CC BY
165
УДК 611.814.1
ЭЛЕКТРОФИЗИОЛОГИЧЕСКАЯ И НЕЙРОХИМИЧЕСКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА
СУПРАХИАЗМАТИЧЕСКОГО ЯДРА
© 2010 А.Н. Инюшкин, М.А. Киселёва, К.А. Мистрюгов, Е.М. Инюшкина
Самарский государственный университет, г. Самара Поступила 17.06.2009
В статье рассматриваются основные электрофизиологические и нейрохимические свойства супрахи-азматического ядра грызунов. Представлены литературные данные и краткий обзор собственных исследований о структуре и функции супрахиазматического ядра.
Ключевые слова: супрахиазматическое ядро, циркадианные ритмы, нейронная активность.
Биологические ритмы представляют собой регулярные циклы физиологической, метаболической и поведенческой активности, которые позволяют организму адекватно реагировать на воздействие различных геофизических факторов, являющихся следствием суточного вращения Земли, лунных циклов, вращения Земли вокруг Солнца. Наибольший биологический интерес представляют циркадианные ритмы, проявляющиеся в виде околосуточных циклов сон-бодрствование, изменений температуры тела, секреции гормонов, двигательной активности, частоты сердечных сокращений и др. Важно отметить, что все эти ритмы имеют одинаковый период (около 24 часов) и поддерживаются даже в отсутствие внешних «подстраивающих» факторов, таких как изменения освещённости и температуры окружающей среды. Циркадианные ритмы являются внешними проявлениями активности супрахиазматическо-го ядра (БСК) гипоталамуса, которое выполняет функцию биологических часов у млекопитающих. Согласно существующим представлениям, сигналы, генерируемые данным ядром, регулируют физиологические и поведенческие ритмы на уровне структур ЦНС и периферических тканей.
Структурно-функциональные свойства 5СЫ наиболее подробно исследованы на грызунах. У этих животных 5СК представляет собой небольшое парное ядро, непосредственно прилегающее с дорсальной стороны к хиазме зрительных нервов и содержащее около 10 000 нейронов [1]. 5СК состоит из фенотипически гетерогенных мелких (диаметр сомы 7-12 мкм) нейронов, содержащих широкий спектр нейро-медиаторов и нейромодуляторов, среди которых наиболее распространённым является ГАМК [22, 25]. Морфологически в 5СК выде-
Инюшкин Алексей Николаевич, доктор биологических наук, заведующий кафедрой физиологии человека и животных, ainyushkLn@mail.ru; Киселёва Мария Александровна, аспирант, pantera.fox@mail.ru; Мистрюгов Константин Алексеевич, аспирант,
mistryugov@yandex.ru; Инюшкина Елена Михайловна, кандидат биологических наук, старший преподаватель той же кафедры, inyushkina@mail.ru.
ляют «ядро», расположенное в вентролатераль-ной части ядра, и «оболочку», включающую дорсомедиальные отделы SCN. Выделение «ядра» в SCN первоначально основывалось на результатах изучения локализации входов из сетчатки: подавляющее большинство волокон ре-тиногипоталамического тракта, через посредство которого в SCN поступает наиболее важная «подстраивающая» информация от фоторецепторов сетчатки, оканчивается в области «ядра». Вместе с тем обнаружены существенные различия в фенотипических свойствах нейронов «ядра» и «оболочки» [3, 6, 23]. В частности, оказалось, что последняя содержит большое количество нейронов, синтезирующих аргинин-вазопрессин [31], в то время как область «ядра» характеризуется наличием нейронов разнообразных нейрохимических фенотипов, среди которых обнаружено большое количество клеток, синтезирующих вазоактивный интести-нальный полипептид и гастрин-рилизинг пептид [11]. В SCN обнаружено большое количество других нейропептидов, в частности, сома-тостатина, тахикининов, ангиотензина II, энке-фалинов, нейротензина, калретинина, калбайн-дина, при этом существуют значительные межвидовые различия в пространственном распределении нейропептидов в SCN [4, 21, 27].
