CC BY
85
Turczaninowia 22 (4): 104-118 (2019) DOI: 10.14258/turczaninowia.22.4.12 http://turczaninowia.asu.ru
ISSN 1560-7259 (print edition)
TURCZANINOWIA
ISSN 1560-7267 (online edition)
УДК 581.6:58.082+577.2.08
Гербарные коллекции в молекулярно-генетических исследованиях
Н. А. Фомина1, О. Ю. Антонова1, И. Г. Чухина1, Т. А. Гавриленко1, 2*
1 Федеральный исследовательский центр Всероссийский институт генетических ресурсов растений им. Н. И. Вавилова
(ВИР), ул. Большая Морская, д. 42, 44, г. Санкт-Петербург, 190000, Россия. *E-mail: [email protected]
2 Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования «Санкт-Петербургский
государственный университет» (СПбГУ), биологический факультет, Университетская набережная, д. 7/9,
г. Санкт-Петербург, 199034, Россия
Ключевые слова: генетическое разнообразие растений, гербарные коллекции, ДНК маркеры, деградированная
Аннотация. В мире существует более 3400 научных гербариев, насчитывающих около 390 миллионов образцов, собранных за последние 400 лет, которые документируют растительное разнообразие Земли. Информация, хранящаяся в виде гербарных коллекций, не устаревает со временем и создает фундамент для проведения исследований по биоразнообразию. Настоящим прорывом в методологии изучения гербарных образцов в последние два десятилетия явилось привлечение ДНК-технологий, что стало возможным благодаря разработке все более совершенных методов выделения ДНК, ПЦР-анализа и секвенирования. Все чаще гербарные образцы становятся объектом комплексных исследований по систематике и филогении, изменению генетической структуры популяций в различные исторические периоды, изучению генофонда и истории интродукций отдельных видов растений как с использованием классических ботанических методов, так и с привлечением методов молекулярной генетики. Для изучения исторических эпифитотий и ко-эволюции системы патоген-хозяин проводятся параллельные исследования гербарных растений и сохранившихся на них вредных организмов. В данном обзоре рассмотрены перечисленные выше направления исследований гербарных коллекций, выполненные с привлечением молекулярно-генетических методов.
Молекулярно-генетические исследования гербарных образцов сопряжены с рядом методических трудностей. Анализ литературных данных указывает, что изменения ДНК могут быть вызваны различными причинами и факторами, связанными как с гербаризацией растений, так и с длительным хранением гербарных образцов. В ряде работ показана зависимость качества выделенной ДНК от возраста гербарного образца, а также от состояния сохраняемых растений. При этом скорость фрагментации ядерной и пластидной ДНК у гербарных растений может различаться. Использование модифицированных методик, направленных на удаление окисленных полифенолов и выделение даже небольших фрагментов, позволяет преодолевать проблемы загрязнения препаратов и потерь значительных фракций деградированной ДНК при выделении. Рассмотрены перспективы исследований гербарных коллекций с использованием методов секвенирования нового поколения (NGS-анализа), которое снимает многие методические ограничения.
1 N. I. Vavilov All-Russian Institute of Plant Genetic Resources (VIR), B. Morskaya Str., 42, St. Petersburg, 190000,
Russian Federation
2Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education "Saint-Petersburg State University ", Biological Faculty, University Embankment, 7/9, St. Petersburg, 199034, Russian Federation
''автор для переписки
ДНК, NGS.
Herbarium collections in molecular genetic studies
N. A. Fomina1, O. Yu. Antonova1, I. G. Chukhina1, Т. А. Gavrilenko1, 2
Поступило в редакцию 05.08.2019 Принято к публикации 23.11.2019
Submitted 05.08.2019 Accepted 23.11.2019
Keywords. DNA markers, degraded DNA, herbarium collections, NGS, plant genetic diversity.
Summary. There are more than 3400 scientific herbaria in the world, with about 390 million specimens collected over the past 400 years, which document the Earth's plant diversity. Information stored in the herbarium collections is not out of date over time and creates the basis for conducting and developing biodiversity research. The real breakthrough in the methodology of studying herbarium specimens over the past two decades has been the use of DNA technology, which has become possible due to the development of more advanced methods of DNA extraction, PCR analysis and sequencing. More often, herbarium specimens are becoming the object of comprehensive studies on systematics and phylogeny, changes in the genetic structure of populations in different historical periods and on the analysis of the gene pool and in studying the history of the introduction of plant species, using both classical botanical methods and involving modern methods of molecular genetics. At the same time, parallel studies of herbarium plants and pathogenic organisms preserved on them are carried out to study historical epiphytoties and the joint evolution of the pathogen-host system. Present review summarizes the recent results of molecular genetic studies of the herbarium collections.
Molecular genetic studies of herbarium specimens are associated with a number of methodological difficulties. Analysis of the literature indicates that DNA changes can be caused by various reasons and factors associated with both plant herbarization and with long-term storage of herbarium specimens. In a number of studies, the dependence of the quality of isolated DNA on the age of the herbarium specimen, as well as on the state of the stored plants, has been demonstrated. Moreover, the rate of fragmentation of nuclear and plastid DNA in herbarium plants may vary. The use of modified techniques aimed at the removal of oxidized polyphenols and the extraction of even small fragments allows to overcome the problems of drug contamination and the loss of significant fractions of the degraded DNA during isolation. The prospects for studies of herbarium collections using NGS analysis, which removes many methodological limitations, are considered.
Введение
В начале XVIII века Жозеф Турнефор (Joseph Pitton de Tournefort) предложил использовать термин «гербарий» для обозначения коллекций сухих растений. Значительно раньше профессор ботаники университета Болоньи Лучо Гини (Luca Ghini) начал высушивать растения под прессом и монтировать их на бумаге для длительного хранения (Bridson, Forman, 1995). По состоянию на 1 декабря 2017 г. в мире существует более 3400 гербариев, зарегистрированных в базе данных Index Herbariorum и насчитывающих около 390 миллионов образцов, которые собраны за последние 400 лет и документируют растительное разнообразие Земли (Thiers, 2008+). Гербарные коллекции включают в себя не только образцы ныне существующих и доступных для исследований растений, но и материал от редких и уже вымерших видов и популяций (Thiers, 2008+). Информация, которая хранится в виде гербар-ных коллекций, не устаревает со временем и создает фундамент для проведения исследований по биоразнообразию.
В число крупнейших гербариев мира входят коллекции:
- Королевского ботанического сада Кью (K, г. Ричмонд, Великобритания) - 8,5 миллионов образцов;
- Национального музея естественной истории (P, г. Париж, Франция) - около 8 миллионов
образцов, из них около 6 миллионов образцов семенных растений;
- Нью-Йоркского ботанического сада (NY, г. Нью-Йорк, США) - более 7,8 миллионов образцов (6 миллионов образцов семенных растений);
- Ботанического института им. В. Л. Комарова РАН (LE, г. Санкт-Петербург, Россия) - около 7,18 миллионов листов (6 млн образцов сосудистых растений);
- Центра биоразнообразия Naturalis (L, г. Лейден, Нидерланды) - 5 миллионов листов (Thiers, 2008+).
Огромную историческую и научную ценность представляют коллекции Карла Линнея (около 13000 гербарных листов), хранящиеся в Лондонском Линнеевском Обществе (LINN, Linnean Society of London). Значительная часть коллекции К. Линнея сохранилась также в гербариях Швеции (GB, S, SBT, UPS).
Всего в России зарегистрировано более 170 гербариев, и, таким образом, наша страна занимает шестое место в мире по общему объему гербарных коллекций (Gureyeva, 2010). Старейшей гербарной коллекцией на территории Российской Федерации является Гербарий имени Д. П. Сырейщикова биологического факультета Московского государственного университета (MW). Объем основных фондов составляет более 1 миллиона образцов, собранных на территории бывшего СССР - из Европейской части, с Кавказа, Сибири и Дальнего Востока, Сред-
ней Азии, Казахстана, а также из ряда зарубежных стран (Index Herbariorum Rossicum. URL: https://www.binran.ru/resources/current/herbaria/ herbariums/146-detail.html).
Крупнейшей российской гербарной коллекцией мирового значения по праву считается Гербарий Ботанического института им. В. Л. Комарова (LE, г. Санкт-Петербург), в фондах которого сохраняются более 7 миллионов гербарных образцов, что составляет примерно 40 % всех гербарных фондов нашей страны (Geltman, 2012). В коллекциях БИН наиболее полно представлены гербарные материалы из Евразии, однако хранятся и ценные коллекции из других регионов Земного шара (Vascular Plants Herbarium of the Botanical Institute. URL: https://www.binran.ru/ resources/current/herbaria/herbariums/136-detail. html).
Гербарий культурных растений, их диких родичей и сорных растений Всероссийского института генетических ресурсов растений имени Н. И. Вавилова (WIR, Санкт-Петербург) - специализированная гербарная коллекция мирового значения, которая в настоящее время насчитывает около 380000 гербарных листов культурных растений и их диких родичей, собранных в различных регионах земного шара (Smekalova et al., 2012).
