CC BY
5
Обзорная статья УДК 576.8
https://doi.org/10.31016/1998-8435-2022-16-1-50-62
РМКРамид-подобные нейропептиды -
модуляторы локомоторных реакции у растительных цистообразующих паразитических нематод
1 2 Центр паразитологии Института проблем экологии и эволюции им. А. Н. Северцова Российской академии наук, Москва, Россия
1 maliytina@mail.ru
2 voronin_mike@mail.ru
Аннотация
цель исследований: анализ зарубежной литературы по изучению физиологической роли и функционального значения РМКРамид-подобных нейропептидов, которые являются компонентами пептидергической нервной системы у цистообразующих нематод - паразитов растений на примере личинок 2-го возраста картофельной и соевой нематод Globodera pallida и Heterodera glycines.
Основные физиологические и функциональные характеристики эндогенных РМКРамид-подобных нейропептидов получены в результате исследований функциональной роли генов (flp-гены), экспрессия которых выявлена в различных нервных структурах картофельной и соевой нематод. Показана роль эндогенных РМКРамид-подобных нейропептидов в таких поведенческих реакциях фитонематод, как локомоции, которые обеспечивают жизнедеятельность растительных паразитов. Обсуждается функциональное значение flp-генов, кодирующих эти биологически активные вещества, и возможность использования данных о физиологических эффектах нейропептидов на двигательную активность фитонематод при разработке новых антигельминтных препаратов направленного действия.
ключевые слова: РМКРамид-подобные нейропептиды, flp-гены, цистообразующие растительные паразитические нематоды, нервная система
Прозрачность финансовой деятельности: никто из авторов не имеет финансовой заинтересованности в представленных материалах или методах.
конфликт интересов отсутствует
Для цитирования: Малютина Т. А., Воронин М. В. РМКРамид-подобные нейропептиды - модуляторы локомоторных реакций у растительных цистообразующих паразитических нематод // Российский паразитологический журнал. 2022. Т. 16. № 1. С. 50-62.
https://doi.org/10.31016/1998-8435-2022-16-1-50-62
Татьяна анатольевна Малютина 1, Михаил Владимирович Воронин
2
© Малютина Т. А., Воронин М. В., 2022
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License. The content is available under Creative Commons Attribution 4.0 License.
Review article
FMRFamid-like neuropeptides as modulators of locomotory reactions in plant parasitic cyst nematodes
Tatyana A. Malyutina 1, Mikhail v. voronin 2
1 2 Center of Parasitology, A. N. Severtsov's Institute of Ecology and Evolution Russian Academy of Science, Moscow, Russia
1 maliytina@mail.ru
2 voronin_mike@mail.ru
abstract
the purpose of the research is analysis of world literature dedicated to studies of physiological role and functional importance of FMRFamide-like neuropeptides - components of peptidergic nervous system in cyst nematode plant parasites using an example of 2nd stage larvae of potato and soy nematodes Globoderapallida and Heteroderaglycines.
The main physiological and functional characteristics of endogenous FMRFamid-like neuropeptides had been found in studies of functional role of flp genes expression of which was discovered in various nerve structures of potato and soy nematodes. The work shows the role of endogenous FMRFamid-like neuropeptides in such plant nematodes' behavior elements as locomotions promoting the parasites' life activity. The functional importance of flp genes coding these biologically active substances and possibilities of using data on physiological effects of neuropeptides on plant nematodes' activity for development of new anthelminthic precise effect drugs are discussed.
Keywords: FMRFamid-like neuropeptides, flp genes, plant parasitic cyst nematodes, nervous system
Financial Disclosure: none of the authors has financial interest in the submitted materials or methods.
there is no conflict of interests
For citation: Malyutina T. A., Voronin M. V. FMRFamid-like neuropeptides as modulators of locomotory reactions in plant parasitic cyst nematodes. Rossiyskiyparazitologicheskiy zhurnal = Russian Journal of Parasitology. 2022; 16 (1): 50-62. (In Russ.).
https://doi.org/10.31016/1998-8435-2022-16-1-50-62
© Malyutina T. A., Voronin M. V., 2022
Паразитические нематоды растений являются одной из главных причин потери урожая продовольственных культур во всех странах мира. Ежегодный ущерб, наносимый фитоне-матодами, оценивается в размере не менее 125 миллиардов долларов США [4].
Цистообразующие нематоды семейства Heteroderidae относятся к числу наиболее опасных и экономически значимых патогенов сельскохозяйственных культур в мире, включая Россию. Отдельные представители этого семейства включены в карантинный список Европейской организации по защите растений (ЕОЗР).
Наиболее опасными патогенами на территории РФ, вызывающими большие потери урожая зерновых, овощных культур и картофеля, являются пшеничная цистообразующая нематода Heterodera filipjevi, свекловичная цистообразующая нематода H. schachtii, соевая цистообразующая нематода H. glycines и картофельная цистообразующая нематода Globodera rostochiensis [1].
Высокий уровень адаптации цистообра-зующих нематод к корневому паразитизму обеспечивает им надежные условия питания и защиты их потомства от хищников и патогенных микроорганизмов в пределах
цисты, а также осложняет борьбу с этими паразитами.
Современные способы борьбы с фитоне-матодными инвазиями включают применение высокотоксичных пестицидов (нематицидов), которые наносят вред окружающей среде и уменьшают биоразнообразие почв в результате уничтожения множества почвенных беспозвоночных организмов [4]. Эти проблемы требуют решения и являются основанием для поиска новых антипаразитарных веществ.
Среди таких средств могут быть рассмотрены соединения, относящиеся к большому и разнообразному по структуре семейству БМКБамид-подобных нейропептидов, которые выявлены у беспозвоночных животных, включая многочисленных представителей типа Nematoda, и которые способны существенно модулировать локомоторные поведенческие реакции этих животных [21, 24].
В обзоре приведены результаты анализа зарубежной литературы, посвященной изучению физиологической роли и функционального значения БМКБамид-подобных нейро-пептидов у цистообразующих фитонематод.
БМИБамид-подобные пептиды имеют структурное сходство с БМИБамидом - кар-диоактивным тетрапептидом, выделенным из моллюска Macrocallis tanimbosa [25]. Общая формула структуры Ц-терминального тетра-пептидного мотива (повтора) БМИБамид-подобных пептидов имеет вид: x - x0 - Arg - Phe - NH2, где x - какая-либо аминокислота (кроме цистеина, который не обнаружен в структуре молекул БМИБамид-подобных ней-ропептидов), x0 - какая-либо гидрофобная аминокислота (за исключением цистеина) [16].
