CC BY
48
ORIGINAL ARTICLE
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2017 УДК 616.71-018.46-002-074
Талаев В.Ю.1, Талаева М.В.1, Лебедев М.Ю.2, Воронина Е.В.1, Живцов О.П.2, Заиченко И.Е.1, Бабайкина О.Н.1
ФЕНОТИПИЧЕСКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА КЛАССИЧЕСКИХ ДЕНДРИТНЫХ КЛЕТОК КРОВИ И ИХ СУБПОПУЛЯЦИЙ В НОРМЕ И ПРИ ОСТЕОМИЕЛИТЕ
1 ФБУН «Нижегородский научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии им. академика И.Н. Блохиной» Роспотребнадзора, 603950, г. Нижний Новгород, Россия;
2 ФГБУ «Приволжский федеральный медицинский исследовательский центр» Минздрава России, 603155, г Нижний Новгород, Россия
Исследовали степень зрелости и субпопуляционный состав классических дендритных клеток (ДК) крови человека в норме и при хроническом остеомиелите. Для этого из венозной крови с помощью магнитной сепарации получали обогащенные пробы классических ДК и анализировали экспрессию маркеров с помощью лазерной проточной цитофлуориметрии. Показано, что циркулирующие в крови взрослых здоровых доноров классические ДК обладают фенотипом незрелых клеток с чрезвычайно низким уровнем экспрессии CD83 и отсутствием CCR7. Молекулу CD86 экспрессируют около половины ДК крови. У здоровых доноров субпопуляция CD141 + ДК демонстрирует менее зрелый фенотип, чем субпопуляция CD1c+. В этой субпопуляции существенно меньшая доля клеток экспрессирует CD86. Кроме того, клетки этой субпопуляции обладают меньшим уровнем экспрессии молекулы HLA-DR (меньшей интенсивностью флуоресценции). Соотношение CD1c+ ДК и CD141 + ДК у пациентов с остеомиелитом и здоровых доноров не различается, но степень зрелости ДК при остеомиелите снижается, что проявляется в значительном уменьшении количества CD83+ и CD86+-клеток. Также достоверно снижается степень зрелости клеток, представляющих субпопуляцию CD1c+. CD83+-клетки при остеомиелите практически исчезают в обеих субпопуляциях ДК. Таким образом, воспалительный процесс при остеомиелите вызывает обогащение пула ДК крови наименее зрелыми клетками, но не приводит к появлению в крови клеток со зрелым фенотипом.
Ключевые слова: дендритные клетки; субпопуляции; созревание; остеомиелит.
Для цитирования: Талаев В.Ю., Талаева М.В., Лебедев М.Ю., Воронина Е.В., Живцов О.П., Заиченко И.Е., Бабайкина О.Н. Фенотипическая характеристика классических дендритных клеток крови и их субпопуляций в норме и при остеомиелите. Иммунология. 2017; 38(4): 229-234. DOI: http://dx.doi.org/10.18821/0206-4952-2017-38-4-229-234
Talayev V.Yu.1, Talaeva M.V.1, Lebedev M.Yu.2, Voronina E.V.1, Zhivtsov O.P.2, Zaichenko I. Ye.1, Babaykina O.N.1
PHENOTYPIC CHARACTERISTICS OF BLOODBORNE CLASSICAL DENDRITIC CELLS AND THEIR SUBPOPULATIONS IN NORM AND IN OSTEOMYELITIS
1 Federal Budget Institution of Science «Nizhny Novgorod Scientific and Research Institute of Epidemiology and Microbiology named after Academician I.N. Blokhina» Of Federal Service on Surveillance for Consumer Rights Protection and Human welfare (Rospotrebnadzor), 603950, Nizhny Novgorod, Russian Federation;
2 Nizhny Novgorod Research Institute of Traumatology and Orthopedics of Public Health Ministry of Russian Federation, 603155, Nizhny Novgorod, Russian Federation
The degree of maturity and the subpopulation composition of human bloodborne classical dendritic cells (DCs) were studied in norm and in chronic osteomyelitis. For this purpose, enriched samples of classical DCs were obtained from venous blood by magnetic separation and expression of markers was analyzed by laser flow cytometry. It is shown, that classical DCs from blood of adult healthy donors have a phenotype of immature DCs with extremely low level of CD83 expression and absence of CCR7. About half of blood DCs expresses CD86. The subpopulation of CD141 + DCs from healthy donors exhibits a less mature phenotype than CD1c+ subpopulation. CD141 + subpopulation contains significantly smaller amount of CD86+ cells, and the cells of this subpopulation have a lower level of HLA-DR expression (lower fluorescence intensity). The proportions of CD1c+ DCs and CD141 + DCs in patients with osteomyelitis and healthy donors do not differ, but the degree of maturity of DCs decreases in osteomyelitis, which manifests itself in a significant decrease in the number of CD83+ and CD86+ cells. Also, the degree of cell maturity is reliably reduced in CD1c+ subpopulation. CD83+ cells practically disappear in both DC subpopulations in osteomyelitis. Thus, the inflammatory process causes enrichment of the DC blood pool by the less mature cells, but does not lead to the appearance of mature DC in osteomyelitis.
