CC BY
40Вестник защиты растений, 1, 2004 11
УДК 633.853.494: 632.4
ФОМОЗ РАПСА (Обзор литературы)
Е.Л.Гасич
Всероссийский НИИ защиты растений, Санкт-Петербург
Фомоз имеет широкое распространение в Канаде, Австралии и Европе. В последние годы болезнь также была зарегистрирована на рапсе в России. До недавнего времени внутри вида Leptosphaeria тасиМш (=РЪюта \ingam) выделяли две группы изолятов (А и В), различающихся по морфолого-культуральным, биохимическим, молекулярным признакам, симптомам заболевания и патогенности. В настоящее время эти группы выделены в самостоятельные виды: Leptosphaeria тасиХаш (группа A) и Leptosphaeria biglobosa (группа В). Данный обзор включает информацию о морфологии возбудителей, источниках инокулюма, симптомах заболевания, жизненном цикле, особенностях развития в тканях растений, популяционной структуре, эпидемиологии заболевания в различных регионах и методах борьбы.
Фомоз - одна из наиболее вредоносных болезней рапса Brassica napus L. ssp. oleífera (Metzger) Sinsk. Возрастание риска эпифитотийного развития данного заболевания связано с расширением площадей, занятых посевами рапса, сокращением сроков возврата культуры на прежнее место, малым генетическим разнообразием сортов, сравнительно широким хозяинным рядом возбудителей, усилением обмена семенами между странами.
Заболевание имеет большое экономическое значение в основных районах возделывания рапса: в Австралии (Bokor et al., 1975), Канаде и Европе (Gugel, Petrie, 1992). Потери урожая обычно составляют менее 10%, но в некоторые годы при высокой интенсивности развития болезни они могут достигать 30-50% (Hall et al., 1993; Barbetti, Khangura, 1999; Zhou et al., 1999).
Возбудителями фомоза рапса являются Leptosphaeria maculans (Desm.) Ces. & De Not. (анаморфная стадия Phoma lingam (Tode: Fr.) Desm.) и Leptosphaeria biglobosa R.A.Shoemaker & H.Brun.
До недавнего времени L. maculans считался сложным видом, внутри которого выделяли две группы изолятов. Этим группам различными исследователями были даны следующие названия: высоко вирулентная (HV) и слабо вирулентная (WV) (Sippel, Hall, 1995), вирулентная и авирулентная (McGee, Petrie, 1978), агрессивная и неагрессивная (Koch et al., 1989), Tox+ и Tox0 (Balesdent et al., 1992), патотипы A и NA (Badawy et al.,
1991), А группа и В группа (Johnson, Lewis, 1990). Группы различаются по морфологии колоний на питательных средах (Gunningham, 1927; Pound, 1947), аккумуляции водорастворимых пигментов в жидких культурах (McGee, Petrie, 1978; Bonman et al., 1981; Gabrielson, 1983; Koch et al., 1989; Johnson, Lewis, 1990), продукции сиродесмина (Koch et al., 1989; Balesdent et al., 1992), изозимным профилям (Hill et al., 1984; Sippel et al., 1988; Annis, Goodwin, 1991,1997; Balesdent et al., 1992; Ansan-Melayah et al., 1997), карио-типам (Taylor et al., 1991), молекулярным маркерам (Johnson, Lewis, 1990; Morales et al., 1993; Jedryczka et al., 1997), симптомам заболевания (Johnson, Lewis, 1994; Ansan-Melayah et al., 1997; Brun et al., 1997), патогенности (Johnson, Lewis, 1994).
Значительное различие изолятов А и В групп по ряду признаков позволило выдвинуть гипотезу о том, что они являются разными видами (Koch et al., 1991). Изоляты как А, так и В группы гетерота-личны; внутри каждой группы изоляты могут скрещиваться (Venn, 1979; Somda et al., 1997). Все попытки скрещивания изолятов из разных групп не достигали успеха (Bonman et al., 1981; Gabrielson, 1983; Petrie, Lewis, 1985). R.A.Shoemaker и H.Brun (2001) выявили также морфологические различия в строении псевдотециев изолятов этих групп и выделили изоляты группы В в самостоятельный вид Leptosphaeria biglobosa.
В жизненном цикле возбудителей фо-моза рапса имеются сумчатая и кониди-
альная стадии. Пикниды развиваются на пятнах листьев, стеблей и стручков, а также на отмерших частях растений. Псевдотеции формируются на отмерших одревесневших частях инфицированных растений. Пикниды у обоих видов практически не различимы по морфологии. Псевдотеции L. biglobosa отличаются от псевдотециев L. maculans наличием хоботков, вздутых на вершине.
Leptosphaeria maculans (Desm.) Ces & De Not. in Comment Soc. crittog. ital., 1 (4):235. 1863.
Син.: Sphaeria maculans Desm. in Annls Sci. nat. (Bot.) III, 6: 77-78. 1846;
Анаморфа: Phoma lingam (Tode:Fr.) Desm. in Annls Sci. nat. (Bot.) III, 11: 281.1849;
Plenodomus lingam (Tode: Fr.) Höhn. in Sber. Acad. Wiss. Wien (Math.-naturw. Kl., Abt. I) 120:463.1911.
Псевдотеции на стеблях вначале погруженные, затем поверхностные, рассеянные, шаровидные, до грушевидных, в основании уплощенные, 300-400 (500) ц в диам., твердые, гладкие, голые или с немногочисленными коричневыми мицели-альными тяжами; при искусственной инокуляции с многочисленными дымчато-коричневыми, септированными, изогнутыми гифами, 2-3 ц шириной, местами покрытыми темно-коричневыми глобулами. Хоботок центральный, усеченно-конический, сосочковидный 90(100)х100 ц из 5-8 слоев склероплектенхимных клеток 3-5(10) ц диам. Устьице 60-100 ц шир., вначале заполненное гиалиновыми псев-допаренхимными клетками 8-10 ц диам., позднее открытое. Поверхность псевдоте-ция по текстуре глобулярная до призматической, построена из коричневых толстостенных клеток, 8-12 ц диам. Латеральная стенка 30(70)-100(150) ц толщиной, в ней выделяется 3 зоны: самая наружная сложена из 2-3 (5) слоев изодиа-метрических коричневых, склероплектен-химных клеток, 4-7 ц диам., центральная зона состоит из 4-6 слоев призматических коричневых склероплектенхимных клеток, 8-15 х 4-6 ц, внутренняя зона сложена из 2-7 слоев призматических гиалино-
Вестник защиты растений, 1, 2004 вых до желтоватых псевдопаренхимных клеток, 8-15 х 4-9 ц.
Псевдопарафизы многочисленные 2-3 ц шир., септированные, с анастомозами. Сумки многочисленные, битуникатные, цилиндрические, до почти булавовидных, наверху закругленные, на коротких стебельках, 100-120(150) х 12(18)-21(22) ц с 8 аскоспорами. Аскоспоры вальковатые, удлиненно веретеновидные, прямые или слегка согнутые, (45)50-60(68) х 6-7 ц, с 5 перегородками, центральные клетки самые крупные, желтоватые, с 1-2 каплями на клетку, гладкие, с коноидными до шаровидных терминальными придатками, 56 ц диам.
Leptosphaeria biglobosa R.A.Shoemaker & H.Brun, Canad. J. Bot., 79 (4): 412-419. 2001.
