ЭКСПРЕССИЯ БЕЛКА P53 И ТЕМНЫЕ НЕЙРОНЫ В ГИППОКАМПЕ У КРЫС ПРИ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОМ МОДЕЛИРОВАНИИ СЕПТОПЛАСТИКИ

Костяева М.Г.; Кастыро И.В.; Юнусов Т.Ю.; Коломин Т.А.; Торшин В.И.; Попадюк В.И.; Драгунова С.Г.; Шилин С.С.; Клейман В.К.; Сломинский П.А.; Теплов А.Ю.

https://doi.org/10.17116/molgen20224001121

Экспрессия белка p53 и темные нейроны в гиппокампе у крыс при экспериментальном моделировании септопластики

1ФГАОУ ВО «Российский университет дружбы народов», Москва, Россия; 2Городская клиническая больница №40 ДЗМ, Москва, Россия;

3НИЦ «Курчатовский институт» — Институт молекулярной генетики, Москва, Россия;

4ФГБОУ ВО «Казанский государственный медицинский университет» Минздрава России, Казань, Россия

РЕЗЮМЕ

Цель исследования. В исследовании оценивается зависимость экспрессии белка p53 от появления темных нейронов (ТН) в гиппокампе у крыс при экспериментальном моделировании септопластики.

Материал и методы. На 15 половозрелых крысах-самцах линии Wistar было проведено моделирование септопластики. Изучены гистологические срезы гиппокампа, окрашенные толуидиновым синим по Нисслю и антителами к белку p53. Результаты. В субполе СА1 количество р53-позитивных нейронов достоверно повысилось на 2, 4 (р<0,001) и 6-й дни p<0,05). В динамике пик роста экспрессии белка р53 в цитоплазме нейронов СА1 и СА2 пришелся на 2—4-е сутки после операции, а на 6-й день количество этих нейронов снизилось (p<0,001). В цитоплазме нейронов СА3 на всех сроках после хирургического вмешательства было отмечено увеличение экспрессии белка р53 по сравнению с контрольной группой. В пирамидном слое СА1 количество ТН на 6-й день снизилось (p<0,001). В СА2 через 2 сут был отмечен минимум ТН по сравнению с 4-м днем (p<0,001). В СА3 на 4-й день наблюдался пик ТН по сравнению с остальными днями (p<0,001). Была обнаружена положительная сильная связь на всех сроках оценки и во всех субполях гиппокампа между ростом количества темных и р53-позитивных нейронов.

Заключение. Появление темных и р53-позитивных нейронов в гиппокампальной формации у крыс после моделирования септопластики является типовыми ответными реакциями нервной ткани на стресс. Очевидно, что экспрессия белка р53 связана с базофилией цитоплазмы нейронов, их морфо-функциональным состоянием. Предположительно белок р53 может запускать не только активацию поврежденных нейронов в гиппокампе, но и играть нейропротективную роль. Предстоящие исследования должны определить роль белка р53 в дальнейшей судьбе поврежденных нейронов в пирамидном слое и дифференцировать механизмы его экспрессии.

Ключевые слова: септопластика, гиппокамп, темные нейроны, p53, апоптоз, нейрогенез. ИНФОРМАЦИЯ ОБ АВТОРАХ:

Костяева М.Г. — https://orcid.org/0000-0001-5182-0373; e-mail: kostyaeva.71@mail.ru Кастыро И.В. — https://orcid.org/0000-0001-6134-3080; e-mail: ikastyro@gmail.com Юнусов Т.Ю. — e-mail: etm_777@mail.ru

Коломин Т.А. — https://orcid.org/0000-0002-3001-3449; e-mail: kotimur@img.msk.ru Торшин В.И. — https://orcid.org/0000-0002-3950-8296; e-mail: vtorshin@mail.ru Попадюк В.И. — https://orcid.org/0000-0003-3309-4683; e-mail: lorval04@mail.ru Драгунова С.Г. — e-mail: dragunova.s@bk.ru Шилин С.С. — e-mail: 9060965527@mail.ru Клейман В.К. — e-mail: ika2238@gmail.com

Сломинский П.А. — https://orcid.org/0000-0003-3530-0655; e-mail: paslominsky@bk.ru Теплов А.Ю. — https://orcid.org/0000-0003-4753-1792; e-mail: alikteplov@mail.ru Автор, ответственный за переписку: Кастыро И.В. — e-mail: ikastyro@gmail.com

КАК ЦИТИРОВАТЬ:

Костяева М.Г., Кастыро И.В., Юнусов Т.Ю., Коломин Т.А., Торшин В.И., Попадюк В.И., Драгунова С.Г.,

