CC BY
86
ГЕМАТОЛОГИЯ
ГЕМАТОЛОГИЯ
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2018 УДК 616.155.392-036.11-074:681.5
Мининкова А.И.1,2, Луговская С.А.1, Почтарь М.Е.1, Хуажева Н.К.2, Тлевцежева А.А.2, Воробьев В.И.2, Лаврентьев И.С.2, Емельянова Э.Б.2, Долгов В.В.1
ДИАГНОСТИЧЕСКИЙ СКРИНИНГ ОСТРЫХ ЛЕЙКОЗОВ С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ НОВЫХ ТЕХНОЛОГИЙ АВТОМАТИЗИРОВАННОГО АНАЛИЗА КРОВИ
1Кафедра клинической лабораторной диагностики ФГБУЗ ДПО «Российская медицинская академия непрерывного
профессионального образования» Минздрава РФ, 125284, Москва;
2ГБУЗ «Городская клиническая больница им С.П.Боткина» ДЗМ, 125284, Москва
Лейкозы - опухолевые клональные заболевания кроветворной системы с первичным поражением костного мозга. Современные технологии автоматизированного анализа крови позволяют проводить быстрый первичный скрининг патологических образцов крови, подозрительных на присутствие бластных клеток. Использование разных методов исследования с целью обнаружения бластных клеток (оптического, цитохимического, иммунофенотипического) демонстрирует их различное распределение на графиках.
Ключевые слова: бластные клетки; гематологический анализатор; моноклональные антитела. Для цитирования: Мининкова А.И., Луговская С.А., Почтарь М.Е., ХуажеваН.К., Тлевцежева А.А., Воробьев В.И., Лаврентьев И.С., Емельянова Э.Б., Долгов В.В. Диагностический скрининг острых лейкозов с использованием новых технологий автоматизированного анализа крови. Клиническая лабораторная диагностика. 2018; 63 (4): 228-233. DOI: http://dx.doi.org/10.18821/0869-2084-2018-63-4-228-233
MininkovaA.I.1,2, Lugovskaya S.A.1, PochtarM.E.1, KhuazhevaN.K.2, TlevtsezhevaA.A.2, Vorobiev V.I.2, LavrentievIS.2, EmeliyanovaE.B.2, Dolgov V.V.1
THE DIAGNOSTIC SCREENING OF ACUTE LEUKEMIA USING NEW TECHNOLOGIES OF AUTOMATED BLOOD ANALYSIS
1The Federal State Budget Educational Institution of Additional Professional Education "The Russian Medical Academy of Post-Graduate education" of Minzdrav of Russia, 123995, Moscow, Russia
2the State Budget Institution of Health Care "the S.P. Botkin Municipal Clinical Hospital" of the Moscow Health Care Department, 125284, Moscow, Russia
The leukemia is a neoplastic clonal disease of hematopoietic system with primary affection of bone marrow. The modern technologies of automated blood analysis permit to implement a quick primary screening of pathological samples of blood suspicious for presence of blast cells. The application of various analysis techniques (optical, cytochemical, immune phenotypical) with the purpo.se of detecting blast cells demonstrates their different distribution at the graphics. Keywords: blast cells; hematological analyzer; monoclonal cells.
For citation: MininkovaA.I., Lugovskaya S.A., PochtarM.E., KhuazhevaN.K., TlevtsezhevaA.A., Vorobiev V.I., LavrentievI.S., Emeliyanova E.B., Dolgov V.V. The diagnostic screening of acute leukemia using new technologies of automated blood analysis. Klinicheskaya Laboratornaya Diagnostika (Russian Clinical Laboratory Diagnostics) 2018; 63(4): 228-233 . (in Russ.). DOI: http://dx.doi.org/10.18821/0869-2084-2018-63-4-228-233
For correspondence: Mininkova A.I., physician of the Federal State Budget Educational Institution of Additional Professional
Education "The Russian Medical Academy of Post-Graduate Education" and the State Budget Institution of Health Care "The S.P.
Botkin Municipal Clinical Hospital", e-mail: koann@mail.ru
Conflict of interests. The authors declare absence of conflict of interests.
Acknowledgment. The study had no sponsor support.
