CC BY
103
УДК 577.113.3:577.31) - 092.9
эффекты триптофана, вводимого в темновую
Фазу, на содержание метаболитов
гидроксилазного пути обмена триптофана в плазме крови и в головном мозге крыс
M.M. Золотухин 1г2; Е.М. Дорошенко2, к.б.ндоцент;
В.Ю. Смирнов2, к.б.н.
1 - Кафедра биохимии УО «Гродненский государственный университет
им. Я.Купалы»
2 - ЦНИЛ УО «<Гродненский государственный медицинский университет»
Определяли содержание триптофана (Trp) и его метаболитов в плазме крови и структурах головного мозга интактных крыс спустя 1,5 ч после однократного введения триптофана в темновую фазу. Внутрижелудочное введение L-триптофана в дозе 100 мг/кг крысам вызвало увеличение уровня серотонина в гипоталамусе, среднем мозге, лобной доле коры больших полушарий, стриатуме и эпифизе, связанное с повышением содержания Trp в этих структурах, а также усиление деградации серотонина. Увеличение содержания серотонина, наряду с повышением уровня его предшественника, отмечалось в плазме крови. Было обнаружено, что одним из эффектов экзогенного триптофана, вводимого в темновую фазу, было угнетение продукции мелатонина в эпифизе и синтеза N-ацетилсеротонина в лобной доле коры больших полушарий. Таким образом, внутрижелудочное введение триптофана оказывает стимулирующее влияние на серотонинергическую и угнетающее - на основную мелатонин продуцирующую системы головного мозга крыс.
Ключевые слова: триптофан, гидроксилазный путь обмена триптофана, циркадианный ритм, мозг.
The content of tryptophan (Trp) and its metabolites in plasma and brain areas of intact rats 1,5 hours following its single injection during the dark phase have been studied. The intragastral administration ofL-tryptophan (100 mg/kg) to rats was shown to increase the levels of 5-HT in hypothalamus, midbrain, frontal cortex, striatum, and pineal gland as well as rise of Trp levels in the above structures, and 5-HT degradation. The content of both 5-HT and its precursor was found to increase in plood plasma. We found that one of the effect of exogenous Trp administered during the dark phase was inhibition of the production of melatonin in pineal gland and synthesis of N-acetylserotonin in frontal cortex. We concluded the intragastral injection of Trp stimulated the serotoninergic and inhibited the major melatonin-producing systems of the rat brain.
Key words: tryptophan, tryptophan hydroxylase pathway, circadian rhythm, brain.
L-Триптофан (Тгр) представляет собой незаменимую ароматическую аминокислоту, являющуюся предшественником в биосинтезе серотонина и мелатонина, наиболее активных в биологическом плане метаболитов гидроксилазного пути обмена этой аминокислоты. Известно, что уровень серо-тонина в тканях головного мозга находится в прямой зависимости от содержания триптофана в плазме крови. При дефиците триптофана в пище падает не только содержание его в плазме крови, но также уровень серотонина в головном мозге [5]. Так, у крыс, находившихся на диете с низким содержанием триптофана, отмечалось снижение содержания этой аминокислоты в плазме и мозге, с паралелльным снижением концентрации 5-ШАА в мозге [10]. Добавление же к обычной пище L-триптофана в количестве 5% от общего суточного рациона в течение 19 дней вызывает прирост уровня серотонина в тканях эпифиза на 100% и в ткани гипоталамуса - на 250% [6].
Для людей, как и для крыс, биосинтез серото-
нина зависит от доступности триптофана. Уровень триптофана в плазме определяет его содержание в мозге, хотя взаимосвязь между плазмой и мозгом модифицируется уровнями больших нейтральных аминокислот в плазме крови. В норме содержание триптофана в головном мозге человека является важным фактором в биосинтезе серотонина. Повышение содержания триптофана в головном мозге при нагрузке этой аминокислотой у пациентов с хроническими заболеваниями печени невозможно, в отличие от крыс, у которых происходит стимуляция синтеза 5-НТ [13].