Шилин С.С., Клейман В.К., Сломинский П.А., Теплов А.Ю. Экспрессия белка p53 и темные нейроны в гиппокампе у крыс

при экспериментальном моделировании септопластики. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2022;40(1):21—27.

https://doi.org/10.17116/molgen20224001121

Protein p53 expression and dark neurons in rats hippocampus after experimental septoplasty simulation

Peoples' Friendship University of Russia (RUDN University), Moscow Russia; 2City Clinical Hospital No. 40 of the Moscow Department of Health, Moscow, Russia; 3NRC «Kurchatov Institute»-IMG, Moscow, Russia;

4Kazan State Medical University of the Ministry of Health of Russia, Kazan, Russia

ABSTRACT

Aims. The study evaluates the dependence of p53 protein expression on the appearance of dark neurons (DN) in the hippocampus in rats during experimental modeling of septoplasty.

Materials and methods. Septoplasty simulation was carried out on 15 sexually mature male Wistar rats. We studied histological sections of the hippocampus stained with Nissl toluidine blue and antibodies to the p53 protein.

Results. In the CA1 subfield, the number of p53-positive neurons significantly increased on the 2nd, 4th (p<0.001) and 6th days (p<0.05). In the dynamics, the peak of the growth of p53 protein expression in the cytoplasm of CA1 and CA2 neurons fell on the 2—4th day after the operation, and on the 6th day the number of these neurons decreased (p<0.001). In the cytoplasm of CA3 neurons at all periods after surgery, an increase in the expression of the p53 protein was noted as compared to the control group. In the CA1 pyramidal layer, the number of DN decreased on the 6th day (p<0.001). In CA2, after 2 days, a minimum of DN was noted, compared with the 4th day (p<0.001). In CA3, on the 4th day, there was a peak in DN, compared with the rest of the days (p<0.001). A positive strong association was found at all periods of assessment and in all subfields of the hippocampus between an increase in the number of dark and p53-positive neurons.

Conclusions. The appearance of dark and p53-positive neurons in the hippocampal formation in rats after simulating septoplasty are typical responses of nervous tissue to stress. It is obvious that the expression of the p53 protein is associated with the basophilia of the cytoplasm of neurons, their morpho-functional state. Presumably, the p53 protein can trigger not only the activation of damaged neurons in the hippocampus, but also play a neuroprotective role. Upcoming studies should determine the role of the p53 protein in the further fate of damaged neurons in the pyramidal layer and differentiate the mechanisms of its expression.

Keywords: septoplasty, hippocampus, dark neurons, p53, apoptosis, neurogenesis. INFORMATION ABOUT THE AUTHORS:

Kostyaeva M.G. — https://orcid.org/0000-0001-5182-0373; e-mail: kostyaeva.71@mail.ru Kastyro I.V. — https://orcid.org/0000-0001-6134-3080; e-mail: ikastyro@gmail.com Yunusov T.Yu. — e-mail: etm_777@mail.ru

Kolomin T.A. — https://orcid.org/0000-0002-3001-3449; e-mail: kotimur@img.msk.ru Torshin V.I. — https://orcid.org/0000-0002-3950-8296; e-mail: vtorshin@mail.ru Popadyuk V.I. — https://orcid.org/0000-0003-3309-4683; e-mail: lorval04@mail.ru Dragunova S.G. — e-mail: dragunova.s@bk.ru Shilin S.S. — e-mail: 9060965527@mail.ru Kleiman V.K. — e-mail: ika2238@gmail.com

Slominsky P.A. — https://orcid.org/0000-0003-3530-0655; e-mail: paslominsky@bk.ru Teplov A.Y. — https://orcid.org/0000-0003-4753-1792; e-mail: alikteplov@mail.ru Corresponding author: Kastyro I.V. — e-mail: ikastyro@gmail.com

TO CITE THIS ARTICLE:

Kostyaeva MG, Kastyro IV, Yunusov TYu, Kolomin TA, Torshin VI, Popadyuk VI, Dragunova SG, Shilin SS, Kleiman VK, Slominsky PA, Teplov AY. Protein p53 expression and dark neurons in rats hippocampus after experimental septoplasty simulation. Molekulyamaya Genetika, Mikrobiologiya i Virusologiya (Molecular Genetics, Microbiology and Virology). 2022;40(1):21—27. (In Russ.). https://doi.org/10.17116/molgen20224001121

