ДИДРОГЕСТЕРОН (ДЮФАСТОН) И ЕГО 20-ДИГИДРО-МЕТАБОЛИТ КАК СЕЛЕКТИВНЫЕ МОДУЛЯТОРЫ ЭСТРОГЕННЫХ ЭНЗИМОВ В КЛЕТКАХ РАКА МОЛОЧНОЙ ЖЕЛЕЗЫ У ЧЕЛОВЕКА. ВЛИЯНИЕ НА АКТИВНОСТЬ СУЛЬФАТАЗЫ И 17β-ГИДРОСТЕРОИД-ДЕГИДРОГЕНАЗЫ Текст научной статьи по специальности «Клиническая медицина»

© G.S. Chetrite1,

Н.Н. Thole2,

J.-C. Philippe1,

J.R. Pasqualini1

Hormones & Cancer Research Unit, Institut de Puericulture, Париж, Франция';

Солвей Фармасьютикалс ГмбХ, Ганновер, Германия2

■ Представленные данные открывают интересные перспективы для изучения биологических ответов прогестагенов в клинических испытаниях у больных раком молочной железы. Эстрадиол является одним из основных факторов, контролирующих рост и развитие рака молочной железы. Поэтому важной целью исследований последних лет является блокирование образования эстрадиола внутри раковых клеток.

В опухолевых клетках молочной железы есть все ферментативные системы, участвующие в превращении предшественников эстрогенов в эстрадиол (например, сульфатаза, ароматаза, 17р-гидростероид-дегидрогеназа). В этих клетках присутствует также сульфотрансфераза, превращающая эстроген в его сульфат.

В представленном исследовании мы изучали влияние дюфастона и его 20-дигидро-метаболита на активность сульфатазы и 170 -гидростероид-дегидрогеназы в клетках МСР-7 и Т-47й рака молочной железы.

■ Ключевые слова: дидрогестерон; прогестагены; клетки рака молочной железы; сульфатаза; 17(}-гидро-стероид-дегидрогеназа

ДИДРОГЕСТЕРОН (ДЮФАСТОН) И ЕГО 20-ДИГИДРОМЕТАБОЛИТ КАК СЕЛЕКТИВНЫЕ МОДУЛЯТОРЫ ЭСТРОГЕННЫХ ЭНЗИМОВ В КЛЕТКАХ РАКА МОЛОЧНОЙ ЖЕЛЕЗЫ У ЧЕЛОВЕКА.

ВЛИЯНИЕ НА АКТИВНОСТЬ СУЛЬФАТАЗЫ И 17р-ГИ ДРОСТЕРОИ Д-ДЕГИ ДРОГЕНАЗЫ* **

Доказано, что ткань рака молочной железы содержит все ферменты, ответственные за локальный биосинтез эстрадиола (Е2) из циркулирующих предшественников. Последние этапы образования эстрадиола в опухолевых тканях молочной железы проходят двумя основными путями: «ароматазным», трансформирующим андрогены в эстрогены [1, 2], и «сульфатазным», который превращает сульфат эстрона (E,S) в эстрон (Е,) при помощи эстрон-сульфатазы [3—5]. Последний этап стероидогенеза — это преобразование более слабого эстрона в мощный биологически активный эстрадиол за счет редуктазной активности 17р-гидростероид-дегидрогеназы 1 типа (17р-ГСД-1) [6—8].

Количественная оценка показывает, что в опухолевых тканях молочной железы предшественником эстрадиола скорее всего является сульфат эстрона, а не андростендион, таким образом, синтез эстрадиола происходит преимущественно «сульфатазным» путем. [9— 11].

Также было установлено, что в тканях рака молочной железы присутствуют стероидные сульфотрансферазы, превращающие эстрогены в их сульфаты [12—14]. Вся эта информация расширяет понятие «интракринологии», согласно которому гормон действует в том же самом органе, в котором он образуется.

В данном исследовании мы изучали влияние дидрогестерона (дюфастона ) и его 20-дигидро-метаболита на эстрон-сульфатазу в линиях MCF-7 и T-47D клеток рака молочной железы, а также на редуктазную активность 17р-гидростероид-дегидрогеназы 1 типа в клетках T-47D.