Среди агентов, наиболее часто использующихся для повышения тканевого уровня индоламинов, используют как 5-гидрокситриптофан, так и сам триптофан. 5-гидрокситриптофан является непосредственным предшественником серотонина. Образуется серотонин из 5-НТР очень быстро, так, уже через 30 мин после внутрибрюшинного введения отмечается значительное повышение уровня серо-тонина в различных органах и тканях. В головном
мозге очень быстро повышается содержание 5-НТ, который выделяется в цереброспинальную жидкость боковых желудочков, где его уровень увеличивается в десятки раз, повышенный уровень регистрируется в течение нескольких часов и снижается через 2-8 ч в зависимости от дозы [3]. Это сопровождается выраженным и длительным усиленным выбросом серотонина из синаптических окончаний, эффект которого продолжается в течение суток.
5-НТР имеет определенные преимущества перед самим серотонином. 5-НТР, в отличие от серо-тонина, быстро проникает через гематоэнцефали-ческий барьер и вызывает накопление серотонина в ЦНС. Другой особенностью 5-НТР является его способность поддерживать высокий уровень тканевого серотонина достаточно продолжительное время, тогда как экзогенный серотонин быстро разрушается. Эти особенности могли бы делать 5-НТР очень удобным средством для повышения тканевого содержания эндогенного серотонина, особенно в головном мозге. Однако широкая распространенность и неспецифичность фермента, декарбок-силирующего триптофан, является причиной того, что серотонин может образовываться после введения его предшественника не только там, где происходит естественное превращение 5-НТР в серо-тонин, но и во всех других тканях, где имеется де-карбоксилаза L-ароматических аминокислот [13]. Имеющиеся данные показывают, что после введения 5-НТР (до 100мг/кг) отмечается накопление моноамина в эндотелиальных клетках по всему мозгу, но в то же время в основных серотонинер-гических нейронах - нейронах ядер шва - не отмечается ни усиления накопления, ни значительного изменения их импульсной активности. Эти изменения отмечены лишь при введении 5-НТР в сочетании с ингибиторами моноаминооксидазы [4]. В ответ на введение одного 5-НТР только лишь в большой дозе 1 г/кг отмечается слабое накопление 5-НТ в телах серотонинергических нейронов и их аксонах. По-видимому, происходящее после внут-рибрюшинного введения 5-НТР увеличение синтеза серотонина в головном мозге связано с нарастанием синтеза экстранейронального серотонина [10].
L-триптофан лишен этих недостатков 5-НТР. После введения триптофана серотонин синтезируется только в тех структурах, в которых он синтезируется в естественных условиях. Различия между триптофаном и 5-НТР связаны с тем, что первый этап синтеза серотонина, как отмечалось выше, более специфичен, поскольку специфичен фермент, катализирующий его. Более того, триптофангид-роксилаза локализуется исключительно в серото-нинэргических нейронах и ее регионарное распределение в мозге сходно с распределением серото-нина [13].
Введение триптофана ведет к освобождению серотонина из синаптических окончаний. Обращают на себя внимание две особенности. С одной стороны, это избирательность действия триптофана: он не влияет ни на уровень в нервных окончаниях дофамина и норэпинефрина, ни на их выделение в синаптосомах. С другой стороны, выделяется серотонин из серотонинсодержащих термина-лей несравненно слабее, чем после введения 5-HTP, и более кратковременно. Выделение серотонина усиливается в 2-3 раза по сравнению с исходным уровнем в течение второго часа после введения триптофана [4].
Триптофан в дозе 100 мг/кг не оказывает влияния на базальный выброс серотонина в вентральном гиппокампе крыс, но в случае увеличения доступности предшественника и нейрональной активности его выброс увеличивается [8].
Внутрижелудочное введение более высокой дозы 300 мг/кг триптофана крысам Wistar в световую и темновую фазы в течение 5 дней приводит к увеличению уровней 5-HTP, 5-HT и 5-HIAA в головном мозге спустя 4 ч после последнего введения в световую фазу. Спустя 4 ч после введения в темновую фазу в мозге животных отмечается снижение содержания 5-HT, но соотношение 5-HT/5-HIAA остается неизменным, а уровень мелатони-на в плазме крови значительно повышается [6].
