CC BY
48
Journal of Stress Physiology & Biochemistry, Vol. 9 No. 1 2013, pp. 246-257 ISSN 1997-0838 Original Text Copyright © 2013 by Korsukova, Grabelnych, Pobezhimova, Koroleva, Fedoseeva, Pavlovskaya, Lyubushkina, Borovik, Fedyaeva, Voznenko, Ilyushneva and Voinikov
ORIGINAL ARTICLE
Cold Hardening Prevents H2O2-induced Programmed Cell Death in Maize Coleoptiles
A.V. Korsukova1,2, O.I. Grabelnych1,2*, T.P. Pobezhimova1,
N.A. Koroleva1, I.V. Fedoseeva1, N.S. Pavlovskaya1,2, I.V. Lyubushkina1,2,
O.A. Borovik1, A.V. Fedyaeva1, S.A. Voznenko2, E.M. Ilyushneva2,
V.K. Voinikov1
1 Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, Siberian Branch of RAS, Irkutsk, Russia
2 Irkutsk State University, Irkutsk, Russia
*E-mail: arolaa@sifibr.irk.ru
Received October 25, 2012
An influence of cold hardening (8 °C, 7 days) on the respiration intensity, the content of reactive oxygen species and DNA fragmentation in coleoptiles of maize etiolated seedlings of different ages and a possibility of the cold hardening to prevent execution of the cell death, induced by treatment with 10 mM H2O2 (for 4 hours) of seedlings have been studied. It has been shown that H2O2 induces total DNA fragmentation in coleoptiles of maize etiolated seedlings, and a preliminary cold hardening prevents this process.
Key words: reactive oxygen species; DNA fragmentation; programmed cell death; coleoptile; Zea mays L.
ORIGINAL ARTICLE
Холодовое закаливание предотвращает индуцированную перекисью водорода программируемую клеточную гибель в колеоптилях кукурузы
А.В. Корсукова1,2, О.И. Грабельных1,2*, Т.П. Побежимова1,
Н.А. Королева1, И.В. Федосеева1, Н.С. Павловская1,2,
И.В. Любушкина1,2, О.А. Боровик1, А.В. Федяева1, С.А. Возненко2,
Э.М. Ильюшнева2, В.К. Войников1
1 Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Сибирский институт физиологии и биохимии растений Сибирского Отделения Российской академии наук, Иркутск, Россия
2 ФГБОУ ВПО Иркутский государственный университет, Иркутск, Россия *E-mail: grolga@sifibr.irk.ru
Поступила в редакцию 25 октября 2012 г.
Изучено влияние холодового закаливания (8 °С, 7 суток) на интенсивность дыхания, содержание активных форм кислорода и фрагментацию ДНК в колеоптилях этиолированных проростков кукурузы разного возраста и возможность холодового закаливания предотвращать развитие клеточной гибели, вызванное обработкой проростков 10 мМ перекисью водорода (в течение 4 ч). Показано, что перекись водорода вызывает фрагментацию тотальной ДНК в колеоптилях этиолированных проростков кукурузы, а предварительное холодовое закаливание предотвращает этот процесс.
Key words: активные формы кислорода; фрагментация ДНК; программируемая клеточная гибель; колеоптиль; Zea mays L.
Закаливание растений приводит к усилению их устойчивости по отношению к стрессовым факторам. В период низкотемпературной адаптации происходят различные физиологобиохимические изменения, способствующие повышению устойчивости растений к действию низкой температуры (Трунова, 2007), а также,
благодаря явлению кросс-толерантности, и к другим стрессовым факторам (Медведев, 2012).
Экзогенная перекись водорода может
индуцировать развитие программируемой
клеточной гибели (ПКГ) в культурах клеток и интактных растениях. ПКГ у растений является важной составляющей процесса развития,
механизма защиты от патогенов и реакции на действие различных стрессовых факторов. ПКГ у растений имеет черты сходства с апоптозом у животных, такие как межнуклеосомная фрагментация ДНК, конденсация хроматина и активация каспазо-подобных молекул. Важным фактором в развитии ПКГ у растений являются активные формы кислорода (АФК) (Jabs, 1998). Снижение способности клеток удалять или обезвреживать АФК может запускать ПКГ (Jabs, 1998). Окислительный стресс, вызываемый обработкой перекисью водорода, служил причиной ПКГ в культуре клеток сои (Amor et al., 2000), табака (Houot et al., 2001), арабидопсиса (Tiwari et al., 2002). Также пероксид водорода ускорял апоптоз в клетках колеоптилей озимой пшеницы (Ванюшин, 2001; Замятнина и др., 2002) и С^^-вызванный апоптоз в замыкающих клетках устьиц из листьев гороха (Самуилов и др., 2006). Окислительный стресс может вызывать нарушения в структуре митохондриальных мембран и функциях митохондриальных белков и приводить к открытию высокопроницаемой
митохондриальной поры, которая деполяризует митохондрии и приводит к набуханию и последующему высвобождению цитохрома с из межмембранного пространства (Grabelnych, 2005).