Псевдотеции на стеблях рассеянные, субэпидермальные, позднее прорывающиеся, шаровидные до грушевидных, в основании уплощенные, 280-350 ц в ди-ам., твердые, хрупкие, гладкие, покрытые слоем рыхлого гиалинового мицелия. Верхняя часть псевдотеция и хоботок с многочисленными дымчато-коричневыми септированными, изогнутыми гифами, 2-3(5) ц шириной; гифы местами несут глобулы темно-коричневого цвета. Хоботок центральный, почти цилиндрический, обратно грушевидный, 200-400 ц дл., 200300 ц шир., из 8-10 (15) слоев полигональных склероплектенхимных клеток, 5-8 ц диам., со случайными рассеянными крупными клетками 25-30 ц диам. Устьице 60-100 ц шир., заполнено псевдопа-ренхимными клетками 8-10 ц диам., иногда с гиалиновыми перифизами, 10-20 х 5-6 ц. Часто отмечается вздутие хоботка в верхней части. Поверхность оболочки псевдотеция имеет глобулярную текстуру, сложена из толстостенных буро окрашенных клеток 8-10 ц диам. Стенка псевдотеция в латеральной части 50-75(100) ц шир., из 4-7(10) слоев призматических до изодиаметрических клеток 10-15 х 8-12 ц. Наружные несколько слоев темно-коричневые, склероплектен-химные, внутренние слои бледно-коричневые, склероплектенхимные около основания хоботка и в его стенке, ос-
Вестник защиты растений, 1, 2004 тальные клетки тонкостенные. Самые внутренние слои сложены шаровидными, гиалиновыми клетками. Псевдопарафизы многочисленные 2 ц шир., 20-25 ц дл., септированные, с каплями. Сумки немногочисленные, в базальном гимении, биту-никатные, наверху закругленные, цилиндрические до почти булавовидных, на коротком стебельке, 100-140 x 12-16 (20) ц с 8 аскоспорами. Аскоспоры валькова-тые, удлиненно веретеновидные, прямые до слегка согнутых, 42-48(60) x 6-7 ц, с 3-5 перегородками; центральные клетки самые крупные, желтоватые, с 1-2 каплями на клетку, гладкие, с коноидными до шаровидных терминальными придатками, 5-6 ц диам.
Пикниды рассеянные, шаровидные, до 200-700 ц, гладкие, голые, с центральным цилиндрическим прямым сосочком,150-200 x 100 ц, стенка сосочка 15-20 ц толщ. из 6-8 слоев гиалиновых (за исключением самого наружного коричнево окрашенного слоя) полигональных клеток, 2-4 мкм ди-ам. Устьице продолговатое 80 ц. Стенка пикниды 18-24 ц толщ. из 3-5 слоев полигональных псевдопаренхимных клеток, 46 ц диам. Конидии одноклеточные, цилиндрические, прямые, 4-5 x 1.5-2 ц, гиалиновые, с 1 каплей около каждого конца, гладкие. У пикнид на одревесневших стеблях стенки становятся склероплек-тенхимными.
Хозяинный ряд L. maculans ограничивается видами семейства Brassicaceae. Микромицет зарегистрирован на видах Brassica, Raphanus, Sinapis alba, Tlaspi arvense, Camelina sativa (Johnson, Lewis, 1994; Weber, Karolewski, 1998).
Источником инфекции являются зараженные растительные остатки рапса и других крестоцветных растений, а также инфицированные семена (Wood, Barbetti, 1977; Hall, 1992). Первичным инокулюмом для заражения всходов рапса главным образом служат распространяющиеся по воздуху аскоспоры (McGee, 1974; Hall, 1992). Выход аскоспор из псевдотециев происходит после дождя (Pérès et al., 1997) или обильной росы (Krüger,
Wittern, 1985). Период выхода аскоспор зависит от климатических условий и обычно приурочен ко времени, когда имеются молодые чувствительные растения рапса. Например, в Австралии выход аскоспор начинается в мае после зимних дождей, которые необходимы для развития всходов (McGee, 1977). В Канаде (провинция Онтарио) аскоспоры начинают выходить в сентябре-ноябре, то есть в то время, когда они могут инфицировать проростки озимого рапса (Rempel, Hall, 1993). На западе Канады аскоспоры выходят с мая по август и инфицируют листья молодых растений ярового рапса (Kharbanda, 1993). В западной Европе аскоспоры выходят с конца сентября на протяжении осенне-зимнего периода, время максимального лета аскоспор варьирует из года в год (Gladders, Musa, 1980; Pérès et al., 1997; Thürwächter et al., 1999). В восточной Европе аскоспоры выходят в сентябре-ноябре и весной (Jedryczka et al., 1999).
Аскоспоры могут сохранять жизнеспособность в течение 6 недель и могут распространяться ветром на несколько километров (Bokor et al., 1975, Petrie, 1978; Gladders, Musa, 1980).
Аскоспоры и конидии прорастают во влажной среде инфекционной гифой. Инфекционные гифы проникают в растение через устьица и раны (Hammond et al., 1985; Chen, Howlett,1996). Минимальный росяной период, необходимый для инфицирования растений рапса аскоспо-рами обоих видов, составляет 8 часов. Максимальное число листовых повреж-денией отмечается после 48-часового росяного периода при 20°С. Для изолятов L. maculans инкубационный период составляет 5 суток при 20°С и 13 суток при 8°С; для изолятов L. biglobosa - соответственно 2 и 7 суток (Biddulph et al., 1999). Инкубационный период варьирует в зависимости от сорта и возраста листьев (Poisson, Pérès, 1999).
Обнаружено, что первые шесть листьев растений рапса более восприимчивы для инфекции, вызываемой изолятами L.
maculans. Инокуляция растений после формирования шести листьев приводит к слишком позднему развитию стеблевого рака, что не вызывает ощутимых потерь урожая (McGee, Petri, 1979). B.Poisson и A.Pérès (1999) установили, что симптомы развиваются быстрее на шестом листе, чем на втором или четвертом. Однако, при изоляции патогена из листьев, не имеющих симптомов, гриб выделялся из второго листа через 2 дня после инокуляции, из четвертого листа через 6 дней и из шестого листа через 14 дней. Симптомы болезни, вызываемой L. biglobosa, были сильнее на стареющих тканях (Badawy et al., 1991).
Для того чтобы инициировать развитие повреждения при оптимальной температуре и влажности, достаточно 1-2 аскоспор (Wood, Barbetti, 1977). Конидии могут инфицировать только поврежденные листья, стебли и черешки (Hammond, 1985). V.M.Vanniasingham и C.A.Gilligan (1989) отмечали, что конидии могли вызывать инфекцию интактных листьев только в случае применения очень высоких концентраций инокулюма для заражения старых листьев. Конидии выходят из пикнид погруженными в клейкий матрикс и переносятся каплями дождя на другие листья и растения. Распространение конидий успешнее осуществляется в несильные дожди с ветром. Вторичная инфекция, вызываемая конидиями, редко встречается в Европе и Канаде, но более обычна в западной Австралии (Barbetti, 1976; Gladders, Musa, 1980), хотя мало влияет на урожай (Hall, 1992).
Симптомы заболевания, вызываемые изолятами двух видов, довольно сходны, хотя имеются некоторые различия. Повреждения, вызываемые L. maculans на листьях, вначале проявляются как бледно-зеленые пятна, которые увеличиваются до 1-2 см в диаметре, часто становясь бледно-коричневыми с многочисленными черными пикнидами. Иногда центр пятна может растрескиваться и выпадать. L. biglobosa вызывает коричневые пятна меньшего размера с меньшим количеством пикнид или без них (Johnson, Lewis,
Вестник защиты растений, 1, 2004 1994). Несмотря на указанные различия, изменение характера пятен с возрастом затрудняет или делает невозможной визуальную идентификацию этих видов в полевых условиях (Brun et al., 1997).