Задачей предлагаемого обзора является анализ зарубежной литературы, в которой рассматривается и обсуждается физиологическая роль БМИБамид-подобных нейропептидов в локомоторных поведенческих реакциях фитонематод; функциональное значение генов (flp-гены), кодирующих эти биологически активные вещества; возможность использования данных о физиологических эффектах БМИБамид-подобных нейропептидов для разработки новых антигельминтных препаратов, снижающих нематодную инвазию у важных сельскохозяйственных растений.
В России подобные исследования не проводятся.
Первые сведения о выявлении положительной БМИБамид-подобной иммунореак-тивности в нервной системе цистообразую-щих фитопаразитических нематод появились в литературе в конце 80-х годов прошлого столетия в результате исследований инвазионных личинок 2-го возраста цистообразующей соевой нематоды H. glycines [2]. Иммунореак-тивность в нервных структурах соевой нематоды была определена непрямым иммуноф-луоресцентным способом в соответствии с методом Coons et al. [7]. БМИБамид-подобная иммунореактивность выявлена у личинок соевой нематоды H. glycines в циркумфарин-гальном нервном кольце и в вентральном нервном стволе, а также в нейронах, иннер-вирующих медианную луковицу (бульбус) фа-ринкса, в двух нервных узлах (ганглиях) нервной ткани на каждой стороне вентрального нервного ствола и в амфидальных карманах. Показано, что положительная иммунореак-тивность обнаруживается у этой нематоды на всех жизненных стадиях развития паразита, начиная от яйца, с наибольшей концентрацией окрашивания нервных структур у личинки 2-го возраста. Наличие положительной иммунореактивности в нервной ткани исследованных нематод предполагает присутствие БМИБамид-подобных нейропепти-дов этой ткани. Присутствие разнообразных БМИБамид-подобных последовательностей в экстрактах тканей нематоды G. pallida выявлено также с помощью иммуноферментного и хроматографического анализов [17].
За последние годы возросло число видов фитопаразитических цистообразую-щих нематод семейства Heteroderidae, в тканях которых была выявлена БМИБамид-подобная иммунореактивность. Так, высокая БМИБамид-подобная иммунореактивность была выявлена в центральной и периферической нервной системе у двух видов цистообра-зующих картофельных нематод - G. pallida и G. rostochiensis [12].
У нематоды G. pallida интенсивная БМИБамид-подобная иммунореактивность обнаружена в дорзальном и вентральном нервных стволах, в составе которых имеются мото- и интернейроны, а также в циркумфа-рингальном и прианальном нервных кольцах, в дорзальных и вентральных ганглиях. Показано, что фарингальный бульбус, расположен-
ный в передней части тела червя и имеющий хорошо развитую мускулатуру, иннервиру-ется иммунореактивными нейронами, выходящими из циркумфарингального нервного кольца и формирующими два сложных нервных узла. Отмечено, что положительное окрашивание выявляется в нервной сети, окружающей дорзальную сторону фаринкса, и в кольцеобразной структуре, расположенной вентрально в задней части бульбуса.
Информация о структуре индивидуальных FMRFамид-подобных нейропептидов у паразитических растительных нематод получена в результате исследования flp-генов, кодирующих FMRFамид-подобные нейропептиды. Экспрессия flp-генов выявлена в нервных структурах нематод с помощью метода быстрой амплификации концов комплементарной ДНК в сочетании с ПЦР (RACE-PCR), а также метода in situ гибридизации [10, 12-14].
У нематоды G. pallida идентифицированы пять генов, которые кодировали 14 различных FMRFамид-подобных нейропептидов [12]. Ген, обозначенный авторами как gpflp-1, имел длину в 444 пары нуклеотидных последовательностей в открытой рамке считывания (ORF), кодировал 148 аминокислотных последовательностей, включая четыре копии FMRFамид-подобного нейропептида SAYMRFамидa (PF3/ АF8). Ген gpflp-2 имел длину в 309 пар последовательностей, кодировал 103 аминокислотных остатка, включая одну копию нейро-пептида KNKFEFIRFамидa. Ген gpflp-3 имел длину в 420 пар нуклеотидных последовательностей и кодировал две копии нейропептида KHEYLRFамидa (AF2). Показано, что гены gpflp-4 и gpflp-5 кодировали в целом 11 ней-ропептидов, большинство из которых, включая DEFVAPGVLRFамид, AEVPGVLRFамид, TSSNFLRFамид, SSASMSTSSEPNFLRFамид, GGVDPTFLRFамид, ANNNFLRFамид и QANFLRFамид, были новыми для картофельных паразитических цистообразующих нематод.
Нейропептиды MPGVLRFамид,
MPQVLRFамид и KNKFEFIRFамид, кодируемые генами gpflp-4 и gpflp-5, были идентифицированы ранее другими авторами у других видов фитопаразитических нематод, а нейро-пептиды AVPGVLRFамид, KSAYMRFамид и KHEYLRF были обнаружены как у свободно-живущих, так и у паразитических форм нема-
тод на протяжении всего типа Nematoda [2, 5, 6, 10-14, 16-19, 22].
Так, например, пептиды PF3MF8 и AF2, обнаруженные у нематоды G. pallida, ранее были выделены другими авторами из экстрактов тканей паразитических нематод Ascaris suum и Haemochus contortus у позвоночных животных, а также у свободноживущих нематод Panagrellus redivivus и Caenorhabditis elegans [5, 6, 11, 18, 19, 22].
Экспрессия flp-генов, выявленных у нематоды G. paШdа, показана в целых личинках 2-го возраста этой нематоды с помощью метода in situ гибридизации, который дает возможность визуализировать участки транскрипта матричной РНК, кодирующей FMRFамид-подобные нейропептиды, в результате связывания высоко специфичных меченых ДНК проб (дигоксигенин-меченые ДНК пробы) [13].
Ген gpflp-1, кодирующий нейропептид KSAUMRFамид, экспрессируется в нейронах, связанных с циркумфарингальным нервным кольцом, в частности, во множестве клеточных тел в люмбарных ганглиях перианально-го нервного кольца. Экспрессия гена gpflp-2, кодирующего пептид KNKFEFIRFамид, была локализована в переднем ганглии и во множестве парных нервных клеток позади по отношению к ретровезикулярному ганглию. Ген gpflp-3, кодирующий нейропептид KHEYLRFамид, экспрессировался в переднем ганглии и во множестве парных клеток позади по отношению к циркумфарингально-му нервному кольцу. Экспрессия гена gpflp-4, кодирующего множество нейропептидов, имеющих в структуре молекулы Ц-концевой консервативный тетрапептид VLRF, была локализована в ретровезикулярном ганглии. Однако экспрессия гена gpflp-5, кодирующего пять нейропептидов, имеющих в структуре молекулы Ц-концевой консервативный тетра-пептид VLRF, не была выявлена в каких-либо нервных структурах личинки 2-го возраста нематоды G. paШdа методом in situ гибридизации. Авторы высказали предположение, что ген gpflp-5 нематоды может экспрессировать-ся на низком уровне, который не позволяет выявить его экспрессию с помощью используемого метода [13].
