CC BY
10ПИТАНИЕ
УДК: 619:579:614.31
\
Детекция жизнеспособных некультивируемых клеток микроорганизмов в курином фарше
Абдуллаева Асият Мухтаровна
ФГБОУ ВО «Московский государственный университет пищевых производств»
Адрес: 125080, Москва, Волоколамское шоссе, дом 11 E-mail: abdullaevaam@mgupp.ru
Уша Борис Вениаминович
ФГБОУ ВО «Московский государственный университет пищевых производств»
Адрес: 125080, Москва, Волоколамское шоссе, дом 11 E-mail: vet-san-dekanat@yandex.ru
Валитова Румия Камилевна
ФГБОУ ВО «Московский государственный университет пищевых производств»
Адрес: 125080, Москва, Волоколамское шоссе, дом 11 ФГБНУ НИИ вакцин и сывороток им. И.И. Мечникова Адрес: 105064, город Москва, Малый Казенный переулок, дом 5а
E-mail: rumiya.valitova@gmail.com
Митрофанова Дарья Борисовна
ФГБОУ ВО «Московский государственный университет пищевых производств»
Адрес: 125080, Москва, Волоколамское шоссе, дом 11 ФГБНУ НИИ вакцин и сывороток им. И.И. Мечникова Адрес: 105064, город Москва, Малый Казенный переулок, дом 5а
E-mail: dar.gushina@yandex.ru
В связи с потенциальной возможностью существования в пищевых продуктах биоопасных жизнеспособных некультивируемых клеток (ЖНК) патогенных микроорганизмов, которые могут формироваться под действием различных факторов, актуальными для предотвращения заражения мясных продуктов являются детекция и определение условий образования в них ЖНК разных бактерий-контаминантов. В работе проведен поиск ЖНК в курином фарше в условиях реального времени и при экспериментальном заражении продукции Staphylococcus aureus. Для выявления ЖНК в курином фарше (производство региональной птицефабрики) в 1 г продукта определяли совокупное количество микробов, численность выросших бактериальных колоний (КОЕ), содержание живых (мертвых) клеток с помощью коммерческого набора флуоресцентных красителей. Повторное изучение проводили через 5 ч инкубации тестируемых образцов фарша при комнатной температуре. В пробах куриного фарша на 4-й день после его изготовления обнаружены
Блинкова Лариса Петровна
ФГБНУ НИИ вакцин и сывороток им. И.И. Мечникова Адрес: 105064, город Москва, Малый Казенный переулок, дом 5а
E-mail: b.larus@mail.ru
Пахомов Юрий Дмитриевич
ФГБНУ НИИ вакцин и сывороток им. И.И. Мечникова Адрес: 105064, город Москва, Малый Казенный переулок, дом 5а
E-mail: yury-pakhomov@yandex.ru
У
Как цитировать
Материал опубликован в соответствии с международной лицензией Creative Commons Attribution 4.0.
26
Абдуллаева, А. М., Блинкова, Л. П., Уша, Б. В., Валитова, Р. К., Пахомов, Ю. Д., & Митрофанова, Д. Б. (2019). Детекция жизнеспособных некультивируемых клеток микроорганизмов в курином фарше. Health, Food & Biotechnology, 1(4). https://doi. org/10.36107/hfb.2019.i4.s281
ЖНК в количестве более 99 % от всех выявленных живых клеток. Через 5 часов инкубации фарша при комнатной температуре бактерии-контаминанты увеличили численность КОЕ/г в 22,5 раза, но количество ЖНК сохранялось на уровне более 99 % от числа жизнеспособных бактерий. При искусственном заражении той же серии фарша бульонной культурой S. aureus 209 P в стадии логарифмического роста количество ЖНК в образце 0 час составило 97,33 %, а через 5 ч их численность повысилась до 99,99 %. Вероятно, во внесенной культуре стафилококка в стадии активного размножения не происходило образования ЖНК, что снизило вначале их количество в пробе. После 5 ч инкубации переход бактерий в состояние ЖНК ускорился, возможно, из-за неблагоприятных для популяции клеток условий (изменение трофического субстрата, температуры, pH и т.д.). Полученные данные являются экспериментальным подтверждением наличия в продукции из куриного мяса малоизученных ЖНК бактерий, не вырастающих на традиционных питательных средах, и показывающих ложноотрицательный результат при традиционной микробиологической экспертизе. Ввиду биоопасности таких скрытых дормантных клеток целесообразно предусмотреть регламентированное тестирование пищевой продукции на наличие ЖНК.