Материалы и методы

Химические препараты

[6,7-3Н(Л0]-эстрона сульфат (3H-E,S); соль аммония (сп. акт. 53 Ci/mmol); [6,7-3Н(Л0]-эстрон (3Н-Е,) (сп. акт. 49 (Ci/mmol); [4-|4С]-эстрадиол (|4С-Е2) (сп. акт. 57 mCi/mmol) были приобретены в New England Nuclear Division (PerkinElmer Life Sciences, Courtaboeuf, France). Чистота радиоизотопов определялась перед применением при помощи тонкослойной хроматографии (ТСХ) в соответствующей системе. Эстрона сульфат, соль аммония, немеченые эстрон и эстрадиол (аналитического уровня) были получены от Sigma-Aldrich Chimie (St. Quentin Fallavier, France). Дидрогестерон (дюфастон: (9р,10а)-прегна-4,6-диен-3,20-дион) и его метаболит — 20-дигидро-дидрогестерон — были предоставлены Solvay Pharmaceuticals GmbH (Hannover, Germany). Все другие

* Оригинальная публикация статьи: © Anticancer Research. — 2004. — N 24. —

P. 1433-1438.

**© В. Прохорова. Редактор перевода на русский язык. НИИ АГ им. Д.О. Отта РАМН

химические препараты высшего качества приобретались коммерческим путем.

Клеточная культура

Гормонозависимые MCF-7 и T-47D линии клеток рака молочной железы человека были любезно предоставлены д-ром R.C. Clarke (Georgetown University, Washington, USA). Клетки выращивались в минимальной эссенциаль-ной среде Игля (МЭС), в буфере с 10 ммоль/л HEPES (органический химический буфер, pH 7,6), с добавлением 2 ммоль\л L-глютамина, 100 Е\мл пенициллин-стрептомицина и 5 % сыворотки плода теленка (СПТ) (A.T.G.C., Магпе-la-Vallee, France) для T-47D, или 10 % СПТ для клеток MCF-7 и инкубировались при 37 °С в увлажненной атмосфере 5 % СОг Среды менялись два раза в неделю. Клетки высевались каждые 10—12 дней и переносились в чаши площадью 75 см2 (A.T.G.C.) — 3 х 106 клеток на чашу. За четыре дня до эксперимента клетки переносились в МЭС, содержащую 5 % СПТ, лишенную стероидов специальной обработкой. Для удаления эндогенных стероидов эта СПТ обрабатывалась древесным углем, покрытым дек-страном (УПД) (0,1 — 1 % вес\об, УПД—СПТ), в течение ночи при 4 °С.

Выделение и количественное определение [3Н]-эстрадиола из клеток рака молочной железы человека, инкубированных с [3Н]-эстрон сульфатом

Преконфлюэнтные1 клетки культивировали в среде МЭС—УПД—СПТ с добавлением 5х10‘9 моль/л [3Н]-эстрона сульфата отдельно (контрольные клетки) или в сочетании с различными составами: дидрогестерон или его метаболит 20-дигидро-дидрогестерон, растворенный в этаноле (конечная концентрация <0,3 %), при диапазоне концентраций 5х105— 5х10-7—5х10'9 моль/л.

Контрольные клетки растворялись только в этаноле. Через 24 часа среда удалялась, клетки дважды промывались ледяным буферным солевым раствором Хэнка (БСРХ, свободным от кальция и магния) (A.T.G.C) и собирались путем соскабливания.

После центрифугирования соскоб обрабатывался 80 % этанолом и подвергался радиоактивной обработке минимум 24 часа при температуре —20 °С. Поглощение радиоактивности клетками определялось в супернатанте этанола, содержание ДНК в остальном соскобе оценивалось по Бартону [15]. Для контроля аналитических потерь добавлялся [|4С]-эстрадиол (5,000 dpm), а немеченые эстрон и эстрадиол (50 мкг) приме-

' Конфлюэнтность — стадия развития клеточной культуры, когда клетки теряют способность к делению (Прим. ред.).