Received 13.01.2018 Accepted 25.01.2018
Лейкозы - опухолевые клональные заболевания кроветворной системы с первичным поражением костного мозга. На долю острых лейкозов (ОЛ) приходится 3% всех злокачественных новообразований. Заболеваемость ОЛ составляет в среднем 3-5 случаев на 100 тыс. населения в год [1], в 75% наблюдений ОЛ диагностируется у взрослых лиц.
Для корреспонденции: Мининкова Анна Игоревна, врач КДЛ, ГБУЗ ГКБ им С.П.Боткина ДЗМ; e-mail: koann@mail.ru
Диагностика ОЛ включает исследование периферической крови, аспирата и трепанобиоптата костного мозга. В миело-грамме отмечается увеличение бластных клеток (в соответствии с рекомендациями ВОЗ - более 20%) с одновременным угнетением пролиферации элементов эритропоэза и мегака-риоцитопоэза [2, 3]. С целью установления варианта острого лейкоза, кроме морфологической оценки, проводится ряд дополнительных исследований: цитохимический анализ бла-стов, иммунофенотипирование методом проточной цитоме-
RUSSIAN CLINICAL LABORATORY DIAGNOSTICS. 2018; 63(4) DOI: http://dx.doi.org/10.18821/0869-2084-2018-63-4-228-233
трии, цитогенетическое/молекулярно-генетическое исследование. В зависимости от направленности дифференцировки клеток-предшественников выделяют острые лимфобластные, миелобластные и лейкозы смешанной линейности.
Целью данной работы является оценка возможностей современных технологий автоматизированного анализа крови выявления бластных клеток.
Материал и методы. В период с апреля по июнь 2017 г проведены исследования у 27 пациентов 6-го гематологического отделения ГБУЗ «Городская клиническая больница им. С.П. Боткина» с первично выявленным ОЛ. Для верификации диагноза больным выполняли морфологическое, цитохимическое исследование костного мозга, иммунофенотипи-рование и цитогенетический анализ. У 3 пациентов диагноз ОЛ был установлен по результатам морфологического и цитохимического исследования периферической крови. В связи со смертью больных анализ костного мозга был невозможен. Диагноз острого миелобластного лейкоза (ОМЛ) установлен у 16 пациентов (9 женщин и 7 мужчин) в возрасте от 35 до 79 лет. У 8 больных (4 женщины, 4 мужчины, возраст 31 - 80 лет) верифицирован диагноз острого миеломонобластного лейкоза (ОММЛ). У 3 больных (2 женщины, 1 мужчина, возраст 30 - 74 года) выявлен острый лимфобластный лейкоз (ОЛЛ): у 2 больных - В-ОЛЛ, у одного - Т-ОЛЛ.
У всех больных исследовалась периферическая венозная кровь, взятая натощак в вакуумные пробирки с антикоагулянтом с К2-ЭДТА производства фирмы «Becton Dickinson». Общий анализ крови проводился на гематологическом анализаторе ADVIA 2120/2120i («Siemens», Германия). Цитохимическое определение числа позитивных к миелоперок-сидазе (МПО) бластных клеток осуществлялось с использованием наборов Диахим-Цитостейн-МПО производства «НПФ-Абрис+». Кроме того, кровь исследовалась методом проточной цитометрии с использованием набора монокло-нальных антител CYTODIFF™ на приборе Cytomics FC500 («Beckman Coulter», США). Референсным методом обнаружения бластов являлась световая микроскопия.
Современные гематологические 5-diff-анализаторы позволяют проводить дифференцировку лейкоцитов по 5 основным популяциям: нейтрофилам, базофилам, эозино-филам, лимфоцитам и моноцитам, используя оптические, электрические, цитохимические методы. Так, на приборах ADVIA 120, 2120, 2120i фирмы «Siemens» разделение лейкоцитов на субпопуляции осуществляется в зависимости от содержания в них МПО (определяется по величине клеточной абсорбции; распределение клеток по активности в них МПО приведено в табл. 1) и их размера (определяется по величине прямого светорассеивания). Для выявления МПО в клетках используется краситель 4-хлор-1-нафтол, который, взаимодействуя с перекисью водорода, образует соединение, вступающее в реакцию с МПО [4, 5]. Полученные результаты дифференцировки клеток представляются в виде скате-рограммы распределения лейкоцитов, где по оси Х отражено содержание в клетках МПО, а по оси Y -размеры клеток (рис. 1, см.обложку).