Keywords: dendritic cells, subpopulations, maturation, osteomyelitis.
For citation: Talayev V.Yu., Talaeva M.V., Lebedev M.Yu., Voronina E.V., Zhivtsov O.P., Zaichenko I. Ye., Babaykina O.N. Phenotypic characteristics of bloodborne classical dendritic cells and their subpopulations in norm and in osteomyelitis. Immunologiya. 2017; 38(4): 229-234. DOI: http://dx.doi.org/10.18821/0206-4952-2017-38-4-229-234 For correspondence: Talayev Vladimir Yurevich, prof., head of laboratory, E-mail: [email protected]
conflict of interest. The authors declare no conflict of interest.
Acknowledgments. The study had no sponsorship.
Received 14.03.17 Accepted 14.04.17
Для корреспонденции: Талаев Владимир Юрьевич, д-р мед. наук, зав. лабораторией, E-mail: [email protected]
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
Введение
ДК представляют собой гетерогенную группу антиген-презентирующих клеток миелоидного происхождения [1, 2]. У человека выделяют две основные группы ДК: плазмоци-тоидные ДК, которые совмещают умеренную способность к презентации антигенов с мощной продукцией интерферонов 1-го типа, и классические, или «обычные» (conventional) ДК с выраженной способностью к сбору и презентации антигенов [3—6]. В свою очередь классические ДК также демонстрируют фенотипические и функциональные признаки гетерогенности. Анализ транскриптома ДК и их дифференцировка по наборам рецепторов к молекулярным паттернам патогенов (МПП) позволили провести параллели между подгруппами классических ДК из различных тканей человека и мыши и выявить несколько субпопуляций ДК с принципиально различными функциями [6—8].
ДК одной из этих субпопуляций маркируются высоким уровнем экспрессии CD1c у человека [7] и CD11b у мышей [6] и при этом проявляют выраженное родство транскрипто-мов [9]. Эти клетки присутствуют в лимфоидных и нелим-фоидных тканях и могут созревать как из костномозговых предшественников, так и из моноцитов, с которыми они имеют сходный набор рецепторов для МПП и сенсоров внутриклеточного заражения. У мыши они экспрессируют Толл-подобные рецепторы TLR4 для липополисахаридов, TLR7 для одноцепочечной РНК и имидохолинов, TLR9 для бактериальной ДНК, обогащенной неметилированными CpG-повторами [10], TLR13 для РНК бактериальных рибосом [11], внутриклеточные сенсоры заражения вирусами (RIG-1) и бактериями (NLRC4) [12]. Человеческие CD1c+ ДК также снабжены большим набором Толл-подобных рецепторов для бактериальных и вирусных МПП и рецепторами CLEC6A и CLEC7A для грибковых паттернов. Эти ДК играют ведущую роль в презентации CD4+ Т-клеткам материала бактерий, вирусов и вакцинных антигенов [13—15] и могут обеспечивать дифференцировку различных типов Т-хелперов [7]. В то же время они обладают ограниченной способностью к рекрутированию CD8+ Т-клеток в первую очередь из-за слабой перекрестной презентации антигенов (представления антигенов, собранных эндоцитозом, на молекулах главного комплекса гистосовместимости не только 2-го, но и 1-го класса). У мышей эти клетки практически лишены такого свойства [16], а у человека обладают умеренной способностью к перекрестной презентации [17], в чем заметно уступают клеткам другой субпопуляции — CD141+ ДК [18].
CD141+ ДК представляют меньшую по численности субпопуляцию ДК крови, кожи и лимфоидных органов человека [7, 19]. В lamina propria кишечника ДК с близким транскриптомом имеют фенотип CD103 +Sipraa- [20]. У мышей схожий транскриптом имеют CD103+CD11b- ДК нелимфоидных тканей и CD8+ ДК лимфоидных тканей [6, 9]. В функциональном отношении CD141+ ДК человека также проявляют сходство с CD8+/CD103+ аналогами у мыши, специализируясь на восприятии сигналов от вирусных МПП и погибших клеток, и обладают выраженной способностью к перекрестной презентации [17]. Распознавание МПП и эн-доцитоз погибших клеток эти ДК у мыши осуществляют с использованием TLR3 для двухцепочечной РНК и TLR11 для белков токсоплазм, рецептора эндоцитоза CD205, рецептора-мусорщика CD36 и лектинов С-типа CLEC9A и лангерина [21—24]. Они обладают повышенной способностью вовлекать в иммунный ответ CD8+ Т-лимфоциты за счет мощной продукции интерлейкина-12 (IL-12) [25, 26] и IL-15 [27], а также перекрестной презентации антигенов [28—30]. Селективное устранение этих клеток лишает мышей способности генерировать антигенспецифические Т-киллеры при заражении вирусами гриппа, вирусом Восточного Нила, Leishmania major и при введении клеток иммуногенной фибросаркомы
[16, 31—33]. При стимуляции наивных CD4 + Т-лимфоцитов эти ДК вызывают созревание Т-хелперов 1-го типа [34, 35].