Ценность фондов гербарных коллекций в значительной степени определяет наличие типовых (аутентичных) гербарных образцов, на основании которых были описаны новые таксоны. Эта часть гербарных коллекций имеет не только важнейшее национальное, но и международное значение. Так, например, в гербарии WIR хранятся 730 номенклатурных типов таксонов, описанных Н. И. Вавиловым, П. М. Жуковским, С. М. Бука-совым, С. В. Юзепчуком, Е. Н. Синской, О. Н. Коровиной (Бондаренко), П. Н. Богушевским, В. Д. Кобылянским, Т. Н. Ульяновой и многими другими исследователями не только ВИР, но и сотрудниками других организаций (Smekalova et al., 2012).
Важным моментом при регистрации названий сортов (культиваров), групп сортов культурных растений является назначение номенклатурного стандарта. В соответствии с разделом V Международного кодекса номенклатуры культурных растений, номенклатурным стандартом предпочтительно является гербарный образец, который неразрывно связан с названием сорта и должен храниться в научном гербарии (International Code ..., 2016). Номенклатурные стандарты име-
ют большое значение для предотвращения путаницы в работе с исходным материалом, ошибок в документировании растительного материала и для сохранения авторских прав создателей сортов.
Хорошим правилом стало при проведении различных специальных исследований: карио-логических, биохимических, молекулярно-ге-нетических - документировать их ваучерными гербарными образцами, которые подтверждают таксономическую принадлежность изучаемых объектов.
Примеры исследований исторических гербарных образцов
К историческим принято относить гербарные коллекции, собранные, как правило, до начала XX в. и изученные выдающимися учеными ботаниками. В данном обзоре важным признаком для понимания гербарного образца как исторического является его возраст. Историческое значение имеет весь материал гербарного листа, в том числе информация гербарной этикетки, включающая оригинальное название образца (согласно гербарной этикетке), географический пункт сбора, характеристику конкретных условий произрастания, дату сбора и автора(-ов) сбора -коллектора(-ов), а также полевой номер образца. Информация из гербарных этикеток о месте и дате сбора образца позволяет анализировать биоразнообразие в различные исторические периоды (Bebber et al., 2010; Wieringa, Sosef, 2011; Meineke et al., 2018), пути интродукции генетического материала (Delisle et al., 2003; Chauvel et al., 2006), а также фиксировать изменения, вызванные сменой климата (Sparks, Carey, 1995; Primack et al., 2004; Davis et al., 2015; Fazlioglu, 2018). Например, на основании историко-гео-графического анализа метаданных у 1200 гер-барных образцов сорного растения амброзии полыннолистной (Ambrosia artemisiifolia L.), собранных во Франции и в других европейских странах, была получена информация о времени появления этого сорного растения в Европе и путях его интродукции. По мнению авторов, семена сорняка были завезены во Францию из США в конце XIX-начале XX в. вместе с импортируемыми культурными растениями, такими как картофель, пшеница и семена клевера (Chauvel et al., 2006).
Записи гербарных этикеток могут быть ценным источником информации о реакции различ-
ных видов растений на изменение климата. В 2004 г. D. Primack с соавторами, используя информацию этикеток 372 гербарных листов 229 растений - представителей 37 родов, произрастающих в Дендрарии Арнольда Гарвардского университета с 1885 г., продемонстрировали для ряда видов существенный сдвиг к более ранним срокам цветения, который в период с 1980 по 2002 гг. в среднем достиг 8 дней. Данное явление авторы объяснили повышением средней весенней температуры воздуха на 1,5 °С в районе города Бостон за исследуемый период (Primack et al., 2004). Подобное исследование по оценке влияния климатических изменений на сроки цветения растений было проведено F. Fazlioglu (2018), который проанализировал 7146 гербарных листов 142 видов растений, произрастающих в Субарктике, и продемонстрировал значительный сдвиг к более ранним срокам цветения в течение последних 100 лет. В зависимости от вида сдвиг варьировал от 8 до 26 дней. По мнению автора, это смещение связано с климатическими изменениями, а также со значительно более ранним периодом таяния снега (Fazlioglu, 2018).
Настоящим прорывом в методологии изучения гербарных образцов явилось привлечение ДНК-технологий. Хотя возможность использования ДНК, выделяемой из гербарных растений, была показана более 30 лет назад (Rogers, Bendich, 1985), массовый молекулярно-гене-тический анализ стал широко использоваться в изучении гербарных коллекций в последние два десятилетия, что связано с разработкой все более совершенных методов выделения ДНК, ПЦР-анализа и секвенирования (Bieker, Martin, 2018; Inglis et al., 2018).
Чаще всего в молекулярных исследованиях используют многокопийные последовательности внутренних транскрибируемых спейсеров (ITS1 и ITS2) ядерных генов рРНК, а также гены и межгенные спейсеры пластидной и митохон-дриальной ДНК (ndhN, rbcL, matK, trnL/trnF, др.). Это объясняется сильной деградированно-стью ДНК гербарных растений; данная проблема будет рассмотрена ниже.
Такие исследования проводятся методами ПЦР (Ames, Spooner, 2008; Erkens et al., 2008), ДНК-чипирования (SNP) (Yoshida et al., 2015; Lundstrom et al., 2018) и секвенирования (Saltonstall, 2002), а в последнее время активно используются методы NGS (Hart et al., 2016; Weiss et al., 2016; Magwe-Tindo et al., 2018).
С развитием методов ДНК-маркирования появилась возможность включать гербарные образ-
цы в филогенетические исследования, а также проводить исследования генетического разнообразия видов, изменений генетической структуры популяций в различные исторические периоды, изучать историю интродукций (Saltonstall, 2002; Ames, Spooner, 2008). Изучение полиморфизма различных последовательностей ДНК, выделенной из типового гербарного образца -первичного материала, послужившего основой для описания таксонов, открывает возможности для прояснения спорных вопросов филогении и систематики.
Показательно исследование G. Chomicki и S. S. Renner (2014), которые провели молекуляр-но-филогенетический анализ видов арбуза, относящихся к роду Citrullus Schrad. ex Ecklon et C. Zeyh. и представителей других родов семейства тыквенных, включив в анализ помимо образцов арбуза из современных сборов в Бенине, Марокко, Намибии и ЮАР, типовой гербар-ный образец Citrullus lanatus (Thunb.) Matsum. et Nakai, собранный в 1773 г. близ Кейптауна (ЮАР) учеником Карла Линнея Карлом Петером Тунбергом (C. P. Thunberg), из Гербария UPS (Museum of Evolution, Sweden, Uppsala). У отобранных для исследований образцов авторы сек-венировали высокоизменчивые участки ядерной ДНК - последовательности рДНК (ITS1, 5,8S рДНК, ITS2) и участки 10 генов и межгенных спейсеров пластидного генома (trnL (интрон), trnL/trnF, rpl20/rps12, trnR/atpA, trnG/trnS, Ycf9/ trnG, Ycf6/PsbM, ndhF, rbcL и matK). Результаты анализа полиморфизма последовательностей ядерной и пластидной ДНК с использованием методов молекулярной филогении предоставили убедительные доказательства независимой доместикации разных видов рода Citrullus в Южной и в Западной Африке, а также показали, что типовой образец C. lanatus, собранный К. П. Тунбергом в Южной Африке, не является близким родичем возделываемого арбуза. Этот типовой образец оказался генетически наиболее близок к Citrullus amarus Schrad., который был окультурен в Южной Африке, а также к дикорастущему виду Citrullus ecirrhosus Griffin, известному как «дыня тсамма» - южно-африканскому эндемику, растущему в полупустыне Калахари. Апоморфным признаком южно-африканских видов рода Citrullus является делеция 30 п. о. в межгенном спейсере trnS-trnG хлДНК, выявленная и в типовом гербарном образце 1773 г. В то время как одомашненные арбузы (Citrullus lanatus subsp. vulgaris (Schrad.) Fursa), культивируемые в настоящее время и не имеющие этой
делеции, формировали на филогенетическом древе отдельную кладу совместно с образцами C. lanatus из Бенина, Западная Африка, образуя сестринскую кладу с западно-африканским видом Citrullus mucosospermus - слизисто-семян-ным арбузом, также произрастающим в Западной Африке от Нигерии до Сенегала. Ошибочная синонимизация южноафриканского Citrullus lanatus с Citrullus vulgaris Schrad. произошла в 1930-х гг. (Bailey, 1930, цит. по: Chomicki, Renner,
2014), что впоследствии было зафиксированно в многочисленных публикациях. Авторы статьи полагают, что в сложившейся ситуации лучшим решением является выбор нового типового образца для C. lanatus (Chomicki, Renner, 2014).
Гербарные образцы привлекались в филогео-графические исследования, выполненные моле-кулярно-генетическими методами (Roullier et al., 2013; De Castro et al., 2015; Hardion et al., 2017), в том числе отечественными учеными. Так, в работе Г. Гусаровой с коллегами образцы из разных мировых гербариев, наряду с образцами из собственных сборов авторов, были использованы для исследования филогеографии циркумполярного вида - смолевки бесстебельной (Silene acaulis L.). Результаты анализа генетической структуры S. acaulis, выполненного с использованием мультилокусных AFLP маркеров и данных секвенирования ряда последовательностей хлДНК (psbD-trnT, rpL32-trnL, trnL-trnF, trnL-intron), позволили выявить две основные фило-географические линии S. acaulis: европейскую и американо-берингийскую (Gussarova et al.,
2015). Т. Синицына с соавторами изучили полиморфизм двух межгенных спейсеров хлДНК (trnQ-rps16, trnL-rpl32) и ядерных районов ITS 1, ITS 2 у гербарных образцов рода Allium L. из секции Rhizirideum G. Don ex W. D. J. Koch. Результаты исследований указывают на произошедшее в плиоцене четкое разделение секции Rhizirideum на «азиатскую» и «европейскую» географические группы, граница разделения которых проходит восточнее Уральских гор, приблизительно вдоль 70 меридиана (Sinitsyna et al.,
2016).