Кроме того, было установлено, что все flp-гены, кодирующие различные FMRFамид-
подобные нейропептиды у фитонематоды G. paШdа, являются гомологами flp-генов, ранее выявленных у свободноживущей нематоды C. elegans и у других видов нематод [10]. В связи с этим, было предложено изменить номенклатуру генов gpflp-1 - gpflp-5 фитонематоды G. paШdа и обозначать в дальнейших исследованиях эти гены как Gpflp-6, Gpflp-12, Gpflp-14, Gpflp-1 и Gpflp-18 соответственно [15].
У нематоды G. paШdа недавно выявлен ген Gp-flp-32 (GenBank N доступа JQ685131) и дана его структурная и функциональная характеристика [21]. Предварительное изучение G. pallida EST (экспрессируемые метки нукле-отидных последовательностей) показало наличие транскрипта, кодирующего вероятный FLP-32-подобный пептид (GenBank accession number CV578361), который и был использован в этой работе для ПЦР-анализа полноразмерного Gp-flp-32 транскрипта. Был выполнен дизайн праймеров ДНК для подтверждения открытой рамки считывания для Gp-flp-32, включающего 321 нуклеотидную последовательность комплементарной ДНК (GenBank accession number JQ685131). Было также установлено, что транскрипт кодировал белок, состоящий из 107 аминокислотных остатков. Подтвержденная аминокислотная последовательность Gp-flp-32 кодирует единственную копию FLP-32 пептида, AMRNALVRFG, имеющего на C-терминальном конце молекулы консервативный мотив или повтор - VRFамид, который ранее был выявлен у свободноживу-щей нематоды C. elegans и у некоторых паразитических нематод позвоночных.
Экспрессия гена Gp-flp-32 выявлена у личинки нематоды G. paШdа двумя методами: методом in situ гибридизации и ранее указанным иммуноцитохимическим методом [3, 7]. Метод in situ гибридизации является цитоге-нетическим методом, позволяющим выявлять специфические матричные РНК (мРНК) в различных тканях и экспрессию генов в исследуемых образцах. Это метод был использован авторами для выявления экспрессии гена Gp-flp-32 в нервной системе личинки 2-го возраста нематоды G. paШdа. Окрашивание выявляли в циркумфарингальном нервном кольце нематоды позади от стилета, в фарингальном бульбусе, а также в повторяющихся группах клеток, состоящих из 3-4-х клеточных тел, локализованных в вентральном нервном стволе, который шел назад к хвосту нематоды, где
группа клеток из трех окрашенных клеточных тел локализовалась в области люмбарных ганглиев. Окрашивание в центральном нервном кольце было диффузным (размытым) без каких-либо конкретных интенсивно окрашенных нейрональных клеточных тел. Напротив, в вентральном нервном стволе было выявлено четкое окрашивание в группе нейронов, состоящей из 3-4-х высоко реактивных клеточных тел, которые располагались с регулярными интервалами вдоль нервного ствола. Показано, что эти нейроны были расположены сзади от нервного кольца, и их отростки направлялись в хвостовой отдел нематоды.
Иммуноцитохимический метод определения локализации гена Gp-flp-32 у личинки 2-го возраста нематоды G. paШdа проведен с использованием антисыворотки против нейропептида AMRNALVRFамида. Сильная иммунореактивность обнаружена в окологлоточном нервном кольце нематоды позади бульбуса глотки, в нервных отростках, идущих вперед и назад от центрального нервного кольца к мускулатуре протрактора стилета и вентральному нервному стволу, в хвостовом отделе, где группа AMRNALVRFамид - положительно окрашенных клеточных тел нейронов выявляется в непосредственной близости к люмбарным ганглиям.
Полученные данные об экспрессии гена Gpflp-32 в нервных структурах нематоды G. paШdа, по мнению авторов, свидетельствуют о важной роли гена в контролировании моторной функции этой паразитической цисто-образующей нематоды.
Анализ литературы показал, что стандартные методы изучения фармакологических свойств и физиологической роли FMRFамид-подобных нейропептидов трудно применимы к растительным паразитическим нематодам в связи с малыми размерами тела этих паразитов, что неоднократно было отмечено некоторыми исследователями [1, 12, 14]. Тем не менее, имеются данные о результатах воздействия некоторых FMRFамид-подобных нейропептидов (и их модифицированных аналогов) на двигательную активность инвазионной личинки 2-го возраста соевой нематоды H. glycines [20].
Эффективность семи FMRFамид-подобных нейропептидов, KHEYLRFaмида, KSAYMRFaмида, AQTFVRFaмида, SAPYDP-
NFLRFaM^a, KPNFLRFaM^a, KPNFIRFaмида и RNSSPLGTMRFaмида, была оценена количественно путем измерения частоты движений головного конца личинок нематоды до и после предварительной 15-минутной экспозиции червей в 0,25, 0,5 и 1mM растворах каждого из исследованных нейропептидов. Контролем в экспериментах служила вода. Двигательную активность личинок до и после воздействия нейропептидов исследовали при помощи инвертированного микроскопа (при увеличении 40-100 х). Установлено, что локомоторные ответы нематод отчетливо различались при воздействии исследуемых FMRFамид-подобных нейропептидов. Частота движений головного конца личинки 2-го возраста нематоды H. glycines существенно увеличивалась при воздействии нейропептидов KHEYLRFaмида и KSAYMRFaмида. При этом, нейропептид KHEYLRFaмид был в 2 раза более эффективным, чем KSAYMRFaмид по сравнению с контролем, и вызывал стимуляторный эффект на частоту движений головного конца червя в 2,9 раза больше, чем нейропептид KSAYMRFaмид. Другие пять нейропептидов не оказывали какого-либо существенного эффекта на двигательную активность головного конца личинки. На основании полученных результатов было высказано предположение, что нейро-пептиды KHEYLRFaмид и KSAYMRFaмид являются стимуляторами двигательной актив -ности соматической мускулатуры нематоды H. glycines [20].
В большинстве работ показано, что изучение эффектов FMRFамид-подобных нейропептидов на локомоции цистообра-зующих фитопаразитических нематод наиболее удобно проводить опосредовано путем предварительного обратимого выключения (сайленсинг) flp-генов, кодирующих эти нейропептиды, с помощью запуска системы РНК-интерференции [3, 14, 15]. Ранее, система РНК-интерференции была использована для изучения вмешательства в экспрессию различных генов у свободноживущей нематоды C. elegans [8].