Наряду с этими основными субпопуляциями в отдельных тканях присутствуют подгруппы ДК, демонстрирующие специфический или смешанный фенотип. Так, в lamina propria кишечника человека присутствуют CD103+Sipraa+ ДК, близкие по транскриптому к CD^+ ДК, но обладающие повышенной способностью стимулировать регуляторные Т-клетки [20]. В дерме есть клетки со смешанным фенотипом ДК и макрофагов (CD209+CD1a-CD14+FXIIIA+CD163+), функция которых, по-видимому, также связана с индукцией толерантности и гуморальным иммунным ответом [7, 36, 37]. Наконец, эпидермис заселен особой группой ДК — клетками Лангерганса [38, 39].
Различия фенотипа классических ДК обусловлены не только субпопуляционной принадлежностью, но и степенью зрелости. На стадии незрелых ДК эти клетки, рассеянные по лимфоидным и нелимфоидным тканям, активно собирают антигены и после распознавания МПП или медиаторов воспаления переходят на стадию зрелых ДК. При этом они увеличивают экспрессию молекул, необходимых для презентации антигенов и стимуляции Т-лимфоцитов, и мигрируют из нелимфоидных тканей по лимфатическим сосудам в дренирующие лимфатические узлы [40, 41]. Воспаление в ткани усиливает процесс эмиграции, и количество ДК в оттекающей лимфе многократно возрастает [40].
Кровь также транспортирует классические ДК, однако степень их зрелости и маршрут миграции до сих пор окончательно не выяснены. Показано, что большинство классических ДК крови являются незрелыми ДК, по-видимому, мигрирующими из костного мозга в ткани. Так, наиболее многочисленная субпопуляция CD1c+ ДК крови имеет меньшую экспрессию ассоциированных с созреванием молекул CCR7, CD80, CD83, CD86 и CD40 по сравнению с аналогичной группой ДК дермы [7]. Фенотип свежевыделенных из крови CD141+ ДК также оценивается как незрелый [42]. В то же время некоторые авторы [40, 43, 44] считают, что ДК крови представляют собой смесь незрелых ДК и клеток, вышедших в кровоток из тканей после сбора антигенов и созревания. В экспериментах на мышах показано, что ДК из крови могут поступать в костный мозг, селезенку, печень, легкие и кожу, но не в лимфатические узлы [43—45].
В данной работе исследовали степень зрелости и суб-популяционный состав классических ДК крови человека в норме и при хроническом остеомиелите. Показано, что циркулирующие в крови классические ДК обладают фенотипом незрелых клеток, причем при остеомиелите степень зрелости всех классических ДК и клеток, представляющих субпопуляцию CD^+, значительно снижается. Таким образом, воспалительный процесс при остеомиелите вызывает обогащение пула ДК крови незрелыми, по-видимому, юными формами, но не клетками со зрелым фенотипом, которые могут транспортировать антигены из очага воспаления.
Материал и методы
Для анализа субпопуляционного состава и фенотипа использовали пробы крови, обогащенные дендритными клетками с помощью магнитной сепарации. В работе использовали пробы венозной крови взрослых здоровых доноров и больных хроническим остеомиелитом с локализацией остеомие-литического очага в длинной трубчатой кости. Забор проб крови осуществляли при госпитализации по поводу обострения остеомиелита до начала хирургического лечения.
Для получения обогащенных проб классических ДК из крови выделяли мононуклеарные клетки (МНПК) традиционным способом над слоем Hystopaque-1077 (Sigma, США) или Diacoll-1077 («Диа-М», Россия) и разделяли их магнитной сепарацией с негативной селекцией с использованием набора Human Myeloid DC Enrichment Kit в соответствии с
ORIGINAL ARTICLE
Рис. 1. Схема цитометрического анализа ДК в образцах, обогащенных магнитной сепарацией.
а — отделение клеток от дебриса (гейт R1) и выделение ДК по параметрам FSC/SSC (R2); б — выделение ДК по экспрессии HLA-DR (R3); в — разделение классических ДК на субпопуляции (гейты R4 и R5); г — контроль чистоты гейтирования ДК по отсутствию линейных маркеров МНПК. Оценка фенотипа классических ДК (д) и основных субпопуляций ДК (г) на примере определения экспрессии CD86.
инструкцией производителя (Stemcell Technologies, США). Фенотип ДК определяли с помощью проточной цитометрии, окрашивая клетки флуоресцентными конъюгатами моно-клональных антител к молекулам: HLA-DR («Сорбент», Москва), CD1c, CD11c, CD83, CD86, CCR7 (eBiosciences, США) и CD141 (BioLegend, США). При анализе ДК последовательно гейтировали по профилю прямого и бокового светорассеяния (FSC/SSC) и по наличию HLA-DR. При анализе фенотипа субпопуляций ДК дополнительно разделяли по экспрессии субпопуляционных маркеров CD1c и CD141. Для оценки чистоты гейтирования ДК использовали иммунофлуо-ресцентную окраску клеток с помощью антител к линейным маркерам других популяций МНПК: CD14, CD3 («Сорбент», Москва), CD19 (Beckman Coulter, США), CD16, CD56 (BD Biosciences, США). Результаты проточной цитометрии обрабатывали с помощью программного обеспечения CellQuest. Результаты выражали как долю клеток, несущих соответствующий маркер (в процентах), а уровень экспрессии HLA-DR характеризовали геометрической средней интенсивности флуоресценции. Статистический анализ проводили с использованием /-теста Стьюдента для зависимых и независимых выборок. Данные представлены в виде M ± т.