В работе K. Saltonstall (2002) был изучен процесс вытеснения местных аборигенных популяций тростника Phragmites australis (Cav.) Trin. ex Steud. образцами неопределенного происхождения. Автор провела секвенирование последовательностей межгенных спейсеров пластидной ДНК trnT-trnL и rbcL-psal для исторических гербарных образцов P. australis, собранных в раз-
ных географических пунктах США за 150-летний период. Образцы, собранные до 1910 г., относились к 27 гаплотипам хлДНК. Однако уже в последующие 20 лет (с 1920 по 1940 гг.) аборигенные гаплотипы были полностью вытеснены одним гаплотипом «М». Быстрое распространение гаплотипа М по всему Атлантическому побережью США могло произойти в результате приобретения им селективных преимуществ, чему могли способствовать антропогенные изменения в ландшафте или другие неизвестные причины (Saltonstall, 2002).
Примером привлечения гербария для исследований истории интродукций является работа C. Roullier с соавторами (2013), проведенная на современных образцах из разных генбанков и на исторических гербарных образцах батата (Ipo-moea batatas (L.) Lam.) из гербариев: BISH, BM, К, L, собранных в период с XVII до начала XX в. в различных областях Неотропики (Южная и Центральная Америки и острова Карибского бассейна), Океании (включая Меланезию, Полинезию), Юго-Восточной Азии и Мадагаскара. Изучив полиморфизм пластидных и ядерных микросателлитов у 1245 образцов, авторы выявили различные, четко дифференцированные гаплотипы в северных и южных регионах Неотропики как у гербарных, так и у современных образцов. Анализ исторического гербарного материала показал, что I. batatas был интроду-цирован в Полинезию из Южной Америки (с территории современных Эквадора-Перу), возможно, еще в доколумбовские времена. При этом подавляющее большинство современных полинезийских образцов I. batatas несут хлоро-типы, не найденные в исторических гербарных образцах, собранных в этом же регионе. Среди современных полинезийских образцов превалируют гаплогруппы, характерные для северных регионов Неотропики. Таким образом, более поздние реинтродукции батата в Полинезию заместили начальные популяции, завезенные из Южной Америки. Напротив, в Юго-Восточной Азии и на Мадагаскаре генетическая структура популяций батата оставалась стабильной - и у гербарных, и у современных образцов I. batatas доминируют гаплогруппы, характерные для северных районов Неотропики, откуда батат был интродуцирован изначально (вероятно, с территории современной Мексики или Карибских островов) (Roullier et al., 2013).
Для получения информации о таксономическом и генетическом разнообразии чилийских
видов картофеля Т. А. Гавриленко с соавторами (Gavrilenko et al., 2017) провели молекулярно-генетические исследования уникальных аутентичных образцов из гербария WIR, собранных на территории Чили в первой трети XX в. На основе этих образцов отечественные систематики описали ряд таксонов картофеля (Bukasov, 1933; Juzepczuk, 1937) и предложили гипотезы полицентрической доместикации (Juzepczuk, Bukasov, 1929). После эпифитотии, затронувшей Чили в середине XX в., разнообразие аборигенного чилийского картофеля в значительной степени было утрачено (Correll, 1962), поэтому имеющиеся гербарные образцы, собранные в 1920-1930-х гг. являются едва ли не единственными материалами, фиксирующими это разнообразие. В работе был изучен полиморфизм 15 пластидных микросателлитов у 116 гербар-ных образцов чилийского культурного картофеля (S. chilotanum) и образцов S. leptostigma, S. molinae, S. ochoanum, S. zykinii, рассматриваемых отечественными систематиками в качестве предшественников S. chilotanum (из них 74 листа - лектотипы, 15 - голотипы, 6 - синтипы). Полученные результаты указывают на единообразие образцов Южного Чили, относящихся к 5 таксонам, и свидетельствует в пользу аллохтон-ного происхождения картофеля в Южном Чили (Gavrilenko et al., 2017).
Важно отметить, что типовой материал уникален и незаменим, поэтому изоляция ДНК из типовых образцов должна быть минимизирована. В связи с этим S. Lehtonen, M. Christenhusz (2010) отмечают, что отбор фрагмента ткани для молекулярных исследований должен быть ограничен гербарными образцами, для которых имеется достаточное количество растительного материала, а также несколько изотипов (от которых отбор ткани предпочтителен). Когда типовой образец недоступен, авторы рекомендуют использовать материал из того же места сбора (locus classicus), откуда происходит типовой гербарный образец (Lehtonen, Christenhusz, 2010).
Изучение гербарных образцов картофеля из 11 европейских гербариев (AAU, BM, G, K, L, LD, LY, MANCH, S, UPS, Z) позволило проследить историю интродукций картофеля в Европу и ответить на вопрос, из каких регионов Южной Америки был завезен картофель в разные исторические периоды (Ames, Spooner, 2008). Известно, что чилийские и андийские аборигенные сорта картофеля отличаются по типам пластидной ДНК. Для чилийского культурного
картофеля характерен Т-тип (около 90% проанализированных образцов), который детектируется по наличию специфической делеции 241 п. о. в межгенном спейсере trnV-UAC/ndh C хлДНК, выявляемой в ПЦР анализе с парой праймеров H1 (Hosaka, 2002); тогда как у андийских культурных видов частота чилийского Т-типа не превышает 5 %. Эти данные были получены в исследованиях живых растений - южноамериканских аборигенных сортов картофеля, сохраняемых в полевых генбанках разных стран (Hosaka, 2002, 2004; Gavrilenko et al., 2013; Spooner et al., 2014). M. Ames и D. M. Spooner (2008) провели ПЦР анализ (с парой праймеров H1) гербарных образцов картофеля, собранных в разных европейских странах с 1700 по 1910 гг. Согласно полученным в этой работе результатам, у образцов ранних интродукций XVIII века чилийский Т-тип хлДНК отсутствовал, в этот период интродукция была связана с андийскими аборигенными сортами. Первые образцы с чилийским Т-типом пластидной ДНК (с делецией 241 п.о.) появились на европейском континенте после 1811 года, во второй половине XIX в. их частота достигла 50 %, а с начала XX в. Т-тип цитоплазмы имели все изученные гербарные образцы картофеля. Авторы полагают, что причина исчезновения интродуцированных в XVIII в. андийских аборигенных сортов связана с первой эпифитотией фитофтороза в Европе в 1845-1849 гг., вызванной патогенным оомицетом Phytoph-thora infestans (Mont.) de Bary.
При изучении гербарных образцов растений молекулярными методами предоставляется также возможность параллельного исследования сохранившихся на них патогенных организмов. В связи с этим, в настоящее время появилась специальная практика целенаправленной фиксации патогена на закладываемом в гербарий образце растения-хозяина (All-Russian institute of plant protection. URL: http://vizrspb.ru/struktura-instituta/research/mikologii-i-fitopatologii/miko-logicheskij-gerbarij-laboratorii-mikologii-i-fitopa-tologii-vizr.html).
Отдельного внимания заслуживает использование гербария для изучения исторических эпифитотий и совместной эволюции системы патоген-хозяин (Malmstrom et al., 2007; O'Gorman et al., 2008; Telle, Thines, 2008; Martin et al., 2013, 2015; Yoshida et al., 2013, 2014, 2015; Saville et al., 2016). Изучение патогенов на гербарных образцах, собранных в различных регионах в разные исторические периоды, по-
зволяет проследить пути появления и распространения болезней. Кроме того, может быть исследована динамика изменений структуры популяций патогена в разные периоды в различных регионах. Интересны работы по изучению генетической структуры популяций P. infestans -возбудителя фитофтороза картофеля, родиной которого считается территория современной Мексики. Несколько лабораторий с использованием методов молекулярной филогенетики и сравнительной геномики провели анализ современных изолятов P infestans, а также образцов патогена, сохранившихся на гербарных растениях, собранных в XIX в. в разных европейских странах, хранящихся в исторических коллекциях гербариев K, BPI, UPS (May, Ristaino, 2004; Martin et al., 2013; Yoshida et al., 2013, 2014). Самый старый гербарный образец культурного картофеля относился к 1845 г. - времени первой эпифитотии фитофтороза в Северной Европе. По результатам исследований удалось выявить 120359 SNP в кодирующих участках ядерной ДНК, по которым различались геномы штаммов P. infestans, сохранившихся на исторических гер-барных образцах, и штаммов из современных изолятов патогена (Martin et al., 2013). Кроме того, выявлены различия в спектрах Avr генов, определяющих (а)вирулентность P. infestans и их аллелей. При сравнении «старых» образцов патогена, сохранившихся на гербарных растениях, с современными штаммами P. infestans также зафиксировано изменение плоидности от диплоидной к триплоидной (Yoshida et al., 2013, 2014). Полученные результаты позволили реконструировать историю интродукций P infestans. По мнению авторов, эволюция P. infestans сопровождалась сменой хозяина, то есть переходом от диких мексиканских видов на культурный картофель (Martin et al., 2015). Примерно в 1842-1843 гг. P. infestans была перенесена из Мексики в Северную Америку, откуда вскоре попала в Европу (Martin et al., 2013; Yoshida et al., 2013, 2014). Историческая эпифитотия фитофтороза в Северной Европе в 1845-1849 гг. была вызвана появлением RFLP-генотипа HERB-1 (mtDNA гапло-тип Ia) P infestans, который, однако, появился за пределами Мексики (в Северной Америке) и сохранялся в Европе на протяжении последующих 50 лет. В начале XX в. в Европе HERB-1 был вытеснен родственным RFLP-генотипом US-1 (mtDNA гаплотип Ib) (Martin et al., 2013, 2015; Yoshida et al., 2013, 2014). Эта гипотеза, однако, была оспорена в работе A. C. Saville с соавтора-
ми, предположившими множественные интродукции патогена в Европу (Saville et al., 2016).