Гриб растет из листовых и семядольных пятен биотрофно в листовой пластинке и черешке листа и проникает в гипокотиль и стебель (Bokor et al., 1975; Hammond et al., 1985).
K.E.Hammond и B.G.Lewis (1986) установили, что естественная инфекция проходит 5 фаз: латентная инфекция листа, проявление симптомов на листьях, бессимптомный рост в черешке, латентная инфекция стебля, развитие симптомов на стебле. После колонизации межклеточного пространства в губчатом мезофилле листовой пластинки гриб достигает сосудистой системы и распространяется вниз по черешку, главным образом по сосудам ксилемы или межклетникам ксилемы, паренхимы и коры. В течение этой фазы гриб является биотрофом. Прямая инфекция черешков и стеблей возможна только при их повреждении (Hammond et al., 1985).
При инфекции гипокотиля развиваются симптомы, сходные с черной ножкой. Выше уровня почвы и ниже уровня первой пары листьев формируются водянистые пятна, которые затем подсыхают и приобретают серый цвет, часто в месте поражения формируется перетяжка. На пораженной ткани развиваются пикниды. Эта форма заболевания вредоносна в Австралии и Канаде (Kharbanda, 1993). Гибель проростков от черной ножки на отдельных полях может достигать в западной Австралии 70% (Barbetti, Khangura, 1999).
У более взрослых растений в основании стебля формируются вытянутые, овальные, вдавленные, бежевые пятна, часто окруженные четкой темно-коричневой или пурпурной каймой, в центре пятна располагаются многочисленные пикниды. Повреждения такого типа развиваются вследствие распространения гиф патогена из листовых пятен, развившихся рано в вегетативном сезоне (например, в Европе осенью)
Вестник защиты растений, 1, 2004 (Hammond et al., 1985). Во время развития стручков и созревания семян эти пятна могут увеличиваться и сливаться, полностью охватывая стебель, в прикорневой части стебля развивается сухая гниль, при этом стебель часто искривляется, растение постепенно засыхает. Основания стеблей в месте повреждения могут переламываться. Эта стадия развития болезни носит название рака корневой шейки и является наиболее вредоносной. Поражение стебля на уровне почвы часто распространяется на корневую систему, вызывая изъязвления на корне и корневую сухую гниль (Марков, 1991).
Из листьев, инфицированных позднее в сезоне (например, поздно зимой или весной в Европе), патоген распространяется по черешку и продуцирует овальные, бежевые пятна с темно-коричневой или пурпурной каймой в верхней (>5 см от уровня корневой шейки) части стебля (phoma stem lesions). Такие повреждения проявляются на относительно ранних стадиях развития, например во время цветения, и могут вызывать потери урожая в Австралии (Barbetti, Khangura, 2000), Канаде (Hall et al., 1993) и Европе (Zhou et al., 1999; Jedryczka et al., 1999).
Повреждения стебля в верхней части, также как и в его основании, могут увеличиваться в размерах, опоясывая стебель, и вызывать преждевременное созревание стручков вследствие нарушения транспорта воды в растении (Davies, 1986). В тяжелых случаях стебли переламываются.
Виды Leptosphaeria различаются по патогенности. Изоляты L. maculans являются высоко агрессивными и обычно вызывают симптомы рака основания стебля. L. biglobosa считается менее агрессивной и приурочена главным образом к повреждению верхней части стебля (Johnson, Lewis, 1994; Thürwächter et al., 1999; West et al., 1999). Изоляты L. biglobosa проникают в сердцевину стебля и могут вызывать ее побурение (что выявляется только при продольном разрезе стебля), но редко приводят к проявлению внешних симптомов
(Johnson, Lewis, 1994). Однако при старении стеблей на их поверхности изоляты обоих видов развивают многочисленные пикниды (West et al., 2001).
Пятна на стручках вытянутые, слегка вдавленные, коричневые или серые, иногда с темно-коричневой каймой. Заражение стручков осуществляется конидиями, развивающимися в пикнидах на пятнах листьев и веточек. Поражение стручков отмечается редко, но может вызвать их преждевременное созревание и растрескивание (Petrie, Vanterpool, 1974). Инфекция со створок может распространяться на семена, которые становятся щуплыми и тусклыми (Kharbanda, Stevens, 1993).
Патоген находится в семенах в виде покоящегося мицелия в семенной оболочке или в семядолях, реже в зародыше (Jacobsen, Williams, 1971). Частота встречаемости инфицированных возбудителем фомоза семян рапса невелика, например в Канаде - около 5% (Hall et al., 1996), в западной Австралии - 0.10.2% (Wood, Barbetti, 1977). Семенная инфекция может быть важна для распространения болезни в новые области. Распространению болезни могут способствовать зараженные семена других крестоцветных, например горчицы (Gugel, Petrie, 1992).
После сбора урожая стареющие ткани стебля быстро заселяются возбудителями, которые формирует многочисленные пикниды. Конидии могут колонизировать растительные остатки сапротрофно, что может увеличивать уровень инокулюма и, соответственно, количество псевдоте-циев. Псевдотеции формируются на растительных остатках.
Созревание псевдотециев зависит от температуры и влажности воздуха, с оптимумом при 14-15°С (Pérès et al., 1999). В западной Австралии псевдотеции созревают в осенне-зимний период, так как их созревание тормозится жаркой сухой погодой лета. В Северной Америке и Европе псевдотеции формируются ко времени сбора урожая, хотя из-за сухой погоды летом созревание их может происходить позднее (Hershman, Perkins,
1995). В Канаде (провинция Онтарио) псевдотеции формируются в сентябре, выход аскоспор начинается к концу сентября (Rempel, Hall, 1993). В западной Канаде псевдотеции формируются в течение 9-10 месяцев после уборки урожая (Kharbanda, 1993); аскоспоры выходят из псевдотециев, развившихся на растительных остатках предыдущего года, в конце июня - августе, когда растения находятся в фазе цветения или проходят более поздние стадии развития. На следующий год созревшие псевдотеции могут высвобождать аскоспоры раньше (мае-июне), что может привести к сильному поражению проростков (Petrie, 1994).
Интенсивность развития болезни на семядолях, листьях и стеблях увеличивается при более высоких температурах. На растениях, инокулированных в стадии семядолей, рак основания стебля был более интенсивен при температурах выше 12°С (Barbetti, 1975; McGee, 1977). Гены устойчивости молодых растений могут быть термочувствительными, что определяет более интенсивное развитие болезни при 24°С, чем при 14°С (Boudart, 1982). На растениях, инокулированных в стадии бутонов, интенсивность развития болезни была больше на стеблях при 18°С, чем при 12°С (McGee, Petrie, 1979). Наиболее тяжелые эпидемии в Австралии связывают с климатическими условиями, для которых типичны температуры 25-30°С во время развития стеблевого рака. Такие эпидемии могут отмечаться также в Канаде и восточной Европе, где высоки летние температуры. В Китае несмотря на высокие температуры эпидемии такой силы не характерны, что определяется отсутствием изолятов А группы (West et al., 2000).
Количественное соотношение изоля-тов возбудителей фомоза рапса является важным фактором, определяющим вредоносность заболевания в различных регионах. В большинстве рапсосеющих районов мира экономически важными считаются изоляты L. maculans. В Австралии, где эпидемии часто очень сильны, популяции представлены этим видом
Вестник защиты растений, 1, 2004 (Ballinger, Salisbury, 1996; Chen et al., 1996). Австралийские изоляты более агрессивны, чем из других регионов (Kucher et al., 1993; Purwantara et al.,
2000). В западной Канаде поражение стеблей L. biglobosa проявляется поздно в сезоне в период созревания семян и мало вредоносно (Kharbanda, 1993).