Белок p53 вместе с p63 и p73 составляет семейство транскрипционных факторов, которые регулируют фундаментальные процессы, включая пролиферацию, дифференцировку, старение и гибель клеток [1]. Семейство p53 было широко изучено в области туморогенеза, но роль членов семейства в постмитотических нейронах до сих пор изучена недостаточно. Некоторые исследования предполагают, что это семейство может участвовать как в процессе развития нейронов, так и в нейро-дегенерации [2, 3]. Белок p53 является активатором транскрипции определенного набора генов-мишеней, ингибирующим клеточный цикл регуляторным фактором и эффектором клеточных ответов на повреждения, которые включают остановку клеточного цикла и апоптоз [4]. Вместе с тем p53 является нейропротектором в модели тауопатии in vivo. Было показано, что p53 контролирует транскрипцию группы генов, участвующих в синаптической функции. Транскрипционный контроль p53 этих си-наптических генов сохраняется в мышиных нейронах и человеческом мозге [3]. Поврежденные (темные) нейроны имеют специфические морфологиче-

ские признаки: усохшая цитоплазма, сморщенное ядро с сегментированным хроматином и неровными границами, штопорообразный аксон [5, 6]. Считается, что в этих нейронах произошел запуск запрограммированной гибели клеток [7]. Однако не исключается, что темные нейроны при определенных условиях способны к восстановлению своего мор-фофункционального состояния [5].

Моделирование прямых и опосредованных стрессовых воздействий на головной мозг приводит к нарушению функционального состояния нейронов с последующими морфологическими изменениями [8]. Особое внимание при стрессе уделяется гиппокампу [9—11]. Нейроны его пирамидного слоя чувствительны к различным стрессовым факторам, в том числе и при хирургическом стрессе. Так было показано, что моделирование хирургических манипуляций в полости носа у крыс провоцирует экспрессию белка р53 в нейронах гиппокампа и появление темных нейронов. При этом исследований, оценивающих одновременность этих процессов при моделировании септопластики у крыс, не проводилось.

Корреляция между количеством темных нейронов (ТН) и количеством p53-позитивных нейронов ф53) в гиппо-камповой формации после моделирования септопластики

Субполе

День после моделирования септопластики

2 (R2)

4(R2)

6(R2)

СА1 СА2 СА3 DG

0,83 0,91 0,84 0,92

0,92 0,64 0,7 0,7

0,74 0,7 0,69 0,81

Цель исследования — в настоящем исследовании оценивается зависимость экспрессии белка p53 от появления темных нейронов в гиппокампе у крыс при экспериментальном моделировании септопластики.

Материал и методы

Хирургическое вмешательство. Работа проведена на 20 половозрелых крысах-самцах линии Wistar массой 205,25±10,15 г. Контрольную группу составили 5 крыс. За 10 мин до операции 15 крысам, которые составили экспериментальную группу, в целях общей анестезии внутрибрюшинно вводили раствор золе-тила 100 в дозировке 15 мг/кг. Моделирование септопластики проводили стандартным методом путем зигзагообразной скарификации слизистой оболочки полости носа (рис. 1) [12].

Иммуногистохимическая и гистологическая оценка головного мозга. В экспериментальной группе как и в контрольной, гуманную эвтаназию проводили на 2, 6 и 14-е сутки после операции, по 5 особей путем введения летальных доз золетила 100. Фиксацию головного мозга как в контрольной, так и в экспериментальной группах, проводили до трепанации черепа путем введения через сердце физиологического раствора, а затем 10% раствора формалина в течение 5—10 мин. После трепанации черепа головной мозг фиксировали 10% раствором формалина, после чего заключали в парафиновые блоки. Получали 8 срезов головного мозга во фронтальной плоскости толщиной 4 мкм от каждой крысы и окрашивали препараты — 4 среза методами иммуногистохи-мии к белку p53 с докрашиванием гематоксилином Майера и 4 среза толуидиновым синим по Нисслю. Окрашенные стекла заключали в специальную полимерную ленту. Затем проводили анализ полученных срезов в световом микроскопе.

Изучали субполя гиппокампа СА1, СА2, СА3 и зубчатую извилину (DG) (рис. 2). В пирамидном слое субполей подсчитывали абсолютное количество нейронов, у которых была положительная ядерная реакция с антителами к белку p53, а также количество темных нейронов.

Статистический анализ. Полученные данные с помощью методов подсчета клеток были представ-

Рис. 1. Схема проведения моделирования септопластики.

Стрелками указано направление скарификации слизистой оболочки перегородки носа.

Рис. 2. Расположение субполей гиппокампа (СА1, СА2, СА3) и зубчатой извилины (DG) крысы.

Иммуногистохимическая реакция анти-р53 с докрашиванием гематоксилином Майера. Ув. х100.

лены как среднее значение ± SE. Затем их сравнивали между обеими группами с помощью t-теста с SPSS 21software.