Методические трудности в исследованиях гербарных образцов
Несмотря на все перспективы работы с гер-барными коллекциями, существует ряд методических трудностей в исследованиях гербарных образцов, на которых мы остановимся подробнее.
В тканях гербарных образцов возможны различные деструктивные процессы, приводящие к фрагментации молекул ДНК и к различным повреждениям, ингибирующим работу полимераз и негативно влияющих на корректное включение нуклеотидов при проведении ПЦР (Staats et al., 2011; Weiss et al., 2016). Изменения ДНК могут быть вызваны различными причинами. На первых стадиях гербаризации, в процессе сушки растений, повреждения ДНК обусловлены в основном действием нуклеаз, высвобождающихся при гибели клеток, а также микробными нуклеазами, выделяемыми микроорганизмами, заселяющими растение. При длительном хранении гербарных образцов повреждения ДНК индуцируют гидролитические и окислительные реакции, которые происходят с гораздо меньшей скоростью, чем на первых стадиях (Staats et al., 2011).
Наиболее распространенные повреждения гербарной ДНК - это двухцепочечные разрывы, которые происходят в момент гербаризации растений (Staats et al., 2011; Weiss et al., 2016; Bakker, 2017). Гербаризация вызывает гибель клеток от абиотического стресса, вызванного нехваткой влаги и высокими температурами (60-70 °С), при которых часто высушиваются гербарные образцы. Клеточный стресс способствует активации окислительных процессов; одновременно высвобождаются АФК, нуклеазы и другие ферменты, действие которых приводит к фрагментации молекул ДНК (Reape et al., 2008). При таких повреждениях ДНК уже не репарируется, как это происходит в живых растениях (Roldan-Arjona, Ariza, 2009). Разрывы цепей происходят в основном в месте нахождения пуринов, где происходит спонтанная депуринизация с последующим гидролизом сахарофосфатного остова ДНК путем ß-элиминации, что показано для различных организмов (Lindahl, Andersson, 1972; Lindahl, Nyberg, 1972; Paabo, Wilson, 1991; Lindahl, 1993; Dabney et al., 2013; Weiss et al., 2016) (прил. 1, см.
сайт журнала). Действительно, при щелочной обработке ДНК, выделенной из древних тканей, обнаруживаются фрагменты с терминальными 5'-фосфатными группами и З'-альдегидными группами, типичные для ß-элиминации (Jones et al., 1968).
Сильная степень фрагментированности гер-барной ДНК указывает на то, что растительный материал высушивался слишком медленно и что растение переносило абиотический стресс в течение длительного периода подготовки гербария. Поэтому для получения качественного гер-барного материала необходимо принимать меры по сокращению продолжительности стресса от нехватки влаги и использовать методы, обеспечивающие быстрое высыхание растительных тканей (Chase, Hills, 1991). Наиболее пригодными и распространенными при приготовлении гербария являются высушивание растительного материала силикагелем и его прессование между листами бумаги (Harris, 1993).
При гербаризации и в процессе хранения образцы обрабатываются различными химическими веществами. Раньше частой практикой подготовки растений, особенно в тропиках, была фиксация материала смесью этилового спирта с добавлением метанола или при помощи 30%-го формальдегида (Pyle, Adams, 1989). Многие использующиеся при этом реагенты: этанол, метанол, формалин, хлороформ и другие химические вещества производят необратимое разрушающее действие на ДНК уже через 24 часа после замачивания растений (Pyle, Adams, 1989). Кроме того, обработка растений этанолом снижает общий выход выделяемой из них ДНК по сравнению с растениями, высушенными на воздухе (Sarkinen et al., 2012). К сильной деградации ДНК в клетке приводят также консерванты, используемые для анатомических или цитологических исследований (Doyle, Dickson, 1987; Srinivansan et al., 2002).
При длительном хранении гербарных образцов на стабильность молекул ДНК воздействуют различные факторы окружающей среды, такие как температура, влажность и pH. В гербариях чаще всего создаются условия для поддержания постоянной температуры и влажности, но до сих пор огромное количество образцов гербария закреплены на кислотной бумаге, которая может увеличивать скорость депуринизации (Weiss et al., 2016).
Помимо двухцепочечных разрывов, в ДНК, выделяемой из гербария обнаруживаются сшив-
ки, которые могут образовываться между нитями ДНК, между различными фрагментами ДНК или между ДНК и другими молекулами (Staats et al., 2011; Weiss et al., 2016; Bakker, 2017). Также возникают абазические нуклеотиды и иные структурные изменения. Эти повреждения ДНК-молекул препятствуют движению ДНК-полимераз по матрице, ингибируя амплификацию и секвенирование (Hansen, 2006).
Еще одним видом повреждений ДНК, изолированной из гербарных образцов, сохраняемых длительное время или в ненадлежащих условиях, являются однонуклеотидные замены. На концах фрагментов ДНК отмечается увеличение замен цитозина на тимин. Эти особенности возникают из-за самопроизвольного дезаминиро-вания остатков цитозина до урацилов, которые впоследствии считываются полимеразой как тимин (прил. 2, см. сайт журнала). M. Staats с коллегами, изучив гербарный материал в возрасте от 65 до 114 лет определили скорость замен C^T/G^A в пластидной ДНК как 1,53 х10-6 на нуклеотид в год хранения (Staats et al., 2011). Переходы C^T/G^A являются наиболее распространенной типом мутаций и в древней ДНК из ископаемых останков животных (Briggs et al., 2007; Brotherton et al., 2007; Dabney et al., 2013).
Поскольку повреждения ДНК гербарных образцов могут быть вызваны действием многих факторов, оценить влияние продолжительности периода хранения гербария на деградацию ДНК достаточно трудно. Однако связь между степенью фрагментации ДНК и продолжительностью хранения образца была установлена на основании изучения кинетики индуцирования двуните-вых разрывов ДНК, происходящих за счет депу-ринизации. В растительном гербарном материале скорость фрагментации оценивается как 1,66 х 10-4 нуклеотидов в год (Weiss et al., 2016), что значительно быстрее, чем скорость деградации древней ДНК в костных останках (Allentoft et al., 2012).
Зависимость качества выделенной ДНК от возраста гербарного образца хорошо прослеживается в работе N. de Vere c соавторами (2012). Авторы провели ДНК-штрих-кодирование для 3607 образцов разных сроков сбора из гербария Welsh National Herbarium (NMW). В анализ были вовлечены участки генов пластидной ДНК -rbcL и matK, последовательности которых были амплифицированы и секвенированы. При этом успешность результатов напрямую зависела от времени хранения гербария. Для выборки све-
жезаложенных гербарных образцов (1999-2008 гг.) получены амплификационные продукты более чем в 80 % ПЦР-реакций. У старых образцов (1899-1908 гг.) амплификация локуса rbcL была успешна лишь в 25 % случаях, а локуса matK -менее чем в 10 % (de Vere et al., 2012). В соответствии с доступной нам информацией, одним из самых старых гербарных образцов, успешно исследованных при помощи молекулярных методов, можно считать образцы из гербария The Natural History Museum (BM), датированные 1600 годом (Roullier et al., 2013).
По данным S. Lehtonen, М. Christenhusz (2010), помимо возраста гербарных образцов, отбираемых для исследования, следует обращать внимание и на цвет тканей растений. Так, при использовании ДНК препаратов, выделенных из зеленых гербарных растений, успешные результаты секвенирования спейсеров trnL-trnF (470 п.о.) и trnSGGA-rps4 (800 п.о.) хлДНК получены в 97,1 и 54,3 % случаев, соответственно. В то время как результаты амплификации и секве-нирования этих же локусов у побуревших гер-барных растений образцов составили 28,4 и 9 % (Lehtonen, Christenhusz, 2010).
Скорость фрагментации ядерной и пластид-ной ДНК у гербарных образцов различается.
