CC BY
50
УДК 616.89 Н.В. Михневич
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ МОДЕЛИ НАРКОЗАВИСИМОСТИ
ГУ НИИ молекулярной биологии и биофизики СО РАМН, Новосибирск
Краткий обзор посвящен сравнительному анализу существующих моделей формирования наркозависимости у животных._______________________________________________
Ключевые слова: наркозависимость, самовведение, принудительное спаивание, морфин
В связи с объективной потребностью изучения природы и механизмов наркозависимости естественно возникновение необходимости моделирования этого состояния на животных, поэтому проведен краткий сравнительный анализ существующих современных методик, опирающийся, отчасти, на собственный опыт. Существует несколько моделей, которые используются для формирования и изучения синдрома наркозависимости у животных: модель принудительного спаивания, инъекционный метод, “вшивание” подкожных капсул, содержащих наркотик, и, наконец, модель самовведения. Далее будет проведен их сравнительный анализ.
Основные модели экспериментальной наркозависимости. Кратко остановимся на том, что собой представляют упомянутые модели. В модели принудительного спаивания наркотик поступает в огранизм животного из жидкости, употребляемой в качестве питья. Инъекционный метод отличается тем, что формирование синдрома наркозависимости происходит при помощи ежедневных инъекций. Для самовведения характерно то, что животное вводит себе наркотическое вещество “самостоятельно”: после нажатия на педаль в специально оборудованной камере в кровеносную систему животного через катетер, хирургическим путем помещенный в яремную вену, попадает доза наркотика. В модели со “вшиванием” животному под кожу помещают капсулы, из которых постепенно выделяется наркотик.
Если внимательно проанализировать способы создания синдрома наркозависимости в эксперименте, то становится понятным, что большинство из них являются принудительными. В варианте со спаиванием животному в качестве жидкости для питья предлагается рас-
твор сахарозы, содержащий различные концентрации наркотического вещества. Испытывая жажду, животное вынуждено пить раствор, и таким образом оно получает ежедневную дозу наркотика. Заметим, что в ситуации, когда животному предлагается выбор между поилками с наркотиком или чистым раствором сахарозы, они отдают явное предпочтение жидкости, в которой наркотик отсутствует; при этом особого значения не имеет, был ли предложен выбор изначально или животное уже в течение какого-то времени потребляло наркотическое средство. Возможно, подобное предпочтение объясняется тем, что некоторые наркотики имеют горький вкус, в частности морфин. В моделях, использующих для создания наркозависимости инъекции и подкожные капсулы, животные также получают ежедневные дозы наркотика принудительным путем. На этом фоне выделяется модель самовведения, поскольку в случае ее использования количество наркотика, ежедневно получаемое животным, зависит от его собственных действий, а не от намерений экспериментатора.
Дозировка морфина в модели принудительного спаивания. Если говорить о дозировке морфина (табл.), то для модели принудительного спаивания обычным является график, при котором процедура начинается с дозы
0,1 мг/мл 3% раствора сахарозы с последующим её увеличением до 0,2 мг/мл; 0,3 мг/мл и 0,4 мг/мл через каждые 48 ч [5, 13]. Доза в 0,4 мг/мл остается неизменной до конца эксперимента (обычная продолжительность - 21 день с момента получения первой дозы морфина (0,1 мг/мл); иногда срок спаивания увеличивается до 30 дней). К концу спаивания количество морфина, потребляемого за сутки, достигает 50 мг/кг веса животного (по
Таблица
Метод Продолжи- тельность Схема Синдром отмены
Спаивание 21-30 дней 1-2-й день - 0,1 мг/мл 3% р-ра сахарозы; 3-4-й день - 0,2; 5-6-й день - 0,3; с 7-го дня - 0,4 На 21-й день после инъекции налоксона (1-2 мг/кг внутрибрюшинно)
Инъекции 12-17 дней В 1-й день - 5-20 мг/кг веса К последнему дню доза увеличивается до 80-100 мг/кг Через сутки после окончания 17-дневного курса
Капсулы 5-7 дней В 1-й день - 2 капсулы по 75 мг, на 3-й день - 5 капсул по 75 мг На 7-й день после инъекции налоксона (1 мг/кг)
Самовведение Не менее 10 дней 10 мг/кг на инфузию или 100 мкг морфина, растворенного в 0,05 мл изотонического раствора хлорида натрия (существуют варианты более низких доз начиная от 0,001 мг/кг на инфузию) На 10-й день после инъекции налоксона при замене морфина физ. раствором после 20 дней потребления наркотика
разным данным от 48 до 54 мг/кг [5, 13]). При использовании такой схемы у крыс, получавших морфин в течение не менее 20 дней, можно вызвать “синдром отмены” при помощи внутрибрюшинной инъекции налоксона (по разным данным 1 [5] или 2 мг/кг [13]). В этом случае через 20 мин после инъекции можно наблюдать следующие поведенческие характеристики: “отряхивание мокрой собаки”, встряхивания головой (некоторые авторы не считают этот признак характерным для синдрома отмены), диарея, птоз, скрежет зубами, эякуляция, жевание, дрожание лап, корчи; при этом отсутствует возможность коснуться животного или взять его в руки; через 24 ч после инъекции становится заметной и потеря в весе [13].