нялись в качестве носителей и эталонных индикаторов. В совокупных этаноловых экстрактах эстрадиол изолировался при помощи тонкослойной хроматографии на силикагеле 60F254 (Merck, Darmstadt, Germany), оснащенным хлороформ-этилацетатной системой (4:1, об\об). После визуализации эстрогенов в ультрафиолетовом свете при 254 нм, соответствующие участки разрезались на мелкие фрагменты, помещались в пробирки для сцинтилляции жидкостей с этанолом (0,5 мл) и подвергались экстракции в течение 30 минут. Содержание 3Н и ,4С анализировалось после добавления 3 мл опти-фтора (Packard, PerkinElmer Life Sciences), с Холодовой коррекцией для стандартизации. Количественно содержание эстрадиола определялось как процент от общей радиоактивности, связанной с клетками и затем выражалось в фмоль образовавшегося Е2/мг ДНК.

Выделение и количественное определение [3Н]-эстрадиола из T-47D клеток рака молочной железы человека, инкубированных с [3Н]-эстроном

Преконфлюэнтные клетки T-47D инкубировались в течение 24 часов при 37 °С в МЭС, содержащей 5х10-9 моль\л [3Н]-эстрона в отсутствии или присутствии дидрогестерона (дюфа-стона) или его метаболита 20-дигидро-дидро-гестерона (5х10-5—5х10‘7—5х10‘9 моль\л). В конце инкубации среду удаляли, клетки промывали, собирали, центрифугировали и анализировали, как ранее описано в экспериментальном разделе о конверсии [3Н]-сульфата эстрона в т -эстрадиол.

Качественный анализ и количественная оценка эстрона и эстрадиола проводились после изоляции при помощи ТСХ на пластинах силикагеля 60F254, снабженных системой хлороформ— этилацетат (4:1, об\об). Для контроля аналитических потерь добавлялся [14С]-эстрадиол (5,000 dpm), а в качестве носителей и эталонных индикаторов применялись немеченые эстрон и эстрадиол (50 мкг). Посл£ визуализации эстрогенов в ультрафиолетовом свете при 254 нм соответствующие участки разрезали на мелкие фрагменты, помещали в пробирки для сцинтилляции жидкостей с этанолом (0,5 мл) и оставляли для экстракции на 30 минут. Добавляли 3 мл опти-фтора (Packard, Rungis, France) и пробирки анализировались на содержание 3Н и |4С с применением Холодовой коррекции для стандартизации. Количественная оценка трансформации [3Н]-эстрона в [3Н]-эстрадиол, соответствующая редуктазной активности 17(3-ГСД через 24 часа, производилась путем подсчета процента общей радиоактивности, связанной с клетками или средой и затем выражалась в фмоль ЕДмг ДНК.

Статистический анализ

Данные представлены как показатели средних значений + стандартная ошибка средних значений (СОС). Для оценки достоверности применялся 1-тест Стьюдента; показатели считались достоверными при р < 0,05.

Результаты

Влияние дидрогестерона (ДИД) и его метаболита 20-дигидро-дигидрогестерона (ДГД) на активность эстрон-сульфатазы в гормонозависимых клеточных линиях МСР-7 и Т-470 рака молочной железы человека

Дидрогестерон 20-Дигидро-

(ДИД) дидрогестерон

(ДГД)

снз снз

I I

СНЗС =0 снз нс-он

Рис. 1. Структура прогестагенов: дидрогестерона и его метабол ита 20-дигидро-дидрогестерона

МСР-7

% Е2

С 5х 5х 5х С 5х 5х 5х

10 4 10 7 10-5 М 10-’ 10 7 10-5М

Рис. 2. Влияние дидрогестерона и его метаболита 20-дигидро-дидрогестерона на конверсию эстрон-сульфата (Е^) в эстрадиол (Е2) в гормонозависимых линиях МСР-7 клеток рака молочной железы человека:

Преконфлюэнтные клетки МСР-7 инкубировались в течение 24 часов при 37 "С только с эстрон-сульфатом в физиологической концентрации ([1Н]-Е,5: 5x10 ’ моль\л) (в качестве контроля — необработанные клетки) или в присутствии дидрогестерона или его 20-дигидро-метаболита в концентрациях от ЗхЮ'9 до 5x10 5 моль\л- Концентрация эстрадиола определялась после разделения гормонов, как указано в разделе «Материалы и методы». Процент влияния (в фмоль Е2/мг ДНК, образовавшегося из Е в) был рассчитан посредством отношения: [(тест— контроль)/контроль|х100. Представлены средние значения данных + СОС в 2-х независимых дублирующих определениях. * — р <0, 05 по сравнению с контрольными показателями

Поскольку сульфат эстрона является наиболее важным предшественником эстрадиола в тканях рака молочной железы, особенно актуальным представляется поиск соединений, способных действовать как селективные модуляторы эстрогенных энзимов путем подавления активности эст-рон-сульфатазы и 17(3-гидростероид-дегидрогеназы или стимуляции активности сульфотрансферазы в клетках рака молочной железы. С этой целью мы протестировали способность дидрогестерона (дюфастона) и его 20-дигидро-метаболита (рис. 1) блокировать сульфатазный путь в клетках рака молочной железы.