При сопоставлении результатов секвени-рования исторических и современных гербар-ных образцов скорость деградации хлДНК была оценена как 1,29х10-4 п.о./год, а ядерной ДНК - 1,66х10-4 п.о./год, то есть скорость распада ядерной ДНК была в 1,3 раза выше (Weiss et al., 2016). Относительно небольшая скорость распада ДНК органелл может быть следствием ее кольцевой структуры, что делает ДНК менее доступной для эндонуклеаз (Shapiro, Hofreiter, 2014). Кроме того, геномы пластид отличаются многокопийностью - число копий хлДНК у разных видов может достигать нескольких тысяч (Bendich, 1987), деградация в разных копиях происходит не одномоментно, и какая-то часть молекул остается неповрежденной. Поэтому именно пластидная ДНК чаще всего используется для молекулярно-генетических исследований гербарных образцов, особенно при применении методов ПЦР-анализа (Savolainen et al., 1995; Saltonstall, 2002; Ames, Spooner, 2008; Erkens et al., 2008; De Vere et al., 2012; Roullier et al., 2013). Кроме того, при работе с ДНК гербарных образцов анализируют короткие последовательности митохондриальных генов (CBOL Plant Working Group, 2009) и некоторые участки ядерной ДНК
(Erkens et al., 2008; Roullier et al., 2013; Cho-micki, Renner, 2014; Weiss et al., 2016; Couvreu et al., 2019). Наиболее часто используемые ДНК маркеры и методы анализа гербарных растений представителей различных семейств рассмотрены в работе C. Bieker и M. D. Martin (2018).
Помимо изменения самой структуры молекул ДНК, при работе с гербарными образцами существенной проблемой является присутствие в растениях большого количества полисахаридов и накопление окисленных вторичных метаболитов, таких как окисленные полифенолы. На загрязнение препаратов окисленными полифенолами указывает желтый или коричневый цвет раствора ДНК, а также низкие значения отношения А260/А280 при спектрофотометриче-ском анализе (Inglis et al., 2018). Эти соединения препятствуют нормальной работе полимераз и рестриктаз, и загрязненная ими ДНК малопригодна для дальнейшего молекулярного анализа (Savolaine et al., 1995; Inglis et al., 2018).
В связи с вышеизложенным, экстракция ДНК из гербарных образцов требует применения специальных подходов, направленных на выделение даже коротких деградированных фрагментов и удаление загрязняющих веществ. В настоящее время разработано большое число методик выделения ДНК из высушенного материала. В основе большинства методов лежит экстракция при помощи бромида цетилтриметиламмония (ЦТАБ) с различными модификациями (Drabkova et al., 2002; Zvyagin, 2010; Drabkova, 2013; Healey et al., 2014; Inglis et al., 2018). Эффективной модификацией ЦТАБ-метода является введение этапа предварительной промывки тканей растения сорбитолом. Образцы ткани замачиваются на некоторое время в промывочном буфере на основе сорбитола, в состав которого входят также поли-винилпирролидон (PVP-40) и ß-меркаптоэтанол (Inglis et al., 2018). Данный буфер не вызывает лизиса клеток, промывка в нем способствует связыванию полифенолов на поливинилпирро-лидоне, дополнительно ß-меркаптоэтанол как восстановитель ингибирует их окисление. После удаления надосадочной жидкости проводят экстракцию по стандартному ЦТАБ протоколу. Этап предварительной промывки буфером с сорбитолом добавляет всего 10-20 минут к стандартному протоколу ЦТАБ, при этом препараты ДНК имеют хорошие спектральные характеристики (соотношение A260/A280) и успешно амплифицируются (Inglis et al., 2018). Данный подход был с успехом применен для изучения
гербарных растений видов рода Lafoensia spp., а также живых растений, накапливающих в тканях большое количество полифенолов (Inglis et al., 2018).
Хорошие результаты были получены при использовании для ДНК-экстракции буфера на основе N-фенацилтиазолий бромида (PTB) с добавлением дитиотреитола (DTT) (Gutaker et al., 2017). PTB разрушает связи в молекулах гли-копротеидов и может улучшить освобождение ДНК от полисахаридов. DTT разрушает дисуль-фидные мостики, освобождая ДНК от связанных с ней белковых комплексов (Kistler, 2011). Экстракция в буфере PTB способствовала извлечению самых малых фрагментов ДНК - средний размер фрагментов оказался на 35 % меньше по сравнению с обычным методом ЦТАБ (соответственно 88 п.о. и 57 п.о.). Кроме того, молекулы ДНК, выделенные методом PTB-экстракции, имели на 5'-концах значимо больше замен С^Т (t-тест, P = 1,2 х 10-6) по сравнению с ЦТАБ-методом, что свидетельствовало о выделении даже поврежденных фрагментов (Gutaker et al., 2017).
Улучшению качества препаратов ДНК гер-барных образцов способствует их очистка с помощью мембран с диоксидом кремния или магнитных частиц (Sarkinen et al., 2012). При использовании доочистки на магнитных частицах происходит увеличение содержания в препаратах фрагментов ядерной ДНК размером >300 п.о. Выделение более длинных фрагментов положительно сказывается на результатах амплификации целевых последовательностей. Данный эффект особенно заметен на сильно поврежденных образцах, изначально содержащих очень фрагментированную геномную ДНК (Krinitsina et al., 2015). Колонки с сорбентом из диоксида кремния доступны в коммерческих наборах для выделения ДНК. Следует, однако, иметь в виду, что эффективность выделения из гербарных образцов ДНК-препаратов приемлемого качества при использовании наборов разных фирм различна, в некоторых случаях по выходу ДНК и по ее спектрофотометрическим характеристикам коммерческие наборы оказываются не способны превзойти результаты экстракции по стандартному ЦТАБ протоколу (Sarkinen et al., 2012; Gutaker et al., 2017; Omelchenko et al., 2019).
Наряду с особыми методами выделения, работа с гербарной ДНК часто требует модификации условий проведения ПЦР. В частности, показана большая эффективность ПЦР-буферов
с высокой концентрацией бычьего сывороточного альбумина (Sarkinen et al., 2012). Кроме того, рекомендуют использовать полимеразы, не обладающие 3'-5' корректирующей способностью (Savolainen et al., 1995).
Практически все сложные моменты работы с гербарными образцами позволяет решить привлечение в исследования методов секвени-рования нового поколения (NGS). Характерная для древней ДНК фрагментированность является даже положительным фактором, поскольку большинство NGS подходов использует в качестве матрицы не протяженные интактные молекулы ДНК, а короткие фрагменты размером 100-400 п.о. При NGS-анализе исследователей больше не ограничивают проблемы нестабильной амплификации поврежденных последовательностей или загрязненных ДНК-препаратов. При наличии референсной последовательности могут быть изучены даже низкокопийные гены (Besnard et al., 2014). Кроме того, перестает быть проблемой относительно небольшое число локу-сов, доступное для ПЦР-анализа у немодельных организмов, что особенно актуально для гербар-ных образцов (Staats et al., 2013; Hart et al., 2016; Zeng et al., 2018).
При работе с данными NGS-анализа гербар-ных образцов необходимо учитывать возможность того, что некоторые SNP не являются характерными отличиями определенных образцов, а возникли уже после гибели растения в процессе деградации ДНК. Для преодоления этих методических проблем специально для работы с деградированными молекулами ДНК разработаны специальные пакеты программ (например, MapDamage, Jonsson et al., 2013) и программные конвейеры PALEOMIX (Schubert et al., 2014), EAGER (Peltzer et al., 2016), ATLAS (Link et al., 2017).
Уже сегодня все большее число авторов с успехом использует NGS-анализ для исследования самых разных объектов (Zeng et al., 2018). Предложены различные методические походы для приготовления библиотек ДНК гербарных образцов и сборки геномов (Staats et al., 2013; Hart et al., 2016; Sanchez Barreiro et al., 2016; Zeng et al., 2018). Например, в работе F. Sanchez Barreiro с соавт. (Sanchez Barreiro et al., 2016) разработан метод REALbaits, позволяющий применять для деградированной гербарной ДНК технологию RRL (Reduced Representation Library Sequencing), которая включает этап расщепления ДНК рестриктазами и, следовательно, требует
наличия высокополимерной ДНК. На примере гербарных образцов амброзии полыннолистной (собранных в период с 1835 по 1913 гг.) авторы показали, что при секвенировании полученных библиотек глубина покрытия таргетных локу-сов возрастает во много раз (от 21 до 174 раз) по сравнению с методом «дробовика» (shotgun) (Sanchez Barreiro et al., 2016).
NGS-анализ гербарной ДНК начинают использовать для изучения генетической структуры популяций, динамики ее изменения и дрейфа генов, а также решения спорных вопросов филогении с привлечением представителей различных семейств: Asteraceae (Sanchez Barreiro et al.,
2016), Brassicaceae (Exposito-Alonso et а1., 2018), Fabaceae (Най et а1., 2016), Роасеае (Besnard et а1., 2014; O1ofsson et а1., 2016). Очевидно, NGS-анализ в будущем станет практически обязательным для изучения гербарных коллекций.
Благодарности
Работа выполнена в рамках тематического плана № 0481-2019-0002 «Изучение генетических ресурсов культурных растений, их диких родичей и форм собственной селекции при помощи комплекса современных методов ДНК-диагностики».
REFERENCES / ЛИТЕРАТУРА
Allentoft M. E., Collins M., Harker D., Haile J., Oskam C. L., Hale M. L., Campos P. F., Samaniego J. A., Gilbert M. T. P., Willerslev E., Zhang G., Scofield R. P., Holdaway R. N., Bunce M. 2012. The half-life of DNA in bone: measuring decay kinetics in 158 dated fossils. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 279(1748): 4724-4733. DOI: 10.1098/rspb.2012.1745
All-Russian institute of plant protection (FSBSI VIZR). URL: http://vizrspb.ru/struktura-instituta/research/ mikologii-i-fitopatologii/mikologicheskij-gerbarij-laboratorii-mikologii-i-fitopatologii-vizr.html (Accessed 07 July 2019).