результаты
В связи с малым содержанием ДК в крови, пробы для цитометрического анализа обогащали классическими ДК с помощью магнитной сепарации с негативной селекцией. После выделения клетки проб подсчитывали, проводили иммуно-флуоресцентное окрашивание и анализировали на проточном цитофлуориметре. При анализе результатов клетки отделяли от дебриса и выделяли в гейт R1; затем в гейт R2 выделяли клетки, у которых параметры FSC/SSC соответствовали ДК (рис. 1, а). После этого из гейта R2 выделяли классические ДК в гейт R3 по наличию на них молекулы HLA-DR (рис. 1, б). Проверка чистоты гейтирования классических ДК показала, что практически все клетки гейта R3 лишены экспрессии
линейных маркеров других популяций МНПК: количество CD14+, CD3+ или CD19+-клеток в гейте R3 не превышало 1%, и лишь количество клеток со слабой экспрессией CD16 и/или CD56 составляло 5,3% (рис. 1, г); 90,1 ± 3,2% клеток гейта R3 несло характерную для классических ДК молекулу CD11c. Таким образом, использованная стратегия позволяла выделить в гейт для анализа чистую популяцию классических ДК.
Фенотип классических ДК анализировали по экспрессии молекул CCR7, CD83 и CD86, ассоциированных со степенью зрелости ДК (рис. 1, д). Кроме того, классические ДК разделяли на 2 основные субпопуляции по экспрессии CD1c и CD141. Субпопуляция с высоким уровнем экспрессии СЭ141 (далее — СЭ141+ ДК) (рис. 1, в) выделена в гейт R4. Более многочисленная субпопуляция ДК несет молекулу СЭ1с и практически лишена экспрессии СЭ141. На рис. 1, в клетки этой СЭ1с+-субпопуляции выделены в гейт R5. Фенотип двух субпопуляций ДК также анализировался раздельно по экспрессии CCR7, СЭ83 и СЭ86 (рис. 1, е).
Характеристика использованных в работе обогащенных проб приведена на рис. 2, а—в. Содержание ДК в обогащенных пробах, рассчитано как доля ДК в гейте R3 общего количества клеток в гейте R1, составляло у здоровых и больных 46 и 42,2% соответственно.
_ Из 1 мл крови здоровых доноров с помощью
магнитной сепарации получали в среднем,3,05 тыс. клеток, которые содержали 1,49 тыс. классических ДК. Из 1 мл крови больных остеомиелитом получали 3,49 тыс. клеток, содержащих 1,34 тыс. ДК. Общий выход клеток, количество получаемых классических ДК и доля ДК в пробах у здоровых и больных достоверно не различались.
Классические ДК здоровых доноров имели фенотип незрелых ДК: они не экспрессировали характерный для зрелых ДК хемокиновый рецептор CCR7, и лишь 5,6% клеток имели крайне слабую экспрессию СЭ83 (рис. 2, г). Костимулирую-щую молекулу CD86 несли 55,3% клеток (см. рис. 2, г), но уровень её экспрессии (интенсивность флуоресценции) был также низок (рис. 1, д). ДК крови больных остеомиелитом обладали достоверно меньшей экспрессией молекул, ассоциированных с созреванием. Практически все ДК больных были лишены маркеров зрелых ДК CD83 и CCR7, а молекулу СЭ86 слабо экспрессировали лишь 11,7% ДК (см. рис. 2, г). Плотность экспрессии HLA-DR на мембране ДК, оцениваемая по геометрической средней интенсивности флуоресценции, у больных была несколько ниже, чем у здоровых, но достоверно не различалась (см. рис. 2, д).
Оценка содержания основных субпопуляций классических ДК крови не выявила существенных различий между больными и здоровыми. Содержание клеток CD1c+-субпопуляции в обеих группах обследованных составляло около 90% всех классических ДК, тогда как на CD141+-субпопуляцию приходилось менее 10% ДК (рис. 3, а).
Оценка фенотипа клеток, представляющих две эти субпопуляции у здоровых лиц, выявила существенные различия экспрессии молекулы CD86. Клетки CD141+-субпопуляции здоровых доноров обладали значительно меньшей экспрессией CD86 по сравнению с клетками субпопуляции CDlc+ (рис. 3, б). Кроме того, клетки этой субпопуляции как у здоровых, так и у больных обладали меньшей плотностью экспрессии HLA-DR на мембране (рис. 3, в). Хемокиновый рецептор CCR7 отсутствовал на клетках обеих субпопуляций, а слабая экспрессия CD83 достоверно не различалась.
Иммунология. 2017; 38(4)
DOI: http://dx.doi.org/10.18821/0206-4952-2017-38-4-229-234 ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
Рис. 2. Характеристика проб, обогащенных классическими ДК с помощью магнитной сепарации крови здоровых доноров (п = 19) и больных остеомиелитом (п = 7).
