Экстракция водорастворимых белков скелетных мышц нерестовой кеты Текст научной статьи по специальности «Биологические науки»

2003

Известия ТИНРО

Том 134

УДК 597-1.05

М.В.Орлова, С.В.Леваньков, Е.В.Якуш

ЭКСТРАКЦИЯ ВОДОРАСТВОРИМЫХ БЕЛКОВ СКЕЛЕТНЫХ МЫШЦ НЕРЕСТОВОЙ КЕТЫ

Исследован процесс экстракции водорастворимых белков мышечных тканей нерестовой кеты с различной степенью выраженности нерестовых изменений. Установлены условия экстракции, обеспечивающие стабильность экстрагируемых белков. Показано, что изменение рН экстрагирующего раствора, использование буферных растворов с низкой ионной силой способствует интенсификации процесса экстракции водорастворимых белков мышечных тканей нерестовой кеты независимо от степени выраженности нерестовых изменений. Установлены оптимальные параметры экстракции, позволяющие значительно уменьшить общее время экстракции, снизить расход воды при производстве промытых фаршей и получать более концентрированные растворы водорастворимых белков с высокой степенью нативности.

Orlova M.V., Levan'kov S.V., Yakush E.V. Extraction of water-soluble proteins from skeletal muscles of spawning ^um salmon // Izv. TINRO. — 2003. — Vol. 134. — P. 298-308.

The process is explored of extraction of water-soluble proteins from muscle tissues of spawning ^um salmon with a different degree of spawning changes.

The qualitative composition of muscle tissues doesn't depend on the spawning changes. By the means of disc-SDS-electrophoresis (PAGE-mode), an identical molecular-weight distribution of water-soluble proteins from muscle tissues of spawning chum salmon is shown. However , their quantitative composition is different , as well as spectral properties of protein extracts. Parameters of ultraviolet fluorescence spectra testify distinctions in protein conformations, but not a number of fluorophores; the spectra testify different states of proteins in dependence on degree of spawning changes. At the same time, the initial state of proteins determines the force of the treatment required for the denaturation under influence of heat or denaturing agents. The parameters of ultraviolet fluorescence spectra of denaturated proteins depend on neither their initial state nor the degree of spawning changes.

The conditions of extraction of water-soluble proteins from muscle tissues of spawning chum salmon were optimized. The process of extraction intensified under changing pH of extractive solution and using buffer solutions with low ionic strength, independently on the degree of spawning changes of fish. This optimization allowed to reduce the extraction time considerably, to lower a water expense at producing of washed out forcemeats, and to get more concentrated solutions of water-soluble proteins with high scale of native state.

Среди разных видов рыбных фаршей наибольший интерес с технологической и экономической точек зрения представляют стабилизированные непромытые фарши, по химическому составу и свойствам лишь незначительно отличающиеся от измельченного мяса рыбы. Основу таких фаршей составляют белки мышечной ткани и, в частности, саркоплазмы, влияние которых на потребительские и технологические свойства продукции не является однозначным.

В состав фракции белков саркоплазмы входит около 100 различных ферментов, катализирующих реакции гидролиза белков, гликолитического цикла, окислительно-восстановительные процессы. Э та группа содержит, кроме того, хромоп-ротеиды крови и мышц, а также цитохромы.

С точки зрения пищевой ценности саркоплазматические белки относятся к полноценным (Pellet, 1978), хотя по аминокислотному составу отдельные компоненты этих белков значительно различаются между собой (Von der Decken, 1983). Одним из решающих критериев их оценки является технологический, характеризующий влияние активных компонентов водорастворимой фракции белков на стабильность фаршей, реологические свойства (Ko, Hwang, 1995) и потребительские характеристики готовой продукции (Yongsawatdigul, Park, 1996).