Особый интерес представляет характер электрической активности нейронов SCN. Исследования in vivo и in vitro выявили значительный процент клеток, обладающих спонтанной активностью. При этом, уровень спайковой активности большинства нейронов ритмически колеблется с периодом около 24 часов, повышаясь в дневное время и снижаясь в ночные часы [12, 20, 29]. В подавляющем большинстве работ, посвящённых анализу спайковой активности клеток SCN, в качестве основного исследуемого параметра использована частота генерации потенциалов действия. В то же время крайне недостаточно изучены другие аспекты электрической активности этих клеток. В наших собственных работах, выполненных в рамках совместной программы научных исследований с коллегами из университета Кэмбриджа (Великобритания) было продемонстрировано,
что в качестве параметров, характеризующих кодирование информации нейронами гипоталамуса, может успешно использоваться энтропия логарифма межспайкового интервала как мера нерегулярности спайковой активности и обоюдная информация (mutual information) между соседними межспайковыми интервалами как мера выраженности паттерна [7-9]. Нам удалось обнаружить наличие циркадианного ритма энтропии у нейронов SCN с пиком в середине субъективной ночной фазы. Интересно, что статистическая значимость ритма энтропии (Р < 0.001: тест Монте-Карло) оказалась значительно выше, чем циркадианного ритма логарифма среднего межспайкого интервала -параметра, производного от средней частоты генерации спайков (Р = 0.012: тест Монте-Карло). Таким образом, циркадианные изменения уровня электрической активности нейронов SCN сопровождаются выраженными изменениями регулярности генерации спайков, что может играть важную роль в регуляции паттерна высвобождения нейромедиаторов как внутри данного ядра, так и в других структурах-мишенях, иннервируемых клетками SCN.
Наряду с информацией, поступающей в SCN от фоторецепторов сетчатки, в «подстройке» уровня активности нейронов SCN важную роль играет ряд эндогенных нейроэндокринных факторов, наиболее важным среди которых считается гормон мелатонин. Недавно в нашем исследовании in vitro [16] на переживающих срезах гипоталамуса были продемонстрированы возможные электрофизиологические механизмы действия мелатонина на уровне нейронов SCN. Было установлено, что воздействие мела-тонина не оказывает влияния на среднюю частоту генерации потенциалов действия нейронами SCN. В то же время, данный гормон повышал нерегулярность генерации спайков, что проявлялось в росте энтропии логарифма меж-спайкового интервала (Р = 0.004: парный тест Стьюдента). Кроме этого, под действием мела-тонина обнаруживался рост обоюдной информации между соседними межспайковыми интервалами (Р < 0.001: тест Уилкоксона). В экспериментах, выполненных в условиях фиксации мембранного тока, показано, что в основе этих изменений могут лежать влияния мелато-нина на мембранный потенциал клеток SCN и форму их спайков. В частности, мелатонин оказывал гиперполяризующее действие (Р = 0.019: тест Уилкоксона) на мембрану популяции нейронов SCN, обладавших способностью генерировать спайки под воздействием кратковременной 250 мс гиперполяризации мембраны. Этот эффект сопровождался ростом входного сопротивления (Р = 0.007: тест Уилкоксо-на), что свидетельствует о снижении ионной проводимости мембраны под влиянием мелато-нина. Влияние мелатонина также выражалось в
статистически значимом росте амплитуды следовой деполяризации (Р = 0.007: тест Уилкоксона) и в укорочении продолжительности следовой гиперполяризации (Р = 0.013: тест Уилкоксона). Обнаруженные изменения в форме следовых потенциалов способны приводить к соответствующим изменениям возбудимости мембраны нейронов SCN в определённые периоды после потенциалов действия, что в свою очередь влияет на вероятность генерации последующих спайков и определяет характер эффектов мелатонина на кодирование информации клетками SCN.