В регионах, где представлены оба вида, соотношение изолятов этих видов различно. Например, на юге Франции изоляты L. maculans составляли 95%, на востоке 62% приходилось на изоляты L. biglobosa, в других областях соотношение изолятов обоих видов было примерно равным (Penaud et al., 1999a). В Великобритании и Канаде в последнее десятилетие относительное количество изолятов L. maculans увеличилось (West et al., 2001). В Польше еще в 1995-1998 гг. более 90% изолятов из пораженных органов озимого рапса относилось к L. biglobosa (Jedryczka et al., 1997, 1999), однако за последние несколько лет ситуация кардинально изменилась - в настоящее время подавляющее большинство приходится на изо-ляты L. maculans (личное сообщение MJedryсzka, P.Kachlicki, E.Lewartowska,
2001). В России в Ставропольском крае в окрестностях гг. Ессентуки и Пятигорск на озимом рапсе была выявлена L. biglobosa (Kachlicki et al., 2001). L. biglobosa также была зарегистрирована Краснодарском крае (личное сообщение В.В.Солдатовой, 2003) и в Московской области (личное сообщение S.Dakowska, 2003).
Соотношение между изолятами L. ma-culans и L. biglobosa изменяется на протяжении вегетационного периода. В Великобритании псевдотеции развиваются раньше в основании стебля и аскоспоры в них созревают раньше, чем в псевдотеци-ях на повреждениях верхней части стебля (Gladders, Musa, 1980; Hammond, 1985; Petrie, 1995a). Исследования, проведенные во Франции, Великобритании и Германии, показали, что из основания стебля выделяются изоляты L. maculans, а из верхней части стебля - изоляты обоих видов в равном соотношении (Thurw chter et al., 1999; West et al., 2001). Различия в сроках
Вестник защиты растений, 1, 2004 созревания псевдотециев определяют следующие факты: 95% аскоспор рано весной в Канаде относится к L. maculans (McGee, Petrie, 1979); в Великобритании повреждения листьев изолятами L. biglobosa появляются позднее, чем повреждения, вызываемые изолятами L. maculans (Johnson, Lewis, 1994); в инфицированных семенах из Великобритании больше доля изолятов L. biglobosa, которые инфицируют семена ближе к концу сезона (Wang, 1999).
Поскольку при семенной инфекции преобладает L. biglobosa, L. maculans с меньшей вероятностью может быть интро-дуцирована в новые области. Так как верхние части стеблей, в которых больше пропорция L. biglobosa, убираются во время уборки урожая, доля L. maculans в этот период увеличивается (West et al., 2001).
Предложены методики, позволяющие изучать популяционную структуру изо-лятов L. maculans. E.Koch с соавторами (1991) и A.Mengistu с соавторами (1991), наблюдая различную патогенность изоля-тов L. maculans на семядолях трех сортов рапса Westar, Glacier, Quinta, выделили 4 патогенные группы (PG1, PG2, PG3, PG4), где PG1 соответствовала L. biglobosa и была авирулентна для всех трех сортов. В различных регионах соотношение патогенных групп различно. В Канаде (провинция Онтарио) PG 4 составляла 80%, PG3 11% (Mahuku et al., 1997). В западной Канаде преобладают изоляты PG2 (Mengistu et al., 1991). Во Франции более 90% составляют изоляты PG3 (Ansan-Melayah et al., 1997; Penaud et al., 1999a). В Австралии представлены PG2, PG3 и PG4 группы (Mengistu et al., 1991).
H.M.A.Badawy с соавторами (1991) дополнительно использовали сорт Jet Neuf и сорт Lirabon вместо Westar и предложили следующие группы: NA, A1, A2, A3, A4, A5, A6, где NA соответствует L. biglobosa.
Еще G.H.Cunningham (1927) выявил две различные формы роста у возбудителя фомоза на агаризованных средах. В культуре обнаружены типы колоний, различающиеся морфологией, скоростью роста, споровой продуктивностью, степе-
нью пигментации среды, экскрецией токсина в жидкую среду (McGee, Petrie, 1978; Humperson-Jones, 1983, 1986; Koch et al., 1989; Salisbury et al., 1995).
L. maculans растет на питательных средах медленно (на PLYA (сливово-лактозно-дрожжевой агар) скорость роста 0.4-1.5 мм/сут), формирует неправильные (с неравномерно лопастным краем), быстро стареющие колонии (после 21 суток рост практически прекращается и колонии редко достигают края чашки).
Изоляты L. biglobosa растут быстро (1.9-3.1 мм/сут) и обычно достигают края чашки на 14 день. В культурах часто встречаются сальтанты (в виде секторов с пикнидами различного размера). Иногда изоляты L. biglobosa также растут медленно (скорость роста 0.7 мм/сут), но в этом случае край колонии ровный и быстрого старения не отмечается.
Конидии L. biglobosa при инкубации на водном агаре в течение 40-44 часов образуют более длинные и более ветвящиеся ростовые трубки, чем конидии L. maculans (Petrie, 1988). Этот метод позволяет визуально определить видовую принадлежность изолятов без измерения длины ростовых трубок, при нем можно использовать конидии прямо из пикнид без изоляции патогена в чистую культуру.
Изоляты видов Leptosphaeria различаются по секреции воднорастворимых пигментов в жидкую среду. На среде Чапе-ка-Докса с дрожжевым экстрактом L. biglobosa продуцирует желто-коричневый пигмент вазабидиенон B (McGee, Petrie, 1978; Bonman et al., 1981; Gabrielson, 1983; Koch et al., 1989; Johnson, Lewis, 1990).
Анализ профилей вторичных метаболитов показал, что изоляты L. maculans in vitro синтезируют сиродесмин PL, а изоляты L. biglobosa нет (Koch et al., 1989; Balesdent et al., 1992; Gall et al., 1995; Jedryczka et al., 1999).
Применялись биохимические и молекулярные методы для оценки генетического разнообразия L. maculans: анализ полиморфизма изозимов малатдегидро-геназы, пектиназы, глюкозофосфатизо-меразы, полигалактуроназы, эстераз (Hill
et al., 1984; Sippel et al., 1988; Balesdent et al., 1992; Annis, Goodwin, 1991, 1997; Brun et al., 1997), определение числа хромосом (Pulsed Field Gel Electrophoresis - PFGE) (Taylor et al., 1991; Plummer, Howlett, 1993; Jedryczka et al., 1997), анализ полиморфизма ДНК (Restriction Fragment Length Polymor-physm - RFLP) (Johnson, Lewis, 1990; Hasan et al., 1991; Koch et al., 1991; Patterson, Kapoor, 1995), PCR методы (Schäfer, Wöstemeyer, 1994; Jedryczka et al., 1997; Schleier et al., 1997). Все эти методы выявили четкое различие между L. maculans и L. biglobosa. Среди изолятов L. biglobosa (NA) были выделены 3 подгруппы NA1, NA2, NA3 (Koch et al., 1991; Gall et al., 1995). В Европе обнаружена только NA1 подгруппа, NA2 подгруппа обычна в Канаде (Gall et al., 1995).
Для определения возбудителей фомо-за в инфицированных растениях рапса применялся иммуно-ферментный анализ с использованием поликлональной антисыворотки (Dahiya, 1988; Balesdent et al., 1995). Хотя этим методом можно было определить менее 10 ng белка гриба в 1 мл растительного экстракта, поликло-нальная антисыворотка имела слабую родовую специфичность и реагировала на другие виды Phoma и Leptosphaeria. Были получены моноклональные антитела, которые реагировали специфически с L. maculans (Stace-Smith et al., 1993). В Канаде был разработан набор «Blackleg Alert», в котором моноклональные антитела используются для определения L. maculans в растениях рапса в полевых условиях.