С тех пор как было установлено отрицательное влияние белков саркоплазмы на эффективность желирования, общепризнанным является необходимость их удаления из фаршей (Shimizu, Nishioka, 1974). Промытые фарши характеризуются высокими стабильностью состава и свойств при хранении (Nishimoto, Koreeda, 1979) и технологическими характеристиками (Okada, 1964). Однако позднее стали появляться сообщения о том, что добавка комплекса мышечных саркоплазма-тических белков к промытым фаршам способна обеспечить не только улучшение желирования (suwari) (Toyohara et al., 1990), но и ингибировать термическую деградацию гелей (modori) (Morioka, Shimizu, 1990; Ninomiya et al., 1990). Очевидно, данные факты делают необходимым детальное изучение состава и свойств саркоплазматических белков мышц рыб с целью обоснования использования комплексов саркоплазматических белков в технологии формованных продуктов. Для планирования и реализации исследований в данном направлении необходимо разработать эффективные методы экстракции саркоплазмати-ческих белков из мышц, позволяющие изолировать белки со свойствами, максимально соответствующими их нативному состоянию.

Целью данной работы было исследовать процесс экстракции водорастворимых белков мышечной ткани нерестовой кеты с различной степенью нерестовых изменений, дать сравнительную характеристику качественного и количественного состава белков экстрактов и определить условия экстракции, обеспечивающие стабильность состава и высокую степень нативности саркоплазмати-ческих белков.

В качестве объекта исследования использовали кету приморской популяции с различной степенью нерестовых изменений.

Осеннюю кету, выловленную в районе р. Аввакумовка (Приморский край, Ольгинский район) разделяли на две группы: группа (I) — рыба со слабовыра-женными брачными признаками, выловлена в море перед заходом в реку; группа (II) — рыба с текучими гонадами, ярко выраженными нерестовыми изменениями, выловленная на расстоянии 0,5-1,0 км от устья (Орлова и др., 2003).

Для экстракции водорастворимых белков использовали дистиллированную воду (рН 7,0±0,05); 5 мМ раствор ЭДТА с добавкой 5 мМ меркаптоэтано-ла (рН 6,5±0,1); буферные растворы: фосфатный (рН 5,6-8,5), оксалатный (рН 4) и боратный (рН 9). Использовали буферные растворы концентрацией 2,5-5,0 мМ, что позволяет избежать значительной экстракции регуляторных ми-офибриллярных белков (Shimizu et al., 1976). Экстракцию проводили при соотношении твердой и жидкой фаз 1: 5 при температуре 6-10 оС в течение 4 ч на первой и 2 ч на каждой последующей ступени.

Количество влаги в концентратах фибриллярных белков определяли на инфракрасном влагомере Kett F-1A (Kett Electric Laboratory, Япония).

Концентрацию белка в растворах определяли методом УФ-спектроскопии. Для расчетов использовали значения оптической плотности растворов белков при 260 и 280 нм и формулу В арбурга-Христиана (Warburg, C hristian, 1941; Layne, 1957). Рассчитанные по формуле значения корректировали по величинам, полу-

ченным при определении азота методом Кьельдаля на приборе Kjeltec Auto 10 SO Analyser (Швеция). УФ-спектры регистрировали на приборе Hitachi 330 (Япония).

Спектры ультрафиолетовой флуоресценции (УФФ) записывали на приборе RF-5000 (Shimadzu, Япония) при длинах волн экстинкции (ÀEx) 260-290 нм в автоматическом режиме. Ширина щели экстинкции 3-10 нм и эмиссии 515 нм. Для анализа УФФ-спектров использовали длину волны максимума эмиссии ÀEm (max), интенсивность флуоресценции Amax, интенсивность сигнала при ÀEm 320 нм A320 и ÀEm 360 нм A360, полуширину сигнала W^2h как интервал длин волн, соответствующих половине высоты сигнала.

Степень денатурационных изменений белков мышечных тканей оценивали, сравнивая положение сигнала эмиссии спектра УФФ белка. Для количественной характеристики степени денатурации использовали отношение величин эмиссии спектра УФФ, соответствующих длинам волн эмиссии при 320 и 360 нм (величина А320/360 = А320/А360) (Туроверов, Щелчков, 1970).

Для определения доли денатурированного белка использовали формулу Ту-роверова-Щелчкова (Туроверов и др., 1975). Для определения характеристик УФФ денатурированных белков их растворы нагревали в 8 M мочевине при температуре 95-98 оС в течение 10 мин.