Был описан ингибирующий эффект экзогенного триптофана на активность N-ацетилтрансфера-зы (NAT) эпифиза в ночное время. Введение триптофана в ночное время приводило к увеличению содержания 5-HTP, 5-HIAA, серотонина и к значительному снижению активности NAT в эпифизах крыс. Параллельно с этим снижался уровень эпи-физарного мелатонина, в то время как высокий уровень норэпинефрина оставался неизменным. Идея о возможном субстратном ингибировании фермента высокими концентрациями 5-HT не подтвердилось проведенными кинетическими исследованиями. Ингибирующий эффект триптофана на продукцию мелатонина, возможно, опосредовался выбросом 5-HT из пинеалоцитов, который в последующим вовлекался в аутокринный механизм регуляции синтеза мелатонина [11].
Кроме того, экзогенный триптофан, помимо изменений в содержании мелатонина в эпифизе, способен повышать уровень этого индоламина в желудочно-кишечном тракте. Так, пероральное введение триптофана голодающим и получающим корм крысам в дневное время приводило к дозоза-висимому увеличению уровня мелатонина в сыворотке в 4 раза, в то время как активность N-аце-тилтрансферазы и гидроксииндол-О-метилтранс-феразы и содержание мелатонина в эпифизе не изменялось. Таким образом, повышение уровня ме-латонина в сыворотке крови после введения триптофана связано с экстраэпифизарной продукцией
гормона [12], основным источником которого являются энтерохромаффинные клетки, при этом максимальное содержание мелатонина отмечалось в двенадцатиперстной кишке [7].
Синтезированный гормон проникает в кровяное русло из мелатонин- продуцирующих структур, где с током крови транспортируется к клеткам-мишеням. Наиболее активно мелатонин захватывается и метаболизируется гипоталамусом и средним мозгом [3]. В ЦНС мелатонин выполняет одну из своих ролей - регулятора синаптической передачи, влияя на высвобождение ацетилхолина, 5-гидро-кситриптамина и катехоламинов [9].
Целью данной работы было оценить уровни триптофана и его метаболитов гидроксилазного пути обмена, включая N-ацетилсеротонин и мела-тонин, в плазме крови и структурах мозга при внут-рижелудочном введении триптофана в скотофазе.
Материалы и методы
В работе использовалось 12 белых беспородных крыс-самцов массой 150-200 г, которые содержались в течение двух недель при искусственном световом режиме день/ночь (12/12ч). Начало темно-вой фазы приходилось на 21:00 ч, окончание - на 9:00 ч. Внутрижелудочное введение 0,5% раствора триптофана в дозе 100 мг/кг крысам осуществлялось в начале темного периода. Контрольная группа получала эквиобъемные количества воды. Декапитацию проводили спустя 1,5 ч после внут-рижелудочного введения. Извлеченные отделы мозга помещали в жидкий азот. Гомогенизацию биологического материала (гипоталамус, стриатум, средний мозг, лобную долю коры) производили тефлоновым пестиком в 10-кратном объеме среды, содержащей 0,2 М хлорную кислоту, 25 мг/л ЭДТА и 1 мкМ ванилиновую кислоту (VA) (внутренний стандарт), а эпифиза - в 100 мкл такой среды. Центрифугировали 15 мин при 13000 g. Супернатанты замораживали и хранили при -78 °С.
Кровь собирали в гепаринизированные пробирки и центрифугировали 15 мин при 3000g. К полученной плазме добавляли равные объемы среды для депротеинизации, содержащей 1 М хлорную кислоту, 25 мг/л ЭДТА, 25 мг/л Na2S2O5 и 1 мкМ ванилиновой кислоты (VA) в качестве внутреннего стандарта.
Центрифугировали 15 мин. при 13000g. Собранные супернатанты замораживали и хранили при -78°С.
Для внутрижелудочного введения использывал-ся L-триптофан (Sigma, США). Для приготовления подвижных фаз использовали химически чистый ацетонитрил, метанол (Мегск, Германия), КН2РО4, ЭДТА (Reanal, Венгрия), октилсульфонат натрия (Элсико, Россия), ледяная уксусная кислота (Нева-Реактив, Россия). В качестве эталонных соединений применяли L-триптофан (Trp), серотонин кре-атинин-сульфат (5-HT), мелатонин (Mel), 5-гидро-
ксииндолуксусная кислота (5-HIAA), N-ацетил-се-ротонин (NAS),5-гидрокситриптофан (5-HTP) , ванилиновая кислота (VA), (Sigma, США).