AmesM., Spooner D. M. 2008. DNA from herbarium specimens settles a controversy about origins of the European potato. American Journal of Botany 95(2): 252-257. DOI: 10.3732/ajb.95.2.252
Bailey L. H. 1930. Three discussions in Cucurbitaceae. Gentes Herbarum 2: 175-186.
Bakker F. T. 2017. Herbarium genomics: skimming and plastomics from archival specimens. Webbia 72(1): 3545. D0I:10.1080/00837792.2017.1313383
Bebber D. P., Carine M. A., Wood J. R. I., Wortley A. H., Harris D. J., Prance G. T., Davidse G., Paige J., Pennington T. D., Robson N. K. B., ScotlandR. W. 2010. Herbaria are a major frontier for species discovery. Proceedings of the National Academy of Sciences 107(51): 22169-22171. DOI: 10.1073/pnas.1011841108
Bendich A. J. 1987. Why do chloroplasts and mitochondria contain so many copies of their genome? BioEssays 6(6): 279-282. DOI: 10.1002/bies.950060608
Besnard G., Christin P.-A., Male P.-J. G., Lhuillier E., Lauzeral C., Coissac E., Vorontsova M. S. 2014. From museums to genomics: old herbarium specimens shed light on a C3 to C4 transition. Journal of Experimental Botany 65(22): 6711-6721. DOI: 10.1093/jxb/eru395
Bieker V. C., Martin M. D. 2018. Implications and future prospects for evolutionary analyses of DNA in historical herbarium collections. Botany Letters 165(3-4): 409-418. DOI: 10.1080/23818107.2018.1458651
Bridson D., Forman L. 1995. Gerbarnoye delo: Spravochnoye rukovodstvo. Russkoye izdaniye [Herbarium: Reference Manual. Russian Edition]. Korolevskiy botanicheskiy sad Publ., Kew, 341 pp. [In Russian]. (Бридсон Д., Форман Л. Гербарное дело: Справочное руководство. Русское издание. Кью: Королевский ботанический сад, 1995. 341 с.).
Briggs A. W., Stenzel U., Johnson P. L. F., Green R. E., Kelso J., Prufer K., Meyer M., Krause J., Ronan M. T., Lachmann M., Paabo S. 2007. Patterns of damage in genomic DNA sequences from a Neandertal. Proceedings of the National Academy of Sciences 104(37): 14616-14621. DOI: 10.1073/pnas.0704665104
Brotherton P., Endicott P., Sanchez J. J., Beaumont M., Barnett R., Austin J., Cooper A. 2007. Novel high-resolution characterization of ancient DNA reveals C > U-type base modification events as the sole cause of post mortem miscoding lesions. Nucleic Acids Research 35(17): 5717-5728. DOI: 10.1093/nar/gkm588
Bukasov S. M. 1933. The potatoes of South America and their breeding possibilities. Suppplement 58-th to the Bulletin of applied botany, of genetics and plant-breeding 153 pp. [In Russian] (Букасов С. М. Картофели Южной Америки и их селекционное использование // Приложение 58 к Трудам по прикладной ботанике, генетике и селекции, 1933. 153 с.).
CBOL Plant Working Group. 2009. A DNA barcode for land plants. Proceedings of the National Academy of Sciences 106(31): 12794-12797. DOI: 10.1073/pnas.0905845106
Chase M. W., Hills H. H. 1991. Silica Gel: An Ideal Material for Field Preservation of Leaf Samples for DNA Studies. Taxon 40(2): 215-220. DOI: 10.2307/1222975
Chauvel B., Dessaint F., Cardinal-Legrand C., Bretagnolle F. 2006. The historical spread of Ambrosia arte-misiifolia L. in France from herbarium records. Journal of Biogeography 33(4): 665-673. DOI: 10.1111/j.1365-2699.2005.01401.x
Chomicki G., Renner S. S. 2014. Watermelon origin solved with molecular phylogenetics including Linnaean material: another example of museomics. New Phytologist 205(2): 526-532. DOI: 10.1111/nph.13163
Correll D. S. 1962. The potato and its wild relatives. Contributions of the Texas Research Foundation, Botanical Studies. Texas Research Foundation, Renner, Texas, 606 pp.
Couvreur T. L. P., Helmstetter A. J., Koenen E. J. M., Bethune K., Brandao R. D., Little S. A., Erkens R. H. J. 2019. Phylogenomics of the Major Tropical Plant Family Annonaceae Using Targeted Enrichment of Nuclear Genes. Frontiers in Plant Science 9: 1941. DOI: 10.3389/fpls.2018.01941
Dabney J., Meyer M., Paabo S. 2013. Ancient DNA Damage. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology 5(7): a012567. DOI: 10.1101/cshperspect.a012567
Davis C. C., Willis C. G., Connolly B., Kelly C., Ellison A. M. 2015. Herbarium records are reliable sources of phenological change driven by climate and provide novel insights into species' phenological cueing mechanisms. American Journal of Botany 102(10): 1599-1609. DOI: 10.3732/ajb.1500237
De Castro O., Gargiulo R., Del Guacchio E., Caputo P., DeLuca P. 2015. A molecular survey concerning the origin of Cyperus esculentus (Cyperaceae, Poales): two sides of the same coin (weed vs. crop). Annals of Botany 115(5): 733-745. DOI: 10.1093/aob/mcv001
Delisle F., Lavoie C., Jean M., Lachance D. 2003. Reconstructing the spread of invasive plants: taking into account biases associated with herbarium specimens. Journal of Biogeography 30(7): 1033-1042. DOI: 10.1046/j.1365-2699.2003.00897.x
De Vere N., Rich T. C. G., Ford C. R., Trinder S. A., Long C., Moore C. W., Satterthwaite D., Davies H., Al-lainguillaume J., Ronca S., Tatarinova T., Garbett H., Walker K., Wilkinson M. J. 2012. DNA barcoding the native flowering plants and conifers of Wales. PLoS ONE 7(6): e37945. DOI: 10.1371/journal.pone.0037945
Doyle J. J., Dickson E. E. 1987. Preservation of plant samples for DNA restriction endonuclease analysis. Taxon 36(4): 715-722. DOI: 10.2307/1221122
Drabkova L., Kirschner J., Vlcek C. 2002. Comparison of seven DNA extraction and amplification protocols in historical herbarium specimens of Juncaceae. Plant Molecular Biology Reporter 20(2): 161-175. DOI: 10.1007/ bf02799431
Drabkova L. Z. 2013. DNA extraction from herbarium specimens. Molecular Plant Taxonomy 1115: 69-84. DOI: 10.1007/978-1-62703-767-9_4
Erkens R. H. J., Cross H., Maas J. W., Hoenselaar K., Chatrou L. W. 2008. Assessment of age and greenness of herbarium specimens as predictors for successful extraction and amplification of DNA. Blumea - Biodiversity, Evolution and Biogeography of Plants 53(2): 407-428. DOI: 10.3767/000651908x608052
Exposito-Alonso M., Becker C., Schuenemann V. J., Reiter E., Setzer C., Slovak R., Brachi B., Hagmann J., Grimm D. G., Chen J., Busch W., Bergelson J., Ness R. W., Krause J., Burbano H. A., Weigel D. 2018. The rate and potential relevance of new mutations in a colonizing plant lineage. PLoS Genet 14(2): e1007155. DOI: 10.1371/ journal.pgen.1007155
Fazlioglu F. 2018. Tracing phenology of subarctic plants over the last century. Polish Polar Research 39(3): 413-424. DOI: 10.24425/118754
Gavrilenko T., Antonova O., Shuvalova A., Krylova E., Alpatyeva N., Spooner D., Novikova L. 2013. Genetic diversity and origin of cultivated potatoes based on plastid microsatellite polymorphism. Genetic Resources and Crop Evolution 60(7): 1997-2015. DOI: 10.1007/s10722-013-9968-1
Gavrilenko T. A., Chukhina I. G., Antonova O. Yu., Klimenko N. S., Novikova L. Yu. 2017. On the origin of Chilean cultivated potato (Solanum sect. Petota Dumort.). In: Taxonomy and evolutionary morphology of plants: Materials of the Conference dedicated to 85 anniversary of Tikhomirov V. N. (January 31 - February 3, 2017, Moscow) Moscow, 136-140 pp. [In Russian]. (Гавриленко Т. А., Чухина И. Г., Антонова О. Ю., Клименко Н. С., Новикова Л. Ю. О происхождении чилийского культурного картофеля (Solanum sect. Petota Dumort.) // Систематика и эволюционная морфология растений: Материалы конференции, посвященной 85-летию со дня рождения Тихомирова В. Н. (31 января - 3 февраля 2017 г., Москва). М., 2017. С. 136-140).
Geltman D. V. 2012. Russian science and scientific collections. Troitskiy variant - nauka 22(116): 3 [In Russian] (Гельтман Д. В. Российская наука и научные коллекции // Троицкий вариант - наука, 2012. № 22 (116). С. 3).
Gureyeva 1.1. 2010. The world herbarium fund and its allocation. Bot. Zhurn. (Moscow & St. Petersburg) 95(11): 1658-1667 [In Russian]. (Гуреева И. И. Мировой гербарный фонд и его распределение // Бот. журн., 2010. Т. 95, № 11. С. 1658-1667).