Когда физиологические концентрации [3Н]-эстрона сульфата — 5х10 9 М — инкубировались с гормонозависимыми клеточными линиями МСР-7 и Т-470 рака молочной железы в течение 24 часов при 37 °С, внутриклеточная продукция эстрадиола в обеих линиях клеток была повышена (1975 1211 и 1216 ±142 фмоль/мг ДНКдля МСР-7 и Т-470 клеток, соответственно) (табл. 1 и 2). Дидрогестерон существенно препятствовал активности эстрон-сульфатазы только при концентрации 5х10-5 М (—63 и —48 % подавления в клетках МСР-7 и Т-470, соответственно. 20-дигидро-метаболит значительно снижал продукцию эстрадиола из суль-

Т-47Б

С 5х 5х 5х С 5х 5х 5х

ю-9 ю-7 105 м ю-9 ю-7 ю-5 М

Рис. 3. Влияние дидрогестерона и его метаболита 20-дигидро-дидрогестерона на конверсию эстрон-сульфата (Е,8) в эстрадиол (Е2) в гормонозависимых линиях Т-470 клеток рака молочной железы человека:

Преконфлюэнтные клетки 7-АЮ инкубировались в течение 24 часов при 37 °С только с эстрон сульфатом в физиологической концентрации ([3Н]-Е,5: 5х10 ч моль'уп) (контроль — необработанные клетки) или в присутствии дидрогестерона или его 20-дигидро-метаболита в диапазоне концентраций от 5x10-9 до 5x105 мсшь\л. Концентрация эстрадиола определялась после разделения гормонов, как показано в «Материалах и методах». Процент влияния (в фмоль Е,/мг ДН К, образовавшегося из Е,8) был рассчитан посредством отношения: [(тест—контроль)/контроль]х100. Представлены средние значения данных ± СОС в 2-х независимых дублирующих определениях. * — р < 0,05 по сравнению с контрольными данными

фата эстрона в зависимости от дозы в обеих линиях клеток. Ингибирующий эффект был высоким при концентрации 5х105 М (-74 и —51 % в МСБ-7 и Т-47Б клетках, соответственно). При более низких концентрациях ингибирующий эффект на клетки МСР-7 составил -65 и —24 % при 5 х 10‘7 и 5 х 10‘9М, соответственно. Для клеточных линий Т-47Б показатели составили —31 и —9%, соответственно (рис. 2 и 3). Значения 1С50, соответствующие 50 % ингибированию конверсии эстрона сульфата в эстра-диол, были 9,8 х 10_6 М для дидрогестерона и 7,1 х 10 * М для 20-дигидро-метаболита в линии клеток МСР-7.

Влияние дидрогестерона (ДИД) и его метаболита 20-дигидро-дидрогестерона (ДГД) на активность 17/3-гидроксистероид-дегидрогеназы в гормонозависимой клеточной линии Т-470 рака молочной железы человека

Основным этапом «сульфатазного пути» при образовании биологически активного эстрогена — эстрадиола — является переход эстрона в эстрадиол за счет редуктазной активности 17|}-гидроксистероид-дегидрогеназы. Поэтому исследование влияния дидрогестерона и его 20-дигидро-метаболита на образование эстрадиола по этому метаболическому пути было особенно заманчивым.