Воду для подвижных фаз подвергали тройной дистилляции в стеклянном аппарате с последующим удалением следов органических соединений пропусканием через патрон Norganic; подвижную фазу пропускали через мембранный фильтр GV 0,22 мкм (Millipore, США). Растворы стандартов (10 мМ) хранили при -78 °С. Рабочие растворы 10 мкМ для Trp и 1 мкМ для 5-HT, 5-HIAA, NAS, Mel, 5-HTP хранили при -20 °С.
Определение триптофана и его метаболитов проводили методом обращено-фазовой ВЭЖХ на хроматографе Agilent 1100 с детектором флуоресценции (G1321A, Германия). Колонка диаметром 3 мм и длиной 250 мм Separon SGX C18, 8 мкм (Эл-сико, Россия) термостатировалась при 30 °С в термостате для хроматографических колонок (G1316A). Скорость потока элюента 0,5 мл/мин. Введение образцов осуществлялось автосамплером (ALS G1313A), объем 20 мкл. Детектирование по природной флуоресценции при длине волны возбуждения 280 нм и испускания 340 нм. Для определения NAS и Mel использывали подвижную фазу, содержащую ацетонитрил 18,67 % (об.), октилсульфонат натрия 1,67 мМ, уксусную кислоту 17 мМ, ЭДТА 25 мг/л и дигидрофосфат калия 0,1 М. Для определения Trp, 5-HTP, 5-HT ,5-HIAA использывали подвижную фазу, содержащую 0,1 M дигидрофосфат калия, 17 мМ уксусной кислоты, 25 мг/л ЭД1Л, 1 мМ гептилсульфоната натрия, 0,8 мМ ок-тилсульфоната натрия и 11 % метанола (об.). Интегрирование и расчет содержания триптофана и его метаболитов проводили с помощью программы ChemStation версии А.10.01 [1].
Статистическая обработка данных (/-критерий Стьюдента и корреляционный анализ) реализована программой STATISTICA 7.0.
Результаты и обсуждение
Триптофан, вводимый в темновую фазу в дозе 100 мг/кг, вызывал достоверное увеличение содержания Trp и серотонина в плазме крови (см. табл. 1) спустя 1,5 ч после введения. Увеличение уровня Trp может объясняться активным всасыванием его в желудочно-кишечном тракте и, в сввою очередь, может стимулировать периферический синтез 5-HT, что и приводит к увеличению содержания последнего в плазме.
В эпифизе отмечалось повышение уровней Trp, 5-HTP, 5-HT, 5-HIAA и снижение содержания Mel (см.табл. 2). Возрастание содержания в эпифизе Trp, 5-HTP, 5-HT и появление отрицательной корреляционной связи между концентрациями Trp в плазме крови и 5-HT в эпифизе (r = - 0,79) свидетельствует об усилении синтеза серотонина за счет увеличения доступности его предшественника. Возможно, в содержание этого амина в ткани вно-
сят свой вклад изменения в транспорте через гема-то-энцефалический барьер, об этом косвенно свидетельствует возникновение положительной корреляции между уровнями 5-HT в плазме и паренхиме железы (г = 0,85). В пользу этого говорит еще и тот факт, что эпифиз является структурой с наиболее высокой проницаемостью гематоэнцефали-ческого барьера [3], а это означает высокую функциональную активность систем активного транспорта, которые способны изменять свое функциональное состояние при введении различных биологически активных веществ.
Повышение концентрации 5-HIAA в шишков ид-ной железе и появление положительной корреляционной связи 5-HT и 5-HIAA (г = 0,84), а также отрицательной корреляции между содержанием Trp в плазме и 5-HIAA (г = - 0,91) говорят об усилении окисления серотонина.
Экзогенный триптофан снижал ночное содержание Mel в эпифизе путем ингибирования ключевого фермента его синтеза. Возможно, этот ин-гибирующий эффект триптофана на продукцию мелатонина [11] опосредуется выбрасом 5-HT из пинеалоцитов, который в последующим вовлекается в аутокринный механизм регуляции синтеза мелатонина.
Хотя мелатонин в плазме крови более чем на 80% имеет эпифизарное происхождение [2], но в нашем случае уровень его в плазме не изменялся, следовательно, поддержание его концентрации осуществляется периферическими мелатонинпро-дуцирующими клетками.