Gussarova G., Allen G. A., Mikhaylova Y., McCormick L. J., Mirre V., Marr K. L., Hebda R. J., Brochmann C. 2015. Vicariance, long-distance dispersal, and regional extinction-recolonization dynamics explain the disjunct circumpolar distribution of the arctic-alpine plant Silene acaulis. American Journal of Botany 102(10): 1703-1720. DOI: 10.3732/ajb.1500072
Gutaker R. M., Reiter E., Furtwangler A., Schuenemann V. J., Burbano H. A. 2017. Extraction of ultrashort DNA molecules from herbarium specimens. BioTechniques 62(2): 76-79. DOI: 10.2144/000114517
Hansen A. J. 2006. Crosslinks rather than strand breaks determine access to ancient DNA sequences from frozen sediments. Genetics 173(2): 1175-1179. DOI: 10.1534/genetics.106.057349
Hardion L., Verlaque R., Vorontsova M. S., Combroux I., Chen C.-W., Takamizo T., Vila B. 2017. Does infra-specific taxonomy match species evolutionary history? A phylogeographic study of Arundo formosana (Poaceae). Botanical Journal of the Linnean Society 183(2): 236-249. DOI: 10.1093/botlinnean/bow006
Harris S. A. 1993. DNA analysis of tropical plant species: an assessment of different drying methods. Plant Sys-tematics and Evolution 188(1-2): 57-64. DOI: 10.1007/bf00937835
HartM. L., ForrestL. L., Nicholls J. A., Kidner C. A. 2016. Retrieval of hundreds of nuclear loci from herbarium specimens. Taxon 65(5): 1081-1092. DOI: 10.12705/655.9
Healey A., Furtado A., Cooper T., Henry R. J. 2014. Protocol: a simple method for extracting next-generation sequencing quality genomic DNA from recalcitrant plant species. Plant Methods 10(1): 21. DOI: 10.1186/1746-481110-21
Hosaka K. 2002. Distribution of the 241 bp deletion of chloroplast DNA in wild potato species. American Journal of Potato Research 79: 119-123. DOI: 10.1007/BF02881520
Hosaka K. 2004. Evolutionary pathway of T-type chloroplast DNA in potato. American Journal of Potato Research 81(2): 153-158. DOI: 10.1007/bf02853613
Index Herbariorum Rossicum. URL: https://www.binran.ru/resources/current/herbaria/herbariums/146-detail. html (Accessed 07 July 2019).
Inglis P. W., Marilia de Castro R. P., Resende L. V., Grattapaglia D. 2018. Fast and inexpensive protocols for consistent extraction of high quality DNA and RNA from challenging plant and fungal samples for highthroughput SNP genotyping and sequencing applications. PLoS ONE 13(10): e0206085. DOI: 10.1371/journal.pone.0206085
International Code of Nomenclature for Cultivated Plants, Ninth Edition (ICNCP). 2016. Eds. C. D. Brickell, C. Alexander, J. J. Cubey, J. C. David, M. H. A. Hoffman, A. C. Leslie, V. Malecot, X. Jin. Scripta Horticulturae 18: 190 pp.
Jones A. S., Mian A. M., Walker R. T. 1968. The alkaline degradation of deoxyribonucleic acid derivatives. Journal of the Chemical Society C: Organic 2042-2044. DOI: 10.1039/j39680002042
Jonsson H., Ginolhac A., Schubert M., Johnson P. L. F., Orlando L. 2013. mapDamage2.0: fast approximate Bayesian estimates of ancient DNA damage parameters. Bioinformatics 29(13): 1682-1684. DOI: 10.1093/bioinfor-matics/btt193
Juzepczuk S. W. 1937. New species of Solanum L. genus from the group Tuberarium Dun. Izvestiya ANSSSR, se-riya biologiya [Bulletin de l'Academie desSciences de l'URSS, Serie Biologique] 2: 295-331 [In Russian]. (Юзепчук С. В. Новые виды рода Solanum из группы Tuberarium Dun. // Изв. АН СССР, сер. биол., 1937. .№ 2. С. 295-331).
Juzepczuk S. W., Bukasov S. M. 1929. A contribution to the question of the origin of the potato. In: Proceedings of the USSR Congress of Genetics, Plant- and Animal-Breeding 3: 593-611 [In Russian]. (Юзепчук С. В., Букасов С. М. К вопросу о происхождении картофеля // Труды Всесоюзного съезда по генетике, селекции, семеноводству и племенному животноводству. 1929. Т. 3. С. 593-611).
Kistler L. 2011. Ancient DNA Extraction from Plants. Methods in Molecular Biology 840: 71-79. DOI: 10.1007/978-1-61779-516-9_10
Krinitsina A. A., Sizova T. V., Zaika M. A., Speranskaya A. S., Sukhoruko A. P. 2015. A rapid and cost-effective method for DNA extraction from archival herbarium specimens. Biochemistry (Moscow) 80(11): 1478-1484. DOI: 10.1134/S0006297915110097
Lehtonen S., Christenhusz M. 2010. Historical herbarium specimens in plant molecular systematics — an example from the fern genus Lindsaea (Lindsaeaceae). Biologia 65(2): 204-208. DOI: 10.2478/s11756-010-0008-8
Lindahl T. 1993. Instability and decay of the primary structure of DNA. Nature 362(6422): 709-715. DOI: 10.1038/362709a0
Lindahl T., Andersson A. 1972. Rate of chain breakage at apurinic sites in double-stranded deoxyribonucleic acid. Biochemistry 11(19): 3618-3623. DOI: 10.1021/bi00769a019
Lindahl T., Nyberg B. 1972. Rate of depurination of native deoxyribonucleic acid. Biochemistry 11(19): 36103618. DOI: 10.1021/bi00769a018
Link V., Kousathanas A., Veeramah K., Sell C., Scheu A., Wegmann D. 2017. ATLAS: Analysis Tools for Low-depth and Ancient Samples. bioRxiv: 105346. DOI: 10.1101/105346
Lundstrom M., Forsberg N. E. G., Heimdahl J., Hagenblad J., Leino M. W. 2018. Genetic analyses of Scandinavian desiccated, charred and waterlogged remains of barley (Hordeum vulgare L.). Journal of Archaeological Science 22: 11-20. DOI: 10.1016/j.jasrep.2018.09.006
Magwe-Tindo J., Wieringa J. J., Sonke B., Zapfack L., Vigouroux Y., Couvreur T. L. P., Scarcelli N. 2018. Guinea yam (Dioscorea spp., Dioscoreaceae) wild relatives identified using whole plastome phylogenetic analyses. Taxon 67(5): 905-915. DOI: 10.12705/675.4
Malmstrom C. M., Shu R., Linton E. W., Newton L. A., CookM. A. 2007. Barley yellow dwarf viruses (BYDVs) preserved in herbarium specimens illuminate historical disease ecology of invasive and native grasses. Journal of Ecology 95:1153-1166. DOI: 10.1111/j.1365-2745.2007.01307.x
Martin M. D., Cappellini E., Samaniego J. A., Zepeda M. L., Campos P. F., Seguin-Orlando A., Wales N., Orlando L., Ho S. Y. W., Dietrich F. S., Mieczkowski P. A., Heitman J., Willerslev E., Krogh A., Ristaino J. B., Gilbert M. T. P. 2013. Reconstructing genome evolution in historic samples of the Irish potato famine pathogen. Nature Communications 4(1): 2172. DOI: 10.1038/ncomms3172
Martin M. D., Vieira F. G., Ho S. Y. W., Wales N., Schubert M., Seguin-Orlando A., Ristaino J. B., Gilbert M. T. P. 2015. Genomic characterization of a South American Phytophthora hybrid mandates reassessment of the geographic origins of Phytophthora infestans. Molecular Biology and Evolution 33(2): 478-491. DOI: 10.1093/molbev/ msv241
May K. J., Ristaino J. B. 2004. Identity of the mtDNA haplotype(s) of Phytophthora infestans in historical specimens from the Irish Potato Famine. Mycol. Res. 108(5): 471-479. DOI: 10.1017/s0953756204009876
Meineke E. K., Davies T. J., Daru B. H., Davis C. C. 2018. Biological collections for understanding biodiversity in the Anthropocene. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences 374(1763): 20170386. DOI: 10.1098/rstb.2017.0386
O'Gorman D. T., Sholberg P. L., Stokes S. C., Ginns J. 2008. DNA sequence analysis of herbarium specimens facilitates the revival of Botrytis mali, a postharvest pathogen of apple. Mycologia 100(2): 227-235. DOI: 10.3852/ mycologia.100.2.227
Olofsson J. K., Bianconi M., Besnard G., Dunning L. T., Lundgren M. R., Holota H., Vorontsova M. S., Hidalgo O., Leitch I. J., Nosil P., Osborne C. P., Christin, P.-A. 2016. Genome biogeography reveals the intraspecific spread of adaptive mutations for a complex trait. Molecular Ecology 25(24): 6107-6123. DOI: 10.1111/mec.13914
Omelchenko D. O., Speranskaya A. S., Ayginin A. A., Khafizov K., Krinitsina A. A., Fedotova A. V., Pozdy-shev D. V., Shtratnikova V. Y., Kupriyanova E. V., Shipulin G. A., Logacheva M. D. 2019. Improved protocols of ITS1-based metabarcoding and their application in the analysis of plant-containing products. Genes 10(2): 12. DOI: 10.3390/genes10020122