Установлено, что нейроны «ядра» и «оболочки» обладают функциональными различиями, выявляемыми при исследовании их электрической активности и экспрессии циркади-анных генов. В частности, в «ядре» обнаруживается меньший процент нейронов, демонстрирующих циркадианную ритмичность, чем в «оболочке»; кроме того, суточный пик электрической активности и экспрессии генов в нейронах «оболочки» наблюдается в более раннее время, чем в нейронах «ядра» [13, 18, 28]. К тому же в экспериментах in vivo продемонстрирована замедленная ресинхронизация нейронов «оболочки» по сравнению с нейронами «ядра» после фазового сдвига циркадианного ритма, индуцированного воздействием света [2, 24]. По всей видимости, функциональная гетерогенность нейронов «ядра» и «оболочки» в отношении их электрофизиологических свойств и экспрессии циркадианных генов тесно связана с фундаментальными физиологическими характеристиками SCN, в частности, она может определять оптимальную скорость и последовательность распространения синхронизирующего сигнала от фоторецепторов сетчатки, а также способствовать формированию адекватных параметров ритмического циркадианного эфферентного выхода из «оболочки» SCN [3, 6].
Несмотря на наличие единой нейрононой сети в SCN, циркадианная ритмичность ясно проявляется на уровне изолированных нейронов этого ядра. Дисперсная культура нейронов SCN, культивируемая на мультиэлектродных пластинках, способна генерировать циркадиан-ный ритм спонтанной спайковой активности в течение нескольких недель [14, 30]. При этом когеррентность электрической активности существенно зависит от концентрации нейронов в культуре. В культурах с малым числом клеток на единицу площади поверхности ритмы активности индивидуальных нейронов могут значительно различаться по периоду и фазе [15]. Следовательно, в данных экспериментальных условиях, когда отдельные нейроны SCN слабо связаны между собой и не формируют развитой нейронной сети, они способны функционировать как автономные циркадианные
пейсмекеры. Увеличение концентрации культивируемых нейронов приводит к формированию когеррентного согласованного выходного сигнала с синхронизированным периодом (приблизительно 24 часа) и максимумом активности в фазу субъективного дня, что аналогично картине, продемонстрированной на гипо-таламических срезах [5, 10]. Таким образом, несмотря на то, что изолированные нейроны SCN обладают пейсмекерными свойствами, фазы циркадианного ритма их активности синхронизируются благодаря взаимодействию с другими нейронами сети, что в конечном итоге приводит к формированию когеррентного выходного сигнала.
Особый интерес вызывает исследование роли нарушений функции SCN в патогенезе различных заболеваний и разработка методов их лечения, связанных с целенаправленным воздействием на циркадианную функцию. Известно, что циркадианные ритмы нарушаются при самых разных патологических состояниях [17, 19]. Однако фенотипически проявляющиеся циркадианные нарушения не всегда являются следствием дисфункции SCN. Например, в нашей работе [26], выполненной на генетически модифицированных мышах, являющихся носителями гена болезни Хантингтона не удалось выявить статистически значимых различий уровня активности и кодирования информации нейронами этого ядра in vitro по сравнению с контрольными животными. Более того, на ор-ганотипических срезах гипоталамуса мышей-мутантов, с помощью техники люциферазного имиджинга было показано, что экспрессия циркадианных генов в изолированном SCN не изменена. Вместе с тем данная мутация in vivo закономерно приводит к выраженным нарушениям поведенческих циркадианных ритмов, которые сопровождаются расстройствами регуляции экспрессии циркадианных генов в SCN. Для объяснения полученных результатов предложена гипотеза о том, что механизм поведенческих и молекулярных циркадианных нарушений, выявленных у мышей-носителей гена болезни Хантингтона, обусловлен патологическими изменениями в нейронных сетях на уровне структур головного мозга, посылающих афферентные сигналы к нейронам SCN. Регулярное введение седативного препарата алпра-золама привело к нормализации ранее нарушенной экспрессии некоторых генов в SCN и нормализовало некоторые поведенческие реакции, что, в частности, проявилось в улучшении результатов теста с распознаванием зрительных образов. В целом роль и механизмы участия нейронов SCN в патогенезе конкретных заболеваний требуют интенсивного изучения.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Abrahamson E.E., Moore R.Y. Suprachiasmatic nucleus in the mouse: retinal innervation, intrinsic organization and efferent projections. Brain Res. 916: 172-191. 2001.