Колеоптиль проростков злаков является ювенильным органом и характеризуется краткостью периода развития и завершением физиологической функции по типу ПКГ. В колеоптиле этиолированных проростков пшеницы апоптоз происходит на 6-8 день (Кирнос и др., 1999; Бакеева и др., 2001; Ванюшин, 2001; Vanyushin et al., 2004), но изменение уровня АФК под действием анти- и
прооксидантов может сдвигать сроки наступления и интенсивность апоптоза
(Замятнина и др., 2002). Может ли холодовое закаливание предотвращать развитие ПКГ в колеоптилях злаков, индуцированное стрессовыми факторами, неизвестно. На
культуре клеток арабидопсиса показано, что предварительная мягкая тепловая обработка может предотвращать развитие ПКГ, вызванное жестким тепловым шоком (Rikhvanov et al., 2007).
Целью данной работы явилось изучение возможности холодового закаливания предотвращать развитие гибели клеток колеоптиля этиолированных проростков
кукурузы, вызванное обработкой проростков перекисью водорода.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
Объектом исследования служили этиолированные проростки кукурузы (Zea mays L., гибрид Российский 199 МВ), выращенные на влажной фильтровальной бумаге при 26°С в темноте в течение 4-7 суток. Холодовому закаливанию подвергали 4-х суточные проростки, помещая их в камеру с температурой 8 °С на 7 суток (общий возраст проростков составил 11 суток). После закаливания проростки оставляли в темноте при температуре 26 °С, отбирая материал сразу, через 1, 2 и 3 суток после воздействия.
Обработку перекисью водорода проводили на 4-х суточных (контроль) или 11-ти суточных (холодовое закаливание) проростках. Для этого проростки погружали корнями в раствор 10 мМ перекиси водорода и выдерживали при температуре 26 °С в течение 4 ч. По истечении времени обработки проростки тщательно
отмывали от перекиси водорода и оставляли в темноте при температуре 26 °C, отбирая
материал сразу и через 3 суток после воздействия. Степень ингибирования роста (I, %) (Иванов, 1974) определяли по разнице в длине побегов до воздействия и через 3-е суток после воздействия перекиси водорода.
Об интенсивности дыхания судили по скорости поглощения кислорода отрезками колеоптилей. Скорость поглощения кислорода регистрировали полярографически с
платиновым электродом закрытого типа (электрод Кларка) в ячейке объёмом 1,4 мл на полярографе ОН-105 (Венгрия) при температуре 26 °С. Реакционная среда содержала 50 мМ КН2РО4 (рН 5,2) и 50 мМ сахарозу. В полярографическую ячейку с растительной тканью последовательно добавляли 0,8 мМ цианид калия (KCN, ингибитор цитохромного пути транспорта электронов) и 2 мМ бензгидроксамовую кислоту (БГК, ингибитор альтернативной цианид-резистентой оксидазы). Поглощение кислорода, оставшееся после добавления KCN и БГК, считали неспецифическим и не принимали в расчёт дыхательной активности. Интенсивность дыхания выражали в нмолях поглощённого кислорода в мин на г сырого веса.
Общее содержание АФК в колеоптилях определяли с использованием 2',7'-дихлорофлуоресцеин диацетата (H2DCF-DA) (Maxwell et al., 1999). Это неполярное соединение, когда проходит внутрь клетки с помощью эстераз превращается в полярное производное H2DCF, которое само по себе не является флуоресцентным, но быстро окисляется в высоко флуоресцентный дихлорофлуоресцеин (DCF) при реакции с внутриклеточным
пероксидом водорода и другими пероксидами. Для определения АФК навеску ткани (0,1 г) инфильтровали в шприце раствором 1 мкМ H2DCF-DA и инкубировали З0 мин при 26 "С в темноте. Супернатант использовали для измерения флуоресценции. Флуоресценцию DCF измеряли на спектрофлуорофотометре RF-5301PC (SHIMADZU, Япония). Для возбуждения флуоресценции DCF использовали свет с длиной волны 480 нм, испускание регистрировали на длине волны 524 нм. Содержание АФК рассчитывали в относительных единицах на г сырого веса.