а — количество клеток в пробах после сепарации (в тыс. клеток, получаемых из 1 мл крови); б — выход классических ДК (в тыс. клеток из 1 мл крови); в — содержание классических ДК в обогащенных пробах, %; г — экспрессия молекул, ассоциированных со степенью зрелости, на ДК крови. По оси У — среднее количество ДК, несущих маркер (% всех классических ДК); * — достоверные отличия ДК больных от здоровых (р < 0,05); д — уровень экспрессии молекулы HLA-DR (геометрическая средняя интенсивности флуоресценции).
Количество клеток, несущих СБ86, в СВ1с+-субпопуляции у пациентов было существенно меньше, чем у здоровых (см. рис. 3, б). Кроме того, у больных практически не обнаружи-
Рис. 3. Содержание и фенотип основных субпопуляций классических ДК, выделенных из крови здоровых доноров (п = 11) и больных остеомиелитом (п = 7). а — содержание субпопуляций (% всех классических ДК). Субпопуляции обозначены под гистограммами; б — доля ДК, экспрессирующих молекулы, ассоциированные со степенью зрелости, в двух субпопуляциях ДК, %. Фенотип клеток обозначен под гистограммами; в — уровень экспрессии молекулы HLA-DR в двух субпопуляциях ДК (геометрическая средняя интенсивности флуоресценции). Субпопуляции обозначены под гистограммами; * — достоверные отличия здоровых и больных (р < 0,05 в непарном ?-тесте); | — достоверные отличия между субпопуляциями (р < 0,05 в парном ?-тесте).
валось СБ1с+-клеток, несущих СБ83. Низкий уровень экспрессии СБ86 на СБ141+ ДК у здоровых доноров уменьшал различия экспрессии этой молекулы между больными и здоровыми и делал их статистически недостоверными, хотя тенденция к снижению экспрессии СБ86 у больных данной субпопуляции сохранялась. СБ141+ ДК крови больных, как и клетки СВ1с+-субпопуляции, были практически лишены экспрессии молекул СБ83 и ССЯ7 (см. рис. 3, б).
Обсуждение
Данная работа посвящена исследованию степени зрелости и субпопуляционного состава классических ДК крови человека в норме и при хроническом остеомиелите — инфекционном процессе, локализованном в костной ткани и ведущем к гнойно-воспалительным и деструктивным изменениям кости, а также окружающих мягких тканей. Объектом исследования были циркулирующие в крови классические ДК и клетки двух основных субпопуляций классических ДК.
Показано, что циркулирующие в крови классические ДК в норме обладают фенотипом незрелых ДК, причем наименее зрелый фенотип демонстрируют клетки субпопуляции СБ141+, поскольку они обладают существенно меньшим уровнем экспрессии костимулирующей молекулы СБ86 и молекулы главного комплекса гистосовместимости НЬА-ЭЯ. Клетки обеих субпопуляций обладают крайне слабой экспрессией маркера зрелых ДК — молекулы СБ83 и практически лишены хемокинового рецептора ССЯ7, направляющего миграцию нагруженных антигенами зрелых ДК из тканей в Т-клеточные зоны лимфоидных органов.
Соотношение основных субпопуляций классических ДК крови при остеомиелите не изменяется, однако степень зрелости всех классических ДК и клеток, представляющих наиболее многочисленную, СВ1с+-субпопуляцию, значительно снижается. Таким образом, воспалительный процесс при остеомиелите вызывает обогащение пула ДК крови наименее зрелыми клетками. При этом в крови не обнаруживается клеток со зрелым фенотипом, которые могут нести антигены из воспаленной ткани в лимфоидные органы. В соответствии с этим можно предположить, что ДК крови — недавние мигранты из костного мозга, направляющиеся для заселения периферических тканей. Также вероятно, что инфекция и воспаление при остеомиелите вызывают ускоренное созревание и эмиграцию ДК из зоны воспаления (в частности, из надкостницы и окружающих мягких тканей) с током лимфы в региональные лимфатические узлы, где они гибнут после презентации антигенов [46]. Кроме того, ДК могут погибать непосредственно в очаге некротического поражения. При этом циркулирующие в крови ДК мигрируют в воспаленную ткань для восстановления пула анти-генпрезентирующих клеток, а их место в крови занимают юные формы незрелых ДК, вышедшие из костного мозга.
Заключение
Показано, что циркулирующие в крови классические ДК в норме обладают фенотипом незрелых клеток, причем наименее зрелый фенотип характерен для клеток СБ141+-субпопуляции ДК. При остеомиелите степень зрелости всех классических ДК и клеток, представляющих СБ1с+-субпопуляцию, значительно снижается. Таким образом, воспалительный процесс при остеомиелите вызывает обогащение пула ДК крови наименее зрелыми клетками, но не приводит к появлению в крови клеток со зрелым фенотипом.
Финансирование. Исследование не имело спонсорской
поддержки.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии
конфликта интересов.
литература
8. Талаев В.Ю., Плеханова М.В. Функциональная специализация групп дендритных клеток. Успехи современной биологии. 2015; 135(6): 575—89.
10. Симбирцев А.С. Толл-белки: специфические белки неспецифического иммунитета. Иммунология. 2005; 26(6): 368—77.
41. Талаев В.Ю. Механизмы управления миграцией миелоидных дендритных клеток и клеток Лангерганса. Иммунология. 2012; 33(2): 104—12.