В экспериментах на личинках 2-го возраста нематоды G. paШdа показано, что система РНК-интерференции может быть приведена в действие путем введения в организм паразитов длинных молекул синтезированной двух-цепочечной РНК (dsPHK) или малых моле-
кул двухцепочечной интерферирующей РНК (siPHK), синтезированных из РНК, выделенной из тканей исследуемых фитонематод [3, 14, 15].
Введение молекул dsPHK или siPHK в организм паразитических нематод в экспериментах осуществляли путем предварительной инкубации или вымачивания червей в средах, содержащих конструкции молекул dsPHK или молекул siPHK. Отклонения от нормы локомоторного поведения фитонема-тод в результате обратимого выключения flp-генов вышеописанным способом оценивали двумя методами: миграционным методом и методом визуальной оценки фенотипических изменений у нематод [3, 15]. Миграционный метод включал определение способности червей перемещаться сверху вниз в стеклянной вертикальной колонке длиной 5 см, заполненной влажным крупнозернистым песком после предварительного вымачивания нематод в среде, содержащей конструкции dsPHK или siPHK, в течение определенного времени.
Полученные экспериментальные данные сравнивали с контрольной группой червей, инкубированных в воде, обработанной 0,1%-ным раствором диэтилпирокарбоната (DEPC-обработанная вода) или в тестовых dsPHK или siPHK, которые не имели гомологов с исследуемыми flp-генами нематоды G. pallida.
Эксперименты по определению чувствительности flp-генов нематоды G. paШdа к PHK-интерференции предварительно были проведены на гене Gp-flp-6 в связи с тем, что этот ген показал наиболее интенсивную экспрессию в нервной системе нематоды по сравнению с другими генами [15].
Для выявления эффектов PHK-интерференции на локомоции нематод черви были инкубированы в течение 24 ч, 2-х и 7-и дней в растворе или среде одной из трех конструкций dsPHK различной длины (88, 227 и 316 пар нуклеотидов), что соответствовало трем различным областям открытой рамки считывания гена Gp-flp-6. ^нтролем служили личинки нематод, инкубированные в DEPC-обработанной воде. Инструкции dsPHK были разведены DEPC-обработанной водой до конечной концентрации 0,1 мг/мл.
Установлено, что временное выключение Gp-flp-6 в результате инкубации нематод в
эффективных конструкциях dsPHK вызывало изменение локомоторного поведения личинок нематод G. pallida.
Показано, что максимум миграции контрольных червей, инкубированных в DEPC-обработанной воде, в течение 24 ч составлял 75,8% за 12-часовой период наблюдения. У червей с нарушенной моторной функцией, вызванной выключением Gp-flp-6, отмечали пониженную способность к полной миграции через экспериментальную колонку. Так, миграция личинок, инкубированных в конструкции dsPHK длиной 316 пар нуклеотидов, составляла 28,7%, а инкубированных в конструкции dsPHK длиной 227 пар нуклеотидов
- 12,2%, через двое суток инкубации в конструкции dsPHK длиной 316 пар нуклеотидов
- 16,1%, а инкубированных в dsPHK длиной 227 пар нуклеотидов - 2,0% после 12-часового периода наблюдений. Через 7 сут инкубации в различных конструкциях dsPHK эффект выключения гена Gp-flp-6 был наиболее глубоким и составлял 7,3% (для dsPHK 316 пар нуклеотидов) и 3,0% (для dsPHK 227 пар ну-клеотидов) у червей, завершивших миграцию, по отношению к контролю.
В дальнейшем, опытным путем было установлено, что наиболее эффективными синтезированными конструкциями dsPHK по воздействию на локомоции нематод были конструкции длиной приблизительно 220-230 пар нуклеотидов. Такие конструкции были выбраны авторами для всех последующих экспериментов с Gp-flp-6 и другимиflp-генами нематоды G. pallida.
Анализ эффекта выключения гена Gp-flp-6 на двигательную активность нематод показал следующее. При нормальных условиях необработанные личинки 2-го возраста были активными и подвижными и обладали типичными волнообразными движениями. Черви, инкубированные в растворах эффективных конструкций dsPHK в течение 24 ч и двух суток, также выглядели активными и подвижными. Однако после 7-дневной инкубации в эффективных конструкциях dsPHK черви выглядели выпрямленными и негнущимися. Черви с такими фенотипическими изменениями были обозначены авторами как «выпрямленные».
H основании полученных результатов авторы высказали предположение, что выключение гена Gp-flp-6 вызывает нарушение
нормальной двигательной функции у личинки нематоды G. pallida, что подтверждается с помощью миграционного метода.
Аналогичные эксперименты были проведены на выключенных генах Gp-flp-1, Gp-flp-12, Gp-flp-14 и Gp-flp-18 личинок 2-го возраста нематоды G. pallida. Обнаружено, что выключение любого из исследованных генов приводило к глубокому ингибированию миграции личинок через песочную колонку. Выключение генов Gp-flp-1, Gp-flp-12, Gp-flp-18 вызывало почти полное угнетение миграционной способности личинок после 24-часовой инкубации в эффективных конструкциях dsPHK. В отношении эффекта выключения гена Gp-flp-14 установлено, что после 24-часовой инкубации в эффективных конструкции dsPHK только 18,2% червей полностью завершили миграцию в отличие от контрольных червей. Инкубация в конструкциях dsPHK в течение 2-х и 7-и суток полностью нарушала способность личинок к миграции.
Таким образом, экспериментально установлено, что выключение каждого из иссле-дованныхflp-генов нематоды G. paШdа оказывает глубокое воздействие на локомоторное поведение нематоды.
Специфичность выключения исследованных flp-генов нематоды G. paШdа была подтверждена результатами инкубации нематод G. paШdа в среде конструкций dsPHK, которые не имели гомологов с исследуемыми flp-генами нематоды. Так, инкубирование червей в конструкции dsPHK гена хлоропласт-специфического протеина из томата Lycopersicon esculentum (GenBank № доступа AY568722) и в DEPC-обработанной воде, не выявило существенных различий в миграционных способностях нематод.
По мнению авторов, ингибирование двигательной активности личинок 2-го возраста нематоды G. paШdа в результате временного выключения вышеперечисленных flp-генов подтверждает важное значение этих биологически активных веществ для сохранения нормальной нервно-мышечной функции у фитопаразитических нематод и дает основание предполагать, что эти flp-гены могут кодировать БМИБамид-подобные нейропептиды, которые обладают стимуляторным эффектом на локомоторное поведение необработанных червей.