В недавно проведенных исследованиях было показано, что в гормонозависимых клетках рака молочной железы преобладает это «редуктазное» направление (переход эстроана в эстрадиол). Когда в клетках Т-470 в качестве предшественника инкубировался только насыщенный тритием эс-трон ([3Н]-Е,) в физиологической концентрации (5 х 10~9 М) без добавления каких-либо кофакторов в течение 24 часов при 37 °С, то продукция

С 5х 5х 5х С 5х 5х 5х

10-9 10-7 10-5 М 10-’ 10~7 10~! М

Рис. 4. Влияние дидрогестерона и его метаболита 20-дигидро-дидрогестерона на конверсию эстрона (Е,) в эстрадиол (Е,) в гормонозависимых линиях Т-470 клеток рака молочной железы человека:

Преконфлюэнтные клетки Г-471) инкубировались в течение 24 часов при 37 °С только с эстроном в физиологической концентрации ([,Н]-Е18 5x10* моль\л (контроль — необработанные клетки) или в присутствии дидрогестерона или его 20-дигидро-метаболита в концентрации от 5 х 10'9 до 5 х 10*5 моль\л. Количество эстрона и эстрадиола определялось после разделения гормонов, как описано в «Материалах и методах». Процент влияния (в фмоль образовавшегося

Н, или Е2 на мг ДНК) был рассчитан посредством отношения: [(тест-контроль)/контроль] х 100. Представлены средние значения данных ± СОС в 2-х независимых дублирующих определениях.

* — р < 0,05 по сравнению с контрольными величинами

[3Н]-эстрадиола составляла 2110 ± 134 фмоль\мг ДНК, а скорость превращения приблизительно 51 %, (табл. 3). Дидрогестерон очень эффективно снижал конверсию эстрона в эстрадиол в зависимости от дозы, ингибирующий эффект на конверсию эстрона в эстрадиол по сравнению с контрольными величинами, при концентрациях 5х10'5, 5х10-7 и 5х10'9М составил —48, —34 и

Таблица 1

Влияние дидрогестерона и его метаболита 20-дигидро-дидрогестерона на превращение [3Н]-эстрона сульфата в [3Н]-эстрадиол в гормонозависимой МСР-7 линии клеток рака молочной железы

Эстрадиол (Ез), фмоль Е2\мг ДНК 1975 ±211

Эстрона сульфат, меченный тритием, [3H]-E|S (5x10'9 мольУл)

+Дидрогестерон +20-Дигидро-дидрогестерон (ДИД) (ДГД)

5X10'9 1791 ± 135 1520± 96*

5X10'7 1701 ± 104 688 ±103*

5X105 727 ±90* 510 ±86*

Преконфлуентные МСР-7 инкубировали в течение 24 часов при 37°С только с эстрон сульфатом ([3Н]-Е^: 5x10~ч моль\и) или в присутствии дидрогестерона или его метаболита 20-дигидро-дидрогестерона в диапазоне концентраций 5x10'9 до 5x10'5 моль\ь Эстрадиол в фмоль\мг ДНК анализировали и количественно определяли как показано в разделе «Материалы иметоды». Значения выражались как среднее ± .У./Х 2-х независимых дублирующих определений. * — р < 0,05 по сравнению с контрольными показателями (только ^#/-£,5).

Таблица 2

Влияние дидрогестерона и его метаболита 20-дигидро-дидрогестерона на переход [3Н]-эстрон-сульфата в [3Н]-эстрадиол в гормонозависимой линии Т-47В клеток рака молочной железы

Эстрадиол (Ег), фмоль Е2\мг ДНК 1216 ± 142

Эстрона сульфат, меченный тритием, [3Н]-Е|8 (5х10'9 мольУп)

+Дидрогестерон +20-Дигидро-дидрогестерон (ДИД) (ДГД)

5х10'9 1279± 170 1114 + 137

5x10’7 1040 ± 139 846 ±100*

5x10‘5 643 ± 84* 591 ±58*

Преконфлуэнтные югетки Т-470 инкубировали в течение 24 часов при 37 ’С только с эстрон-сульфатом (/3Н]Е/8: 5x.IlV моль\п) или в присутствии дидрогестерона или его метаболита 20-дигидро-дидрогестерона в диапазоне концентраций от 5х 109 до 5х105 молъ\1. Эстрадиол (в фмоль\мг ДНК) ана/шзировали и количественно определяли как показано в разделе «Материалы иметоды». Значения выpaжaJШCь как среднее ± 5. Д от двух независимых дублирующих определений. * — р < 0,05 по сравнению с контрольными показателями (только 13Н]-Е18).