Помимо классических 5 популяций лейкоцитов на ска-терограмме выделяется так называемая LUC (large unstained cells) область, обозначенная цифрой 5 (см. рис. 1). В этот регион попадают большие, МПО-негативные клетки. По данным литературы, в этой области находятся бластные клетки, большие гранулярные лимфоциты и/или другие крупные перок-сидазонегативные клетки [4-7]. Кроме того, гематологический анализатор ADVIA 2120/2120i сигнализирует о появлении этих клеток морфологическими флагами ATYP (большие гранулярные, атипичные лимфоциты) и BLASTS. Флаг ATYP возникает, когда значение % LUC > 4,5, и % LUC превышает значение % BLASTS в 1,5 раза и более. Флаг BLASTS появляется, если % BLASTS составляет 1,5-5 и % LUC > 4,5% или % BLASTS > 5,0% от общего количества лейкоцитов. По
hematology
Таблица 1
Распределение клеток по популяциям в зависимости от активности МПО*
Тип клеток Активность МПО, величина клеточной абсорбции
Миелобласты -, иногда (миелобласты)
Промиелоциты 3
Миелоциты 3+
Метамиелоциты 3+
Палочкоядерные нейтрофилы 2-3+
Сегментоядерные нейтрофилы 2+
Эозинофилы 4+
Базофилы
Лимфобласты -
Пролимфоциты -
Лимфоциты -
Большие гранулярные лимфоциты -
Монобласты -
Промоноциты
Моноциты 1 +
Плазматические клетки -
Нормобласты -
Примечание. Представлены данные руководства к гематологическому анализатору ADVIA 2120/2120i) [5]; * - степени градации активности МПО: %+- очень низкая, 1+ - низкая, 2+ - средняя, 3+ - высокая, 4+ - очень высокая.
данным М. Depoorter [6], появление флага BLASTS на гематологическом анализаторе ADVIA 2120/2120i свидетельствует о наличии бластных клеток с чувствительностью 84% и специфичностью 75%. Результаты исследования S.G. Shelat и соавт. [8] подтвердили высокую чувствительность анализатора относительно выявления бластов (по их данным, 100%), однако специфичность метода составила 49%. Также одним из морфологических флагов прибора является флаг IG. Данный флаг свидетельствует о появлении в крови пе-роксидазоактивных, моноядерных клеток, к которым можно отнести промиелоцит, миелоцит, метамиелоцит и палочкоя-дерный нейтрофил. Флаг IG возникает в том случае, если [(% нейтрофилов + % эозинофилов) - % полиморфно-ядерных клеток] > 5 [5].
Проточная цитометрия позволяет быстро и надёжно определить линейную принадлежность бластов с помощью моноклональных антител к различным антигенам диффе-ренцировки миелоидной и лимфоидной направленности. Набор CYTODIFF™ («Beckman Coulter», США) предназначен для дифференциального подсчёта лейкоцитов и представляет собой 5-цветный коктейль из 6 моноклональных антител CD36-FITC/CD2-PE + CD294 (CRTH2)-PE/CD19-ECD/CD16-Cy5/CD45-Cy7, который позволяет подсчитать 17 клеточных популяций. Помимо стандартных популяций лейкоцитов (нейтрофилы, лимфоциты, моноциты, эозино-филы, базофилы) определяются дополнительные клеточные популяции - В-, Т-, NK-лимфоциты, незрелые гранулоциты и бластные клетки. Кроме того, определяется содержание CD16-позитивных и негативных моноцитов, CD16 - позитивных и негативных Т- и NK-лимфоцитов. Бластные клетки выделяются в регионах, обозначенных как Xt (Т-бласты), Xb (В-бласты), Xn (ни Т-, ни В-бласты), Xm (монобласты). Для выделения всех вышеуказанных популяций в проточном цитометре Cytomics FC500 («Beckman Coulter») ис-
ГЕМАТОЛОГИЯ
пользуется программа автоматического гейтирования клеточных популяций (программа CytoDiff CXP 2.0, «Beckman Coulter», США). По данной методике у каждого пациента проводится анализ около 20 000 лейкоцитов, что значительно увеличивает точность подсчёта по сравнению с ручным методом дифференцировки лейкоцитов под микроскопом. Если при дифференциальном подсчёте лейкоцитов определяется суммарно менее 1% бластных клеток, данный образец крови считается CytoDiff-бластнегативным. Если хотя бы 1 тип бластов превышает 1%, данный образец крови считается CytoDiff-бластпозитивным. При обнаружении более 2 типов бластов, превышающих 1%, используется сумма выявленных бластных клеток для итогового их количества [9]. По данным J. Kahng и соавт. [9], метод CYTODIFF™ обладает высокой чувствительностью (94,4%) и специфичностью (91,9%) и хорошо коррелирует с ручным подсчётом бластных клеток (r = 0,922).