Электрофорез проводили на оборудовании фирмы Pharmacia Biotech АВ (Швеция) в полиакриламидном геле при концентрации полиакриламида 7,5; 10 и 15 %, а также в градиентных гелях в диапазоне концентраций полиакриламида 7,5-15,0 %. Денситограммы регистрировали на приборе LKB 2400 GelScan XL (LKB, Ш веция).

Экстракция саркоплазматических белков является основным элементом технологии получения промытых фаршей. Критериями эффективности процедуры являются минимальное остаточное количество водорастворимых белков в промытой мышечной ткани, максимально возможная концентрация белковых веществ в экстракте, минимальная степень денатурационных изменений белков в процессе экстракции (Niwa, 1992), содержание влаги в концентратах фибриллярных белков и некоторые другие показатели (Patashnik et al., 1976). В связи с этим оптимизация условий экстракции включает использование многоступенчатых процессов (Gill et al., 1979), подбор состава и рН экстрагента (Lee et al., 1993), быстрых и надежных методов контроля качественного и количественного состава саркоплазматических и фибриллярных белков (Ishioroshi et al., 1982; Yamashita, K onagaya, 1991a, b).

В данной работе для получения исходных экстрактов саркоплазматических белков и определения их спектрофотометрических характеристик мы использовали в качестве экстрагента дистиллированную воду. Независимо от группы исходного сырья (нерестовая кета (I) или (II) групп) на первой ступени экстракции в раствор переходит около половины всех водорастворимых белков. При увеличении кратности экстракции (рис. 1) количество экстрагируемого белка возрастает пропорционально числу ступеней экстракции. При использовании пяти последовательных экстракций количество экстрагированного водой белка из 100 г ткани составляет не менее 54 мг (группа (I)) и 50 мг (II), что соответствует 95-97 % извлечения саркоплазматических белков. Различия количественных показателей экстракции саркоплазматических белков из тканей различных групп сырья лишь отражают разницу их относительного содержания в мышцах исследуемых объектов (Орлова и др., 2003). Концентрация белков в объединенном экстракте составляет величину 2,1 ±0,1 мг/мл. При этом влажность фарша после пятикратной промывки составляет 86,6±0,3 %.

Попытка интенсифицировать процесс экстракции саркоплазматических белков путем использования низкоконцентрированных растворов ЭДТА с добавкой меркаптоэтанола или дитиотреитола позволила сократить время первой эк-

стракции до 3 ч, а остальных — до 1 ч без существенных изменений других количественных показателей экстракции.

Рис. 1. Зависимость эффективности экстракции водорастворимых белков скелетных мышц нерестовой кеты от количества ступеней экстракции Fig. 1. Dependence on chum salmon muscle water-soluble proteins extraction's effectiveness and quantity of extraction steps

о л л го m

Я ;

о. ■

о Ф i т

S

ц

о

55 50 45 40 35 30 25 20

(I)

Х (II)

34 Количество экстракций

Таблица 1

Сравнительные характеристики УФФ-спектров экстрактов водорастворимых белков нерестовой кеты

Table 1

Comparative characteristics of UVF-spectrums of water-soluble proteins of spawning chum salmon

Объект (группа)

A

Характеристики спектров УФФ*

(max)

Em4 7

W

1/2h

A

320/360

I

II

534,17 332,8± 1,2 59,8±0,3 1,33±0,02 387,3 332,8± 1,2 61,8±0,2 1,34±0,01

Водные экстракты саркоплазматических белков скелетных мышц нерестовой кеты обеих групп имеют идентичные характеристики УФФ-спектров (табл. 1, рис. 2, а), а интенсивность сигнала спектра УФФ прямо пропорциональна концентрации белков в растворе в диапазоне концентраций белка 0,01-0,1 мг/мл (рис. 2, б).

После денатурации в спектрах УФФ наряду с уменьшением интенсивности флуоресценции (на 3545 %) наблюдается увеличение длины волны эмиссии на 22,8±1,2 нм, полуширины сигнала на 13,4± 1,8 нм и уменьшение соотношения интенсивностей сигнала спектров при длинах волн

320 и 3 6 0 нм (А 320/3 60 =

= А320/А360) до 0,42-0,54 (рис. 2, в).