Для выделения общего клеточного белка колеоптили этиолированных проростков замораживали в жидком азоте и растирали в буфере, содержащем 100 мМ Трис-HCl (pH 7,47,6), 3 мM ДДС-Na, 1 мМ в-меркаптоэтанола, 0,51 мМ фенилметилсульфонилфлюорида, в соотношении 1:4. После центрифугирования при 20000 g в течение 20 мин белок из супернатанта осаждали двукратным объемом охлажденного до -20 "С ацетона. Осадок общего клеточного белка растворяли в буфере для образца (0,125 M Трис-HCl (pH 6,8), 10% ДДС-Na, 10 мМ в-меркаптоэтанол, 1 мМ ЭДТА, 20% глицерин, 0,001% бромфеноловый синий) с последующим нагреванием при 97 "C в течение 5 мин и центрифугированием при 10000 g в течение 15 мин. Белки наносили на гель, предварительно выровняв концентрации по методу Lowry (Lowry et al., 1951), не более 30 мкг на трек. Белки фракционировали электрофоретически в 12,5%-ном ПААГе с ДДС-Na в модифицированной системе Laemmli (Laemmli, 1970), используя Mini-PROTEAN 3 Electrophoretic Cell (BIO-RAD, США). Перенос анализируемых белков на нитроцеллюлозную мембрану (Sigma, США)
проводили в Towbin-буфере (25 мМ Трис-HCl (pH 9,2), 192 мМ глицин, 10 % метанол) в
соответствии с рекомендациями фирмы производителя, используя Mini Trans-Blot Electrophoretic Transfer Cell (Bio-Rad, США). В работе использовали антитела против дегидринов (Stressgen, США).
Выделение ДНК проводили по модифицированной нами методике (Balk and Leaver, 2001). Растительный материал (0,06-0,08 г) растирали в жидком азоте и лизировали на холоду в 0,4 мл буфера, содержащего 100 мМ Трис-HCl ^H 8,0), 50 мМ ЭДТА, 500 мМ NaCl и 10 мМ в-меркаптоэтанола, с последующим добавлением 25 мкл 20% ДДС-Na. После инкубации в течение 10 мин при 65 "С к образцам добавляли 200 мкл 5 М ацетата К, перемешивали и инкубировали на льду 20 мин. Белки осаждали центрифугированием при 11500 g в течение 20 мин. Супернатант (500-600 мкл) вливали в пробирки с охлажденным изопропанолом (600 мкл) и инкубировали при комнатной температуре 3-5 мин. Нуклеиновые кислоты осаждали центрифугированием при 11500 g в течение 15 мин, дважды промывали 70% этанолом, высушивали, перерастворяли в бидистиллированной воде (100 мкл) и затем добавляли 1/10 объёма буфера TE (10 мМ Трис-HCl (рН 7,5) и 1 мМ ЭДТА). Затем инкубировали с РНКазой A (Fermentas, Латвия) 2 ч при 37 "С. Очистку ДНК проводили экстракцией хлороформом с реэкстракцией. К водной фазе добавляли 1/10 объёма ацетата K (рН 4,8), осаждали тремя объёмами 96%-ного этанола. После центрифугирования (15 мин, 11500 g) полученный осадок высушивали и перерастворяли в буфере ТЕ. Одинаковые количества ДНК разделяли электрофоретически
в 1,5%-ном агарозном геле. Гель окрашивали бромистым этидием (0,5 мг/л) и фотографировали в УФ-свете с помощью GelDoc (Bio-Rad, США).