Если же по окончании трехнедельного спаивания просто заменить раствор сахарозы с морфином на обычную воду, то у животных спустя сутки наблюдаются потеря до 24% веса, увеличение локомоторной активности и частоты копания в опилках; обычные же признаки синдрома отмены не проявляются [5].
Кроме описанной схемы используются некоторые ее модификации. Например, существует протокол с более постепенным увеличением концентрации морфина в питье - после дозы 0,1 мг/мл используют 0,15 мг/мл и лишь затем 0,2 мг/мл. Наконец, существует вариант, в котором доза 0,4 мг/мл не является окончательной - после 10-дневного периода, во время которого используется уже описанная схема, дозировку снова начинают увеличивать каждые 48 ч - 0,5; 0,6; 0,8; 1,0 и заканчивают 1,2 мг/мл [5]. В этом случае на 21-й день спаивания количество морфина, потребленного за сутки, достигает 134 мг/кг веса животного.
Существует еще один вариант модели принудительного спаивания: животному обеспечивают доступ к питью лишь 4 раза в сутки - в 2.00, 8.00, 14.00 и 20.00 ч [10], после чего у него есть только 5 мин для того, чтобы выпить жидкость. При такой методике в соответствующие временные периоды потребляется 29%, 27%, 21% и 23% от общего суточного объема жидкости. В ситуации, когда животные пьют 0,05% раствор морфина, среднее количество наркотика, потребленного за сутки, достигает 53 мг/кг веса. В образцах крови, полученных у животных через час после каждой очередной дозы жидкости, обнаруживается от 167 до 300 нг морфина на мл крови. Через 6 ч после доступа к питью плазменный уровень морфина снижался на 50%. К 26 дню подобного спаивания зависимые животные теряли около 11% своего веса по сравнению с контролем [10].
Обсуждая методику принудительного спаивания, стоит остановиться еще на одном моменте. Для того, чтобы скрыть горький вкус морфина, в этой модели используют сахарозу. К сожалению, фактически нет работ, в которых было бы показано влияние большого количества сахарозы, потребляемой за время спаивания, на процесс жизнедеятельности животного. Однако известно, что довольно часто к концу третьей недели спаивания у животных как из контрольной, так и из опытной групп нередко возникает диарея, одной из причин которой может быть неумеренное потребление сахарозы. В то же время показано, что в случае, если животным обеспечить свободный доступ к сахарозе, то впоследствии те животные, которые потребляли большее количество сахарозы будут вводить себе несколько большее коли-
чество наркотических веществ по сравнению с теми, кто потреблял меньшие дозы сахарозы. С другой стороны, существуют работы, в которых показано, что количество наркотика, потребляемое животными с разной потребностью в сахарозе, почти не различается [11]. В любом случае нельзя исключать влияние сахарозы на процесс потребления наркотика.
Модель самовведения. При использовании модели самовведения как правило применяют следующие дозировки: 10 мг/кг на инфузию [14, 16] или 100 мкг морфина, растворенного в 0,05 мл изотонического раствора хлорида натрия (существуют варианты более низких доз начиная от 0,001 мг/кг на инфузию [3,4, 12]). Продолжительность пребывания в экспериментальной инструментальной камере варьирует от 50 мин до 24 ч в сутки (как правило в течение суток животное вводит себе 10-12 доз наркотика в дозировке 10 мг/кг [14]). Количество дней, в течение которых крысы находятся в камере, также различается в зависимости от опыта, проводимого исследователем, но обычно не менее 10. Если по окончании 10-дневного периода животным ввести на-локсон, то у них отмечаются следующие признаки синдрома отмены: “отряхивание мокрой собаки”, прыжки, корчи и диарея [4]. Кроме того, если после 20-дневного периода внутривенного самовведения морфина заменить наркотик физраствором, то у животных также проявляются признаки синдрома отмены: корчи, диарея, “отряхивание мокрой собаки”, а также угасание рефлекса нажатия на педаль, необходимого для получения дозы морфина [16].