Таблица 3

Влияние дидрогестерона и его метаболита 20-дигидро-дидрогестерона на превращение [3Н]-эстрона в [3Н]-эстрадиол в гормонозависимой линии Т-470 клеток рака молочной железы

Эстрона сульфат, меченный тритием, [3Н]-Е,5 (5х 10'9 моль\л) Эстрон (Е,), фмоль/мг ДНК 2034 ±151 Эстрадиол (Е2), фмоль/мг ДНК 2110 ±134

+Дидрогестерон (ДИД) Эстрон Эстрадиол (Е„ (Е2) +20-Дигидро-дидрогестерон (ДГД) Эстрон Эстрадиол (Е.) (Е2)

5x10'9 2400 ± 128 1640 ±105* 2110 ±96 1428 ±76*

5x10‘7 2860 ±107 1400 ±98* 2714 ± 125 1242 ±104*

5x10'5 2750 ±146* 1102 ±112* 2405 ±82 975 ±85*

Преконфлуэнтные клетки 1-470 инкубировали в течение 24 часов при 37 °С только с эстроном (13Н]-Е5 х!09 моль\п) или в присутствии дидрогестерона или его метаболита 20-дигидро-дидрогестерона с диапазоном концентраций от 5 х Ю9 до 5 х105 моль\и. Эстрон и эстрадиол (в фмоль\мг ДНК) анализировали и количественно определяли как показано в разделе «Материалы иметоды». Значения выражались как среднее ± 5.0. от 2-х независимых дублирующих определений. * — р < 0,05 по сравнению с контрольными данными (только 13Н]-Е).

—23 %, соответственно. Значения для 20-дигидрометаболита составили —54, —42 и —33 %, соответственно (рис. 4). Показатель 1С50, соответствующий 50 % ингибирования конверсии Е, в Е2, для 20-дигидро-метаболита был равен 9х 10'6 М.

Обсуждение

В течение многих лет гормонотерапия при раке молочной железы главным образом основывалась на использовании антиэстрогенов, блокирующих эстрогенные рецепторы. Лечение антиэстрогеном — тамоксифена цитратом — миллионов женщин, страдающих раком молочной железы, в 30—35 % случаев приводило к стой-

кой ремиссии и позволило снизить смертность на 20-25 %.

Совсем недавно изучался другой способ гормонотерапии — ингибирование тканевой продукции эстрадиола путем применения различных антиферментных агентов, участвующих в биосинтезе этого гормона. В настоящее время убедительно доказано позитивное влияние ан-тиароматазных соединений при раке молочной железы [16, 17].

Известно, что «сульфатазный путь» особенно важен для внутритканевого образования эстрадиола в гормонозависимых карциномах молочной железы или в моделях рака молочной железы [9, 11]. Активность эстрон-сульфатазы

потенциально значима, так как является основным фактором, контролирующим продукцию не-конъюгированных эстрогенов из высоких концентраций сульфоконъюгированных предшественников, преобладающих в опухолевых тканях молочной железы, особенно у женщин в постменопаузе [9].

Представленные данные показали, что синтетический прогестаген дидрогестерон и его 20-ди-гидро-метаболит могут уменьшать конверсию эс-трона сульфата в эстрадиол в гормонозависимых MCF-7 и T-47D клетках рака молочной железы, блокируя «сульфатазный путь». В клетках MCF-7 дигидро-дидрогестерон был существенно более активен, чем его предшественник дидрогестерон. Следует отметить, что ингибирование наблюдалось уже при очень низких концентрациях (5 х 10'9 М) этого метаболита. Эти данные подтверждают, что и в исследованиях, и при лечении различными прогестагенами уместно исследовать биологическую активность их метаболитов. Влияние 20-дигидро-деривата на блокирование «суль-фатазного пути» оказалось более выраженным, чем у дидрогестерона также и в клетках T-47D.

Активность 17р-ГСД в опухоли молочной железы (в исследованиях in vivo и in vitro) преимущественно проявляется при образовании эстра-диола из эстрона. 17|3-ГСД-1 локализуется в цитоплазме злокачественных эпителиальных клеток опухолей молочной железы [18]. Отмечалось, что ориентация активности энзимов (оксидазная или редуктазная) при раке молочной железы также в большой степени зависит от локальных, метаболических или экспериментальных условий, включающих следующее: природу и концентрацию кофакторов (например, НАДФ или НАД) и субстрата, pH и субклеточную локализацию ферментов. Исследования in vitro с применением го-могенатов опухоли человека показали, что оксидазная активность 17Р-ГСД преобладала над редуктазной [7]. Однако исследования in vivo после инфузии эстрогенов, меченых изотопами, у пациенток в постменопаузе с раком молочной железы показали, что редуктазная активность преобладает над оксидазной [19]. В гормонозависимых линиях клеток рака молочной железы (MCF-7, T-47D, R-27, ZR-75-1) преобладала редуктазная изоформа 17(3-ГСД-1, но также были обнаружены изоформы 2 и 4 типов с оксидазной активностью (образование эстрона) [18, 20—22].