46. Талаев В.Ю., Заиченко И.Е., Матвеичев А.В., Талаева М.В., Воронина Е.В. Регуляция апоптоза в процессе созревания дендритных клеток — приглашение на казнь. Иммунология. 2016; 37(5): 281—91.
references
1. Naik S.H., Sathe P., Park H.Y., Metcalf D., Proietto A.I., Dakic A. et al. Development of plasmacytoid and conventional dendritic cell subtypes from single precursor cells derived in vitro and in vivo. Nat. Immunol. 2007; 8(11): 1217—26.
2. Onai N., Obata-Onai A., Schmid M.A., Ohteki T., Jarrossay D., Manz M.G. Identification of clonogenic common Flt3+ M-CSFR+ plasmacytoid and conventional dendritic cell progenitors in mouse bone marrow. Nat. Immunol. 2007; 8(11): 1207—16.
3. Colonna M., Trinchirei G., Liu Y.J. Plasmacytoid dendritic cells in immunity. Nat Immunol. 2004; 5: 1219—26.
4. Wu L., Dakik A. Development of dendritic cell sysem. Cell Mol. Immunol. 2004; 1: 112—8.
5. wu L., Liu Y-J. Development of dendritic-cell lineages. Immunity. 2007; 26: 741—50.
6. Merad M., Sathe P., Helft J., Miller J., Mortha A. The dendritic cell lineage: ontogeny and function of dendritic cells and their subsets in the steady state and the inflamed setting. Annu. Rev. Immunol. 2013; 31: 563—604.
7. Collin M., McGovern N., Haniffa M. Human dendritic cell subsets. Immunology. 2013; 140: 22—30.
8. Talayev V.Yu., Plekchanova M.V. Functional specialization of dendritic cell subsets. Uspekhi sovremennoy biologii. 2015; 135(6): 575—89. (in Russian)
9. Robbins S.H., Walzer T., Dembele D. Thibault C., Defays A., Bessou G. et al. Novel insights into the relationships between dendritic cell subsets in human and mouse revealed by genome-wide expression profiling. Genome Biol. 2008; 9:R17. doi: 10.1186/gb-2008-9-1-r17.
10. Simbircev A.S. Toll proteins: specific receptors of non-specific immunity. Immunologiya. 2005; 26(6): 368—77. (in Russian)
11. Oldenburg M., Krüger A., Ferstl R., Kaufmann A., Nees G., Sigmund A. et al. TLR13 recognizes bacterial 23S rRNA devoid of erythromycin resistance — forming modification. Science. 2012; 337: 1111—5.
12. Meylan E., Curran J., Hofmann K., Moradpour D., Binder M., Bartenschlager R. et al. Cardif is an adaptor protein in the RIG-I antiviral pathway and is targeted by hepatitis C virus. Nature. 2005; 437: 1167—72.
13. Dudziak D., Kamphorst A.O., Heidkamp G.F., Buchholz V.R., Trumpfheller C., Yamazaki S. et al. Differential antigen processing by dendritic cell subsets in vivo. Science. 2007; 315: 107—11.
14. McLachlan J.B., Catron D.M., Moon J.J., Jenkins M.K. Dendritic cell antigen presentation drives simultaneous cytokine production by effector and regulatory T cells in inflamed skin. Immunity. 2009; 30: 277—88.
15. Kastenmuller K., Wille-Reece U., Lindsay R.W., Trager L.R., Darrah P.A., Flynn B.J. et al. Protective T cell immunity in mice following protein-TLR7/8 agonist-conjugate immunization requires aggregation, type I IFN, and multiple DC subsets. J. Clin. Investig. 2011; 121: 1782—96.
16. Helft J., Manicassamy B., Guermonprez P., Hashimoto D., Silvin A., Agudo J. et al. Cross-presenting CD103+ dendritic cells are protected from influenza virus infection. J. Clin. Investig. 2012; 122(11): 4037—47.
17. Mittag D., Proietto A.I., Loudovaris T., Mannering S.I., Vremec D., Shortman K. et al. Human dendritic cell subsets from spleen and blood are similar in phenotype and function but modified by donor health status. J. Immunol. 2011; 186(11): 6207—17.
18. Bachem A., Guttler S., Hartung E., Ebstein F., Schaefer M., Tannert A. et al. Superior antigen cross-presentation and XCR1 expression define human CD11c+CD141+ cells as homologues of mouse CD8+ dendritic cells. J. Exp. Med. 2010; 207: 1273—81.
19. Haniffa M., Shin A., Bigley V, McGovern N., Teo P., See P. et al. Human tissues contain CD141hi crosspresenting dendritic cells with functional
ORIGINAL ARTICLE
homology to mouse CD103+ nonlymphoid dendritic cells. Immunity. 2012; 37(1): 60—73.
20. Watchmaker P.B., Lahl K., Lee M., Baumjohann D., Morton J., Kim S.J. et al. Transcriptional and functional profiling of human intestinal dendritic cells reveals conserved specialization and a role for Bcl-6 and Blimp-1 in terminal subset differentiation. Nat. Immunol. 2014; 15(1): 98—108.
21. Ren Y., Silverstein R.L., Allen J., Savill J. CD36 gene transfer confers capacity for phagocytosis of cells undergoing apoptosis. J. Exp. Med. 1995; 181: 1857—62.