На основании данных УФФ-спектров белков экстрактов и параметров флуоресценции их денатурированных форм были рассчитаны (Туроверов и др., 1975) значения доли денатурированного белка в водных экстрактах. В случае обеих групп сырья степень денатурационных изменений белков в процессе экстракции не превышала 2,2-3,4 %.

Различие углов наклонов полученных прямых, представленных на рис. 2 (б), вероятно, обусловлено разным содержанием флуорофоров в белках этих групп или различиями в характере и стехиометрии межбелковых взаимодействий, различиями качественного и количественного состава комплекса водорастворимых белков. Сравнение состава белков экстрактов по данным диск-ДСН-электрофореза (рис. 3) свидетельствует о практически одинаковом качественном составе субъединиц водорастворимых белков мышечных тканей нерестовой кеты обеих групп.

Молекулярно-массовое распределение белков и субъединичный состав водорастворимых белков представлены в табл. 2. Основную группу составля-

Концентрация белка — 0,1 мг/мл.

1

2

5

534,2

600

534,2

Длина волны эмиссии, нм а

=г 0)

I

ь

О I

е

е

>

л

Ь'

О X

ш

O20CJ х ш

I-X S

iod

(I)

У' У (II)

У J" о»

ж» У У

■У им -LLMM ИМ nil Mil

А,

отн.ед.

О 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07 0,08 0,09 0,1 Концентрация белков, мг/мл

33278~~,~"353™4~ Длина волны эмиссии, нм в

Рис. 2. Спектры УФФ экстрактов водорастворимых белков скелетных мышц нерестовой кеты (а); зависимость интенсивности ультрафиолетовой флуоресценции водорастворимых белков нерестовой кеты от концентрации белка в растворе (б); сравнение УФФ-спектров экстрактов белков в нативном (/) и денатурированном (2) состоянии (в)

Fig. 2. Ultraviolet fluorescence (UVF) spectrums of spawning chum salmon muscle extracts of water-soluble proteins (a); dependence on intensity of spawning chum salmon water-soluble proteins UVF and protein concentration (6); comparison UVF-spectrums of native (/) and denaturated (2) states of spawning chum salmon water-soluble proteins (в)

а б в

Рис. 3. Электрофореграмма водорастворимых белков мышечной ткани нерестовой кеты. Диск-ДСН-электрофорез в полиакриламидном геле. Концентрация концентрирующего геля — 3,5 %, ток — 15 мА, напряжение — 240 В; концентрация разделяющего геля — 10 %, ток — 5 мА, напряжение — 110 В. а — стандартные белки: 1 — 12; 2 — 20,1, 3 — 43, 4 — 67, 5 — 135, 6 — 232 кДа; б — водорастворимые белки нерестовой кеты группы (I); в — водорастворимые белки нерестовой кеты группы (II)

Fig. 3. Spawning chum salmon water-soluble proteins electrophoresis. SDS-PAGE-mode. The PAAG concentration is 3.5 % for concentrating gel (15 mA, 240 V) and 10 % for separating gel (5 mA, 110 V). а — standard proteins: 1 — 12, 2 — 20.1, 3 — 43, 4 — 67, 5 — 135, 6 — 232 kDa; б — water-soluble proteins of spawning chum salmon of group (I); в — water-soluble proteins of spawning chum salmon of group (II)

Таблица 2

Содержание водорастворимых белков мышечной ткани различных групп нерестовой кеты, %

Table 2

Muscle water-soluble proteins of chum salmon, %

Молекулярная Содержание белков в образце (группе)* масса, кДа I II

12,5 2,1 1,9

29,4 4,1 3,4

32,3 4,2 3,3

36 21,2 21,2

41 20,6 27,4

44 29,0 22,6

47-52 0,8 1,3

54 7,2 5,3

65-94 1,1 2,3

103,5 8,4 10,2

* Расчеты выполнены для объединенных экстрактов водорастворимых белков.