В представленном исследовании как дидрогестерон, так и его 20-дигидро-метаболит были способны блокировать редуктазную активность 17(3-ГСД в клетках T-47D рака молочной желе-

зы, значительный эффект наблюдался даже при низких концентрациях этих прогестагенов (5 х 10'9 М—5 х 10'7М).

Таким образом, мы полагаем, что дидрогестерон и его 20-дигидро-метаболит действуют как селективные модуляторы эстрогенных энзимов (СМЭЭ). Представленные данные подтверждают, что и в исследованиях, и при лечении с использованием различных прогестагенов имеет смысл исследовать биологическую активность их метаболитов. Так, в клетках Т-470 влияние 20-дигидро-метаболит на блокирование «суль-фатазного пути» было более выражено по сравнению с дидрогестероном.

В заключение отметим, что дидрогестерон и его 20-дигидро-метаболит являются мощными ингибиторами активности сульфатазы и 17р-ГСД в клетках рака молочной железы, что приводит к снижению тканевых концентраций эстрадио-ла. Эти данные открывают интересные перспективы изучения и использования этих прогестагенов в клинических испытаниях у пациенток с раком молочной железы.

Литература

1. Abdul-Hajj Y.J., Iverson R. and Kiang D.T.// Steroids 33:

205-222,1978.

2. Perel E, Wilkins D. and Kiltinger D. W. // J. Steroid Biochem

13: 89-94,1980.

3. Vignon F., Terqui М., Wesstley B. el ai //Endocrinology

106:1079-1086,1980.

4. Pasqualini J.R., Geliy C. and Lecerf F. // Breast Cancer

Res.Treat 8: 233-240,1986.

5. Maclndoc J.R. with the technical assistance of Woods G.,

Jeffries L. and Hinkhouse M. //Endocrinology 123:1281— 1287,1988.

6. Abdul-Hajj Y.J., Iverson R. and Kiang D.T. // Steroids 33:

477-484,1979.

7. Bonney R.C., Reed M.J. Davidson K. et al. // Clin. Endocr.

19:727-739,1983.

8. McNeil J.M., Reed M.J., Beranek P.A. et al. // Int. J. Cancer

38:193-196,1986.

9. Pasqualini J.R., Chetrite G., Blacker C. et al. // J. Clin.

Endocr. Metab. 81:1460-1464,1996.

10. Chetrite G., Cortes-Priento J., Philippe J-C. et al. // J. Steroid. Biochem. Molec. Biol. 72: 23-27, 2000.

11. Santner S.J., Feil P.D. and Santen R.J. // J. Clin. Endocr.

Metab. 59:29-33,1984.

12. Dao T.L., Libby P.R. // J. Clin. Endocr. 28: 1431-1439,1968.

13. Tseng L., Mazella J., Lee L.Y. and Stone M.L. // J. Steroid. Biochem. 19: 1413-1417, 1983.

14. Pasqualini J.R. // Eur. J. Cancer 28A: 758-762.1992.

15. Burton K. // Biochem. J. 62: 315-323.1956.

16. Brodie A.M.H., et al. // J. Steroid. Biochem. 24: 91—97,1986.

17. de Jong P.C., et al. //Cancer Res. 57: 2109-2111,1997.

18. Poutanen М., Moncharmont B. and Vihko R. //Cancer Res. 52:290-294,1992.

19. McNeil J.M., Reed M.J., Beranek P.A. et al. // Int. J. Cancer 38:193-196,1986.

20. Couture P., Theriault C., Simard J. and Labrie F. // Endocrinology 132:179“185,1993.

21. Nguyen B-L., Chetrite G. and Pasqualini J.R. // Breast Cancer Res. Treat 34:139-146,1995.

22. Peltoketo H., et al. //J. Endocr. 150: S21-S30,1996.