В гипоталамусе повышались уровни Trp, 5-HTP и 5-HIAA (см.табл. 3). Увеличение концентраций Trp, 5-HTP и увеличение значения коэффициента корреляции (с г = 0,85 до г = 0,92) между концентрациями Trp-5-HT свидетельствует об усилении синтеза 5-HT. Достоверное повышение содержания 5-HIAA и исчезновение корреляции между уровнями Тгр и 5-HT, 5-HIAA, а также между 5-HTP и 5- HIAA, а также возникновение положительной корреляции между 5-HT и 5-HIAA (г = 0,77) говорят об усилении катаболизма серотонина. Возникновение положительной корреляции между концентрациями Mel в плазме и 5-HT в гипоталамусе (г = 0,97) также косвенно свидетельствует о влиянии мелатонина на деградацию серотонина, что может быть связано с модулирующим действием первого.
Экзогенный триптофан повышал уровни Trp, 5-HT и 5-HIAA в среднем мозге (см.табл. 4). Достоверное повышение уровня серотонина и его предшественника говорит об увеличении синтеза этого амина. Появление отрицательной корреляции между уровнями 5-HT в плазме и в среднем мозге (г = -0,83), возможно, свидетельствует об увеличении транспорта нейромедиатора через гемато-энцефа-лический барьер. Возрастание содержания 5-HIAA
и сохранение положительной корреляции для 5-HT - 5-HIAA (г = 0,92 против г = 0,90 в контроле) с одной стороны, и появление отрицательной связи 5-HTP-5-HIAA (г = -0,80), с другой стороны, может свидетельствовать об усилении деградации нейротрансмиттера в среднем мозге. Возможно, мелатонин вносит вклад в этот процесс, об этом косвенно свидетельствуют появление корреляционной связи между уровнями Mel и 5-HIAA (г = 0,82). В пользу этого мнения говорят также данные, что мелатонин способен усиливать синапти-ческую передачу в серотонинергических синапсах [9], а также то, что Mel активно захватывается средним мозгом из кровяного русла [3], что говорит о важной роли этого соединения в этом отделе мозга. Таким образом, экзогенный триптофан способен усиливать нейрональную активность ядер шва в среднем мозге.
В лобной доле коры наблюдалось увеличение уровней Trp, 5-HIAA и снижение содержания NAS (табл. 5). Появление положительных корреляционных связей Trp-5-HTP (г = 0,76), Trp-5-HT (г = 0,78) и увеличение содержания триптофана говорят об усилении синтеза нейромедиатора в этой структуре мозга. Об усилении деградации медиатора свидетельствует увеличение уровня 5-HIAA и появление положительной корреляции между уровнями 5-HT и 5-HIAA (г = 0,80). Снижение содержания NAS и увеличение уровня 5-HIAA, а также появление отрицательной корреляции между уровнями Trp в плазме и NAS в этом отделе мозга свидетельствует в пользу переключения метаболизма 5-HT с ацетилирования на окислительное дезаминирова-ние. Возможный механизм ингибирования арилал-киламин-К-ацетилтрансферазы осуществляется по принципу ингибирования конечным продуктом, который поступает из плазмы и накапливается, в частности, в лобной доле. В пользу этого свидетельствует тенденция к увеличению уровня Mel и появление корреляционной связи между уровнями Mel в плазме крови и в этой структуре мозга (г = 0,95). Также в пользу вовлечения Mel в ингибиро-вание N-ацетилтрансферазы и переключения метаболизма серотонина на окислительную ветвь косвенно свидетельствуют появление корреляций Mel-5-HIAA в лобной доле (г = -0,77) и между уровнями Mel в плазме и 5-HIAA в этой структуре мозга (г = -0,86). Введение триптофана увеличивало содержание этой аминокислоты в стриатуме. NAS и Mel в этой структуре мозга не детектировались (см.табл. 6).Появление положительной корреляции Trp-5-HTP (г = 0,82) и наблюдаемая тенденция к увеличению 5-HTP косвенно отражают усиление синтеза и распада нейромедиатора в этой структуре мозга. Наименее чувствителен в плане метаболического ответа на экзогенное введение триптофана из исследованных отделов мозга стри-атум.