Аналогичные эксперименты проведены на гене Gp-flp-32 нематоды G. pallidа [3]. Выключение гена Gp-flp-32 было достигнуто в результате вымачивания или инкубации червей в среде, содержащей молекулы siPHK гена Gp-flp-32. У червей после выключения этого гена существенно увеличивалась скорость миграции в нижнюю часть вертикальной колонки по сравнению с контрольными червями. Контролем в этих экспериментах служили личинки нематод, которые были инкубированы в средах siPHK, не имеющих гомологов с исследуемым геном. Так, в качестве положительного контроля были использованы нематоды, инкубированные в среде, содержащей конструкции siPHK, которые были синтезированы из гена Gp-ace, кодирующего у нематоды G. pallidа фермент ацетилхоли-нэстеразу. При этом было установлено, что инкубация личинок в такой среде приводила к значительному торможению локомоторной активности червей. В качестве неродственного отрицательного контроля служила среда, содержащая конструкции siPHK, полученной из свободноживущего плоского червя Macrostomum lignano. В качестве контроля были использованы также личинки нематод, инкубированные в DEPC-обработанной воде (необработанные черви).
Установлено, что после контрольных обработок черви выглядели нормально. Однако личинки, вымоченные в экспериментальной среде, содержащей конструкции siPHK гена Gp-flp-32, показывали повышенную частоту нормальных синусоидальных движений и были более подвижными, чем контрольные черви. Подсчет числа червей, мигрирующих вниз через песочную колонку через каждые 2 ч в течение 6-8-часового периода наблюдений показал, что черви, обработанные siPHK Gp-flp-32, мигрировали значительно быстрее, чем необработанные (миграция обработанных червей через каждые 2 ч наблюдений составляла примерно 53% против 20% необработанных червей; через 4 ч - примерно 84% против примерно 59% необработанных червей). Ш основании полученных результатов авторы высказали предположение, что ген Gp-flp-32 кодирует ингибиторный нейропептид и его выключение приводит к повышению двигательной активности необработанных личинок 2-го возраста нематоды G. pallida.
Авторы также выявили эффект выключения гена Gp-flp-32 на скорость заражения нематодами корней хозяина - растения картофеля. С этой целью червей с выключенным геном Gp-flp-32 и необработанных червей помещали на песок, покрывающий корни 2-не-дельных растений картофеля и через 4 сут корни растений (сегменты длиной 2 см) исследовали под микроскопом Olympus SZX16 на наличие в них нематод. Контрольными вариантами были: личинки, инкубированные в среде siPHK гена Gp-ace, кодирующего у нематод фермент ацетилхолинэстеразу; личинки, инкубированные в DEPC-обработанной воде, а также личинки червей, инкубированные в среде si-PHK, полученной из ткани плоского червя M. lignano (GenBank № доступа EG956133). Полученные результаты показали, что личинки G. раШёа, обработанные si-PHK, показали более высокую скорость инвазиро-вания корней картофеля (74%) по сравнению с контрольными червями (31%) и необработанными червями (35%). Это свидетельствует о том, что обработанные черви мигрировали к сегментам корней быстрее и, соответственно, с большей скоростью заражали корни растения- хозяина по сравнению с контролем.
Таким образом, опосредовано показано, что ген Gp-flp-32 кодирует единственный ней-ропептид AMRNALVRFамид, который вызывает ингибиторный эффект на двигательную активность соматической мускулатуры нематоды G. paШdа.
Кроме того, авторами [21] приведены данные о выявлении у нематоды G. pattidа предполагаемого (прогнозируемого) FMRFамид-подобного рецептора, взаимодействующего с нейропептидом AMRNALVRFамидом. Ген, кодирующий предполагаемый рецептор, обозначен авторами как Gp-flp-32R (GenBank № доступа JQ685132).
Последовательность гена Gp-flp-32R и другие его функциональные характеристики были установлены авторами с помощью метода ПЦР RACE и секвенирования при использовании онлайн-серверов: http://www.ebi. ac.uk/Tools/pfa/iprscan/; http://www.ch.embnet. org/software/TMPRED_formhtml/; http://www. enzim.hu/hmmtop/. Показано, что предполагаемый рецептор гена Gp-flp-32R имеет близкую гомологию с ранее выявленным G-протеинсвязанным рецептором (GPCR)
R1, кодируемым flp-геном C26F1, у свобод-ноживущей нематоды C. elegans [23]. Прай-меры, разработанные для подтверждения открытой рамки считывания рецепторного гена Gp-flp-32R, генерировали нуклеотидную последовательность кДНК, состоящую из 1170 нуклеотидов, которая кодировала протеин, состоящий из 389 аминокислотных остатков. Установлено, что новый рецептор кодировал семь трансмембранных спиралей и несколько консервативных остатков в различных позициях, показав сходство этого рецептора с семейством родопсин-подобных GPCR.
Эффекты выключения предполагаемого рецептора и гена Gp-flp-32R, кодирующего этот рецептор, были исследованы путем визуального анализа локомоторного поведения личинок 2-го возраста нематод G. paШdа, и с помощью миграционного метода, позволяющего определить скорость миграции личинок в песочной колонке через определенный период времени (каждые 2 ч в течение 6-часового периода наблюдений).
После РНК-интерференции все контрольные личинки нематоды G. paШdа выглядели нормальными с характерными синусоидальными движениями, свойственными личикам этого вида. Однако, черви с выключенным Gp-flp-32R, показывали увеличенную частоту синусоидальных движений.
Обнаружено, что черви, обработанные siPHK Gp-flp-32R, мигрировали значительно быстрее, чем необработанные. Так, через 2 ч наблюдений мигрировало примерно 57% обработанных червей против примерно 20% миграции необработанных червей. Через 4 ч наблюдений мигрировало примерно 91% обработанных личинок против примерно 59% миграции необработанных червей соответственно. Через 6-часовой период наблюдений черви с выключенным Gp-flp-32R показали 100%-ную миграцию через экспериментальную колонку.
При сопоставлении эффектов выключения гена Gp-flp-32 и гена рецептора Gp-flp-32R на двигательную активность личинок наблюдали большое сходство.
Полученные результаты позволяют предположить, что предполагаемый рецептор, кодируемый геном Gp-flp-32R, вероятно, является GPCR, активируемым FMRFамид-подобным нейропептидом AMRNALVRFамидом, и уча-
ствует в реализации ингибиторного эффекта этого нейропептида на локомоторную активность соматической мускулатуры нематоды G. pallidа.
Заключение
Краткий обзор литературы по проблеме исследования физиологической роли и функционального значения FMRFамид-подобных нейропептидов в поведенческих локомоторных реакциях растительных цистообразую-щих паразитических нематод показал, что у растительных паразитов хорошо развита пеп-тидергическая нервная система.