ют белки с молекулярными массами субъединиц 36; 41 и 44 кДа. Их доля во фракции водорастворимых белков обеих групп составляет не менее 70 % (табл. 2). В данной группе белков по мере выраженности нерестовых изменений при практически одинаковом содержании белка с молекулярной массой 36 кДа наблюдается изменение соотношения компонентов с молекулярными массами 41 и 44 кДа. В комплексе саркоплазматических белков мышц кеты группы (I) оно составляет 1,0: 1,5, а группы (II) — 1,2: 1,0. Такое перераспределение данных белков может быть объяснимо особенностями биохимических характеристик мышц объектов с различной степенью нерестовых изменений (Ando, Hatano, 1986; Kasai et al., 1997). Однако оно может быть обусловлено и действием мышечных протеолитических ферментов (Kirshke, Barrett, 1987). Мы посчитали необходимым проверить такую возможность. На рис. 4 представлена электро-фореграмма комплекса саркоплазматических белков, подвергнутого двухчасовой инкубации при комнатной температуре (дорожка 2). В зоне ожидаемого появления сигналов продуктов гидролиза не наблюдается никаких изменений по сравнению с исходным экстрактом (дорожка 1). В то же время на электрофореграм-ме экстрактов, полученных из мышечной ткани, инкубированной при комнатной температуре в течение 2 ч, мы наблюдали характерные (Yamashita, Konagaya, 1991b) сигналы продуктов гидролиза фибриллярных белков, наиболее интенсивным из которых был сигнал, соответствующий молекулярной массе около 19 кДа (дорожка 3). Это дает нам основание полагать, что имеющиеся различия соотношения белков с молекулярными массами 41 и 44 кДа в экстрактах из мышц кеты исследуемых групп обусловлены, вероятно, лишь биологическим состоянием объектов.

Рис. 4. Влияние протеолитических процессов на состав экстрактов саркоплазматических белков скелетных мышц нерестовой кеты. Диск-ДСН-электрофорез в полиак-риламидном геле. Концентрация концентрирующего геля — 3,5 %, ток — 15 мА, напряжение — 260 В; концентрация разделяющего геля — 7,5-15,0 %, ток — 5 мА, напряжение — 90 В

Fig. 4. Proteolysis effect on composition of sarcoplasmic protein of spawning chum salmon. SDS-PAGE-mode. The PAAG concentration is 3.5 % for concentrating gel (15 mA, 260 V) and 7.5-15.0 % for separating gel (5 mA, 90 V)

Менее существенным выглядит различие экстрактов в составе минорных белков. Качественный состав фракций минорных белков с молекулярными массами субъединиц 47-52 и 65-94 кДа различается несущественно (см. рис. 3), и их суммарная доля в общей массе саркоплазматических белков составляет лишь 2,0 % (группа (I)) и 3,6 % (группа (II)).

Очевидно, что различия в количественном содержании основных саркоплазматических белков обусловливают различия в содержании триптофанилов, что и выражается в различии углов наклонов прямых, представленных на рис. 2 (б). Однако качественные и количественные показатели экстракции зависят в большей степени от межбелковых взаимодействий, проявляющихся в образовании ассоциированных и агрегированных систем. Линейный характер зависимости интенсивности флуоресценции от концентрации белков, а также отсутствие влияния диссоциирующих агентов (меркаптоэтанола или дитиотреитола) свидетельствуют, что в указанном диапазоне концентраций наблюдаемые количественные соотношения не приводят к изменению характера межбелковых взаимодействий. Подтверждением тому является совпадение основных характеристик УФФ белков обеих групп (табл. 2).

Известно, что степень извлечения водорастворимых белков зависит от соотношения фаз при экстракции ^ака^ Miki, 1978). В данной работе мы исследовали зависимость эффективности извлечения саркоплазматических белков от соотношения экстрагент/мышечная ткань в диапазоне 1: 1 —100: 1 мл/г (рис. 5). Как видно на рис. 5, при соотношении экстрагент/мышечная ткань, большем 30 мл/ г, достигается такая же эффективность извлечения саркоплазматических белков, как при пятикратной экстракции. При этом промытый фарш характеризуется близкой влажностью — 86,8 ±0,2 %, — а концентрация белков в полученном экстракте составляет 1,55±0,25 мг/мл.