Исследования крови пациентов проводились в динамике течения и терапии ОЛ. До начала терапии они выполнялись неоднократно, и общее количество исследованных образцов крови в группе больных ОМЛ составило 64, в группе ОММЛ - 27, в группе ОЛЛ - 5.
Поскольку распределение клеток по популяциям в гематологическом анализаторе ADVIA 2120/ 2120i зависит от интенсивности МПО, 24 пациентам с ОМЛ и ОММЛ было проведено цитохимическое исследование МПО в бластных клетках, по результатам которого все пациенты были разделены на 3 группы в зависимости от активности МПО (% МПО-позитивных клеток). В 1-ю группу включены 15 пациентов (10 с ОМЛ, 5 с ОММЛ), имеющих число МПО-позитивных бластов до 29% (53 исследованных образцов крови). Во 2-ю группу вошли 4 пациента (3 с ОМЛ, 1 с ОММЛ) с количеством МПО-позитивных бластов от 30 до 65% (16 исследованных образцов крови). Пять пациентов (3 с ОМЛ, 2 с ОММЛ) были объединены в 3-ю группу, где процент МПО-позитивных бластных клеток превышал 65% (22 исследованных образца крови). Трёх больных ОЛЛ анализировали в отдельной группе. Распределение пациентов с ОМЛ и ОММЛ по группам представлено в табл. 2.
При исследовании крови 24 пациентов с ОМЛ и ОММЛ на проточном цитометре с использованием реагента CYTOD-IFFTM было выделено 2 группы в зависимости от вида лейкоза. Первую группу составили 15 больных ОМЛ (56 исследованных образцов крови), вторую - 9 пациентов с ОММЛ (23 исследованных образца крови). Трёх больных ОЛЛ анализировали отдельно.
Для анализа полученных данных использовали непараметрический корреляционный тест Спирмена, рассчитывали коэффициенты корреляции между различными методами (rs), уравнения линейной регрессии. Для статистического анализа результатов исследования использовали программу GraphPad Prism («GraphPad Software, Inc.», США).
Результаты. Полученные данные и результаты их статистической обработки приведены на рис. 2 и 3. На диаграмме корреляции процента бластных клеток с параметрами гематологического анализатора ADVIA 2120/2120i (% LUC и % моноцитов (Моно)) у больных ОМЛ и ОММЛ (см. рис. 2) цельной линией изображена линия регрессии, двумя пунктирными линиями - 95% доверительный интервал. В левом верхнем углу графиков даны компоненты математического анализа регрессии: уравнение линейной регрессии (y = х), коэффициент корреляции Спирмена (rs) объём выборки (n). На графиках 1А, 1B представлены данные о больных с количеством МПО-позитивных бластов от 0 до 29%, на графиках 2А, 2В - от 30 до 65% и на графиках 3А, 3В - свыше 65%. Все графики с индексом А (1А, 2А, 3А) иллюстрируют зависимость между % бластов, подсчитанных ручным методом, и параметром % LUC гематологического анализатора ADVIA 2120/2120i. В то же время графики с индексом В (1В, 2В, 3В)
Таблица 2
Распределение пациентов с ОМЛ и ОММЛ по группам в зависимости от % МПО-позитивных бластов, выявленных цитохимическим методом
Показатель Пациенты с ОМЛ и ОММЛ (n = 24)
1-я группа (n = 15) 2-я группа (n = 4) 3-я группа (n = 5)
% МПО-позитивных бластов (цитохимический метод) 0-29 30-65 > 65
Число исследованных образцов крови на анализаторе ADVIA 2120/212С^ 53 16 22
характеризуют зависимость между % бластов, подсчитанных ручным методом, и относительным количеством моноцитов, полученным на гематологическом анализаторе ADVIA 2120/2120i.