В экспериментах, проведенных на некоторых представителях семейства Heteroderidae, показано, что у личинок 2-го возраста соевой нематоды H. glycines и картофельных нематод Globodera pallida и G. rostochiensis в различных нервных структурах выявлена положительная иммунореактивность. Окрашивание выявлено в циркумфарингальном нервном кольце, в дорзальном, вентральном и латеральном нервных стволах, содержащих мото- и интернейроны, которые иннервируют соматическую мускулатуру стенки тела нематод.
Положительная иммунореактивность обнаружена в нервной системе соевой нематоды H. glycines на всех стадиях развития этого паразита.
У личинок 2-го возраста G. pallida выявлены flp-гены (Gp-flp-6, Gp-flp-12, Gp-flp-14, Gp-flp-1 Gp-flp-18 и Gp-flp-32), которые кодируют некоторые FMRFамид-подобные нейропепти-ды, и экспрессия этих генов показана в различных нервных структурах этой нематоды.
Приведены данные литературы о чувствительности соматической мускулатуры цисто-образующих паразитов (на примере личинок 2-го возраста соевой нематоды H. glycines) к воздействию экзогенных FMRFамид-подобных нейропептидов. Показано, что некоторые FMRFамид-подобные нейропептиды, кодируемые flp-генами, вызывают стимуля-торный эффект на двигательную активность инвазионных личинок H. glycines, вызывая усиление частоты движений головного конца тела по сравнению с контролем. Отмечено, что прямые методы изучения физиологической роли биологически активных веществ трудно применимы к растительным паразитическим нематодам, имеющим чрезвычайно
малые размеры тела. В связи с этим, оценка эффектов БМИБамид-подобных нейропеп-тидов на локомоции растительных паразитических нематод дана в большинстве случаев опосредованно с помощью метода обратной генетики - временного выключения flp-генов (сайленсинг) путем запуска системы PHK-интерференция.
Было показано, что выключение генов Gp flp-6,-1,-12-,14,-18 у личинки 2-го возраста нематоды G. pallida вызывает ингибиро-вание двигательной активности червей, что указывают на то, что БМИБамид-подобные нейропептиды, кодируемые этими генами, являются стимуляторами локомоторной актив -ности картофельной нематоды. В то же время установлено, что выключение гена Gp-flp-32 у личинки 2-го возраста нематоды G. pallida приводит к эффектам, противоположным выключению выше указанных flp- генов. Так, выключение гена Gp-flp-32, кодирующего ней-ропептид АМККАЬУКБамид у нематоды G. pallida, повышает локомоторную активность инвазионной личинки.
Эти данные предполагают, что эндогенный нейропептид АМККАЬУКБамид вызывает ингибиторный или тормозной эффект на двигательную активность личинки картофельной нематоды. Данные о противоположных эффектах выключения генов Gp-flp-6,-1,-12-,14,-18 и гена Gp-flp-32 указывают на то, что различные flp-гены у цистообразу-ющих паразитических нематод могут кодировать БМИБамид-подобные нейропептиды, обладающие различными физиологическими эффектами на локомоции нематоды G. pallida.
В литературе приведены данные о выявлении у цистообразующих паразитических нематод (на примере G. pallidа) предполагаемого рецептора, кодируемого геном Gp-flp-32R, который активируется нейропептидом АМКЫАЬУКБамидом. Авторы предполагают, что полученные данные свидетельствуют о потенциальной возможности использования выявленного прогнозируемого рецептора в качестве мишени для веществ (агонистов), которые будут способны замедлять так же, как и FMRFамид-подобный нейропептид AMRNALVRFамид, нормальную локомоторную активность картофельной нематоды, снижая тем самым инвазию корней растения картофеля-хозяина.
Сведения о выявлении прогнозируемого рецептора, кодируемого геном Gp-flp-32R, сходство этого рецептора по структурно-функциональным характеристикам с G-протеин-связанным рецептором R1, кодируемым flp-геном C26F1.6 у свободноживу-щей нематоды C. elegans, эффекты выключения Gp-flp-32R и кодируемого им рецептора на локомоции нематоды G. pallidа существенно расширяют знания о компонентах пепти-дергической нервной системы у растительных цистообразующих паразитических нематод.
Данные о способности эндогенного нейро-пептида AMRNALVRFамида угнетать двигательную активность соматической мускулатуры личинок 2-го возраста нематоды G. pallida могут быть применимы в практических целях для создания антигельминтиков направленного действия, способных эффективно снижать распространение нематодной инвазии корней растений-хозяев.
Тот факт, что в нервной системе растительных цистообразующих паразитических нематод присутствуют разнообразные FMRFамид-подобные нейропептиды, кодируемые flp-генами, которые ранее были выявлены у паразитических нематод позвоночных животных и свободноживущих нематод, подтверждает консервативность пептидергиче-ской нервной системы у представителей всего типа Nematoda в целом.
список источников
1. Фитопаразитические нематоды Pоссии / под редакцией С. В. Зиновьевой, В. Н. Чижова. М.: Товарищество научных изданий KMK, 2012. 386 с.
2. Atkinson H. J., Isaac R. E., Harris P. D., Sharpe C. M. FMRFamide-like immunoreactivity within the nervous system of the nematodes Panagrellus redivius, Caenorhabditis elegans and Heterodera glycines. J. Zool., Lond. 1988; 216. 663-671.
3. Atkinson L. E., Stevenson M., Mckoy C. J., Marks N. J., Fleming C., Zamanian M., Day T. A., Kimber M. J., Maule A. G., Mousley A. Flp-32 Ligand/Receptor Silencing Phenocopy Faster Plant Pathogenic Nematdes. PLoS Patog. 2013; 9 (2): 1003169. https:// doi.org/10.1371/joumal.ppat. 1003169.
4. British Ecological Society (BES): 2009. Biological Control of Plant Parasitic Nematodes http:// britishecologicalsociety.org/blog/blog/2009/01/20/ biological-control-of plant-parasitic-nematodes Retrieved. 2009.
5. Covden C., Stretton A.O.W. AF2, an Ascaris neuropeptide: isolation, sequence bioactivity. Peptides. 1993; 14. 423-430.
6. Covden C., Stretton A.O.W. Eight novel FMRFamide-like neuropeptides isolated from the nematode Ascaris sum. Peptides. 1995;16. 491-500.
7. Coons A. H., Leduc E. H., Connolly J. M. Studies of antibody production. I. // A method for the histochemical demonstration of specific antibody and its application to a study for the hyperimmune rabbit. J. Exper. Med. 1955; 102. 49-60.