Работа выполнена в соответствии с Хельсинкской декларацией 1975 г. и ее пересмотренным вариантом 2000 г.

Результаты и обсуждение

p53-позuтuвные нейроны. Согласно критерию Манна—Уитни, в субполе гиппокампа СА1 количество р53-позитивных нейронов достоверно повысилось на 2, 4 (p<0,001) и 6-й дни (p<0,05) после проведения моделирования септопластики, по сравнению с контрольной группой. В динамике пик роста экспрессии белка р53 в цитоплазме пирамидного слоя СА1 и СА2 гиппокампа пришелся на 2—4-е сутки после операции, а на 6-й день количество этих нейронов значимо снизилось (p<0,001). При этом в субполе СА2 на 6-й день по р53-позитивным нейронам экспериментальная группа не отличалась от контрольной (рис. 3, а). В пирамидном слое субполя СА3 на всех сроках после хирургического вмешательства была отмечена повышенная стойкая экспрессия в цитоплазме нейронов белка р53 по сравнению с контрольной группой (p<0,001).

В зубчатой извилине, по сравнению с интактны-ми крысами, количество р53-позитивных нейронов было значимо выше на всех сроках оценки. При этом

Рис. 3. Динамика изменения количества p53-позитивных нейронов ^53) (а) и темных нейронов (б) при моделировании септопластики.

* — достоверные различия между данными контрольной группы и сроками после операции (р<0,001); — достоверные различия между данными контрольной группы и сроками после операции (р<0,05); ? — достоверные различия между сроками после операции внутри экспериментальной группы (р<0,001); * — достоверные различия между сроками после операции внутри экспериментальной группы (р<0,05).

50 45 40

■ 2-й день

■ 4-й день

□ 6-й день

□ Контрольная группа

25

20

15

с£ 10 О)

б/Ьо

" шмЬ ¿Г'

V

СА1

СА2

ш.

САЗ

Об

пик численности этих клеток пришелся на 4-й день по сравнению с остальными постоперационными сроками (р<0,001) (см. рис. 3, а).

Темные нейроны. По количеству ТН в пирамидном слое гиппокампа в экспериментальной и контрольной группах распределение данных было не га-усово. В пирамидном слое субполя СА1 количество темных нейронов на 2 и 4-й постоперационные дни достоверно не отличалось от контрольной группы, но на 6-й день после моделирования септопластики было отмечено снижение их количества (р<0,001). В субполе СА2 экспериментальная группа от контрольной значимо не различалась. При этом через 2 сут после операции был отмечен минимум количества темных нейронов по сравнению с 4-м днем (р<0,001). В субполе СА3 на 4-й день после операции наблюдался пик численности ТН в пирамидном слое по сравнению с остальными днями (р<0,001). В контрольной группе количество ТН не отличалось от 2-го дня, но было достоверно ниже по сравнению

с 4-м (р<0,001) и 6-м (р<0,05) днями после операции (см. рис. 3, б).

В DG наблюдались схожие с СА3 результаты. Так, на всех сроках после септопластики ТН было значимо больше, чем в контрольной группе (р<0,001). На 4-й день произошло резкое увеличение количества ТН по сравнению со 2-м днем, а затем — отрицательная динамика на 6-й день (£<0,001) (см. рис. 3, б).

Корреляция между р53-позитивными и темными нейронами. Сопоставляя количество нейронов, в которых белок р53 экспрессировался в цитоплазму, и количество темных нейронов, была обнаружена положительная сильная связь на всех сроках оценки и во всех субполях гиппокампа (табл. 1). Самый низкий коэффициент детерминации был обнаружен при оценке субполя СА2 на 4-й день после операции.

Неизбежным фактором, влияющим на органы, является стресс [8, 13—15]. Апоптоз нейронов возникает при различных физиологических и патологических процессах и является генетически

контролируемой формой гибели клеток [16]. Например, после воздействия стрессовых факторов в гип-покампе были обнаружены TUNEL-положительные (апоптотические) нейроны, этот факт указывает на то, что воздействие стресса, в том числе и хронического, оказывает повреждающее воздействие на нейроны гиппокампа [11].

Формирование темных нейронов в субполях СА1 и СА3 гиппокампа крыс в настоящем исследовании, по-видимому, является типовой реакцией на стресс, в том числе и сопровождающийся воспалительными реакциями. Так, ранее было показано, что при моделировании острого перитонита у свиней и крыс в субполях СА1 и СА2 также наблюдается образование темных нейронов [17]. Это связывают с запуском механизмов апоптоза, так как рост количества ТН коррелирует с положительными TUNEL-нейронами [15]. Другие исследования также подтверждают, что сморщивание нейрона и его базофилия могут служить надежными критериями начинающейся его дегенерации [17, 18].