На диаграмме корреляции процента бластных клеток с параметрами проточного цитометра Cytomics FC500 (% Xn, % Моно, % [Xn + Моно]) у больных ОМЛ и ОММЛ цельной линией изображена линия регрессии, двумя пунктирными линиями - 95% доверительный интервал. В левом верхнем углу графиков даны компоненты математического анализа регрессии: уравнение линейной регрессии (y = х), коэффициент корреляции Спирмена (rs) объём выборки (n). Графики 4A, 4B, 4C в левой части рисунка и 4D, 4E, 4F в правой части рисунка иллюстрируют зависимость между количествои бластов, полученных при световой микроскопии, и параметрами проточного цитометра (% Xn, % Моно, % [Xn + Моно]) у больных ОМЛ (слева) и ОММЛ (справа).
Обсуждение. При изучении распределения бластных клеток на скатерограмме гематологического анализатора ADVIA 2120/2120i в 1-й группе больных выявлена наибольшая корреляция % бластов, подсчитанных ручным методом, с параметром % LUC (rs = 0,759). Во 2-й группе больных бласты коррелировали как с % LUC (rs = 0,854), так и с % моноцитов (rs = 0,621) гематологического анализатора. При анализе 3-й группы больных выявлено, что бластные клетки не попадают в область LUC (rs = 0,021), а распределяются в области моноцитов (rs = 0,752). У одного пациента с 100% активностью МПО все бласты попали в регион нейтрофилов. Следует отметить, что когда бласты распределяются в области нейтро-филов вследствие высокой МПО-активности, прибор выдает морфологический флаг IG. Однако у данных пациентов при морфологическом исследовании мазка крови незрелые гра-нулоциты не выявлялись, что позволило констатировать факт локализации бластных клеток в области незрелых грануло-цитов.
Таким образом, нами сделан вывод, что c увеличением процента МПО- позитивных бластов бластные клетки локализуются на скатерограмме не в LUC-области (МПО-), а попадают в регион моноцитов (МПО+) и/или нейтрофилов (МПО+++). На рис. 4 (см.обложку) представлены скате-рограммы распределения лейкоцитов пациентов с ОМЛ и ОММЛ. Наличие менее 30% МПО-позитивных бластов в крови регистрируется прибором в зоне LUC (рис. 4, а), более 30% - в регионе моноцитов (рис. 4, б), более 65% - в области нейтрофилов (рис. 4, в).
В группе ОЛЛ проанализировано 3 пациента (5 исследованных образцов крови). У 2 пациентов с верифицированным В-ОЛЛ бластные клетки распределились между LUC-областью и лимфоцитами (рис 5, а, см. обложку). У 1 пациента с установленным диагнозом T-ОЛЛ на скатерограмме все бластные клетки попали в зону расположения лимфоцитов
RUSSIAN CLINICAL LABORATORY DIAGNOSTICS. 2018; 63(4) DOI: http://dx.doi.org/10.18821/0869-2084-2018-63-4-228-233
HEMATOLOGY
1 A
2A
Группа I
Y=15,07+0,66X
rs=0,759
n=53
20 40 60 80 % Бластов (микроскопия)
100
Группа I
80 -,
60 -
гч <
>
Q
<
О 3
40 -
20 -
-20 J
Y=6,37+0,55X
rs=0,854
n=16
20 40 60 80 100 % Бластов (микроскопия)
1 В
5 25-, см
^20Н
<^15-1 <
Q10-| <
Y=5,6+X rs=0,034 n=53
Группа I
t-j
20 40 60 80 % Бластов (микроскопия)
100
2 В
о
CM
C\i <
>
Q
<
50-,
40-
30-
20-
10-
Группа I
Y=8,20+0,17X
rs=0,621
n=16
20 40 60 80 % Бластов (микроскопия)
100
ЗА
-15-,
гч о см
гч <
>
Q
<
О 3
Группа I
Y=3,60+X
• rs=0,021
n=22
•
• •
"............;............. •
•• •• •
20 40 60 80 % Бластов (микроскопия)
100
3 В
см
° 1001
см 81 <
> 6! Q
i 41 о
Группа I
Y=1,57+0,74X
rs=0,752
n=22
20 40 60 80 % Бластов (микроскопия)
100
Рис. 2. Диаграммы корреляции процента бластных клеток с параметрами гематологического анализатора ADVIA 2120/2120i (% LUC и % Моно) у больных ОМЛ и ОММЛ по группам.