8. Fire A. Si Qun Xu, Montgomery M. K., Kostas S. A., Driver S. E., Mello C. C. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 1998; 391. № 6669. 806-811.
9. Geary T. G., Marks N. J., Maule A. G., Bowman J. W., Alexander-Bowman S. J., Day T. A., Larsen M. J., Kubiak M., Davis P., Thompson D. P. Pharmacology of FMRFamide-related peptides in helminths. Annals of the New York Academy of Science. 1999; 897. 217-227.
10. Johnston M.J.G. Veigh P. M., Masler S., Fleming C. C, Maule A. G. FMRFamide-like peptides in root-knot nematodes and their potential role in nematode physiology. J. of Helminthology. 2010; 84. 253-265. https://doi.org/10.1017/ S0022149X09990630
11. Kaeting C., Thorndyke M. C., Holden-Dye L., Williams R. G., Walker R. J. The isolation of FMRFamide-like peptide from the nematode Haemonchus contortus. Parasitology. 1995; 111. 515-521.
12. Kimber M. J., Fleming C. C., Bjourson A. J., Halton D. W., Maule A. G. FMRFavmide-related peptides in potato cyst nematodes. Molecular and Biochemical Parasitology. 2001; 116 (2): 199208.
13. KimberM. J., FlemingC. C., Prior A., Halton D. W., Maule A. G. Localisation of Globodera pallid FMRFamide-related peptide encoding genes using in situ hybridization. Int. J. Parasitol. 2002; 32 (9): 1095-1105.
14. Kimber M. J., Fleming C. C. Neuromuscular function in plant parasitic nematodes: a target for novel control strategies? Parasitology. 2005; 131. 129-142. https://doi.org/10.1017/ S0031182005009157
15. Kimber M. J., McKinney S., McMaster S., Day T. A., Fleming C. C., Maule A. G. Flp-gene disruption in parasitic nematode reveals motor dysfunction and unusual neuronal sensivity to RNA
interference. FASER J. 2007; 21. 1233-1243. https://doi.org/10.1096/fj.06-7343com
16. McVeigh P., Geary T. G., Marks N. J., Maule A. G. The FLP-side of nematodes. TRENDS in Parasitology. 2006; 22. 385-396. https://doi. org/10.1016/j.pt.2006.06.010
17. Masler E. P., Kovaleva E. S., Sardanelli S. FMRFamide-like Immunoactivity in Heterodera glycines (Nemata: Tylenchida). J. of Nematology. 1999; 31 (2): 224-231.
18. Marks N. J., Sangster N. C., Maule A. G., Halton D. W., Thompson D. P., Geary T. G., Shaw C. Structural characterization and pharmacology of KHEYLRFamide (AF2) and KSAYMRFamide (PF3/AF8) from Haemochus contortus. Mol. Biochem. Parasitol. 1999; 100. 185-194.
19. Marks N. J., Maule A. G., Geary T. G., Thompson D. P., Halton D. W., Shaw C. KSAYMRFamide (PF3/AF8) is present in the free-living nematode, Caenorhabditis elegans. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1998; 248. 422-425.
20. Masler E. P. Behaviour of Heterodera glycines and Meloidogyne incognita infective juveniles exposed to nematode FMRFamide-like peptides in vitro. Nematology. 2012; 14 (5): 605-612. https://doi.org/10.1163/156854111X617879
21. Maule A. G., Mousley A., Marks N. J., Day T. A., Thompson D. P., Geary T. G., Halton D. W. Neuropeptide signaling systems - potential drug targets for parasite and pest control. Curr. Top. Med. Chem. 2002; 2. 733-758. https://doi. org/10.2174/1568026023393697
22. Maule A. G., Shaw C., Bowman J. W., Halton D. W., Thompson D. P., Geary T. G., Thim L. FMRFamide-like peptide AF2 (Ascaris suum) is present in the free-living nematode Panagrellus redivivus (Nematoda, Rhabditida). Parasitology. 1994; 109. 351-356.
23. Mertens I., Vandigenen A., Meeusen T., Janssen T., Luyten W., Nachman R.J., Loof A.D., Schoofs L. Functional characterization of the putative orphan neuropeptide G-protein coupled receptor C26F1.6 in Caenorhabditis elegans. FEBS Lett. 2004; 573 (1 -3): 55-60. https://doi.org/10.1016/'. febslet.2004.07.058
24. Peymen K., Watteyne J., Frooninckx L., Schoofs L., Beets I. The FMRFamide-like peptide family in nematodes. Frontiers in endocrinology. 2014; 5. Art. 90. 1-21. https://doi.org/10.3389/ fendo.2014.00090
25. Price D. A., Greenberg M. J. Structure of a molluscan cardio excitatory neuropeptide. Science. 1977; 197. 670-671.
26. White J. D., Southgate E., Thompson J. N., Brenner S. The structure of the nervous system of Caenorhbditis elegans. Philosophical
Transactions of the Royal Society of London. 1986. Series B. 314. 1-340.
Статья поступила в редакцию 22.10.2021; принята к публикации 15.01.2022
Об авторах:
Малютина Татьяна Анатольевна, Центр паразитологии Института проблем экологии и эволюции им. А. Н. Северцо-ва Российской академии наук (119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33), Москва, Россия, кандидат биологических наук, maliytina@mail.ru
Воронин Михаил Владимирович, Центр паразитологии Института проблем экологии и эволюции им. А. Н.Северцова Российской академии наук (119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33), Москва, Россия, кандидат биологических наук, voronin_mike@mail.ru
Вклад соавторов:
Малютина Татьяна анатольевна - обзор и критический анализ публикаций по проблеме, формирование выводов. Воронин Михаил Владимирович - перевод иностранных источников литературы по проблеме, формирование выводов.
Авторы прочитали и одобрили окончательный вариант рукописи.
References
1. Plant parasitic nematodes of Russia. Eds. S. V. Zinovieva, V. N. Chizhov. Moscow, KMK Ltd., 2012; 386. (In Russ.)
2. Atkinson H. J., Isaac R. E., Harris P. D., Sharpe C. M. FMRFamide-like immunoreactivity within the nervous system of the nematodes Panagrellus redivius, Caenorhabditis elegans and Heterodera glycines. J. Zool., Lond. 1988; 216. 663-671.
3. Atkinson L. E., Stevenson M., Mckoy C. J., Marks N. J., Fleming C., Zamanian M., Day T. A., Kimber M. J., Maule A. G., Mousley A. Flp-32 Ligand/Receptor Silencing Phenocopy Faster Plant Pathogenic Nematdes. PLoS Patog. 2013; 9 (2): 1003169. https://doi.org/10.1371/joumal.ppat. 1003169.