Paabo S., Wilson A. C. 1991. Miocene DNA sequences - a dream come true? Current Biology 1(1): 45-46. DOI: 10.1016/0960-9822(91)90125-g
Peltzer A., Jager G., HerbigA., Seitz A., Kniep C., Krause J., Nieselt K. 2016. EAGER: efficient ancient genome reconstruction. Genome Biology 17: 60. DOI: 10.1186/s13059-016-0918-z
Primack D., Imbres C., Primack R. B., Miller-Rushing A. J., Del Tredici P. 2004. Herbarium specimens demonstrate earlier flowering times in response to warming in Boston. American Journal of Botany 91(8): 1260-1264. DOI: 10.3732/ajb.91.8.1260
Pyle M. M., Adams R. P. 1989. In situ preservation of DNA in plant specimens. Taxon 38(4): 576-581. DOI: 10.2307/1222632
Reape T. J., Molony E. M., McCabeP. F. 2008. Programmed cell death in plants: distinguishing between different modes. Journal of Experimental Botany 59(3): 435-444. DOI: 10.1093/jxb/erm258
Rogers S. O., Bendich A. J. 1985. Extraction of DNA from milligram amounts of fresh, herbarium and mummified plant tissues. Plant Molecular Biology 5(2): 69-76. DOI: 10.1007/bf00020088
Roldan-Arjona T., Ariza R. R. 2009. Repair and tolerance of oxidative DNA damage in plants. Mutation Research/ Reviews in Mutation Research 681(2-3): 169-179. DOI: 10.1016/j.mrrev.2008.07.003
Roullier C., Benoit L., McKey D. B., Lebot V. 2013. Historical collections reveal patterns of diffusion of sweet potato in Oceania obscured by modern plant movements and recombination. Proceedings of the National Academy of Sciences 110(6): 2205-2210. DOI: 10.1073/pnas.1211049110
Saltonstall K. 2002. Cryptic invasion by a non-native genotype of the common reed, Phragmites australis, into North America. Proceedings of the National Academy of Sciences 99(4): 2445-2449. DOI: 10.1073/pnas.032477999 Sanchez Barreiro F., Vieira F. G., Martin M. D., Haile J., Gilbert M. T. P., Wales N. 2016. Characterizing restriction enzyme-associated loci in historic ragweed (Ambrosia artemisiifolia) voucher specimens using custom-designed RNA probes. Molecular Ecology Resources 17(2): 209-220. DOI: 10.1111/1755-0998.12610
Sarkinen T., Staats M., Richardson J. E., Cowan R. S., Bakker F. T. 2012. How to open the treasure chest? Optimising DNA extraction from herbarium specimens. PLoS ONE 7(8): e43808. DOI: 10.1371/journal.pone.0043808
Saville A. C., Martin M. D., Ristaino J. B. 2016. Historic late blight outbreaks caused by a widespread dominant lineage of Phytophthora infestans (Mont.) de Bary. PLOS ONE 11(12): e0168381. DOI: 10.1371/journal.pone.0168381 Savolainen V., Cuenoud P., Spichiger R., Martinez M. D. P., Crevecoeur M., Manen J.-F. 1995. The use of herbarium specimens in DNA phylogenetics: evaluation and improvement. Plant Systematics and Evolution 197(1-4): 87-98. DOI: 10.1007/bf00984634
Schubert M., Ermini L., Sarkissian C. D., Jonsson H., Ginolhac A., Schaefer R., Martin M. D., Fernández R., Kircher M., McCue M., Willerslev E., Orlando L. 2014. Characterization of ancient and modern genomes by SNP
detection and phylogenomic and metagenomic analysis using PALEOMIX. Nature Protocols 9(5): 1056-1082. DOI: 10.1038/nprot.2014.063
Shapiro B., Hofreiter M. 2014. A paleogenomic perspective on evolution and gene function: new insights from ancient DNA. Science 343(6169): 1236573. DOI: 10.1126/science.1236573
Silva C., Besnard G., Piot A., Razanatsoa J., Oliveira R. P., Vorontsova M. S. 2016. Museomics resolve the sys-tematics of an endangered grass lineage endemic to north-western Madagascar. Annals of Botany 119(3): 339-351. DOI: 10.1093/aob/mcw208
Sinitsyna T. A., Herden T., Friesen N. 2016. Dated phylogeny and biogeography of the Eurasian Allium section Rhizirideum (Amaryllidaceae). Plant Systematics and Evolution 302(9): 1311-1328. DOI: 10.1007/s00606-016-1333-3
Smekalova T. N., Bagmet L. V., Chukhina I. G. 2012. VIR (N. I. Vavilov institute of plant industry) herbarium (WIR) and its role in decision of plant genetic resources mobilization, conservation and studying problems. Proceedings on applied botany, genetics and breeding 169: 180-192 [In Russian]. (Смекалова Т. Н., Багмет Л. В., Чухина И. Г. Гербарий ВИР им. Н. И. Вавилова (WIR) и его роль в решении проблем мобилизации, сохранения и изучения генетических ресурсов растений // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции, 2012. Т. 169. С. 180-192).
Sparks T. H., Carey P. D. 1995. The responses of species to climate over two centuries: an analysis of the Marsham phenological record, 1736-1947. The Journal of Ecology 83(2): 321-329. DOI: 10.2307/2261570
Spooner D. M., Ghislain M., Simon R., Jansky S. H., Gavrilenko T. 2014. Systematics, diversity, genetics, and evolution of wild and cultivated potatoes. The Botanical Review 80(4): 283-383. DOI: 10.1007/s12229-014-9146-y
Srinivasan M., SedmakD., Jewell S. 2002. Effect of fixatives and tissue processing on the content and integrity of nucleic acids. The American Journal of Pathology 161(6): 1961-1971. DOI: 10.1016/s0002-9440(10)64472-0
Staats M., Cuenca A., Richardson J. E., Vrielink-van Ginkel R., Petersen G., Seberg O., Bakker F. T. 2011. DNA damage in plant herbarium tissue. PLoS ONE 6(12): e28448. DOI: 10.1371/journal.pone.0028448
Staats M., Erkens R. H. J., van de Vossenberg B., Wieringa J. J., Kraaijeveld K., Stielow B., Geml J., Richardson J. E., Bakker F. T. 2013. Genomic treasure troves: complete genome sequencing of herbarium and insect museum specimens. PLoS ONE 8(7): e69189. DOI: 10.1371/journal.pone.0069189
Telle S., Thines M. 2008. Amplification of cox2 (~620 bp) from 2 mg of up to 129 years old herbarium specimens, comparing 19 extraction methods and 15 polymerases. PLoS ONE 3(10): e3584. DOI: 10.1371/journal.pone.0003584 Thiers B. 2008+ [continuously updated]. Index Herbariorum: A global directory ofpublic herbaria and associated staff. New York Botanical Garden's Virtual Herbarium. URL: http://sweetgum.nybg.org/science/ih (Accessed 07 July 2019).
Vascular Plants Herbarium of the Komarov Botanical Institute. URL: https://www.binran.ru/resources/current/ herbaria/herbariums/136-detail.html (Accessed 07 July 2019).
Weiss C. L., Schuenemann V. J., Devos J., Shirsekar G., Reiter E., Gould B. A., Stinchcombe J. R., Krause J., Burbano H. A. 2016. Temporal patterns of damage and decay kinetics of DNA retrieved from plant herbarium specimens. Royal Society Open Science 3(6): 160239. DOI: 10.1098/rsos.160239
Wieringa J. J., Sosef M. S. M. 2011. The applicability of Relative Floristic Resemblance to evaluate the conservation value of protected areas. Plant Ecology and Evolution 144(3): 242-248. DOI: 10.5091/plecevo.2011.588
Yoshida K., Burbano H. A., Krause J., Thines M., WeigelD., Kamoun S. 2014. Mining herbaria for plant pathogen genomes: back to the future. PLoS Pathogens 10(4): e1004028. DOI: 10.1371/journal.ppat.1004028
Yoshida K., Sasaki E., Kamoun S. 2015. Computational analyses of ancient pathogen DNA from herbarium samples: challenges and prospects. Frontiers in Plant Science 6: 771. DOI: 10.3389/fpls.2015.00771
Yoshida K., Schuenemann V. J., Cano L. M., Pais M., Mishra B., Sharma R., Lanz C., Martin F. N., Kamoun S., Krause J., ThinesM., WeigelD., Burbano H. A. 2013. The rise and fall of the Phytophthora infestans lineage that triggered the Irish potato famine. eLife 2: e01108. DOI: 10.7554/elife.00731
Zeng C.-X., Hollingsworth P. M., Yang J., He Z.-S., Zhang Z.-R., Li D.-Z., Yang J.-B. 2018. Genome skimming herbarium specimens for DNA barcoding and phylogenomics. Plant Methods 14(1): 43. DOI: 10.1186/s13007-018-0300-0
Zvyagin A. S. 2010. Extraction of DNA from leaves of Vitis vinifera L. Scientific Journal of KubSAU 58(04): 336-347 [In Russian]. (Звягин А. С. Выделение ДНК из гербарных листьев Vitis vinifera L. // Научный журнал КубГАУ, 2010. № 58(04). С. 336-347).