2. Albus H., Vansteensel M.J., Michel S, Block G.D., Meijer, J.H. A GABAergic mechanism is necessary for coupling dissociable ventral and dorsal regional oscillators within the circadian clock. Curr. Biol. 15: 886-893. 2005.
3. Antle M.C., Silver R. Orchestrating time: arrangements
of the brain circadian clock. Trends Neurosci. 28: 145151. 2005.
4. Arvanitogiannis A., Robinson B, Beaule C., Amir S. Cal-
bindin-D28k immunoreactivity in the suprachiasmatic nucleus and the circadian response to constant light in the rat. Neuroscience. 99: 397-401. 2000.
5. Aton S.J., Colwell C.S., Harmar A.J., Waschek J., Herzog
E.D. Vasoactive intestinal polypeptide mediates cir-cadian rhythmicity and synchrony in mammalian clock neurons. Nat. Neurosci. 8: 476-483. 2005.
6. Aton S.J., Herzog E.D. Come together, right...now: syn-
chronization of rhythms in a mammalian circadian clock. Neuron. 48: 531-534. 2005.
7. Bhumbra G.S., Inyushkin A.N., Dyball R.E.J. Assessment
of spike activity in the supraoptic nucleus. J. Neuroen-docrinol. 16: 390-397. 2004.
8. Bhumbra G.S., Inyushkin A.N., Saeb-Parsy K., Hon A., Dyball R.E.J. Rhythmic changes in spike coding in the rat suprachiasmatic nucleus. J. Physiol. 563: 291-307. 2005.
9. Bhumbra G.S., Inyushkin A.N., Syrimi M., Dyball R.E.J.
Spike coding during osmotic stimulation of the rat su-praoptic nucleus. J. Physiol. 569: 257-274. 2005.
10. Brown T.M., Hughes A.T., Piggins H.D. Gastrin-releasing peptide promotes suprachiasmatic nuclei cellular rhythmicity in the absence of vasoactive intestinal polypeptide-VPAC2 receptor signaling. J. Neurosci. 25: 11155-11164. 2005.
11. Card J.P., Fitzpatrick-McElligott S., Gozes I., Baldino
F.Jr. Localization of vasopressin-, vasoactive intestinal polypeptide-, peptide histidine isoleucine- and soma-tostatin-mRNA in rat suprachiasmatic nucleus. Cell Tissue Res. 252: 307-315. 1988.
12. Groos G., Hendriks J. Circadian rhythms in electrical discharge of rat suprachiasmatic neurones recorded in vitro. Neurosci. Lett. 34: 283-288. 1982.
13. Hamada T, Antle M.C., Silver R. Temporal and spatial expression patterns of canonical clock genes and clock-controlled genes in the suprachiasmatic nucleus. Eur. J. Neurosci. 19: 1741-1748. 2004.
14. Herzog E.D., Geusz M.E., Khalsa S.B., Straume M., Block, G.D. Circadian rhythms in mouse suprachias-matic nucleus explants on multimicroelectrode plates. Brain Res. 757: 285-290. 1997.
15. Herzog E.D., Takahashi J.S., Block G.D. Clock controls circadian period in isolated suprachiasmatic nucleus neurons. Nat. Neurosci. 1: 708-713. 1998.
16. Inyushkin A.N., Bhumbra G.S., Gonzalez J.A., Dyball R.E.J. Melatonin modulates spike coding in the rat suprachiasmatic nucleus. J. Neuroendocrinol. 19: 671681. 2007.
17. Lamont E.W., James F.O., Boivin D.B., Cermakian N. From circadian clock gene expression to pathologies. Sleep Med. 8: 547-556. 2007.
18. May wood E.S., Reddy A.B., Wong G.K., O'Neill J.S., O'Brien J.A., McMahon D.G., Harmar A.J., Okamura H., Hastings, M.H. Synchronization and maintenance of timekeeping in suprachiasmatic circadian clock cells by
neuropeptidergic signaling. Curr. Biol. 16: 599-605. 2006.