Предложен метод идентификации L. maculans и L. biglobosa, основанный на электрофоретическом разделении изози-мов глюкозофосфатизомеразы прямо из листовых повреждений (Brun et al., 1997).
В качестве основных мер контроля фомоза рапса может рекомендоваться применение устойчивых сортов, уборка растительных остатков, севооборот (3-4 года между возвращением рапса на прежнее место), оптимальные сроки сева, пространственная изоляция посевов, протравливание семян и применение
Вестник защиты растений, 1, 2004 фунгицидов во время вегетации.
В Австралии выведены сорта ярового рапса, устойчивые к L. maculans (Salisbury et al., 1995; Marcroft et al., 1999), что позволило возродить производство рапса в этой стране после опустошительных эпидемий фомоза в 1970-х годах. Новые устойчивые к фомозу сорта озимого рапса выведены во Франции (Pérès, Poisson,1997).
В зависимости от региона продолжительность сохранения инфицированных растительных остатков различна. В западной Австралии практикуется минимальная обработка почвы, которая способствует в жарком сухом климате накоплению инфицированных остатков на поверхности почвы и их сохранности в качестве источника инокулюма в течение 4-х лет. Увеличение посевных площадей в Австралии приводит к сокращению сроков возвращения рапса на то же место, что также увеличивает количество инокулюма (Barbetti, Khangura, 1997, 1999). Холодная зима и сухое жаркое лето в западной Канаде способствуют сохранению растительных остатков в течение нескольких лет (Petrie, 1986). Умеренный, влажный климат вызывает быстрое разложение остатков в течение 2 лет (Европа, юго-восточная Австралия), глубокое запахивание ускоряет процесс их разложения (West et al., 1999). В Китае и Индии практикуется уборка целых растений с поля (для использования в качестве топлива) с последующим затоплением полей под рис, что в теплом климате приводит к быстрому разрушению инокулюма.
Изучается возможность применения грибов Cyathus striatus и C. olla, обычно поселяющихся в птичьих гнездах, для ускорения разрушения растительных остатков рапса (Tewari et al., 1997).
Во Франции при ранних сроках сева рапс успевает развить достаточное количество листьев к моменту лета аскоспор, что позволяет ему уйти от инфекции в наиболее восприимчивых стадиях (LePage, Penaud, 1995). В Австралии, наоборот, проростки уходят от периода максимального количества аскоспор в воздухе при поздних сроках сева (McGee, 1977).
Распространение заболевания может сдерживаться благодаря карантинным мерам. Например, в провинции Альберта (Канада) в 1984 году (через год после выявления фомоза в этом районе) был запрещен посев и транспортировка зараженных семян, также фермерам запрещалось сеять рапс в течение 4-х лет на полях, где было выявлено заболевание. Хотя к настоящему времени болезнь распространилась на большей части провинции, ее распространение было значительно замедлено (West et al., 2001).
Для борьбы с фомозом рапса применяются различные комбинации протравителей семян, почвенные и листовые фунгициды. В Канаде для протравливания семян применяют карбатин, тирам и ипродион, в Европе - тирам и ипродион, в Австралии - ипродион. Флутриафол применяется в составе гранул фертили-затора и обеспечивает длительную защиту проростков (Barbetti, Khangura, 1999). Применение листовых фунгицидов экономически оправдано при высокой урожайности культуры, высоком уровне инокулюма и низкой устойчивости сорта. Использование листовых фунгицидов на неустойчивых сортах было не эффективно для контроля фомоза рапса в Австралии (Brown et al., 1976). В Канаде иногда используют пропиконазол, но он не обеспечивает полного контроля (Kharbanda et al., 1999). В западной Европе, где высокие урожаи культуры экономически оправдывают применение листовых фунгицидов, для борьбы с фомозом применяют обработки дифеноконазолом, дифе-ноконазолом в смеси с карбендазимом, флузилазолом в смеси с карбендазимом (Gladders et al., 1998).
Оптимальное время для применения фунгицидов в западной Европе осень, за 6 месяцев перед тем, как симптомы появятся на стеблях. Фунгициды эффективны в течение ограниченного времени в результате их деградации и появления новых необработанных листьев. Определение сроков применения фунгицидов основывается на наличии пятен на листьях молодых растений. Но на молодых листьях повреждения могут не развивать-
ся длительное время, несмотря на наличие инфекции. Гриб достигает стебля ко времени проявления листовых повреждений и становится нечувствительным к действию фунгицидов (Poisson, Pérès, 1999).
Применение фунгицидов после определенной стадии развития растений не является необходимым, так как новые поражения листьев не приводят к сильной степени развития стеблевого рака и не вызывают потерь урожая (McGee, Petrie, 1979; Hammond, Lewis, 1986a). Эта стадия зависит от климатических условий и паразит-хозяинных отношений. Из-за невозможности ее точной идентификации фермеры в Великобритании часто применяют фунгициды не экономично (Fitt et al., 1997).
В Великобритании наиболее широко используется прогноз развития фомоза рапса, учитывающий наличие пятен на листьях осенью. Такой прогноз не всегда указывает оптимальные сроки применения фунгицидов, так как гриб может достичь стебля и уйти от действия фунгицида. Существуют перспективы для развития более точного прогноза, основывающегося на взаимодействии погодных факторов и сроков созревания ас-коспор, а также для применения иммунологических или молекулярных методов для определения аскоспор в воздухе и бессимптомной инфекции в листьях (West et al., 1999). Во Франции разработана система предсказания сроков обработки растений фунгицидами, основывающаяся на риске эпидемии и агрономических факторах (Penaud et al., 1999b). Риск инфекции определяется по погодным и биологическим факторам (7 дней с дождями после посева, степень зрелости псевдотециев или первое определение более 20 аскоспор в воздухе в день). Если риск инфекции велик, решение о применении фунгицидов принимается при учете таких агрономических факторов как устойчивость сорта, тип почвы, фаза и степень развития растений.
Выражаю искреннюю благодарность С.И.Левиной за помощь в работе.
Работа выполнена при поддержке гранта РФФИ 03-04-49-699.
Марков И.Л. Болезни рапса и методы их учета. /Защита растений, 6, 1991, с.55-60.
Annis S.L., Goodwin P.H. Pectinase genes and isozymes of Leptosphaeria maculans isolates from Canada. /Can. J. Plant. Pathol., 13, 1991, p.271.
Annis S.l., Goodwin P.H. Production and regulation of polygalacturonase isozymes in Canadian isolates of Leptosphaeria maculans differing in virulence. /Can. J. Plant Pathol., 19, 1997, p.358-365.
Ansan-Melayah D., Rouxel T., Bertrandy J., Letarnec B., Mendes-Pereira E., Balesdent M.H. Field efficiency of Brassica napus specific resistance correlates with Leptosphaeria maculans population structure. /European Journal of Plant Pathology, 103, 1997, p.835-841.
Badawy H.M.A., Hoppe H.H., Koch E. Differential reaction between the genus Brassica and aggressive single spore isolates of Leptosphaeria maculans. /Journal of Phytophathology, 131, 1991, p.109-119.
Balesdent M.H., Desthieux I., Gall G., Robin P., Rouxel T. Quantification of Leptosphaeria maculans growth in cotyledons of Brassica napus using ELISA. /Journal of Phytopathology, 143, 1995, p.65-73.