Проводили не менее трех независимых экспериментов. Представлены средние арифметические значения и их стандартные отклонения.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
С использованием в качестве маркеров апоптоза фрагментации ДНК и изменений на уровне ультраструктурной организации клеток показано, что в колеоптиле этиолированных проростков пшеницы апоптоз происходит на 6-8 день (Кирнос и др., 1999; Бакеева и др., 2001; Ванюшин, 2001; Vanyushin et al., 2004). При этом отличительными ультраструктурны м и
признаками апоптоза на ранней стадии развития колеоптиля 5-6-дневных проростков являются: вакуолизация цитоплазмы; специфическая фрагментация цитоплазмы и появление в вакуоли уникальных одномембранных везикул, содержащих активные органеллы; прекращение синтеза ядерной ДНК; конденсация и маргинация хроматина в ядре; межнуклеосомная фрагментация яДНК и интенсивный синтез митохондриальной ДНК в вакуолярных везикулах (Vanyushin et al., 2004). В колеоптилях кукурузы сроки наступления ПКГ не показаны, однако известно, что все клетки колеоптиля кукурузы переходят от деления к росту растяжением на 3-и сутки развития проростка (Рудашевская и др., 2009). У 3-х суточных проростков наблюдается интенсивная работа ^-АТФазы плазмалеммы, а на 4-е сутки развития проростков кластеры ^-АТФазы распадаются, и фермент равномерно
распределяется по плазмалемме (Рудашевская и др., 2009). К 5-м суткам, когда лист выходит наружу из-под защиты колеоптиля, происходит значительное снижение роста клеток колеоптиля, гидролитическая активность H+-АТФазы сохраняется, что, возможно, позволяет поддерживать основные свойства клетки, характеризующиеся переходом к ПКГ при завершении физиологической функции колеоптиля (Рудашевская и др., 2009). Можно предположить, что на 6-7 сутки роста проростков кукурузы в колеоптиле уже будут наблюдаться признаки ПКГ. Какое влияние на развитие процесса клеточной гибели в колеоптиле злаков оказывает предварительная обработка низкой положительной температурой (холодовое закаливание) не изучено, хотя такие данные могут внести существенный вклад в понимание механизмов регуляции клеточной гибели растений. Поскольку изменение уровня АФК может сдвигать сроки наступления и интенсивность апоптоза (Замятнина и др., 2002), важным представляется выяснение вопроса о влиянии экзогенной перекиси водорода на развитие процесса клеточной гибели в колеоптиле закаленных и незакаленных проростков злаков.
В связи с этим нами было изучено изменение ростовой реакции проростков, изменение интенсивности дыхания и содержания АФК, а также фрагментация ДНК клеток колеоптилей как контрольных (на 4-7 сутки роста), так и закалённых к холоду этиолированных проростков кукурузы в естественных условиях старения и в условиях окислительного стресса, индуцированного обработкой перекисью водорода. В качестве фактора, способствующего закаливанию проростков кукурузы,
использовалась обработка низкой
положительной температурой 8 °С в течение 7-и суток. Данная обработка приводила к синтезу стрессовых белков дегидринов как в колеоптилях, так и в первом листе этиолированных проростков (рис. 1), что свидетельствует об эффективности холодового закаливания проростков кукурузы. Наибольшее содержание наблюдали для дегидринов с молекулярными массами 66 и 50 кДа (рис. 1).
При изучении влияния обработки 10 мМ перекисью водорода в течение 4 ч на длину побегов контрольных и закалённых этиолированных проростков кукурузы
обнаружено, что воздействие перекиси водорода вызывает ингибирование длины побегов контрольных проростков на 25%, а предварительное закаливание снижает
ингибирующее действие перекиси водорода, которое составляет 14% (рис. 2).
Показано снижение интенсивности дыхания колеоптилей этиолированных проростков кукурузы по мере увеличения возраста проростков. Наиболее интенсивное снижение дыхания наблюдали в колеоптилях на 6-е сутки роста проростков, которое составило 68% по
сравнению с дыханием 4-х суточных
колеоптилей (рис. 3). На 7-е сутки интенсивность дыхания колеоптилей этиолированных
проростков оставалась на уровне дыхания
колеоптилей 6-и суточных проростков. Холодовая обработка этиолированных
проростков кукурузы низкой положительной температурой сопровождалась снижением интенсивности дыхания колеоптилей, которое составило 40% (рис. 4). В течение последующих 2-х суток после помещения проростков в нормальную температуру роста (возраст
проростков 12-13 суток) интенсивность дыхания колеоптилей характеризовалась увеличением (на 45%) в 1-е сутки отрастания после холодового воздействия, а на 2-е сутки возвращалась к исходному уровню и в дальнейшем незначительно снижалась (рис. 4). Следует отметить, что интенсивность дыхания колеоптилей закалённых проростков через 3-е суток отрастания при нормальной температуре (26 "С) была выше по сравнению с дыханием колеоптилей контрольных проростков.