Ключевые слова: жизнеспособные, но некультивируемые клетки, куриный фарш, детекция, биоопасность
Литература
Абдуллаева, А. М., Блинкова, Л. П., & Пахомов, Ю. Д. (2019) Значение жизнеспособных некуль-тивируемых бактерий для безопасности пищевых продуктов. Проблемы Ветеринарной Санитарии, Гигиены и Экологии, 2(30), с. 183-190.
Al-Oadiri, H. M., Lu, X., Al-Alami, N. I., & Rasco, B. A. (2011). Survival of Escherichia coli O157: H7 and Campylobacter jejuni in bottled purified drinking water under different storage conditions. Journal of Food Protection, 74(2), 254-260. https://doi. org/10.4315/0362-028X.JFP-10-368 Asakura, H., Makino, S.-I., Takagi, T., Kuri, A., Kurazono, T., Watarai, M., & Shirahata, T. (2002). Passage in mice causes a change in the ability of Salmonella enterica serovar Oranienburg to survive NaCl osmotic stress: resuscitation from the viable but non-culturable state. FEMS Microbiology Letters, 212(1), 87-93. https://doi. org/10.1111/j.1574-6968.2002.tb11249.x Aurass, P., Prager, R., & Flieger, A. (2011). EHEC/ EAEC 0104: H4 strain linked with the 2011 German outbreak of haemolytic uremic syndrome enters into the viable but non-culturable state in response to various stresses and resuscitates upon stress relief. Environmental Microbiology, 13(12), 3139-3148. https://doi.
org/10.im/j.1462-2920.20n.02604.x Ayrapetyan, M., & Oliver, J. D. (2016). The viable but non-culturable state and its relevance in food safety. Current Opinion in Food Science, 8, 127-133. https://doi.Org/10.1016/j.cofs.2016.04.010 Barron, J. C., & Forsythe, S. J. (2007). Dry stress and survival time of Enterobacter sakazakii and other Enterobacteriaceae in dehydrated powdered infant formula. Journal of Food Protection, 70(9), 2111-2117.https://doi.org/10.4315/0362-028X-70.9.2111 Bates, T. C., & Oliver, J. D. (2004). The viable but nonculturable state of Kanagawa positive and negative strains of Vibrio parahaemolyticus. Journal of Microbiology, 42(2), 74-79. Blinkova, L., Martirosyan, D., Pakhomov, Yu., Dmitrieva, O., Vaughan, R., & Altshuler M. (2014). Nonculturable forms of bacteria in lyophilized probiotic preparations. Functional Foods in Health and Disease, 4(2), 66-76. Capozzi, V., Di Toro, M. R., Grieco, F., Michelotti, V., Salma, M., Lamontanara, A., Russo, P., Orru, L., Alexandre, H., & Spano, G. (2016). Viable But Not Culturable (VBNC) state of Brettanomyces bruxellensis in wine: new insights on molecular basis of VBNC behaviour using a transcriptomic approach. Food Microbiology, 59, 196-204. https:// doi.org/10.1016/j.fm.2016.06.007 Chaisowwong, W., Kusumoto, A., Hashimoto, M., Harada, T., Maklon, K., & Kawamoto, K. (2012).
АБДУЛЛАЕВА А.М., БЛИНКОВА Л.П., УША Б.В., ВАЛИТОВА Р.К., ПАХОМОВ Ю.Д., МИТРОФАНОВА Д.Б.