Таблица 1 - Содержание триптофана (мкмоль/л) и метаболитов гидроксилазного пути его обмена (нмоль/л) в плазме крови крыс через 1,5 ч после введения L-триптофана (100 мг/кг) в темновую фазу. Здесь и в следующих табл.: среднее ± средняя ошибка среднего
Таблица 2 - Содержание триптофана и метаболитов гидроксилазного пути его обмена в эпифизе (нмоль на эпифиз) крыс через 1,5 ч после введения L-триптофана (100 мг/кг) в темновую фазу
Примечание: * Р<0,05 при сравнении с контролем
Таблица 3 - Содержание триптофана и метаболитов гидроксилазного пути его обмена в гипоталамусе (нмоль/г ткани) крыс через 1,5 ч после введения L-триптофана (100 мг/кг) в темновую фазу
Примечание: * Р<0,05 при сравнении с контролем
Таблица 4 - Содержание триптофана и метаболитов гидрокси-лазного пути его обмена в среднем мозге (нмоль/г ткани) крыс через 1,5 ч после введения L-триптофана (100 мг/кг) в темновую фазу
Примечание: * Р<0,05 при сравнении с контролем.
Таблица 5 - Содержание триптофана и метаболитов гидроксилазного пути его обмена в лобной доле коры больших полушарий (нмоль/г) крыс через 1,5 ч после введения L-триптофана (100 мг/кг) в темновую фазу
Таблица 6 - Содержание триптофана и его метаболитов гидроксилазного пути обмена в стриатуме (нмоль/г ткани) крыс через 1,5 ч после введения L-триптофана (100 мг/кг) в темновую фазу
Примечание: * Р<0,05 при сравнении с контролем не опр. - не определялся (ниже предела детектирования)
Заключение
Внутрижелудочное введение триптофана в дозе 100мг/кг интактным крысам в темновую фазу спустя 1,5 ч приводило к увеличению синтеза 5-гид-рокситриптамина на периферии и увеличению его содержания в плазме крови. Экзогенный триптофан повышал синтез и распад 5-HT в гипоталамусе, в среднем мозге, эпифизе , в лобной доле и стри-атуме. Данные экспериментальные условия способствовали увеличению активного транспорта серо-тонина через гематоэнцефалический барьер в структурах мозга, характеризующихся высокой интенсивностью синтеза этого моноамина (эпифиз и средний мозг). Триптофан, вводимый в темно-вую фазу, угнетал ночную продукцию мелатонина в эпифизе. Возможно, этот эффект опосредуется выбросом из пинеалоцитов 5-HT, который в последующем вовлекается в аутокринный механизм регуляции синтеза мелатонина.
Литература
Золотухин, М.М. Метод определения метаболитов гидроксидаз-ного пути обмена триптофана в эпифизе крысы с помощью ион-парной хроматографии с детектированием по флуоресценции / М.М.Золотухин, Е.М.Дорошенко // Журнал ГГМУ, 2007. - № 2.- С.25-28.
1. Комаров, Ф.И. Хронобиология и хрономедицина / Ф.И. Комаров, С.И. Рапопорт.- М.: Триада -Х. - 2000. - С .82.
2. Науменко,Е.В. Серотонин и мелатонин в регуляции эндокринной системы / Е.В.Науменко, Н.К.Попова. - Новосибирск: Наука. Сибирское отделение, 1975.- С. 5-50.
3. Попова, Н.К. Серотонин и поведение / Н.К. Попова, Е.В.Нау-менко, В.Г. Колпаков. - Новосибирск: Наука. Сибирское отделение, 1978. - С.48 - 52.
4. Рудзит, В.К. Триптофан: в норме и патологии / В.К. Рудзит. -Л.: Медицина. Ленинградское отделение. - 1973.- С. 104.
5. Effect of orally administered L- tryptophan on serotonin, melatonin, and the innate immune response in the rat / S. Esteban [et al.] // Mol. Cell Biochem.- 2004.- Vol.267, № 1-2.- P.39-46.
6. Effect of tryptophan administration on circulating melatonin levels in chicks and rats: evidence for stimulation of melatonin synthesis and release in the gastrointestinal tract / G.Huether [et al.] // Life Sci. - 1992.
- Vol 51, № 12. - P.945- 953.