Интенсивность дыхания в клетках колеоптилей этиолированных проростков кукурузы коррелировала с содержанием АФК (рис. 3, 4). По мере падения интенсивности дыхания в колеоптилях контрольных проростков кукурузы с возрастом происходило увеличение содержания АФК, которое составило 16% (на 5-е сутки), 46% (на 6-е сутки) и 127% (на 7-е сутки) (рис. 3). Холодовое закаливание сопровождалось увеличением уровня АФК в колеоптилях на 40% по сравнению с колеоптилями контрольных проростков кукурузы (рис. 4). После перемещения проростков, прошедших холодовое закаливание, в оптимальную температуру роста (26 "С) увеличение АФК продолжало возрастать на протяжении первых 2-х суток, а затем снижалось. Увеличение уровня АФК в клетках колеоптилей закалённых проростков кукурузы по сравнению с 4-х суточными контрольными проростками составило 66% в 1-е сутки отрастания (или 12-е сутки роста) и 144% на 2-е сутки отрастания (или 13-е сутки роста). На 3-е сутки отрастания проростков (или 14-е сутки роста) наблюдали снижение содержания АФК на
50% по сравнению с содержанием АФК на 2-е сутки отрастания. Известно, что АФК в клетке выполняют двойную функцию: в высоких
концентрациях являются повреждающими молекулами и могут вызывать развитие ПКГ, в низких - сигнальными молекулами, при участии которых возникают ответные реакции на стресс, реализуются программы роста и развития растений (Jabs, 1998). Увеличение образования АФК при холодовом закаливании может рассматриваться как реализация сигнальной функции данных молекул, что запускает ответную реакцию растений на стресс и позволяет сформировать защитные механизмы, в том числе активацию антиоксидантных систем.
На рис. 5 показано различие в содержании АФК в клетках колеоптилей контрольных и
закалённых к холоду этиолированных
проростков кукурузы сразу после обработки перекисью водорода. Как следует из данных, увеличения содержания АФК у
холодозакалённых проростков сразу после обработки перекисью водорода не происходит, что можно объяснить более эффективной работой антиоксидантных систем у этих проростков. В то же время увеличение
содержания АФК в колеоптилях незакаленных проростков, вызванное экзогенной перекисью водорода, может запускать развитие ПКГ. Увеличение содержания АФК в клетке считается одним из первых сигналов, активирующих ПКГ как у растений, так и у животных (Tiwari et al., 2002; Vacca et al., 2004; Gao et al., 2008; Wu et al., 2011).
Рис. 1. Накопление дегидринов при холодовом закаливании (8 "С, 7 суток) этиолированных проростков кукурузы.
Обозначения: М - маркеры молекулярного веса, кДа; ОКБ - общий клеточный белок; 1 - ОКБ побегов контрольных проростков (колеоптиль + лист); 2 - ОКБ колеоптилей контрольных проростков; 3 - ОКБ первого листа контрольных проростков; 4 - ОКБ побегов закалённых холодом проростков (колеоптиль + лист); 5 - ОКБ колеоптилей закалённых холодом проростков; 6 - ОКБ первого листа закалённых холодом проростков.
Рис. 2. Влияние перекиси водорода (10 мМ Н2О2, 4 ч) на ингибирование роста контрольных (К) и холодозакалённых (ХЗ) этиолированных проростков кукурузы.
X
3 -
CT A Д [j
Б >
° 1
CO £
і О
01 ц
I §
700
600
500
400
300
200
100
♦ дыхание
—си АФК J-
s s г
**
T
4 1
700
u.'
и
D
600 ^ ra s u s <u J m
500 5 2
=Г О
S S'
400 g- 5
300 =T £ s 5 Ї ° 5200 £ S
5 і
100 5 О
н
4 5 6 7
Возраст проростков, сутки
Рис. 3. Изменение интенсивности дыхания и уровня АФК в клетках колеоптилей этиолированных проростков кукурузы разного возраста.