Рис. 5. 3 ависимость эффективности экстракции водорастворимых белков нерестовой кеты от соотношения вода / мышечная ткань. Время экстракции 30 мин, температура 10 °С, рН 7,02

Fig. 5. Dependence on water-soluble proteins extraction's effectiveness and ratio of water/muscle tissue. Extraction time is 30 minutes, 10 оС, рН 7.02

Соотношение вода/мышечная ткань, мл/г

Количество ступеней экстракции можно уменьшить до трех без снижения эффективности путем изменения рН экстрагирующего раствора при использовании для экстракции буферных растворов с низкой ионной силой. Результаты исследования влияния рН на степень извлечения водорастворимых белков представлены на рис. 6.

Наиболее эффективно экстракция водорастворимых белков проходит в интервалах рН 4,0-5,0 и 8,5-9,0 (рис. 6, а). Для этих интервалов рН наблюдаются и максимумы относительной интенсивности УФФ для водорастворимых белков группы (I). Для кривой зависимости интенсивности УФФ водораствори-

мых белков кеты группы (II) от рН экстрагирующего раствора наблюдается максимум только в интервале рН 4-5 (рис. 6, б). В диапазоне рН 8,5-9,0 кривая относительной интенсивности УФФ имеет точку перегиба при общей тенденции снижения показателя при увеличении рН. Минимальная степень экстракции белков группы (I) соответствует интервалу рН 5,8-7,0. Этому же интервалу рН соответствует минимум относительной интенсивности сигнала УФФ. Для водорастворимых белков группы (II) минимум эффективности экстракции соответствует интервалу рН 6,8-7,4, которому соответствует точка перегиба кривой зависимости относительной интенсивности УФФ от рН.

0

1 I

го

m s gi

Р N

У2

m со

° с со ^

H 0)

ою

0)

-J

s

3

55 50 45 40 35 30 25 20

(I).

ч ♦ » * • ♦

♦ ♦ ♦ * * ♦ ♦ ♦ *

♦ ♦ (II ♦

\ ....../

pH

© ©

>

-О

ь о

0

1

m s

0

1

О)

1,4 1,3 1,2 1,1 1

0,9 0,8 0,7 0,6 0,5

; ♦x

; ♦ ♦ » • •J" S )

; • » • ж • Ш V ♦ A (I)

!

; «f *< 4,

I ; 4 ♦ •

< ♦ •

* ♦ * *

"L.U.J.... JJJJ™ J,.ill,. H.L-LL-1-, -Li-Li- ■Li-LL, • * J-lLl

234567 РН

б

8 9 10

Рис. 6. Зависимость эффективности экстракции (а, соотношение экстрагент/мы-шечная ткань — 30 мл/г; температура 6-8 °С, 4 ч) и относительной интенсивности УФФ (б, за единицу интенсивности ультрафиолетовой флуоресценции принята интенсивность УФФ-раствора белка концентрацией 0,1 мг/мл при рН 7) от рН экстрагирующего раствора

Fig. 6. Dependence on extraction effectiveness (a, relation extragent/muscle tissue is 30 ml/g, 6-8 oC, 4 hours), relative intensity of ultraviolet fluorescence (б, one unit of ultraviolet fluorescence intensity is UVF intensity for 0.1 mg/ml protein solution at pH 7) and pH of extracting solution

Зависимость наблюдаемых изменений относительной интенсивности УФФ растворов водорастворимых белков от рН проявляется тем существеннее, чем выше концентрация белков в растворе. Кроме того, с увеличением концентрации белков профили зависимости интенсивности флуоресценции от рН в обоих случаях имеют только один максимум, соответствующий интервалу рН 5,0-5,5. Очевидно, это связано с различиями характера и эффективности межбелковых взаимодействий при разных рН более концентрированных растворов белков (Эфтинк, 1998).