19. McClung CA. Circadian genes, rhythms and the biology of mood disorders. Pharmacol. Ther. 114: 222232. 2007.
20. Meijer J.H., Watanabe K., Schaap J., Albus H., Detari L. Light responsiveness of the suprachiasmatic nucleus: long-term multiunit and single-unit recordings in freely moving rats. J. Neurosci. 18: 9078-9087. 1998.
21. Morin L.P. SCN organization reconsidered. J. Biol. Rhythms. 22: 3-13. 2007.
22. Moore R.Y., Speh J.C. GAB A is the principal neuro-transmitter of the circadian system. Neurosci. Lett. 150: 112-116. 1993.
23. Moore R.Y., Speh J.C., Leak R.K. Suprachiasmatic nucleus organization. Cell Tissue Res. 309: 89-98. 2002.
24. Nagano M., Adachi A., Nakahama K., Nakamura T, Tamada M., Meyer-Bernstein E, Sehgal A., Shigeyoshi Y. An abrupt shift in the day / night cycle causes de-synchrony in the mammalian circadian center. J. Neu-rosci. 23: 6141-6151. 2003.
25. Okamura H., Berod A., Julien J.F., Geffard M., Kitahama K., Mallet J., Bobillier P. Demonstration of GABAergic cell bodies in the suprachiasmatic nucleus: in situ hybridization of glutamic acid decarboxylase (GAD) mRNA and immunocytochemistry of GAD and GABA. Neurosci. Lett. 102: 131-136. 1989.
26. Pallier P.N., Maywood E.S., Zheng Z., Chesham J.E., Inyushkin A.N., Dyball R., Hastings M.H., Morton A.J. Pharmacological imposition of sleep slows cognitive decline and reverses dysregulation of circadian gene expression in a transgenic mouse model of Huntington's disease. J. Neurosci. 27: 7869 -7878. 2007.
27. Piggins H.D., Samuels R.E., Coogan A.N., Cutler D.J. Distribution of substance P and neurokinin-1 receptor immunoreactivity in the suprachiasmatic nuclei and in-tergeniculate leaflet of hamster, mouse, and rat. J. Comp. Neurol. 438: 50-65. 2001.
28. Schaap J., Albus H., VanderLeest H.T., Eilers P.H., Detari L., Meijer J.H. Heterogeneity of rhythmic suprachiasmatic nucleus neurons: Implications for circadian waveform and photoperiodic encoding. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 100: 15994-15999. 2003.
29. Shibata S., Oomura Y., Kita H., Hattori K. Circadian rhythmic changes of neuronal activity in the suprachi-asmatic nucleus of the rat hypothalamic slice. Brain Res. 247: 154-158. 1982.
30. Shinohara K., Hiruma H., Funabashi T., Kimura F. GABAergic modulation of gap junction communication in slice cultures of the rat suprachiasmatic nucleus. Neuroscience. 96: 591-596. 2000.
31. Van den Pol A.N., Tsujimoto K.L. Neurotransmitters of the hypothalamic suprachiasmatic nucleus: immunocy-tochemical analysis of 25 neuronal antigens. Neuroscience. 15: 1049-1086. 1985.
ELECTROPHYSIOLOGICAL AND NEUROCHEMICAL PROPERTIES OF THE SUPRACHIASMATIC NUCLEUS
© 2010 A.N. Inyushkin, M. A. Kiseleva, K.A. Mistryugov, Elena M. Inyushkina
Samara State Univercity
In the paper main electrophysiological and neurochemical properties of the suprachiasmatic nucleus of rodents are discussed. Both the literature data and the short review of own results on structure and function of the suprachiasmatic nucleus are presented.
Key words: suprachiasmatic nucleus, circadian rhythms, neuronal activity.
Alexey Inyushkin, Professor, D.Sci. in Biology, Head of the Department of Human and Animal Physiology, e-mail: ainyushkin@mail.ru; Mariya Kiseleva, PhD student, e-mail: pantera.fox@mail.ru; Konstantin Mistryugov, PhD student, email: mistryugov@yandex.ru; Elena Inyushkina, Cand. Sci. in Biology, Senior Lecturer of the Department of Human and Animal Physiology, e-mail: inyushkina@mail.ru