Balesdent M.H., Gall C., Robin P., Rouxel T. Intraspecific variation in soluble mycelia protein and esterase patterns of Leptosphaeria maculans French isolates. /Mycological Research, 96, 1992, p.677-684.
Ballinger D.J., Salisbury P.A. Seedling and adult plant evaluation of race variability in Leptosphaeria maculans on Brassica species in Australia. /Australian Journal of Experimental Agriculture and Animal Husbandry, 36, 1996, p.4855-4858.
Barbetti M.J. Effects of temperature on development and progression in rape of crown canker caused by Leptosphaeria maculans. /Australian Journal of Experimental Agriculture and Animal Husbandry, 15, 1975, p.705-708.
Barbetti M.J. The role of pycnidiospores of Leptosphaeria maculans in the spread of blackleg disease in rape. /Australian Journal of Experimental Agriculture and Animal Husbandry, 16, 1976, p.911-914.
Barbetti M.J., Khangura R.K. Developments for better management of blackleg disease in Western Australia. /Proceeding of the 11th Australian Research Assembly on Brassicas, Perth, WA, 1997, Perth, Australia: Agriculture Western Australia, 1997, p.11-14.
Barbetti M.J., Khangura R.K. Managing blackleg in the disease-prone environment of Western Australia. /Proc. of the 10th Intern. Rapeseed Congress, 1999. Canberra, Australia. http:/www.regional. org. au/papers/index.htm.
Barbetti M.J., Khangura R.K. Fungal Diseases of Canola in Western Australia. Perth, WA: Agriculture Western Australia, Bulletin no. 4406, 2000.
Biddulph J.E., Fitt B.D.L., Gladders P., Jedryczka., West J.S., Welham S.J. Conditions for infection of oilseed rape leaves by ascospores of UK (A group) and Polish (B group) Leptosphaeria maculans (stem canker). /Groupe Consultatif International de Recherche Sur le Colza Bulletin, 16, 1999, p.82-83.
Bokor A., Barbetti M.J., Brown A.G.P., MacNish G.C., Wood P. McR. Blackleg of rapeseed. /Journal of Agriculture of Western Australia, 16, 1975, p.7-10.
Bonman J.M., Gabrielson R.L., Williams P.H., Delwiche P.A. Virulence of Phoma lingam to cabbage. /Plant Dis., 65, 1981, p.865-867.
Boudart G. The black-leg disease: some aspects of the host-parasite relationship. /Cruciferae Newsletter, 7, 1982, p.63-64.
Brown A.G.P., Barbetti M.J., Wood P. McR. Effect of benomyl on 'blackleg" disease of rape in Western Australia. /Australian Journal of Experimental Agriculture and Animal Husbandry, 16, 1976, p.276-279.
Brun H., Levivier S., Eber F., Renard M., Chèvre A.M. Electrophoretic analysis of natural populations of Leptosphaeria maculans directly from leaf lesions. /Plant Pathology, 46, 1997, p.147-154.
Chen C.Y., Howlett B.J. Rapid necrosis of guard cell is associated with the arrest of fungal growth in leaves of Indian mustard (Brassica juncea) inoculated with avirulent isolates of Leptosphaeria maculans. /Physiological and Molecular Plant Pathology, 48, 1996, p.73-81.
Chen C.Y., Plummer K.M., Howlett B.J. Ability of a Leptosphaeria maculans isolate to form stem cankers on Indian mustard (Brassica juncea) segregating as a single locus. /European Journal of Plant Pathology, 102, 1996, c. 349-352.
Cunningham G.H. Dry rot of swedes and turnips: its cause and control. New Zealand, Wellington, New Zealand Department of Agriculture. Bulletin 133. 1927.
Dahiya J.S. Detection of Leptosphaeria maculans in rapeseed by enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). /Indian Journal of Microbiology, 28, 1988, p.188-192.
Davies J.M.L. Diseases of oilseed rape. In: Scarisbrick D.H., Daniels R.W., eds. Oilseed Rape. London: Collins, 1986, p.195-236.
Fitt B.D.L., Gladders P., Turner J.A., Sutherland K.G., Welham S.J., Davies J.M.L. Prospects for developing a forecasting scheme to optimize use of fungicides for disease control on winter oilseed rape in the UK. /Aspects of Applied Biology, 48, 1997, p.135-142.
Gabrielson R.L. Blackleg disease of cabbage caused by Leptosphaeria maculans (Phoma lingam) and its control. /Seed Science Technology, 11, 1983, p.749-780.
Gall C., Balesdent M.-H., Desthieux I., Robin P., Rouxel T. Polymorphism of Tox0 Leptosphaeria
maculans isolates as revealed by soluble protein and isozyme electrophoresis. /Mycological Research, 99, 1995, p.221-229.
Gladders P., Musa T.M. Observations on the epidemiology of L. maculans stem canker in winter oilseed rape. /Plant Pathology 29, 1980. p.28-37.
Gladders P., Symonds B.V., Hardwick N.V., Sansford C.E. Opportunities to control canker (Leptosphaeria maculans) in winter oilseed rape by improved spray timing. /International Organization for Biological Control Bulletin, 21, 1998, p.111-120.
Gugel R.K., Petrie G.A. History, occurrence, impact, and control of blackleg of rapeseed. /Canadian Journal of Plant Pathology, 14, 1992, p.36-45.
Hall R. Epidemiology of blackleg of oilseed rape. /Canadian Journal of Plant Pathology, 14, 1992, p.46-55.
Hall R., Peters R.D., Assabgui R.A. Occurrence and impact of blackleg of oilseed rape in Ontario. /Canadian Journal of Plant Pathology, 15, 1993, p.305-313.
Hall R., Chigogora J.L., Phillips L.G. Role of seedborne inoculum of Leptosphaeria maculans in development of blackleg on oilseed rape. /Canadian Journal of Plant Pathology, 18, 1996, p.35-42.
Hammond K.E. Systemic infection of Brassica napus L. spp. oleifera (Metzger) Sinsk. by Leptosphaeria maculans (Desm.) Ces. et de Not. Norwich, UK: University of East Anglia, PhD thesis, Norwich, 1985, 193 p.
Hammond K.E., Lewis B.G. The timing and sequence of events leading to stem cancer disease in populations of Brassica napus var. oleifera in the field. /Plant Pathology, 35, 1986, p.551-564.
Hammond K.E., Lewis B.G., Musa T.M. A systemic pathway for the infection of oilseed rape plants by Leptosphaeria maculans. /Plant Pathology, 34, 1985, p.557-567.
Hasan A.K., Sehulz C., Sacristan M.D., Wostemeyer J. Biochemical and molecular tools for the differentiation of aggressive and non-aggressive isolates of the oilseed rape pathogen Phoma lingam. /J. Phytopathology, 131, 1991, p.120-136.
Hershman D.E., Perkins D.M. Etiology of canola blackleg in Kentucky and seasonal discharge patterns of Leptosphaeria maculans ascospores from infested canola stubble. /Plant Disease, 79, 1995, p.1225-1229.
Hill C.B., Xu X.H., Williams P.H. Correlations of virulence, growth rate, pigment production and allozyme banding patterns which differentiate virulent and avirulent isolates of Leptosphaeria maculans. /Cruciferae Newsletter, 9, 1984, p.79.
Humpherson-Jones F.M. The occurrence of Alternaria brassicicola, Alternaria brassicae and Leptosphaeria ma-culans in Brassica seed crops in South-East England between 1976 and 1980. /Plant Pathology, 32, 1983, p.33-39.
Humpherson-Jones F.M. The occurrence of virulent pathotypes of Leptosphaeria maculans in Brassica seed crops in England. /Plant Pathology, 35, 1986, p.224-231.