7. Sharp, T. Effect of acute administration of L- tryptophan on the release of 5- HT in rat hippocampus in relation to serotoninergic neuronal activity: an in vivo microdialysis study./ T. Sharp, S.R. Bramwell, D.G. Grahame- Smith // Life. Sci.- 1992. - Vol.50, № 17.- Р. 1215 - 1223.
8. Simonneaux, V. Generation of the melatonin endocrine message in mammals: a review of the complex regulation of melatonin synthesis by norepinephrine, peptides, and other pineal transmitters / V. Simonneaux, C. Ribelayga // Pharmacol. Rev. - 2003. - Vol.55, № 2. - P.325 - 395.
9. The effect of tryptophan and a tryptophan/5 -hydroxytryptophan combination on indoles in the brains of rats fed a tryptophan deficient diet / J.A. Clark [et al.] // Psychopharmacologia.- 1975. - Vol.45, № 2. - P. 183
- 188.
10. Tryptophan administration inhibits nocturnal N-acetyltransferase activity and mtlatonin content in the rat pineal gland. Evidence that serotonin modulates melatonin production via a receptor- mediated mechanism / R.J. Reiter [et al. ] // Neuroendocrinology. - 1990. - Vol. 52, № 3.- Р. 291- 296.
11. Yaga, K. Tryptophan loading increases daytime serum melatonin levels in intact and pinealectomized rats / K. Yaga, R.J. Reiter, B.A. Richardson // Life Sci. - 1993.- Vol.52, № 14. -Р.1231 - 1238.
12. Young, S.N. Tryptophan availability and the control of 5-hydroxytryptamine and tryptamine synthesis in human CNS / S.N. Young, S. Gauthier // Adv. Exp. Med. Biol. - 1981.- Vol. 133.- P. 221- 230.
Поступила 25.03.08
Контроль Триптофан, 100 мг/кг
Trp 83,8 ± 4,19 172,3 ± 8,8*
5-HT 1,91 ± 0,235 5,43 ± 0,44*
Mel 0,028 ± 0,012 0,033 ± 0,024
Примечание: * P<0,05 при сравнении с контролем
Контроль Триптофан, 100 мг/кг
Тф 0,028 ± 0,003 0,067±0,013*
5-HTP 0,0082± 0,0007 0,013±0,0014*
5-HT 0,1641± 0,0081 0,442±0,083*
5-HIAA 0,005 ± 0,0012 0,012±0,0019*
NAS 0,0053 ±0,0003 0,0044±0,00042
Mel 0,0051±0,0006 0,00298±0.00042*
Контроль Триптофан, 100 мг/кг
Trp 15,19 ±2,07 52,9 ± 7,94
5-HTP 0,23 ± 0,02 0,59 ± 0,08*
5-HT 1,72 ± 0,15 2,04 ± 0,12
5-HIAA 0,42 ± 0,04 1,13 ± 0,08
NAS 0,039 ± 0,006 0,035± 0,003
MEL 0,066 ± 0,011 0,048 ± 0,006
Контроль Триптофан, 100 мг/кг
Тф 16,02 ± 1,945 52,75 ± 9,062*
5-HTP 0,19 ± 0,027 0,28 ± 0,051
5-HT 1,39 ± 0,079 2,23 ± 0,248*
5-HIAA 0,56 ± 0,113 2,07 ± 0,234*
NAS 0,041 ± 0,0024 0,043 ± 0,006
Mel 0,049 ±0,012 0.050 ± 0,0066
Контроль Триптофан, 100 мг/кг
Trp 17,8 ± 3,02 61,7 ± 12,42*
5-HTP 0,4 ± 0,093 0,5 ± 0,08
5-HT 1,1 ± 0,203 2,0 ± 0,4
5-HIAA 0,3 ± 0,102 0,7 ± 0,09*
NAS 0,06 ± 0,0046 0,03 ± 0.005*
Mel 0,02 ± 0,005 0,03 ± 0.004
Примечание: * P<0,05 при сравнении с контролем
Контроль Триптофан, 100 мг/кг
Тф 17,11 ±1,36 75,008 ±14,535*
5-HTP 0,27 ± 0,02 0,505 ± 0,112
5-HT 0,81 ± 0,11 1,033 ± 0,139
5-HIAA 0,44 ± 0,07 0,984 ± 0,2198
NAS 0,069 ± 0,024 не опр.
Mel 0,07 ± 0,048 не опр.