(рис. 5, б, см. обложку). При морфологическом исследовании мазка крови бласты представляли собой клетки размером 6-8 мкм с тонким ободком цитоплазмы, что, вероятно, не позволило прибору отнести их к LUC-клеткам, которые представляют собой объекты более крупного размера.
Анализ цитометрических данных, полученных на Cytom-^ FC500, показал, что у всех пациентов с ОМЛ бластные клетки регистрировались в области Хп-бластов (миелобла-стов) (г = 0,784) (рис. 6, а, б, см. обложку).
При ОММЛ бласты распределялись между регионом Хп-бластов (миелобластов) и областью моноцитов (рис. 7, а, б, в, см.обложку). Наибольшая корреляция наблюдается между бластными клетками и суммарным количеством моноцитов и Хп-бластов (г = 0,649). Морфологическое исследование мазков крови показало, что число моноцитов оставалось в пределах нормы, в то время как количество моноцитов при дифференциальном подсчёте лейкоцитов с использованием реагента CYTODIFFTM было увеличено. У одного пациента все бластные клетки локализовались в области Хт-бластов (монобластов).
Анализ 2 больных с установленным В-ОЛЛ показал распределение бластных клеток между ХЬ- и Хп-областью с основной локализацией в зоне ХЬ-бластов (рис. 8, а, б, см. обложку). Вероятно, в данном случае необходимо использовать сумму бластных клеток для определения итогового их количества [5]. У больного Т-ОЛЛ бластные клетки попали в два бластных региона, ХЬ и Х^ с преимущественным расположением в Х^регионе. (рис. 9, а, б, см. обложку).
Подводя итог вышесказанному, необходимо отметить, что использование разных методов исследования с целью обнаружения бластных клеток (оптического, цитохимического, иммунофенотипического) демонстрирует различное их распределение на графиках. Так, увеличение только LUC-клеточной популяции на гематологическом анализаторе АЭ-УА2120/2120i при наличии морфологически установленных бластов позволяет предположить у больного ОМЛ с количеством МПО-позитивных бластов менее 30%. Увеличение процентного содержания как LUC-клеток, так и моноцитов при наличии морфологически установленных бластов и отсутствии увеличения количества моноцитов при визуальной
ГЕМАТОЛОГИЯ
4A
Группа 1
a
о
о
с
X
SS
100-1 806040200
% Бластов (микроскопия)
Группа 2
4D 100-,
100
¡р о
о
о
X
as
50-
-50
Y=13,5+0,1X
rs=0,182
n=23
• ••
20
40
60
80
100
% Бластов (микроскопия)
0
0
4B
80-, о 60-
о
40-
20
Группа 1
Y=11,7+X rs=0,106 n=56 ^
100
% Бластов (микроскопия)
4E
100
а
о
о
50
-50
Группа 2
-| Y=10,4+0,5X ■
rs=0,409
n=23
■ * * - ■
- .1
I I I I I
20 40 60 80 % Бластов (микроскопия)
100
0
0
0
4С
Q
+
50-
Группа 1
150-,
Y=21,2+0,8X
rs=0,778
n=56
% Бластов (микроскопия)
4F
100
а
о
оюо-
50-
X S3
Группа 2
Y=23,94+0,6x
rs=0,752
п=22
20
40
60
80
100
% Бластов (микроскопия)
0
0
0
Рис. 3. Диаграммы корреляции процента бластных клеток с параметрами проточного цитометра Cytomics FC500 (% Xn, % Моно, % [Xn + Моно]) с использованием реагента CYTODIFF™ в двух группах больных ОМЛ и ОММЛ.