Модель “подкожных капсул”. Для модели, в которой используются подкожные капсулы, как правило, характерен следующий порядок: в первый день имплантируют две капсулы, а через 2 дня после этого - еще 5 (каждая капсула содержит 75 мг морфина). Животные, которым вводят более чем 7 капсул в течение 3 дней, обычно гибнут от передозировки наркотика. Иногда эту схему продолжают, и в этом случае на 5-й день подкожно животному вводят еще 7 капсул. Если крысе ввести под кожу три капсулы с морфином и через неделю после этого инъецировать налоксон (1 мг/кг), то неизбежно развиваются характерные черты синдрома отмены [9, 17].
Инъекционная модель. В случае инъекционной модели используют различные схемы введения наркотика, общей чертой которых является постоянное увеличение дозы, которая меняется в пределах от 5-20 мг/кг до 80-100 мг/кг веса животного [2,15]. Постепенное увеличение количества морфина происходит с интервалом в 2-3 дня. Общая продолжительность такого способа колеблется от 12 до 17 дней. Используют как внутрибрю-шинные, так и подкожные инъекции, которые проводят с интервалом либо в 8 ч (3 раза в сутки) [7], либо 12 (2 раза в сутки) [2, 9]. Через сутки после последней инъекции морфина (данные для 17-дневной схемы) у животных можно обнаружить признаки синдрома отмены, в частности пилоэрекцию, скрежет зубами, птоз, встряхивание передними лапами, нарушение дыхания, корчи, диарею, “отряхивание мокрой собаки” [2].
С точки зрения места и роли каких-либо воздействий на животное самой “безобидной” моделью является “спаивание”, поскольку во время формирования синдрома наркозависимости не предусмотрено контактов между исследователем и подопытным животным, в ре-
зультате чего элиминируется возможный эффект хэнд-линга и хирургического вмешательства. Модель самовведения предусматривает однократное хирургическое вмешательство, необходимое для введения катетера в кровеносную систему животного [1]; кроме того, существует необходимость ежедневно брать животное в руки для того, чтобы помещать его в экспериментальную установку. Для моделей, в которых применяются ежедневные инъекции и подкожные капсулы, также характерно наличие хэндлинга, к тому же не исключается возможный эффект самого процесса инъекции и “вшивания” капсулы под кожу. В последнем случае добавляется еще и ежедневное использование наркоза для проведения операции.
Если говорить об использовании описанных моделей, то у каждой из них есть своя область применения. Модель с “вшиванием” капсул в основном используется сейчас как вспомогательная, применяемая для того, чтобы инициировать у животного самовведение различных наркотических препаратов [6, 8]. При этом нередко для “вшивания” используют капсулы, содержащие морфин, в дальнейшем животному предлагают “вводить” себе такой наркотик, как героин. Модель принудительного спаивания часто используют в том случае, если впоследствии собираются проводить какие-либо электрофизио-логические исследования на срезах мозга. Инъекционный метод применяется в ситуации, когда в дальнейшем планируется какая-либо биохимическая работа. Самовведение в большинстве случаев целесообразно использовать для того, чтобы оценить влияние различных веществ и воздействия электротоком на различные участки мозга животного в процессе введения наркотика.
Таким образом, выбор модели зависит от тех целей, которые ставит перед собой экспериментатор.
EXPERIMENTAL MODELS OF DRUG ADDICTION N.V. Mikhnevitch
The purpose of this study was to examine the present-day models of drug addiction on rats. A comparative analysis of the given models was carried out with the following characteristics: dosage, duration, withdrawal, and presence of handling and surgical operation, field of application.
ЛИТЕРАТУРА
1. Содержание субстанции P в головном мозге инбредных крыс с различной склонностью к самовведению морфина/ С.К. Судаков, О.Ф. Медведева, И.В. Фигуринаи др. // Нейрохимия. 2001. Т. 18. № 2. С. 146-150.
