэлектронного умножителя.
Для выяснения возможности применения метода инициированной ХЛ в хроническом токсикологическом эксперименте исследовали влияние на ХЛ сыворотки крови бе-
Таблица 1
Показатели инициированной ХЛ сыворотки крови белых крыс при ингаляционном воздействии фенозана 1 (М±т)
а
со « Я 2
те йо 1. * 7. Ас. Ь, отн. ед. Н, отн. ед. 5.
у X й) . отн. ед. имп/с-10*
о . = к 7
Л к А* «
О а: =
0,5 Контроль 3, 10 + 0,29 27,7 ± 1, 2 88,6 ± 6,1 86, 1 ±4 ,9
100 5, 25±0,41' 31 ,4± 1 ,3* 136.2 + 9,7* 137,4 ± 3,7*
50 4,8 ±0,29' 32, 2±0,75* 81 , 2±3,9 86,7 ± 4,4
1 Контроль 3.25 + 0,25 26,3 + 0,3 77, 2 ±3,-2 87,7 ± 3,3
100 5,01 ±0,37'5 32,0 + 0.6* 121 , 1 ±3,8* 142, 1 ±4 . 1*
50 4,60+0 26* 31 . 1 ±0,8* 9! , 1 ±4,3 86, I ±3, 5
2 Контроль 3,71 ±0, 25 29. 1 ±0.3 78,0 ±2, 5 76,3 ± 3,5
100 4,91+0,91 35. 1 ±0,8* 93, 2 ±4, 2* 1 23,9 ± 7,9*
50 6,37 +0,32* 39,1± 1 , 1* 75,3 ±3,9 76, 1 ±4 ,3
3 Контроль 3,01+0,29 27, 5± 1 . 1 79,2 ± 2,8 73,4 ±4 ,8
100 3,52 ±0.26 30. 1 + 1 .3 99.3 ± 4,4 * 97,5 + 5,6*
50 3, 37 ± 0, 21 27.1 +1 .5 61 , 6 ± 2, 7* 56 , 9 ± 2, 5*
4 Контроль 3 , 30 ± 0.31 26. 7 ±0,5 • 78, 1 ±3, 2 75, 6 ±4, 1
100 4 , 01 ± 0, 26 28,6 + 1 ,7 88,3 ±4, 5 83,6 ± 4,9
50 4, 10 + 0,32 27, 7± 1 , 1 77, 1 ±2,6 66,6 ± 3,8*
При м е ч а и и с. Здесь и в табл. 2 п= 10; звездочка — Р<0,05
Таблица 2
Показатели инициированной ХЛ сыворотки крови белых крыс при ингаляционном воздействии фенозана-30 (М±т)
Срок затравки, мес <3 (о г* я о . ч-е-о Ас, отн. ед. И. отн. ед. Н, отн. ед. Я, имп/е • 10*
0,5 Контроль 5,71 ±0. 57 21 3 + 0,7 104 ,0 ± 3 7 77.4 + 5 8
50 4 , 7 8 ± 0 30 20 3 ± 0 7 93, 9 ± 4 8 66,6 + 3 4
5 5, 22 ± 0 22 22 4 ± 0 9 100,7 ± 4 . 4 74,0 + 4 4
1 Контроль 5,01 ±0 76 19 9 ± 0 8 85, 3 ± 3 9 61 ,3±3 0
50 5, 1 2 ± 0 6-1 26 0 ± 1 4* 65, 3±4 2* 51,1 + 2 51*
5 6, 05 ± 0 74 22 4 + 0 9 84 , 7 ± 7 9 57, 5± 3 9
2 Контроль 5,51 ± 1 17 18 1 ±1 о 74,3 ±5, 0 67, 2±4 1
50 6. 92 ± 1, 27* 27, 1 ±0 6* 51 ,8± 2 1 * 4 5. 3 ± 1 9*
5 5, 6 ± 0 67 20 1 ± 1 1 76.8 + 4 3 6 5.8 ± 5 8
3 Контроль 4 , 8 1 ± 0 43 23 4+ 1 7 7 1 , 3 ± 4 4 59, 8 ± 4 6
50 4,33±0 28 21 8 + 1 3 7 2 , 6 ± 3 6 54 . 8 ± 2 4
5 5, 71 ±0 40 24 2 + 1 о 78 ,4 ± 6 8 62, 7± 3 8
4 Контроль 5,41 ±0 29 24 1 ± 0 8 98 , 8 ± 6 2 67 , 5 ± 5 8
50 4 ,8 3 ± 0 27 21 2± 1 3 101 ,0±5 4 75.7 ±7 0
5 4 , 66 ± 0 37 23,3 ± 1,4 77,3± 5 1* 62,5 + 3,8
лых крыс фенозана-1 и концентрациях 100 и 50 мг/м3, а также фенозана-30 в концентрациях 50 и 5 мг/м3.