Изменение интенсивности УФФ, однако, не сопровождается изменениями других характеристик УФФ-спектров образцов обеих групп. Так, в диапазоне значений рН 4-9 стабильными остаются длина волны максимума излучения — 332,8-334,0 нм, ширина сигнала УФФ, соответствующая половине максимума эмиссии — 59,6-62,0 нм, соотношение интенсивностей сигнала спектров при длинах волн 320 и 360 нм (А320/360 = А320/А360) — 1,31-1,35.

Этот факт указывает на то, что изменение интенсивности УФФ является следствием конформационных перестроек белковых молекул или их ассоциа-тов при изменении рН раствора и не является следствием денатурационных

изменений (Уверский, Нарижнева, 1998; Эфтинк, 1998). Значительные увеличения (более чем на 10 %) доли денатурированных белков в экстрактах наблюдались только при значениях рН меньше 2 и более 9,5.

Величина рН экстрагента влияет также на влажность промытых мышечных белков. Так, наименьшее влагосодержание промытых фаршей — 82,0±0,2 % — было отмечено после экстракции при рН 5,0±0,05, а максимальное содержание влаги — 86,6±0,2 — имели фарши после экстракции при рН 7,0±0,1.

Таким образом, исследование количественных показателей экстракции саркоплазматических белков скелетных мышц кеты не выявило существенных различий для объектов с разной степенью выраженности нерестовых изменений. В процессе оптимизации условий экстракции установлено, что наиболее эффективна трехступенчатая экстракция буферными растворами концентрацией 2,5-5,0 мМ при рН 5,0-5,5, температуре 6-10 °С и продолжительности 3 ч — на первой и 1 ч — на последующих ступенях экстракции. Методом УФФ показано, что найденные условия обеспечивают получение экстрактов стабильного состава со свойствами белков, максимально соответствующими их нативному состоянию.

Дальнейшее изучение физико-химических свойств белков таких экстрактов позволит установить возможность их использования в технологиях производства структурированных продуктов и обосновать наиболее рациональный путь использования мяса нерестовой кеты для производства различных видов фаршей и продукции из них.

Литература

Орлова М.В., Чибиряк Л.М., Леваньков С.В., Якуш Е.В. Технохимическая характеристика нерестовой кеты // Хранение и переработка сельхозсырья. — 2003. — № 1. — С. 24-27.

Туроверов К.К., Хайтлина С.Ю., Пинаев Г.П. Флуоресцентные свойства и определение содержания нативного актина в его препаратах // Биохимия. — 1975. — Т. 40, вып. 2. — С. 316-322.

Туроверов К.К., Щелчков Б.В. Исследование тепловой денатурации белков с помощью двухволнового метода регистрации изменений спектра их ультрафиолетовой флуоресценции // Биофизика. — 1970. — Т. 15, вып. 6. — С. 965-972.

Уверский В.Н., Нарижнева Н.В. Влияние природных лигандов на структурные свойства и конформационную стабильность белков // Биохимия. — 1998. — Т. 63, вып. 4. — С. 500-515.

Эфтинк М.Р. Использование флуоресцентных методов для изучения разворачивания белков // Биохимия. — 1998. — Т. 63, вып. 3. — С. 327-337.

Ando S., Hatano M. Biochemical characteristics of chum salmon muscle during spawning migration // Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. — 1986. — Vol. 52, № 7. — P. 1229-1235.

Gill T.A., Dingle J.R., Smith-Lall B., Stanly D.W. Improved utilization of fish protein — Quality enhancement of mechanicaly deboned fish // J. Inst. Can. Sci. Technol. Aliment. — 1979. — Vol. 12, № 4. — P. 200-202.

Ishioroshi M., Samejima K., Yasui T. Further studies on the roles of the head and tail regions of the myosin molecule in heat-induced gelation // J. Food Sci. — 1982. — Vol. 47. — P. 114-120.

Kasai T., Ohosawa A., Higasa S., et al. Proximate composition of dorsal muscles of chum salmon Oncorhynchus keta // J. of the Japanase Soc. Food Sci. and Tecnology. — 1997. — Vol. 44, № 10. — P. 724-730.