Так, p53 активируется клеточным стрессом и повреждением ДНК и в зависимости от тяжести стресса и конкретного типа клеток может способствовать адаптивным ответам на стресс или может запускать остановку клеточного цикла или апоптоз [19]. Когда нормальные пролиферирующие клетки подвергаются повреждению ДНК, они реагируют одним из двух способов: остановка клеточного цикла или апоптоз, и p53 участвует в обоих этих процессах [20]. Иногда незрелые нейроны, как, например, в мозжечке, могут подвергаться апоптозу через страуроспориновый путь, минуя активацию р53-зависимого гена [21]. Воздействие клеточного стресса может вызвать опухолевый супрессор р53, специфичный к последовательности транскрипционный фактор, который вызывает остановку роста клеток или апоптоз. Выбор между этими клеточными реакциями зависит от многих факторов, включая тип клетки и стресс, а также действие р53 соактиваторов. Так, р53 стимулирует широкую сеть сигналов, которые действуют через два основных апоптотических пути. Внешний (рецепторный) путь гибели запускает активацию каспазы-3, а внутренний (митохондриальный) путь сдвигает баланс в семействе Bcl-2 в сторону проапоп-тотических членов, способствуя образованию апоп-тосомы и, следовательно, опосредованному каспа-зой апоптозу. Воздействие этих двух апоптотических путей может быть усилено, когда они сходятся через Bid, который является мишенью р53. Большинство этих апоптотических эффектов опосредовано через индуцирование специфических генов-мишеней апоптоза. Однако р53 может также способствовать апоптозу с помощью транскрипционно-незави-симого механизма при определенных условиях [22]. Исследования клеточных культур установили сильную корреляцию между экспрессией р53 и эксайто-

токсической гибелью нейронов, вызванной глутама-том, ^метил^-аспартатом (NMDA), агонистом рецептора NMDA хинолиновой кислотой и каиновой кислотой [23, 24].

Кроме широко изученной роли p53 как регулятора запуска апоптоза, была продемонстрирована и его нейропротективная роль [25]. Так, результаты P. Merlo и соавт. предполагают, что синаптиче-ская функция является важной мишенью p53 в ней-ропротекции при некоторых нейродегенеративных заболеваниях [3]; p53 контролирует транскрипцию генов, кодирующих ключевые белки экзоцитоза си-наптических пузырьков и рециркуляции. Это указывает на новый аспект ответа p53 на клеточное повреждение и предполагает защитный молекулярный механизм против одного из первых проявлений ней-родегенерации. Предполагается, что вместо того, чтобы способствовать гибели клеток, p53 может быть частью древней и консервативной защитной реакции на стресс, которая действует в стрессовых состояниях для защиты нейронов и поддержания критических нейронных систем, включая синаптическую функцию [3].

Так как p53 является транскрипционным фактором, регулирующим, возможно, несколько тысяч генов с различными биологическими функциями, можно предположить, что более глубокие пути ждут своего объяснения [26]. Дефицит p53 приводит к более медленной пролиферации нейрональных стволовых клеток, потенциально из-за длительной фазы G2 [27]. Кроме того, было показано, что p53 служит для смягчения нарушения развития нейронов после облучения и таким образом может играть существенную роль в регулировании поздних эффектов в мозге после проведения радиотерапии [28].

Показано, что p53 регулирует некротическую гибель и аутофагическую активность нейронов [29]. Так, p53 независимо от транскрипции изменяет проницаемость мембран митохондрий, взаимодействуя с белками митохондриальных пор — MPTP [30] и VDAC [31].

В предыдущих исследованиях нами было продемонстрировано, что при моделировании септопластики в гиппокампе у крыс встречаются нейроны, в которых белок p53 появляется как исключительно в цитоплазме, так и в ядре. В последнем случае нейроны носили характерные морфологические признаки дегенерации — склеивание хроматина, нечеткость границ ядра, а в ряде случаев и распад клетки [6]. Можно предположить, что p53 может и не носить исключительно роль регулятора апоптоза.