Длительное ингаляционное воздействие на животных фенозана-1 вызывало изменение почти всех параметров ХЛ сыворотки крови (см. табл. 1), что зависело от концентрации изученного вещества и длительности хронического эксперимента. Фенозан-1 вызывал максимальное увеличение интенсивности спонтанного свечения и амплитуды быстрой вспышки ХЛ на 2-м месяце хронической затравки. К концу эксперимента эти показатели достигали контрольных величин. Изменения светосуммы и амплитуды медленной вспышки ХЛ также зависели от концентрации и длительности воздействия фенозана-1. В концентрации 100 мг/м3 препарат вызывал значительное увеличение амплитуды и светосуммы медленной вспышки свечения уже в первый месяц хронического эксперимента. В последующие месяцы наблюдались медленное снижение и стабилизация уровней этих параметров.
Фенозан-1 в концентрации 50 мг/м3 не вызывает существенных изменений амплитуды и светосуммы медленной вспышки ХЛ.
Таким образом, ингаляционное воздействие фенозана-1 приводит к усилению процессов СРО и к увеличению количества гидроперекисей в сыворотке крови крыс. Высокая концентрация фенозака-1 вызывает значительное снижение антиоксидантных свойств сыворотки, а более низкая — их усиление. Четкая зависимость параметров ХЛ эт концентрации вещества наблюдалась при воздействии на животных фенозана-30 (см. табл. 2). Так, концентрация 5 мг/м3 не оказывала существенного влияния на параметры ХЛ сыворотки крови во все сроки эксперимента, а концентрация 50 мг/м3 вызывала увеличение амплитуды быстрой вспышки свечения, что указывало на повышение количества гидроперекисей в сыворотке крови. Снижение амплитуды и уменьшение светосуммы медленной вспышки свечения свидетельствовали об усилении антиоксидантных свойств сыворотки крови.
На основании полученных результатов можно сделать вывод о том, что инициированная ХЛ сыворотки крови позволяет получить раннюю количественную информацию о функциональном состоянии систем регуляции гомеостаза по изменению интенсивности СРО.
Сопоставление параметров ХЛ дает возможность оценить силу и длительность воздействия токсического фактора, степень интоксикации и ответную реакцию организма на воздействие.
Интенсивность ХЛ сыворотки крови в динамике процесса служит показателем силы воздействия токсических факторов в экспериментальных и клинических исследованиях .при гигиеническом нормировании химических веществ.
Литература
1. Владимиров 10. А., Оленев В. И., Суслова Т. В.— В кн.: Сверхслабое свечение крови в клинической диагностике. М., 1974, с. 6—34.
2. Владимиров 10. А., Фархутдинов Р. Р., Молоденков М. Н. — Вопр. мед. химии, 1976, №2, с. 216—223.
3. Серкиз Я. И., Чеботарев Е. Е., Барабой В. А. и др^ Хемилюминесценция крови в экспериментальной и кли^у нической онкологии. Киев, 1984.
4. Сидоренко Г. И. — В кн.: Гигиена окружающей среды в СССР. М„ 1984, с. 5-30.
Поступила 2-1.05.85
УДК 613.632:078.0421-07:616.155.32-008.931
А. М. Мамедов, В. А. Алиев
ВЛИЯНИЕ ХЛОРИСТОГО МЕТИЛА НА ФЕРМЕНТНЫЙ СТАТУС КЛЕТОК Л ЕЙ КОПОЭЗА БЕЛЫХ КРЫС
Азербайджанский медицинский институт им. Н. Нариманова, Баку
Сфера применения хлористого метила интенсивно расширяется, однако механизм его токсического действия на организм изучен пока недостаточно. Известно, что хлор-производные углеводороды образуют свободные радикалы, которые алкилируют активные группы белков и ферментов; вызывая соответствующую патологию [2, 4]. Для изучения механизма влияния хлористого метила на организм проведен подострый эксперимент на белых беспородных крысах-самцах. Затравку животных осуществляли динамическим способом при концентрации хлористого метила 0,025 мг/л (ПДК 0,005 мг/л), что соответствует '/« 1лтас или '/г Ыгпас. ер. Концентрацию хлористого метила в затравочных камерах контролировали хроматографическим методом. Статическая группа состояла из 10 животных. Исследования проводили в динамике через 2, 4, 8, 15 и 30 сут после ежеднезного 4-часового ингаляционного воздействия испытуемого вещества. В лейкоцитах периферической крови животных цитохимическими методами определяли актнвность_сукццнатдегидрогепазы (СДГ) и а-глице-рофосфатдегидрогеназы (а-ГДГ) [6), никотинамидаденнн-динуклеотидднафоразы (НАД-диафоразы) [1], цитохромок. сндазы (ЦХО) [3] и неспецифической эстеразы (НЭ) [5]. Активность дегидрогеназ, диафоразы и эстеразы выражали средним числом гранул продукта реакции в одной клетке, а ЦХО — в единицах Кеплау. По общепринятой методике определяли абсолютное и относительное количество лейкоцитов в крови. Полученный материал обработан статистически с вычислением критерия Стыодента и коэффициента парной корреляции.