Jacobsen B.J., Williams P.H. Histology and control of Brassica oleracea seed infection by Phoma lingam. /Plant Disease Reporter, 55, 1971, p.934-938.
Jedryczka M., Dakowska S., West J.S., Fitt B.D.L. The influence of wetness and temperature on the release of ascospores of Leptosphaeria maculans (blackleg) from oilseed rape debris. Poznan, Poland: Materialy z Sympozium Naukowego Polskiego Towarzystwa Fitopatologicznego "Bioroznorodnosc w fitopatologii europejskiej na przelomie wiekow", 1999, s. 75.
Jedryczka M., Fitt B.D.L., Kachlicky P., Lewartowska E., Balesdent M. H., Rouxel R. Comparison between Polish and United Kingdom populations of Leptosphaeria maculans, cause of stem canker of winter oilseed rape. /Zeitschrift für Pflanzenkrankheiten und Pflanzenschutz, 106, 1999, s. 608-617.
Jedryczka M., Rouxel T., Balesdent M.H., Mendes-Pereira E., Betrandy J. Molecular characterization of Polish Phoma lingam isolates. /Cereal Research Communications, 25, 1997, p.279-283.
Johnson R.D., Lewis B.G. DNA polymorphism in Leptosphaeria maculans. /Physiological and Molecular Plant Pathology, 37, 1990, p.417-424.
Johnson R.D., Lewis B.G. Variation in host range, systemic infection and epidemiology of Leptosphaeria maculans. /Plant Pathology, 43, 1994, p.269-277.
Kachlicki P., Lewartowska E., Jedryczka M., Gasich E., Levitin M., Bochkaryeva E. Charakterystyka metabolitów szczepów grzyba Phoma lingam porazaj^cych rzepak na terenie Rosji. /Materialy XI Konferencji "Grzyby microskopowe - badania genetyczne I molecularne nad patogenami roslin i ich metabolitami"/ 3 Kwietnia 2001, Warszawa. 2001, p.28-32.
Kharbanda P.D. Blackleg of Canola in Alberta: Investigations on Biology, Epidemiology and Management. Vegreville, AB, Canada: AECV93-R5.1993.
Kharbanda P.D., Stevens R.R. Seed Testing for Blackleg of Canola. Vegreville, AB, Canada: AECV93-E1. 1993.
Kharbanda P.D., Yang J., Beatty P., Jensen S., Tewari J.P. Biocontrol of Leptosphaeria maculans and other pathogens of canola with Paenibacillus polymyxa PKB1. /Proceedings of the 10th International Rapeseed Congress, 1999. Canberra, Australia. http:/www. regional.org.au./ papers/ index. htm.
Koch E., Badawy H.A., Hoppe H.H. Differences between aggressive and nonagressive single spore lines of Leptosphaeria maculans in cultural characteristics and
Phytotoxin production. /J. Phytopathology, 124, 1989, p.52-62.
Koch E., Osborn T.C., Williams P.H. Relationship between pathogenicity and phylogeny based on restriction fragment length polymorphism in Leptosphaeria maculans. /Molecular plant-microbe Interactions, 4, 1991, p.341-349.
Krüger W., Wittern I. Epidemiologische Untersuchungen bei der Wurzelhals und Stengelfaule des Rapses, verursacht durch Phoma lingam. /Phytopathologische Zeitschrift, 113, 1985, s. 125-140.
Kucher H.R., Vandenberg C.G.J., Rimmer S.R. Variation in pathogenicity of Leptosphaeria maculans on Brassica spp. based on cotyledon and stem reactions. /Canadian Journal of Plant Pathology, 15, 1993, p.253-258.
LePage R., Penaud A. Tout se joue avec le premier pie d'ascospores. /CETIOM - Oléoscope, 28, 1995, p.23-27.
Mahuku G.S., Goodwin P.H., Hall R., Hsiang T. Variability in the highly virulent type of Leptosphaeria maculans within and between oilseed rape fields. /Canadian Journal of Botany, 75, 1997, p.1485-1492.
Marcroft S.J., Potter T.D., Wratten N., Barbetti M.J., Khangura R., Salisbury P.A., Burton W.A. Alternative sources of resistance to Australian blackleg. /Proceedings of 10th International Rapeseed Congress, 1999. Canberra, Australia. http:/www. regional. org. au/papers/index.htm.
McGee D.C. The seasonal pattern of ascospore discharge of Leptosphaeria maculans. /Australian Plant Pathology Society Newsletter, 3, 1974, p.27.
McGee D.C. Blackleg (Leptosphaeria maculans (Desm.) Ces. et de Not.) of rapeseed in Victoria: sources of infection and relationships between inoculum, environmental factors and disease severity. /Australian Journal of Agriculture Research, 28, 1977, p.53-62.
McGee D.C., Petrie G. A. Variability of Leptosphaeria maculans in relation to blackleg of oilseed rape. /Phytopathology, 68, 1978, p.625-630.
McGee DC., Petrie G.A. Seasonal patterns of ascospore discharge by L. maculans in relation to blackleg of oilseed rape. /Phytopathology, 69, 1979, p.586-589.
Mengistu A., Rimmer S.R., Koch E., Williams P.H. Pathogenicity grouping of isolates of Leptosphaeria maculans on Brassica napus cultivars and their disease reaction profiles on rapid-cycling brassicas. /Plant Dis. 75, 1991, p.1279-1282.
Morales V.M., Séguin-Swartz G., Taylor J.L. Chromosome size polymorphism in Leptosphaeria maculans. /Phytopathology, 83, 1993, p.503-509.
Patterson N.A., Kapoor M. Detection of additional restriction fragment length polymorphisms among the weakly virulent (nonagressive) and highly virulent
(aggressive) isolates of Leptosphaeria maculans. /J. of Microbiology, 41, 1995, p.1135-1141.
Penaud A., Jain L., Poisson B., Balesdent M.-H., Pérès A. Structure of populations of Leptosphaeria maculans in France. /Proceedings of the 10th International Rapeseed Congress, 1999a. Canberra, Australia. http : //www. regional.org.au/ papers/index.htm.
Penaud A., Bernard C., Maisonneuve C., Peres A., Pilorge E. Decision rules for a chemical control of Leptosphaeria maculans. /Proceedings of the 10th International Rapeseed Congress, 1999b. Canberra, Australia. http://www. regional. org. au/papers/ index.htm.
Pérès A., Aclert B., Fernandes J., Maisonneuve C. La lutte efficace passé par la capture de spores. /CETIOM - Oléoscope, 38, 1997, p.27-28.
Pérès A., Poisson B. Phoma du colza: avancées en épidémiology. CETIOM - Oléoscope, 40, 1997, p.37-40.
Pérès A., Poisson B., Le Sourne V., Maisonneuve C. Leptosphaeria maculans: effect of temperature, rainfall and humidity on the formation of pseudothecia. /Proceedings of 10th Intern. Rapeseed Congress. 1999. Canberra. Australia. http:/www. regional. org. au/papers/index. htm.
Petrie G.A. Occurrence of a highly virulent strain of blackleg (Leptosphaeria maculans). /Canadian Plant Disease Survey, 58, 1978, p.21-25.
Petrie G.A. Consequences of survival of Leptosphaeria maculans (blackleg) in canola stubble residue through an entire crop rotation sequence. /Canadian Journal of Plant Pathology, 8, 1986, p.353 (Abstract).
Petrie G.A. The rapid differentiation of virulent and weakly virulent strains of Leptosphaeria maculans (blackleg or stem canker) and related pycnidial fungi from Brassica seeds and stems. /Canadian Journal of Plant Pathology, 10, 1988, p.188-190.