22. Kato M., Neil T.K., Clark G.J., Morris C.M., Sorg R.V., Hart D.N. cDNA cloning of human DEC-205, a putative antigen-uptake receptor on dendritic cells. Immunogenetics. 1998; 47(6): 442—50.
23. Yarovinsky F., Zhang D., Andersen J.F., Bannenberg G.L., Serhan C.N., Hayden M.S. et al. TLR11 activation of dendritic cells by a protozoan profilin-like protein. Science. 2005; 308: 1626—9.
24. Sancho D., Joffre O.P., Keller A.M., Rogers N.C., Martínez D., Hernanz-Falcón P. et al. Identification of a dendritic cell receptor that couples sensing of necrosis to immunity. Nature. 2009; 458: 899—903.
25. Farrand K.J., Dickgreber N., Stoitzner P., Ronchese F., Petersen T.R., Hermans I.F. Langerin + CD8a+ dendritic cells are critical for cross-priming and IL-12 production in response to systemic antigens. J. Immunol. 2009; 183: 7732—42.
26. Matsushita N., Komine H., Grolleau-Julius A., Pilon-Thomas S., Mulé J.J. Targeting MARCO can lead to enhanced dendritic cell motility and anti-melanoma activity. Cancer Immunol. Immunother. 2010; 59(6): 875—84.
27. Mattei F., Schiavoni G., Belardelli F., Tough D.F. IL-15 is expressed by dendritic cells in response to type I IFN, double-stranded RNA, or lipopolysaccharide and promotes dendritic cell activation. J. Immunol. 2001; 167: 1179—87.
28. den Haan J.M., Lehar S.M., Bevan M.J. CD8+ but not CD8- dendritic cells cross-prime cytotoxic T cells in vivo. J. Exp. Med. 2000; 192: 1685—96.
29. Heath W.R., Carbone F.R. Dendritic cell subsets in primary and secondary T cell responses at body surfaces. Nat. Immunol. 2009; 10: 1237—44.
30. Chopin M., Allan R.S., Belz G.T. Transcriptional regulation of dendritic cell diversity. Front. Immun. 2012; 3: Article 26. doi:10.3389/ fimmu.2012.00026
31. Hildner K., Edelson B.T., Purtha W.E., Diamond M., Matsushita H. et al. Batf3 deficiency reveals a critical role for CD8a+ dendritic cells in cytotoxic T cell immunity. Science. 2008; 322: 1097—100.
32. GeurtsvanKessel C.H., Willart M.A., van Rijt L.S., Muskens F., Kool M., Baas C. et al. Clearance of influenza virus from the lung depends on migratory langerin+CD11b- but not plasmacytoid dendritic cells. J. Exp. Med. 2008; 205(7): 1621—34.
33. Brewig N., Kissenpfennig A., Malissen B., Veit A., Bickert T., Fleischer B. et al. Priming of CD8+ and CD4+ T cells in experimental leishmaniasis is initiated by different dendritic cell subtypes. J. Immunol. 2009; 182(2): 774—83.
34. King I.L., Kroenke M.A., Segal B.M. GM-CSF-dependent, CD103+ dermal dendritic cells play a critical role in Th effector cell differentiation after subcutaneous immunization. J. Exp. Med. 2010; 207: 953—61.
35. Igyarto B.Z., Haley K., Ortner D., Bobr A., Gerami-Nejad M., Edelson
B.T. et al. Skin-resident murine dendritic cell subsets promote distinct and opposing antigen-specific T helper cell responses. Immunity. 2011; 35(2): 260—72.
36. Klechevsky E., Morita R., Liu M., Cao Y., Coquery S., Thompson-Snipes L. et al. Functional specializations of human epidermal Langerhans cells and CD14+ dermal dendritic cells. Immunity. 2008; 29(3): 497—510.
37. Matthews K., Chung N.P., Klasse P.J., Moore J.P., Sanders RW. Potent induction of antibody-secreting B cells by human dermal-derived CD14+ dendritic cells triggered by dual TLR ligation. J. Immunol. 2012; 189(12): 5729—44.
38. Valladeau J., Ravel O., Dezutter-Dambuyant C., Moore K., Kleijmeer M., Liu Y. et al. Langerin, a novel C-type lectin specific to Langerhans cells, is an endocytic receptor that induces the formation of Birbeck granules. Immunity. 2000; 12: 71—81.
39. Klechevsky E. Human dendritic cells — stars in the skin. Eur. J. Immunol. 2013; 43: 3147—55.
40. Alvarez D., Vollmann E.H., von Andrian U.H. Mechanisms and Consequences of Dendritic Cell Migration. Immunity. 2008; 29(3): 325—42.
41. Talayev V.Yu. The mechanisms controlling migration of myeloid dendritic cells and langerhans cells. Immunologiya. 2012; 33(2): 104— 12. (in Russian)
42. Jongbloed S.L., Kassianos A.J., McDonald K.J., Clark G.J., Ju X., Angel
C.E. et al. Human CD141+ (BDCA-3)+ dendritic cells (DCs) represent a unique myeloid DC subset that cross-presents necrotic cell antigens. J. Exp. Med. 2010; 207(6): 1247—60.