Как видно из таблицы, воздействие хлористого метила вызывало выраженные изменения со стороны ферментов дыхательной цепи — НАД-диафоразы и ЦХО. Так, на 2-й день затравки активность НАД-диафоразы в нейтрофиль-ных гранулоцитах подопытных животных повышалась на 25 % по сравнению с контролем, а на 4-й день она несколько угнеталась в нейтрофилах и возрастала на 11,2% в лимфоцитах. На 8-й день опыта активность НАД-диафоразы в лимфоцитах подопытных животных по сравнению с контролем была повышена на 38% (Я<0,05). На 15-й А день содержание фермента в нейтрофилах снижалось на 14,8%, а лимфоцитах — на 7%. На 30-й день затравки активность диафоразы в лейкоцитах подопытных животных не отличалась от контроля.
Динамика активности ЦХО была несколько иной. Па 2-й день затравки отмечалось возрастание уровня ЦХО как в нейтрофилах, так и лимфоцитах. Количество лимфоцитов с умеренной и высокой активностью энзима у подопытных животных повышалось до 46,9% (в контроле 39,1%). Количество нейтрофилов, обладающих сверхвысокой активностью ЦХО, увеличивалось более чем в 4 раза и составляло 14,1 % против 3,3 % в контроле. Если на 4-й день затравки регистрировалось снижение активности НАД-диафоразы в нейтрофилах и повышение ее в лимфоцитах, то активность ЦХО в нейтрофилах увеличивалась, а в лимфоцитах уменьшалась. На 8-й день затравки уровень ЦХО у подопытных животных приближался к контрольному. Однако на 15-й день затравки выявлено некоторое повышение активности фермента, а на 30-н день регнстрирова-
Активность ферментов в лейкоцитах белых крыс при воздействии хлористого метила (М±т)
Фермент День затравки
2-й 4-й 8-й 15-й 30-и
СДГ лимфоцита 11,14+1,66 4,94+1,10 2,61+0,51 5,17+1,13 5,29+0,80
13,38+! .34 4,29+1,14 2,31+0,64 3,91 + 1,14 3,94+0,57
а-ГДГ лимфоцита 2,72+0,35 3,15±0,86 2,34 + 1,03 1,82+0,34 2,12+0,52 2,27+0,95 1,64+0,99 2,03+0,21 2,86+0,48 2,43+0,40
НАД-диафораза лимфоцита 20,20+1,49 20,56+1,62 24,23+1,58 21,79+1,31 18,96+1,78* 13,72+1,40 19,06+1,32 20,91 + 1,06 20,38+1,30 20,74+1,76
НАД-диафораза нейтрофила Ю, 19+1,06 8,14+1,29 15,13+1,03 17,13+1,25 12,62+1,07 13,29+0,85 15,70+1,80 19,22+1,33 19,38+0,33 20,32+2,52
ЦХО лимфоцита 139+15,00 102+8,84 96+13,36 141 + 12,34 116+12,95
131 ±13,56 110+15,62 98+14,80 130+10,07 124+11,51
ЦХО нейтрофила 205±23,02 194+17,26 198+7,81 195+10,07 159+12,64*
195+12,96 184+13,77 190+12,23 192+10,07 188+6,78
НЭ лимфоцита 1,54 ±0,38 1,62+1,03 1,90+0,96 0,91+0,24 2,57+0,44 2,12+0,71 0,33+0,06 0,30+0,02 0,39+0,04 0,34+0,04
НЭ нейтрофила 1,96+0,74 2,63+0,86 3,37+2,36 0,87+0,17 5,21 + 1,80 4,64+2,88 0,40+1,03 0,34+0,04 0,43+0,04 0,36+0,02
Примечание. Числитель — данные опыта; знаменатель — данные контроля; звездочка — изменения достоверны лри Р<0,05.