Ранее также было показано, что темные нейроны могут как восстанавливать свое морфофунк-циональное состояние за счет увеличения цистерн гранулярной эндоплазматической сети с образованием мембранных завитков с переходом этого процесса на астроцитарные отростки и, как следствие,

с последующим снижением степени структурного уплотнения клетки [5], так и быть признаком конечного некротического распада клетки независимо от причины гибели нейрона, в том числе и от различных биохимических каскадов апоптоза [7]. На примере различных моделей эпилептического статуса у крыс было продемонстрировано, что в гиппокампе появляются ТиКБЬ-позитивные пирамидные нейроны с усохшей цитоплазмой. Авторы делают вывод о запуске запрограмированной гибели клеток с последующим вторичным некрозом по отношению к повреждающему фактору. При этом маркеры апоптоза могут появляться и в отсроченном режиме [32], особенно после нейрональных повреждений, индуцированных кортикотропин-релизинг гормоном [33], что в дальнейшей перспективе может привести к различным нейробиологическим последствиям — нарушению памяти, поведенческих реакций и др. [34]. Ранее нами было показано, что моделирование септопластики у крыс провоцирует повышение тонуса симпатической нервной системы и концентрации кортикостерона в плазме крови в течение первых 4—5 дней после операции [35], что косвенно свидетельствует о наличии причинно-следственных связей между нарушением баланса вегетативной нервной системы, активацией гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой оси, появлением «темных» и р52-позитивных нейронов в пирамидном слое гиппокампа и, как следствие, нарушений поведенческих реакций. Кроме того, в предыдущих исследованиях нами были получены результаты, демонстрирующие, что при таком

AMTEPATYPA/REFERENCES

1. Collavin L, Lunardi A, Del Sal G. p53-family proteins and their regulators: Hubs and spokes in tumor suppression. Cell Death Differ. 2010;17(6):901-911. https://doi.org/10.1038/cdd.2010.35

2. Cancino GI, Yiu AP, Fatt MP, Dugani CB, Flores ER, Frankland PW, et al. p63 regulates adult neural precursor and newly born neuron survival to control hippocampal-dependent behavior. JNeurosci. 2013;33(31):12569-12585. https://doi.org/10.1523/JNEUR0SCI.1251-13.2013

3. Merlo P, Frost B, Peng S, Yang YJ, Park PJ, Feany M. p53 prevents neurodegeneration by regulating synaptic genes. Proc Natl Acad Sci USA. 2014;111(50):18055-18060. https://doi.org/10.1073/pnas.1419083111

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

4. Sheahan S, Bellamy CO, Treanor L, Harrison DJ, Prost S. Additive effect of p53, p21 and Rb deletion in triple knockout primary hepatocytes. Onco-gene. 2003;23(8):1489-1497. https://doi.org/10.1038/sj.onc.1207280

5. Csordas A, Mazlo M, Gallyas F. Recovery versus death of "dark" (compacted) neurons in non-impaired parenchymalenvironment. Light and electron microscopic observations. Acta Neuropathol. 2003;106:37-49. https://doi.org/10.1007/s00401-003-0694-1

6. Kastyro IV, Reshetov IV, Khamidulin GV, Shilin SS, Torshin VI, Kostyae-va MG, et al. Influence of Surgical Trauma in the Nasal Cavity on the Expression of p53 Protein in the Hippocampus of Rats. Doklady Biochemistry and Biophysics. 2021;497:99-103. https://doi.org/10.1134/S160767292102006X

виде хирургических вмешательств развивается тревожное состояние у крыс [12], что можно связать не только с развитием общих воспалительных реакций, но и с сенсорной депривацией периферического отдела обонятельного анализатора [6].

Обнаруженные нами в настоящем исследовании высокие коэффициенты детерминации подтверждают теорию о том, что вероятнее всего появление темных нейронов в гиппокампе и зубчатой извилине тесно связано с экспрессией белка р53 при хирургическом стрессе, спровоцированном моделированием септопластики у крыс.

Заключение

Появление темных и р53-позитивных нейронов в гиппокампальной формации у крыс после моделирования септопластики являются типовыми ответными реакциями нервной ткани на стресс. Очевидно, что экспрессия белка р53 связана с базофилией цитоплазмы нейронов, их морфофункциональным состоянием. Предположительно, белок р53 может запускать не только активацию поврежденных нейронов в гиппокампе, но и играть нейропротективную роль. Предстоящие исследования должны определить роль белка р53 в дальнейшей судьбе поврежденных нейронов в пирамидном слое и дифференцировать механизмы его экспрессии.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

The authors declare no conflicts of interest.

7. Kovesdi E, Pal J, Gallyas F. The fate of «dark» neurons produced by transient focal cerebral ischemia in a non-necrotic and non-excitotoxic environment: Neurobiological aspects. Brain Research. 2007;1147:272-283. https://doi.org/10.1016/j.brainres.2007.02.011

8. Haider S, Naqvi F, Batool Z, Tabassum S, Perveen T, Saleem S, Haleem DJ. Decreased Hippocampal 5-HT and DA Levels Following Sub-Chronic Exposure to Noise Stress: Impairment in both Spatial and Recognition Memory in Male Rats. Sci Pharm. 2012;80(4):1001-1011. https://doi.org/10.3797/scipharm.1207-15

9. Kirichuk VF, Tsymbal AA. Use of terahertz electromagnetic radiation at nitric oxide frequencies for the correction of thyroid functional state during stress. Vestnik Rossiiskoi Akademii Meditsinskikh Nauk. 2010;4:37-40. PMID: 20540354.