2. Судаков С.К. Метод количественной оценки синдрома отмены у морфинзависимых крыс / С.К. Судаков, Е.В. Борисова, Д.Ю. Русаков // Эксперим. и клин. фармакол. 1994. Т. 57. №2. С. 60-63.
3. A new progressive ratio shedule for support of morphine self-administration in opiate dependent rats / K. Grasing, Li Ning, S. He et al. // Psychopharmacology. 2003. Vol. 168. № 4. P. 387-396.
4. Alaei H. Electrical stimulation of nucleus raphe dorsalis changes morphine self-adminiatration and withdrawal sym-
ptoms in rats / H. Alaei, A.A. Pourshanazari, A. Rafati // Pathophysiology. 2002. № 9. P. 1-6.
5. Badawy A.A.-B. Production of tolerance and physical dependence in the rat by simple administration of morphine in drinking water / A.A.-B. Badawy, C.M. Evans, M. Evans// Br. J.Pharmac. 1982. Vol. 75. P. 485-491.
6. Carrera M.R.A. Heroin self-administration in dependent Wistar rats: increased sensitivity to naloxone / M.R.A. Carrera, G. Schulteis, G.F. Koob // Psychopharmacology. 1999. Vol. 144. № 2. P. 111-120.
7. Changes in alpha 2-adrenoceptor number abd function in brains of morphine-dependent rats / C.B. Smith, H.C. Moi-ses, R.N. Splenger, P.J. Hollingsworth // European journal of pharmrcology. 1989. Feb. 28. Vol. 161. № 2-3. P. 111-119.
8. Chronic opioid exposure produces increased heroin self-administration in rats / J.R. Walker, S.A. Chen, H. Moffit et al. // Pharmacology, biochemistry and behavior. 2003. May. Vol. 75. № 2. P. 349-354.
9. Effect of withdrawal on micro-opioid receptor-stimulated guanil 5’-[gamma-[35S]thio]-triphosphate autoradiography in rat brain / C. Kirschke, J. Schadrack, W. Zieglgansber-ger, R. Spanagel // European Journal of Pharmacology. 2002. Jun 20. Vol. 446. № 1-3. P. 43-51.
10. Gellert V.F. Development and maintenance of morphine tolerance and dependence in the rat by scheduled access to morphine drinking solutions / V.F. Gellert, S.G. Holtzman// Journal of pharmacology and experimental therapeutics. 1978. Jun. 205. № 3. P. 536-546.
11. Gosnell B.A. Sucrose intake predicts rate of acquisition of cocaine self-administration / B.A. Gosnell // Psychopharmacology. 2000. Vol. 149. P. 286-292.
12. Intravenous self-administration of morphine and cocaine: a comparative study / P. Mierzejewski, E. Koro, S.R. Goldberg et al. // Polishjournal of pharmacology. 2003. Sep-Oct. Vol. 55. № 5. P. 713-726.
13. Involvment of NMDA receptors and voltage-dependent calcium channels on augmentation of long-term potentiation in hippocampal CA1 area of morphine dependent rats / A. Po-urmotabbed, F. Motamedi, Y. Fathollahi et al.//Brain Research. 1998. Vol. 804. P. 125-134.
14. Lukas S.E. Effects of levo-alpha-acetylmethadol (LAAM) on morphine self-administration in the rat / S.E. Lukas, J.E. Moreton, N. Khazan // Psychopharmacology (Berl). 1981. Vol. 73. № 1. P. 12-16.
15. The effect of single and repeated morphine administration on the prodynorphin system activity in the nucleus accum-bens and striatum in rat / B. Przewlocka, J. Turchan, W. Lason, R. Przewlocki //Neuroscience. 1996. Feb. Vol. 70. № 3. P. 749-754.
16. Tortella F.C. D-ala2-methionine-enkephalinamide self-administration in the morphine-dependent rat / F.C. Tortella, J.E. Moreton // Psychopharmacology. 1980. Vol. 69. № 2. P. 143-147.
17. Wimpey T.L. Effects of chronic morphine administration on the Mu and Delta opioid responses in the CA1 region of the hippocampus / T.L. Wimpey, K.E. Opheim, C. Chavkin// The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 1989. Vol. 251. № 2. P. 405-411.