ОБЗОРЫ
43. Cavanagh L.L., Bonasio R., Mazo I.B., Halin C., Cheng G., van der Velden A.W. et al. Activation of bone marrow-resident memory T cells by circulating, antigen-bearing dendritic cells. Nat. Immunol. 2005; 6(10): 1029—37.
44. Bonasio R., von Andrian U.H. Generation, migration and function of circulating dendritic cells. Curr. Opin. Immunol. 2006; 18(4): 503—11.
45. Balazs M., Martin F., Zhou T., Kearney J. Blood dendritic cells interact
with splenic marginal zone B cells to initiate T-independent immune responses. Immunity. 2002; 17(3): 341—52.
46. Talayev V. Yu., Zaichenko I.Ye., Matveichev A.V., Talayeva M.V., Voronina E.V. Regulation of apoptosis during dendritic cell maturation — invitation to an execution. Immunologiya. 2016; 37(5): 281—91. (in Russian)
Поступила 14.03.17 Принята в печать 14.04.17
ОБЗОРЫ
© БУДИХИНА A.C., ПИНЕГИН Б.В., 2017 УДК 616.2-002-022-092:612.017.1
Будихина А.С.
РОЛЬ АНТИМИКРОБНЫХ ПЕПТИДОВ В ПАТОЛОГИИ ЗАБОЛЕВАНИЙ ВЕРХНИХ ДЫХАТЕЛЬНЫХ ПУТЕЙ
ФГБУ «ГНЦ Институт Иммунологии ФМБА» России, 115478, г. Москва, Россия
Верхние отделы респираторного тракта — первая линия защиты организма от бактериальных, вирусных, грибковых факторов, которые попадают в организм во время вдоха. Защитная функция слизистой верхних отделов респираторного тракта — высоко интегрированная и взаимодополняющая система, которая обеспечивается муко-цилиарным клиренсом (механическим удалением вдыхаемых инородных веществ и микроорганизмов со слизью), эпителиальными клетками (важный источник противомикробных субстанций), естественными киллерами, дендритными клетками, нейтрофилами и макрофагами. Важную роль во врождённом иммунитете играет продукция антимикробных пептидов эпителиальными клетками верхних отделов респираторного тракта. Антимикробные пептиды (дефензины а, в и кателицидины) — ключевые эффекторы врождённого иммунитета, которые обеспечивают срочный ответ макроорганизма на инфекцию. Исследования показывают, что антимикробные пептиды играют двойную роль в защите от инфекции, действуя непосредственно на микроорганизмы и на клетки макроорганизма. В обзоре представлены современные знания о процессах, происходящих в нишах верхних отделов дыхательных путей, и предложена теоретическая модель для обобщения и иллюстрации этих механизмов.
Ключевые слова: обзор; заболевания верхних дыхательных путей; антимикробные пептиды.
Для цитирования: Будихина А.С. Роль антимикробных пептидов в патологии заболеваний верхних дыхательных путей. Иммунология. 2017; 38(4): 234-238. DOI: http://dx.doi.org/10.18821/0206-4952-2017-38-4-234-238
Budikhina A.S.
THE ROLE OF ANTIMICROBIAL PEPTIDES IN THE PATHOLOGY OF DISEASES OF THE UPPER RESPIRATORY TRACT
«Institute of Immunology of FMBA of Russia», 115478, Moscow, Russia
The upper airway tract is the first line of defense of the body against bacterial, viral, fungus factors, that enter the body during inspiration. The protective function of the upper airway tract is a highly integrated and complementary system, that is provided by mucociliary clearance (mechanical removal of inhaled foreign substances and microorganisms with mucus), epithelial cells (an important source of antimicrobial substances), natural killers, dendritic cells, neutrophils and macrophages. An important role in innate immunity is played by the production of antimicrobial peptides by epithelial cells in the upper parts of the respiratory tract. Antimicrobial peptides (defensins а and в and cathelicidins) are key effectors of innate immunity, which provide an urgent response of the macroorganism to infection. Studies show that antimicrobial peptides (AMPs) play a dual role in protecting against infection by acting directly on microorganisms and on macroorganism cells. The review presents current knowledge of the processes occurring in the niches of the upper respiratory tract, and proposed a theoretical model for the generalization and illustration of these mechanisms.
Keywords: review; diseases of the upper respiratory tract; antimicrobial peptides.
For citation: Budikhina A.S. The role of antimicrobial peptides in the pathology of diseases of the upper respiratory tract. Immunologiya. 2017; 38(4): 234-238. DOI: http://dx.doi.org/10.18821/0206-4952-2017-38-4-234-238 For correspondence: Anna S. Budikhina, E-mail: [email protected].
Information about authors:
PineginB.V, http://orcid.org/0000-0002-8329-212X
conflict of interest. The authors declare no conflict of interest.
Acknowledgments. The study had no sponsorship.
Received 18.02.17 Accepted 14.04.17
Для корреспонденции: Будихина Анна Сергеевна канд. мед. наук, науч. сотр. отдела иммунодиагностики и иммунокоррекции, ФГБУ «ГНЦ Институт Иммунологии ФМБА» России, E-mail: [email protected].