10. Tsymbal AA, Kirichuk VF. Changes gas and electrolyte structure of blood under influence terahertz radiations on frequencies nitrogen oxide 150,176150,664 GHz in the conditions of stress. Patologicheskaia fiziologiia i eksper-imental'naya terapiia. 2011;1:49-51. PMID: 21688667.

11. Cui B, Wu MQ, Zhu LX, She XJ, Ma Q, Liu HT. Effect of chronic noise exposure on expression of N-methyl-D-aspartic acid receptor 2B and Tau phosphorylation in hippocampus of rats. Biomed Environ Sci. 2013;26(3):163-168. https://doi.org/10.3967/0895-3988.2013.03.002

12. Kastyro IV, Reshetov IV, Khamidulin GV, Shmaevsky PE, Karpukhina OV, Inozemtsev AN, et al. The Effect of Surgical Trauma in the Nasal Cavity on the Behavior in the Open Field and the Autonomic Nervous System of Rats. Doklady Biochemistry and Biophysics. 2020;492:121-123. https://doi.org/10.1134/S1607672920030023

13. Kirichuk VF, Tsymbal AA, Antipova ON, Tupikin VD, Maiborodin AV, Kren-itskii AP, Betskii OV. Correction of acute stress-induced disorders of hemosta-sis using KVCh-NO apparatus. Biomedical Engineering. 2006;40(1):33-37. https://doi.org/10.1007/s10527-006-0035-5

14. Ravindran R, Rathinasamy SD, Samson J, Senthilvelan M. Noise stress induced brain neurotransmitter changes and the effect of Ocimum sanctum (Linn) treatment in albino rats. J Pharmacol Sci. 2005;98:354-360. https://doi.org/10.1254/jphs.fp0050127

15. Rezaei M, Sazegar G, Homayoun M. Effect of chronic noise exposure on neuron in the hippocampus of wistar rats. International Journal of Advanced Biotechnology and Research (IJBR). 2016;7(2):434-442. https://doi.org/10.1186/s12199-017-0686-8

16. Saeedi Borujeni MJ, Hami J, Haghir H, Rastin M, Sazegar Gh. Evaluation of Bax and Bcl-2 Proteins Expression in the Rat Hippocampus due to childhood Febrile Seizure. Iran J Child Neurol. 2016;10(1):53-60. https://doi.org/10.22037/ijcn.v10i1.8202

17. Ari I, Kafa IM, Kurt MA. Morphometric investigation of neurons in the hip-pocampal CA1, CA3 areas and dentate gyrus in a rat model of sepsis. Int J Morphol. 2010;28(1):183-192. https://doi.org/10.4067/S0717-95022010000100026

18. Kafa IM, Ari I, Kurt MA. The peri-microvascular edema in hippocampal CA1 area in a rat model of sepsis. Neuropathology. 2007;27(3):213-220. https://doi.org/10.1111/j.1440-1789.2007.00757.x

19. Joers A, Jaks V, Kase J, Toivo M. p53-dependent transcrip- tion can exhibit both on/off and graded response after genotoxic stress. Oncogene. 2004;23(37):6175-6185. https://doi.org/10.1038/sj.onc.1207864

20. Bellamy C. p53 and apoptosis. British Medical Bulletin. 1997;53(3):522-538. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.bmb.a011628

21. Geng Y, Akhtar RS, Shacka JJ, Klocke BJ, Zhang J, Chen X, Roth KA. p53 Transcription-Dependent and -Independent Regulation of Cerebellar Neural Precursor Cell Apoptosis. JNeuropathol Exp Neurol. 2007;66(1):66-74. https://doi.org/10.1097/nen.0b013e31802d4ab4

22. Haupt S, Berger M, Goldberg Z, Haupt Y. Apoptosis — the p53 network. Journal of Cell Science. 2003;116:4077-4085. https://doi.org/10.1242/jcs.00739

23. Xiang H, Kinoshita Y, Knudson CM, Korsmeyer SJ, Schwartzkroin PA, Morrison RS. Bax involvement in p53-mediated neuronal cell death. J Neuros-ci. 1998;18(4):1363-1373.

https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.18-04-01363.1998

24. Cregan SP, MacLaurin JG, Craig CG, Robertson GS, Nicholson DW, Park DS, Slack RS. Bax-dependent caspase- 3 activation is a key determinant in p53-induced apoptosis in neurons. J Neurosci. 1999;19(18):7860-7869. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.19-18-07860.1999