Petrie G.A. Effects of temperature and moisture on the number, size and septation of ascospores produced by Leptosphaeria maculans (blackleg) on rapeseed stubble. /Canadian Plant Disease Survey, 74, 1994, p.141-151.
Petrie G.A. Long-term survival and sporulation of Leptosphaeria maculans from blackleg-infected rapeseed/canola stubble in Saskatchewan. /Canadian Plant Disease Survey, 75, 1995, p.23-34.
Petrie G.A., Lewis P.A. Sexual compatibility of isolates of the rapeseed blackleg fungus Leptosphaeria maculans from Canada, Australia and England. /Canadian Journal ofPlant Pathology, 7, 1985, p.253-255.
Petrie G.A., Vanterpool T.C. Infestation of crucifer seed in western Canada by the blackleg fungus Leptosphaeria maculans. /Canadian Plant Disease Survey, 54, 1974, p.119-123.
Plummer K.M., Howlet B.J. Major chromosomal length polymorphisms are evident after meiosis in the
phytopathogenic fungus Leptosphaeria maculans. /Current Genetics, 24, 1993, p.107-113.
Poisson B., Pérès A. Study of rapeseed susceptibility to primary contamination of Leptosphaeria maculans in relation to plant vegetative stage. /Proceedings of the 10th Intern. Rapeseed Congress, 1999. Canberra, Australia. http:/www. regional. org. au/papers/index.htm.
Pound G.S. Variability in Phoma lingam./Journal of Agricultural research, 75, 1947, p.113-133.
Purwantara A., Barrins J.M., Cozjinsen A.J., Ades P.K., Howlett B.J. Genetic diversity of isolates of the Leptosphaeria maculans species complex from Australia, Europe and North America using amplified fragment length polymorphism analysis. /Mycological Research, 104, 2000, p.772-781.
Rempel C.B., Hall R. Dynamics of production of ascospores of Leptosphaeria maculans in autumn on stubble of the current year's crop of spring rapeseed. /Canadian Journal ofPlant Pathology, 15, 1993, p.182-184.
Salisbury P.A., Ballinger D.J., Wratten N., Plummer K.M., Howlett B.J. Blackleg desease on oilseed Brassica in Australia: a review. /Austr. J. Exp. Agric., 35, 1995, p.665-672.
Schäfer C., Wöstemeyer J. Molecular diagnosis of the rapeseed pathogen Leptosphaeria maculans based on RAPD-PCR. /Schots A., Dewev F.M., Oliver R. eds. Modern assays for plant pathogenic fungi: identification, detection and quantification. Wallingford, UK:CABI, 1994, p.1-8.
Schleier S., Voigt K., Wöstemeyer J. RAPD-based molecular diagnosis of mixed fungal infections on oilseed rape (Brassica napus): evidence for genus - and species - specific sequences in the fungal genomes. /J. Phytopathology, 145, 1997, p.81-87.
Shoemaker R.A., Brun H. The teleomorpha of the weakly aggressive segregate of Leptosphaeria maculans. /Canadian J. Bot., 79, 4, 412-419, 2001.
Sippel D.W., Hall R. Glucose phosphate isomerase polymorphisms distinguish weaky from highly virulent strains of Leptosphaeria maculans. /Canad. J. Plant Pathol., 17, 1995, p.1-6.
Sippel D.W., Wong R.S.C., Hall R. Isozyme polymorphisms differentiate isolates of Leptosphaeria maculans virulent and weakly virulent to Brassica napus. /Phytopathology, 78, 1988, p.1511.
Somda I., Harkous S., Brun H. Bipolar heterothallism in B group isolates of Leptosphaeria maculans. /J. Plant. Path., 46, 1997, p.890-896.
Stace-Smith R., Bowler G., MacKenzie D.J., Ellis P. Monoclonal antibodies differentiate the weakly virulent from the highly virulent strains of Leptosphaeria maculans, the organism causing blackleg of canola. /Canadian J. of Plant Pathology, 15, 1993,
p.127-133.
Taylor J.L., Borgmann l., Séguin-Swartz G. Electrophoretic karyotyping of Leptosphaeria maculans differentiates highly virulent from weakly virulent isolates. /Current Genetics, 19, 1991, p.273-275.
Tewari J.P., Shinners T.C., Briggs K.G. Production of calcium oxalate crystals by two species of Cyathus in culture and in infested plant debris. /Verlag der Zeitschrift fur Naturforschung, 52, 1997, s.421-425.
Thürwächter F., Gabre V., Hoppe H.H. Ascospore discharge, leaf infestation and variations in pathogenicity as criteria to predict impact of Leptosphaeria maculans on oilseed rape. /Journal of Phytopathology, 147, 1999, p.215-222.
Vanniasingham V.M., Gilligan C.A. Effects of host, pathogen and environmental factors on latent period and production of pycnidia of Leptosphaeria maculans on oilseed rape leaves in controlled environments. /Mycological Research 93, 1989, p.167-174.
Venn L.A. The genetic control of sexual compatibility in Leptosphaeria maculans. /Australian Plant Pathology, 8, 1979, p.5-6.
Wang G. Evaluation of Brassica napus Seed lnfection by Leptosphaeria maculans. /Phoma lingam. Poznan, Poland: University of Agriculture, MSc thesis. 1999.
Weber Z., Karolewski Z. Host range of Phoma lingam (Tode ex Fr.) Desm. isolates from the region of Poznan. /lOBC Bulletin, 21, 1998, p.27-31.
West J.S., Biddulph J.E., Fitt B.D.L., Gladders P. Epidemiology of Leptosphaeria maculans in relation to forecasting stem canker severity on winter oilseed rape in the UK. /Annals of Applied Biology, 135, 1999, p.535-546.
West J.S., Evans N., Liu S., Hu B., Peng L. Leptosphaeria maculans causing stem canker of oilseed rape in China. /New Disease Reports, 2000 (http:// www.bspp.org.uk/ndr/ 2000/2000-3.htm/.
West J.S., Kharbanda P.D., Barbetti M.J., Fitt D.L. Epidemiology and management of Leptosphaeria maculans (phoma stem canker) on oilseed rape in Australia, Canada and Europe. /Plant Pathology, 50, 2001, p.10-27.
Wood P. McR., Barbetti M.J. The role of seed infection in the spread of blackleg of rape in Western Australia. /Australian Journal of Experimental Agriculture and Animal Husbandry, 17, 1977, p. 10401044.
Zhou Y., Fitt B.D.L., Welham S.J., Gladders P., Sansford C.E., West J.S. Effects of severity and timing of stem cancer (Leptosphaeria maculans) symptoms on yield of winter oilseed rape (Brassica napus) in UK. /European Journal of Plant Pathology, 105, 1999, p.715-728.
PHOMA STEM CANKER OF OILSEED RAPE, A LITERATURE REVIEW
E.L.Gasich
Phoma stem canker (blackleg) is an economically important disease of oilseed rape in Australia, Canada and Europe. In recent years, the disease was registered on oilseed rape in Russia. For a long time, two groups of isolates (group A and group B) were distinguished within Leptosphaeria maculans (=Phoma lingam). These groups are distinguished by their morphology in culture, biochemistry and molecular properties, disease symptoms and pathogenicity. Now these groups have been considered as two separate species: Leptosphaeria maculans (group A) and L. biglobosa (group В). In Russia, only L. biglobosa is encountered on oilseed rape. The present review covers the issues on the morphology, disease symptoms, fungal life cycle, development of infection in plant tissues, structure of populations, differences in the epidemiology of Phoma stem canker between different regions and methods for management of the disease..