Physiological characterization of Campylobacter jejuni under cold stresses conditions: its potential for public threat. Journal of Veterinary Medical Science, 74(1), 43-50. https://doi.org/10.1292/ jvms.11-0305
Cunningham, E., O'Byrne, C., & Oliver, J. D. (2009). Effect of weak acids on Listeria monocytogenes survival: evidence for a viable but nonculturable state in response to low pH. Food Control, 20(12), 1141-1144. https://doi.org/10.10Wj. foodcont.2009.03.005 Ding, T., Suo, Y., Xiang, 0., Zhao, X., Chen, S., Ye, X., & Liu, D. (2017)7 Significance of viable but nonculturable Escherichia coli: induction, detection, and control. Journal of Microbiology and Biotechnology, 27(3), 417-428 https://doi. org/10.4014/jmb.1609.09063. Dinu, L. D., & Bach, S. (2013). Detection of viable but non-culturable Escherichia coli O157: H7 from vegetable samples using quantitative PCR with propidium monoazide and immunological assays. Food Control, 31(2), 268-273. Divol B. & Lonvaud-Funel A. (2004). Evidence for viable but nonculturable yeasts in botrytis -affected wine. Journal of Applied Microbiology, 99(1), 85-93.
Fakruddin, M., Mannan, K. S., & Andrews, S. (2013). Viable but nonculturable bacteria: food safety and public health perspective. ISRN Microbiology, 2013:703813. https://doi. org/10.1155/2013/703813 Gunasekera, T. S., S0rensen, A., Attfield, P. V., S0rensen, S. J., & Veal, D. A. (2002). Inducible gene expression by nonculturable bacteria in milk after pasteurization. Applied and Environmental Microbiology, 68(4), 1988-1993. https://doi. org/10.1128/AEM.68.4.1988-1993.2002 Hu, Y., & Coates, A. (2012). "Nonmultiplying bacteria are profoundly tolerant to antibiotics," in Antibiotic Resistance, eds R. M. Anthony and A. Coates (Berlin: Springer Press), 99-119. https:// doi.org/ 10.1007/978-3-642-28951-4_7 Kramer, B., & Muranyi, P. (2014). Effect of pulsed light on structural and physiological properties of Listeria innocua and Escherichia coli. Journal of Applied Microbiology, 116(3), 596-611. https://doi. org/10.1111/jam.12394 Li, L., Mendis, N., Trigui, H., Oliver, J. D., & Faucher, S. P. (2014). The importance of the viable but non-culturable state in human bacterial pathogens. Frontiers in Microbiology, 5, 258. https://doi. org/10.3389/fmicb.2014.00258 Liu, J., Li, L., Li, B., Peters, B. M., Deng, Y., Xu, Z. & Shirtliff, M. E. (2017). First study on the formation and resuscitation of viable but nonculturable state and beer spoilage capability of Lactobacillus
lindneri. Microbial Pathogenesis, 107, 219-224. https://doi.org/ 10.1016/j.micpath.2017.03.043 Makino, S.-I., Kii, T., Asakura, H., Shirahata, T., Ikeda, T., Takeshi, K., & Itoh, K. (2000). Does Enterohemorrhagic Escherichia coli O157: H7 enter the viable but nonculturable state in salted salmon roe? Applied and Environmental Microbiology, 66(12), 5536-5539. https://doi. org/10.1128/AEM.66.12.5536-5539.2000 Masmoudi, S., Denis, M., & Maalej, S. (2010). Inactivation of the gene katA or sodA affects the transient entry into the viable but non-culturable response of Staphylococcus aureus in natural seawater at low temperature. Marine Pollution Bulletin, 60(12), 2209-2214. https://doi. org/10.1016/j.marpolbul.2010.08.017 Nicolo, M. S., Gioffre, A., Carnazza, S., Platania, G., Silvestro, I. D., & Guglielmino, S. P. (2010). Viable but nonculturable state of foodborne pathogens in grapefruit juice: a study of laboratory. Foodborne Pathogens and Disease, 8(1), 11-17. https://doi. org/10.1089/fpd.2009.0491 Nicolo, M. S., & Guglielmino, S. P. P. (2012). "Viable but nonculturable bacteria in food," in Public Health-Methodology, Environmental and Systems Issues, ed. J. Maddock (Rjeka: InTech), 189-216. https://doi.org/10.5772/38118 Nystrom, T. (2003). Nonculturable bacteria: programmed survival forms or cells at death's door? Bioessays, 25(3), 204-211. https://doi. org/10.1002/bies.10233 Oh, E., McMullen, L., & Jeon, B. (2015). Impact of oxidative stress defense on bacterial survival and morphological change in Campylobacter jejuni under aerobic conditions. Frontiers in Microbiology, 6, 295. https://doi.org/10.3389/fmicb.2015.00295 Oliver, J. D. (2010). Recent findings on the viable but nonculturable state in pathogenic bacteria. FEMS Microbiology Reviews, 34(4), 415-425. https://doi. org/10.1111/j.1574-6976.2009.00200.x Peneau, S., Chassaing, D., & Carpentier, B. (2007). First evidence of division and accumulation of viable but nonculturable Pseudomonas fluorescens cells on surfaces subjected to conditions encountered at meat processing premises. Applied and Environmental Microbiology, 73(9), 2839-2846. https://doi.org/10.1128/AEM.02267-06 Pinto D., Santos M. A., & Chambel L. (2015). Thirty years of viable but nonculturable state research unsolved molecular mechanisms. Critical Reviews in Microbiology, 41(1), 61-76. Ramamurthy, T., Ghosh, A., Pazhani, G. P., & Shinoda, S. (2014). Current Perspectives on Viable but Non-Culturable (VBNC) Pathogenic Bacteria. Frontiers in Public Health, 2, 103. https://doi.org/10.3389/ fpubh.2014.00103
Rao, N. V., Shashidhar, R., & Bandekar, J. R. (2014). Induction, resuscitation and quantitative realtime polymerase chain reaction analyses of viable but nonculturable Vibrio vulnificus in artificial sea water. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 30, 2205-2212. https://doi. org/10.1007/s11274-014-1640-1 Rowan, N. J. (2004). Viable but non-culturable forms of food and waterborne bacteria: quo vadis? Trends in Food Science & Technology, 15(9) 462-467. https://doi.org/10.1016Zj.tifs.2004.02.009 Rowan, N. J., Valdramidis, V. P., & Gomez-Lopez, V. M. (2015). A review of quantitative methods to describe efficacy of pulsed light generated inactivation data that embraces the occurrence of viable but non culturable state microorganisms. Trends in Food Science & Technology, 44(1), 79-92. https://doi.org/10.10Wj.tifs.2015.03.006 Schottroff, F., Fröhling, A., Zunabovic-Pichler, M., Krottenthaler, A., Shlüter, O., & Jäger, H. (2018). Sublethal injury and viable but nonculturable (VBNC) state in microorganisms during preservation of food and biological materials by non-thermal processes. Frontiers in Microbiology, 9, article 2773, p. 1-19. https://doi.org/10.3389/
fmicb.2018.02773. Serpaggi, V., Remize, F., & Recorbet, G. (2012). Characterization of the "viable but nonculturable" (VBNC) state in the wine spoilage yeast Brettanomyces. Food Microbiology, 30(2), 440-447. Zhang, S., Ye, C., Lin, H., Lv, L., & Yu, X. (2015). UV disinfection induces a VBNC state in Escherichia coli and Pseudomonas aeruginosa. Environmental Science & Technology, 49(3), 1721-1728. https:// doi.org/ 10.1021/es505211e Zhao, X., Zhong, J., Wei, C. Lin C.-W., & Ding T. (2017). Current perspectives on viable but non-culturable state in foodborne pathogens. Frontiers in Microbiology, 8, 1-32. https://doi.org/10.3389/ fmicb.2017.00580 Zhao, X., Wei, C., Zhong, J., & Jin, S. (2016). Research advance in rapid detection of foodborne Staphylococcus aureus. Biotechnology & Biotechnological Equipment, 30(5), 1-7. https://doi. org/ 10.1080/13102818.2016.1209433 Ziprin, R. L., Droleskey, R. E., Hume, M. E., & Harvey, R. B. (2003). Failure of viable nonculturable Campylobacter jejuni to colonize the cecum of newly hatched leghorn chicks. Avian Diseases, 47(3), 753-758. https://doi.org/10.1637/7015