25. Khurana V, Merlo P, DuBoff B, Fulga TA, Sharp K., Campbell SD, et al. A neuroprotective role for the DNA damage checkpoint in tauopathy. Aging Cell. 2012;11(2):360-362. https://doi.org/10.1111/j.1474-9726.2011.00778.x

26. Xiong Y, Zhang Y, Xiong S, Williams-Villalobo AE. A Glance of p53 Functions in Brain Development, Neural Stem Cells, and Brain Cancer. Biology. 2020;9(9):285.

https://doi.org/10.3390/biology9090285

27. Marin Navarro A, Pronk RJ, van der Geest AT, Oliynyk G, Nordgren A, Arsenian-Henriksson M, et al. p53 controls genomic stability and temporal differentiation of human neural stem cells and affects neural organization in human brain organoids. Cell Death Dis. 2020;11:52. https://doi.org/10.1038/s41419-019-2208-7

28. Li Y-Q, Cheng ZW-C, Liu SK-W, Aubert I, Wong CS. P53 regulates disruption of neuronal development in the adult hippocampus after irradiation. Cell Death Discovery. 2016;2:16072. https://doi.org/10.1038/cddiscovery.2016.72

29. Wang DB, Kinoshita C, Kinoshita Y, Morrison RS. p53 and mitochondrial function in neurons. Biochim Biophys Acta. 2014;1842(8):1186-1197. https://doi.org/10.1016Zj.bbadis.2013.12.015.

30. Vaseva AV, Marchenko ND, Ji K, Tsirka SE, Holzmann S, Moll UM. p53 opensthe mitochondrial permeability transition pore to trigger necrosis. Cell. 2012;149(7):1536-1548. https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.05.014

31. Ferecatu I, Bergeaud M, Rodriguez-Enfedaque A, Le Floch N, Oliver L, Rincheval V, et al. Mitochondriallocalization of the low level p53 protein in proliferative cells. Biochem Biophys Res Commun. 2009;387(4):772-777. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2009.07.111

32. Mikati MA, Abi-Habib RJ, El Sabban ME, Dbaibo GS, Kurdi RM, Kobeis-si M, et al. Hippocampal Programmed Cell Death after Status Epilepticus: Evidence for NMDA-Receptor and Ceramide-Mediated Mechanisms. Epilepsia. 2003;44:282-291.

https://doi.org/10.1046/j.1528-1157.2003.22502.x

33. Ribak CE, Baram TZ. Selective death of hippocampal CA3 pyramidal cells with mossy fiber afferents after CRH-induced status epilepticus in infant rats. Dev Brain Res. 1996;91:245-251. https://doi.org/10.1016/0165-3806(95)00183-2

34. Kastyro IV, Inozemtsev AN, Shmaevsky PE, Khamidullin GV, Torshin VI, Kovalenko AN, et al. The impact of trauma of the mucous membrane of the nasal septum in rats on behavioral responses and changes in the balance of the autonomic nervous system (pilot study). JPhys: Conf Ser. 2020;1611(012054). https://doi.org/10.1088/1742-6596/1611/1/012054

35. Kastyro IV, Popadyuk VI, Reshetov IV, Kostyaeva MG, Dragunova SG, Ko-syreva TF, et al. Changes in the Time-Domain of Heart Rate Variability and Corticosterone after Surgical Trauma to the Nasal Septum in Rats. Doklady Biochemistry and Biophysics. 2021;499:247-250. https://doi.org/10.1134/S1607672921040098

Поступила в редакцию 21.08.2021

Received 21.08.2021

После доработки 07.10.2021

Revised 07.10.2021

Принята к публикации 17.10.2021

Accepted 17.10.2021

Аннотация научной статьи по биотехнологиям в медицине, автор научной работы — Костяева М.Г., Кастыро И.В., Юнусов Т.Ю., Коломин Т.А., Торшин В.И.

Похожие темы научных работ по биотехнологиям в медицине , автор научной работы — Костяева М.Г., Кастыро И.В., Юнусов Т.Ю., Коломин Т.А., Торшин В.И.

PROTEIN P53 EXPRESSION AND DARK NEURONS IN RATS HIPPOCAMPUS AFTER EXPERIMENTAL SEPTOPLASTY SIMULATION

Текст научной работы на тему «ЭКСПРЕССИЯ БЕЛКА P53 И ТЕМНЫЕ НЕЙРОНЫ В ГИППОКАМПЕ У КРЫС ПРИ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОМ МОДЕЛИРОВАНИИ СЕПТОПЛАСТИКИ»