4. British Ecological Society (BES): 2009. Biological Control of Plant Parasitic Nematodes http:// britishecologicalsociety.org/blog/blog/2009/01/20/ biological-control-of plant-parasitic-nematodes Retrieved. 2009.
5. Covden C., Stretton A.O.W. AF2, an Ascaris neuropeptide: isolation, sequence bioactivity. Peptides. 1993; 14: 423-430.
6. Covden C., Stretton A.O.W. Eight novel FMRFamide-like neuropeptides isolated from the nematode Ascaris suum. Peptides. 1995; 16: 491500.
7. Coons A. H., Leduc E. H., Connolly J. M. Studies of antibody production. I. A method for the histochemical demonstration of specific antibody and its application to a study for the hyperimmune rabbit. J. Exper. Med. 1955; 102. 49-60.
8. Fire A. Si Qun Xu, Montgomery M. K., Kostas S. A., Driver S. E., Mello C. C. Potent and specific
genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 1998; 391 (6669): 806-811.
9. Geary T. G., Marks N. J., Maule A. G., Bowman J. W., Alexander-Bowman S. J., Day T. A., Larsen M. J., Kubiak M., Davis P., Thompson D. P. Pharmacology of FMRFamide-related peptides in helminths. Annals of the New York Academy of Science. 1999; 897. 217-227.
10. Johnston M.J.G. Veigh P. M., Masler S., Fleming C. C, Maule A. G. FMRFamide-like peptides in root-knot nematodes and their potential role in nematode physiology. J. оf Helminthology. 2010; 84. 253-265. https://doi.org/10.1017/ S0022149X09990630
11. Kaeting C., Thorndyke M. C., Holden-Dye L., Williams R. G., Walker R. J. The isolation of FMRFamide-like peptide from the nematode Haemonchus contortus. Parasitology. 1995; 111. 515-521.
12. Kimber M. J., Fleming C. C., Bjourson A. J., Hal-ton D. W., Maule A. G. FMRFamide-related peptides in potato cyst nematodes. Molecular and Biochemical Parasitology. 2001; 116 (2): 199-208.
13. Kimber M. J., Fleming C. C., Prior A., Halton D. W., Maule A. G. Localisation of Globodera pallida FMRFamide-related peptide encoding genes using in situ hybridization. Int. J. Parasitol. 2002; 32(9): 1095-1105.
14. Kimber M. J., Fleming C. C. Neuromuscular function in plant parasitic nematodes: a target for novel control strategies? Parasitology. 2005; 131. 129-142. https://doi.org/10.1017/ S0031182005009157
15. Kimber M. J., McKinney S., McMaster S., Day T. A., Fleming C. C., Maule A. G. Flp-gene disruption in parasitic nematode reveals motor dysfunction and unusual neuronal sensitivity to RNA interference. FASER J. 2007; 21. 1233-1243. https://doi.org/10.1096/fj.06-7343com
16. McVeigh P., Geary T. G., Marks N. J., Maule A. G. The FLP-side of nematodes. TRENDS in Parasitology. 2006; 22. 385-396. https://doi. org/10.1016/j.pt.2006.06.010
17. Masler E. P., Kovaleva E. S., Sardanelli S. FMRFamide-like Immunoactivity in Heterodera glycines (Nematoda: Tylenchida). J. of Nematology. 1999; 31 (2): 224-231.
18. Marks N. J., Sangster N. C., Maule A. G., Halton D. W., Thompson D. P., Geary T. G., Shaw C. Structural characterization and pharmacology of KHEYLRFamide (AF2) and KSAYMRFamide (PF3/AF8) from Haemonchus contortus. Mol. Biochem. Parasitol. 1999; 100. 185-194.
19. Marks N. J., Maule A. G., Geary T. G., Thompson D. P., Halton D. W., Shaw C. KSAYMRFamide (PF3/AF8) is present in the free-living nematode, Caenorhabditis elegans. Biochem.Biophys. Res. Commun. 1998; 248. 422-425.
20. Masler E. P. Behaviour of Heterodera glycines and Meloidogyne incognita infective juveniles exposed to nematode FMRFamide-like peptides in vitro. Nematology. 2012; 14 (5): 605-612. https://doi.org/10.1163/156854111X617879
21. Maule A. G., Mousley A., Marks N. J., Day T. A., Thompson D. P., Geary T. G., Halton D. W. Neuropeptide signaling systems - potential drug targets for parasite and pest control. Curr. Top. Med. Chem. 2002; 2: 733-758. https://doi. org/10.2174/1568026023393697
22. Maule A. G., Shaw C., Bowman J. W., Halton D. W., Thompson D. P., Geary T. G., Thim L. FMRFamide-like peptide AF2 (Ascaris suum) is present in the free-living nematode Panagrellus redivivus (Nematoda, Rhabditida). Parasitology. 1994; 109. 351-356.
23. Mertens I., Vandigenen A., Meeusen T., Janssen T., Luyten W., Nachman R. J., Loof A. D., Schoofs L. Functional characterization of the putative orphan neuropeptide G-protein coupled receptor C26F1.6 in Caenorhabditis elegans. FEBS Lett. 2004; 573 (1 -3): 55-60. https://doi.org/10.1016/'. febslet.2004.07.058
24. Peymen K., Watteyne J., Frooninckx L., Schoofs L., Beets I. The FMRFamide-like peptide family in nematodes. Frontiers in endocrinology. 2014; 5 (90): 1-21. https://doi.org/10.3389/fen-do.2014.00090
25. Price D. A., Greenberg M .J. Structure of a mol-luscan cardio excitatory neuropeptide. Science. 1977; 197. 670-671.
26. White J. D., Southgate E., Thompson J. N., Brenner S. The structure of the nervous system of Caenorhb-ditis elegans. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B. 1986; 314. 1-340.
The article was submitted 22.10.2021; accepted for publication 15.01.2022
About the authors:
Malyutina Tatyana A., Center of Parasitology, A. N. Severtsov's Institute of Ecology and Evolution Russian Academy of Science (33, Leninsky Prospekt, Moscow, 119071), Moscow, Russia, Candidate of Biological Sciences, maliytina@mail.ru Voronin Mikhail V., Center of Parasitology, A. N. Severtsov's Institute of Ecology and Evolution Russian Academy of Science (33, Leninsky Prospekt, Moscow, 119071), Moscow, Russia, Candidate of Biological Sciences, voronin_mike@mail.ru
Contribution of co-authors:
Malyutina Tatyana A. - a review and critical analysis of publications on the problem, the formation of conclusions. Voronin Mikhail V. - translation of foreign sources of literature on the problem, the formation of conclusions.
All authors have read and approved the final manuscript.