оценке делает вероятным наличие у пациента ОМЛ с количеством МПО-позитивных бластов от 30 до 65%. В случае обнаружения бластных клеток в мазке крови и отсутствия увеличения процента клеток в LUC-зоне следует обратить внимание на количество моноцитов и нейтрофилов в результатах анализа и наличие морфологического флага «незрелые гранулоциты» (IG). При их появлении у больного можно предположить ОМЛ с количеством МПО-позитивных бласт-ных клеток более 65%. Одновременное увеличение количества LUC-клеток и лимфоцитов позволяет сделать предположение о наличии у пациента ОЛЛ. В случае визуализации в мазке крови микроформ бластов может быть увеличен только процент лимфоцитов, а процент LUC оставаться в пределах нормы.
При оценке результатов анализа лейкоцитарной формулы с использованием реагента CYTODIFF™ на проточном цито-метре Cytomics FC500 («Beckman Coulter») при одновременной визуализации бластных клеток и увеличении количества Xn-бластов наиболее вероятно обнаружение ОМЛ. В случае увеличения количества как Xn-бластов, так и моноцитов или только моноцитов либо возрастания количества Xm-бластов
можно предположить наличие ОММЛ. Увеличение процента ХЬ-бластов в крови предполагает диагноз В-ОЛЛ. Однако одновременное увеличение ХЬ- и Х^ бластов позволяет предположить диагноз Т-ОЛЛ.
Для правильной интерпретации результатов необходимо знать принцип и особенности распределения лейкоцитов на скатерограмме в зависимости от применяемой в геманализато-рах технологии. Проточная цитометрия с коктейлем монокло-нальных антител CYTODIFFTM с целью дифференциального подсчёта лейкоцитов является скрининговым методом, который позволяет выявить с высокой чувствительностью наличие патологических популяций клеток, в том числе бластных, и предположить иммунологический вариант ОЛ. Обнаружение клеток в бластном регионе требует морфологического подтверждения и с целью определения варианта ОЛ - дальнейшего расширенного иммунофенотипирования с использованием широкой панели моноклональных антител.
Таким образом, современные технологии автоматизированного анализа крови позволяют проводить быстрый первичный скрининг патологических образцов крови, подозрительных на присутствие бластных клеток. Использование
RUSSIAN CLINICAL LABORATORY DIAGNOSTICS. 2018; 63(4) DOI: http://dx.doi.org/10.18821/0869-2084-2018-63-4-233-238
данных методов может оказать существенную помощь в своевременной диагностике ОЛ.
Благодарность. Авторы выражают благодарность руководству компании «Beckman Coulter» за предоставленный набор реагентов CYTODIFF™.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Финансирование. Исследование не имело спонсорской поддержки.
ЛИТЕРАТУРА (пп. 3, 4 , 6-9 см. REFERENCES)
1. Савченко В.Г., Паровичникова Е.Н., Афанасьев Б.В.,Грицаев С.В., Семочкин С.В., Бондаренко С.Н. и др., Национальные клинические рекомендации по диагностике и лечению острых мие-лоидных лейкозов взрослых. Гематология и трансфузиология. 2014; 59(1 ): 5.
2. Луговская С.А.,Почтарь М.Е. Гематологический атлас. Москва: Триада, 2016.
5. Инструкция к прибору ADVIA® 2120/2120i, Siemens.
REFERENCES
1. Savchenko V.G., Parovichnikova E.N., Aphanasiev B.V.,Gricaev S.V., Semochkin S.V., Bondarenko S.N. and oth., National clinical guideline of diagnostic and treatment acute myeloid leukemia's for adults. He-matologiya i Transfuziologiya. 2014; 59(1): 5. (in Russian)
COAGULOLOGY
2. Lugovskaya S.A.,Pochtar М.Е. Atlas of Hematology [ Gematolog-icheskiy atlas]. Moscow: Triada; 2016. (in Russian)
3. Daniel A. Arber, Attilio Orazi, Robert Hasserjian, Jürgen Thiele, Michael J. Borowitz, Michelle M. Le Beau et al.. The 2016 revision to the World Health Organization classification of myeloid neoplasms and acute leukemia. Blood. 2016; 127: 2391-2405 [Online]. Available: doi: https://doi.org/10.1182/blood-2016-03-643544.
4. Kutter D.Prevalence of mieloperoxidase deficiency: population studies using Bayer-Technicon automated hematology. J. Mol.Med. 1998; 79: 669-75.