Рис. 4. Изменение интенсивности дыхания и уровня АФК в колеоптилях этиолированных проростков кукурузы сразу после холодового закаливания - ХЗ (8 °С, 7 суток) и через 13 суток отрастания при 26 °С (12-14 сутки роста проростков).
Рис. 5. Содержание АФК в клетках колеоптилей контрольных (К) и холодозакалённых (ХЗ) (8 °С,
7 суток) этиолированных проростков кукурузы до обработки и сразу после обработки 10 мМ Н2О2 в течение 4 ч.
Рис. 6. Электрофорез в 1,5% агарозном геле ДНК из клеток колеоптилей контрольных и холодозакалённых (8 °С, 7 суток) этиолированных проростков кукурузы, подвергнутых обработке перекисью водорода (10 мМ Н2О2, 4 ч).
Обозначения: Контроль: М - маркеры молекулярного веса ДНК, п.н.; 1 - колеоптиль 4-х суточных проростков кукурузы; 2 - колеоптиль 7-и суточных проростков кукурузы; 3 -колеоптиль 4-х суточных проростков кукурузы сразу после обработки перекисью водорода; 4 - колеоптиль 4-х суточных проростков кукурузы через 3-е суток после обработки перекисью водорода.
Холодовое закаливание: М - маркеры молекулярного веса ДНК, п.н.; 1 - колеоптиль холодозакалённых проростков кукурузы; 2 - колеоптиль холодозакалённых проростков кукурузы через 3-е суток отрастания; 3 - колеоптиль холодозакалённых проростков кукурузы сразу после обработки перекисью водорода; 4 - колеоптиль
холодозакалённых проростков кукурузы через 3-е суток после обработки перекисью водорода.
Можно предположить, что снижение содержания АФК в колеоптилях после закаливания проростков будет изменять сроки наступления ПКГ в колеоптиле. Поскольку фрагментация ДНК является одним из ведущих признаков ПКГ у растений (Ванюшин, 2001), мы проанализировали тотальную ДНК из клеток колеоптилей контрольных и закаленных проростков кукурузы, необработанных и обработанных перекисью водорода.
Модифицированная нами методика выделения ДНК позволила получить высокомолекулярную ДНК из колеоптилей 4-х суточных проростков кукурузы (рис. 6), фрагментация которой обнаруживалась в клетках колеоптилей контрольных проростков на 7-е сутки роста (рис. 6), что согласуется с данными по снижению дыхания и повышению АФК в этот период развития проростков (рис. 3). В то же время в клетках колеоптилей закалённых
проростков фрагментацию ДНК не наблюдали ни после холодового воздействия, ни после 3-х суток отрастания при оптимальной температуре (рис. 6). Обработка 10 мМ перекисью водорода в течение 4 ч вызывала фрагментацию ДНК в клетках колеоптилей контрольных проростков, но подобные изменения отсутствовали в колеоптилях закалённых проростков кукурузы (рис. 6).
Таким образом, обработка этиолированных проростков кукурузы перекисью водорода в концентрации 10 мМ вызывает увеличение содержание АФК и фрагментацию тотальной ДНК в колеоптилях через 4 ч воздействия, а предварительное холодовое закаливание предотвращает этот процесс. Фрагментация ДНК свидетельствует о развитии ПКГ в колеоптилях кукурузы, индуцированной обработкой экзогенной перекисью водорода.
Исследование выполнено при поддержке Министерства образования и науки Российской Федерации, соглашение 8266.
ЛИТЕРАТУРА
Бакеева, Л.Е., Замятнина, В.А., Шорнинг, Б.Ю., Александрушкина, Н.И., Ванюшин, Б.Ф. (2001) Действие антиоксиданта ионола (ВНТ) на рост и развитие этиолированных проростков пшеницы: контроль за
апоптозом, делением клеток,
ультраструктурой органелл и
дифференцировкой пластид. Биохимия, 66, 1048-1059.
Ванюшин, Б.Ф. (2001) Апоптоз у растений. Успехи биологической химии, 41, 3-38.
Замятнина, В.А., Бакеева, Л.Е., Александрушкина, Н.И., Ванюшин, Б.Ф. (2002) Апоптоз в первом листе у этиолированных проростков
пшеницы: влияние антиоксиданта ионола (ВНТ) и перекисей. Биохимия, 67, 253-264.
Иванов, В.Б. (1974) Клеточные основы роста растений. М.: Наука, 223 с.