Kirshke H., Barrett A.J. Chemistry of Lysosomal Proteases // Lysosomes: their role in protein breakdown / Ed. H.Glaumann and F.J.Ballard. — L.: Academic Press, 1987. — P. 193-238.

Ko W.-C., Hwang M.-S. Contribution of milkfish sarcoplasmic protein to the thermal gelation of myofibrillar protein // Fisheries Science. — 1995. — Vol. 61, № 1. — P. 75-78.

Layne E. Proteinbestimmung über UV-Extinktion (280/260 nm) // Meth. Enzy-mol. — 1957. — Vol. 3. — P. 447-454.

Lee J.J., Chen H.C., Jiang S.T. Purification and characterization of proteinases identified as cathepsin L and L-like (58 kDa) proteinase from mackerel (Scomber australa-sicus) // Biosci. Biotech. Biochem. — 1993. — Vol. 57. — P. 1470-1476.

Morioka K., Shimizu Y. Contribution of sarcoplasmic proteins to gel-formation of fish meat // Nippon Suisan Gakkaishi. — 1990. — Vol. 56 , № 5. — P. 923-933.

Ninomiya K., Ookawa T., Tsuchiya T., Matsumoto J.J. Concentration of fish water soluble protein and its gelation properties // Ibid. — 1990. — Vol. 56, № 9. — P. 1641-1645.

Nishimoto J., Koreeda N. Protein denaturation and the changes of gel-forming capacity in the rinsed muscle during frozen storage // Ibid. — 1979. — Vol. 45, № 8. — P. 989-993.

Niwa E. Measurement of Surimi Composition and functional properties // Surimi Technology. — Amsterdam: Marcel Dekker, Inc., 1992. — P. 389-427.

Okada M. Effect of washing on the jelly forming ability of fish meat // Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. — 1964. — Vol. 30, № 3. — P. 255-261.

Patashnik M., Miyauchi D., Kudo G. Objective evaluation of texture of minced black rockfish (Sebaste sp.) during frozen storage // J. Food Sci. — 1976. — Vol. 41. — P. 609-611.

Pellet P.L. Protein quality evaluation revisited // Food technology. — 1978. — Vol. 32, № 1. — P. 60-79.

Sakai M., Miki M. Extraction rate of water-solubleprotein from several-sized fish flesh // Nippon Shokuhin Kogyo Gakkaishi. — 1978. — Vol. 25 , № 1. — P. 616-621.

Shimizu Y., Karata S., Nishioka F. Extractability of proteins from fish skeletal muscle at low ionic strings // Ni ppon Suisan Gakkaishi. — 1976. — Vol. 42, № 8. — P. 1025-1031.

Shimizu Y., Nishioka F. Species variations in heat coagulation properties of fish actomyosin-sarcoplasmic proteins system // Ibid. — 1974. — Vol. 40, № 2. — P. 271-274.

Toyohara H., Sakata T., Yamashita K. et al. Degradation of oval-filefish meat gel caused by myofibrillar proteinase(s) // J. Food Sci. — 1990. — Vol. 55, № 2. — P. 364-368.

Von der Decken A. Experimental studies on the quality of food proteins // Comp. Biochem. Physiol. — 1983. — Vol. 74B, № 2. — P. 213-220.

Warburg O., Christian W. Isolierung und Kristallisation des Gärungsferments Eno-lase // Biochem. Z. — 1941. — Vol. 310. — P. 384-421.

Yamashita M., Konagaya S. Hydrolytic action of salmon cathepsins B and L to muscle structural proteins in respect of muscle softening // Nippon Suisan Gakkaishi. — 1991a. — Vol. 57, № 11. — P. 1917-1922.

Yamashita M., Konagaya S. Proteolysis of muscle proteins in the extensively softened muscle of Chum Salmon caught during spawning migration // Ibid. — 1991b. — Vol. 57, № 11. — P. 2163.

Yongsawatdigul J., Park W. Linear heating rate affects gelation of Alaska Pollock and Pacific whiting surimi // J. Food Sci. — 1996. — Vol. 61, № 1. — P. 149-153.

Поступила в редакцию 24.04.03 г.