5. Operator's Guide ADVIA® 2120/2120i Hematology Systems, Siemens.
6. Depoorter M. Optimal flagging combinations for best performance of five blood cell analyzers. Int. J. Lab. Hematol. 2015; 37(1): 63-70 [Online]. Available: doi: 10.1111/ijlh.12238.
7. Rabizadeh E., Pickholtz I., Barak M, Isakov E., Zimra Y., Froom P. Acute leukemia detection rate by automated blood count parameters and peripheral smear review. Int. J. Lab. Hematol. 2015; 37(1):44-9.
8. Shelat S.G., Canfield W., Shibutani S.Differences in detecting blasts between ADVIA 2120 and Beckman-Coulter LH750 hematology analyzers. Int. J. Lab. Hematol. 2010; 32(1): 113-6.
9. Kahng J., Yonggoo Kim, Myungshin Kim, Eun-Jee Oh., Yeon-Joon Park, Kyungja Han. Flow Cytometric White Blood Cell Differential Using CytoDiff is Excellent for Counting Blasts. Ann. Lab. Med. 2015; 35(1): 28-34 . [Online]. Available: doi: 10.3343/ alm.2015.35.1.28.
Поступила 13.01.18 Принята к печати 25.01.18
КОАГУЛОЛОГИЯ
КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2018
УДК 616.127-005.4-036.12+616.379.008.64]-06.616.132.2-007.271-039.5
Габбасов З.А.1, Козлов С.Г.1, Мельников И.С.1,2, Бязрова С.В.1, Сабурова О.С.1, Прокофьева Л.В.1
CD45-ПОЛОЖИТЕЛЬНЫЕ ТРОМБОЦИТЫ И ОТНОШЕНИЕ УРОВНЯ НЕЙТРОФИЛОВ К ЛИМФОЦИТАМ В ОЦЕНКЕ РИСКА РАЗВИТИЯ РЕСТЕНОЗА У ПАЦИЕНТОВ С ХРОНИЧЕСКОЙ ИШЕМИЧЕСКОЙ БОЛЕЗНЬЮ СЕРДЦА И САХАРНЫМ ДИАБЕТОМ 2-го ТИПА
1ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр кардиологии» Минздрава РФ, 121552, Москва; 2ГНЦ «Институт медико-биологических проблем» РАН, 123007, Москва
Цель работы - исследование значимости определения количества CD45-положительнъlх тромбоцитов и отношения уровня нейтрофилов к лимфоцитам в оценке риска развития рестеноза после имплантации стентов с лекарственным покрытием (DES) у пациентов с хронической ишемической болезнью сердца (ИБС) и сахарным диабетом 2-го типа (СД2).
Обследовано 126 больных с хроническими формами ИБС, которым в течение первого года после имплантации стентов с лекарственным покрытием бъта проведена повторная коронароангиография. В зависимости от наличия СД2 пациенты бъти разделены на две группы. У пациентов обеих групп проведено сравнение ангиографической и клинической характеристик, а также построена логистическая модель, прогнозирующая развитие рестеноза.
Рестеноз возникал чаще у пациентов с СД2 (54,5% случаев), чем у пациентов без СД2 (32,4% случаев; p = 0,01). Путём сравнения более 35 характеристик мы определили факторы риска возникновения рестеноза с наиболее высокой предсказательной способностью среди пациентов с СД2. Этими факторами риска являлись CD45-положительные тромбоциты и отношение нейтрофилов к лимфоцитам. Для предсказания развития рестеноза быта построена логистическая регрессионная модель, в которую вошли количество циркулирующих CD45-положительнъlх тромбоцитов, отношение нейтрофилов к лимфоцитам и наличие СД2. Модель продемонстрировала высокую предсказующую ценнность в отношении возникновения рестеноза: ОШ = 15,1 (95%ДИ 4,81-31; р < 0,001). Площадь под ROC-кривой: AUC = 0.83 (95% ДИ 0,72-0,92; р < 0,001). Повышение количества циркулирующих CD45-положительнъlх тромбоцитов и соотношение уровня нейтрофилов и лимфоцитов могут рассматриваться как значимые факторы риска развития рестеноза при СД2.
Для корреспонденции: Зуфар Ахнафович Габбасов, д-р биол. наук, вед. науч.сотр. лаб. стволовых клеток человека Института экспериментальной кардиологии; e-mail: zufargabbasov@yandex.ru