Кирнос, М.Д., Александрушкина, Н.И., Шорнинг, Б.Ю., Кудряшова, И.Б., Ванюшин, Б.Ф. (1999) Межнуклеосомная фрагментация и синтез ДНК в проростках пшеницы. Физиол. растений, 46, 48-57.
Медведев, С.С. (2012) Физиология растений: учебник. СПб.: БХВ-Петербург, 512 с.
Рудашевская, Е.Л., Яковлев, А.Ю., Яковлева, О.В., Шишова, М.Ф. (2009) Изменение активности Н+-АТФазы плазмалеммы клеток
колеоптилей проростков кукурузы разного возраста. Цитология, 51, 149-154.
Самуилов, В.Д., Киселевский, Д.Б., Синицын, С.В., Шестак, А.А., Лагунова, Е.М., Несов, А.В. (2006) Н2О2 усиливает С^-индуцированный апоптоз в листьях гороха. Биохимия, 71, 481492.
Трунова, Т.И. (2007) Растение и низкотемпературный стресс. М.: Наука, 54 с.
Amor, Y., Chevion, M. and Levine, A. (2000) Anoxia pretreatment protects soybean cells against H2O2-induced cell death: possible involvement of peroxidase and of alternative oxidase. FEBS Lett., 477, 175-180.
Balk, J. and Leaver, C.J. (2001) The PET1-CMS mitochondrial mutation in sunflower is associated with premature programmed cell death and cytochrome c release. The Plant Cell, 13, 1803-1818.
Gao, C., Zhang, L., Wen, F. and Xing, D. (2008) Sorting out the role of reactive oxygen species during plant programmed cell death induced by ultraviolet C overexposure. Plant Signaling
& Behavior., 3, 197-198.
Grabelnych, O.I. (2005) The energetic functions of plant mitochondria under stress. Journal of Stress Physiology & Biochemistry, 1, 37-54.
Houot, V., Etienne, P., Petitot, A.S., Barbier, S., Blein, J.P. and Suty, L. (2001) Hydrogen peroxide induces programmed cell death features in cultured tobacco BY-2 cells, in a dose-dependent manner. J. Exp. Bot., 52, 1721-1730.
Jabs, T. (1998) Reactive oxygen intermediates as mediators of PCD in plants and animals. Biochem. Pharmacol., 57, 231-245.
Laemmli, U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assemble of the head bacteriophage T4. Nature, 227, 680-685.
Lowry, O.H., Rosebrough, N.J., Farr, A.L. and Randall, R.J. (1951) Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem., 193, 265-275.
Maxwell, D.P., Wang, Y. and McIntosh, L. (1999) The alternative oxidase lowers mitochondrial reactive oxygen production in plant cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 8271-8276.
Rikhvanov, E.G., Gamburg, K.Z., Varakina, N.N., Rusaleva, T.M., Fedoseeva, I.V., Tauson, E.L., Stupnikova, I.V., Stepanov, A.V., Borovskii, G.B.
and Voinikov, V.K. (2007) Nuclear-mitochondrial cross-talk during heat shock in Arabidopsis cell culture. Plant J., 52, 763-768.
Tiwari, B.S., Belenghi, B. and Levine, A. (2002) Oxidative stress increased respiration and generation of reactive oxygen species, resulting in ATP depletion, opening of mitochondrial permeability transition, and programmed cell death. Plant Physiol., 128, 1271-1281.
Vacca, R.A., de Pinto, M.C., Valenti, D., Passarella, S., Marra, L. and de Gara, L. (2004) Production of reactive oxygen species, alteration of cytosolic ascorbate peroxidase, and impairment of mitochondrial metabolism are early events in heat shock-induced programmed cell death in tobacco Bright-Yellow 2 cells. Plant Physiol., 134, 1100-1112.
Vanyushin, B.F., Bakeeva, L.E., Zamyatnina, V.A. and Aleksandrushkina, N.I. (2004) Apoptosis in plants: specific features of plant apoptotic cells and effect of various factors and agents. Int. Rev. Cytol., 233, 135-179.
Wu, M.Z., Huang, J.J., Xu, S., Ling, T.F., Xie, Y.J. and Shen, W.B. (2011) Haem oxygenase delays programmed cell death in wheat aleurone layers by modulation of hydrogen peroxide metabolism. J. Exp. Bot., 62, 235-248.
