CC BY
91УДК 577.164.11
А.Ф. МАКАРЧИКОВ, докт. биол. наук, доцент заведующий кафедрой химии
Гродненский государственный аграрный университет,
ведущий научный сотрудник РНИУП «Институт биохимии биологически активных соединений» НАН Беларуси, научный консультант ЧНИУП «Алникор», г. Гродно, Республика Беларусь
Статья поступила 11 октября 2021 г.
БИОСИНТЕЗ ТИАМИНА
Тиамин (витамин В1) необходим для жизнедеятельности всех известных организмов, выполняя в форме тиаминдифосфата (ТДФ) каталитические функции в реакциях центрального и вторичного метаболизма. В клетках животных тиамин не образуется и поэтому должен прстоянно поступать с пищей. Большинство эубактерий, архей, грибов и растений способны осуществлять биосинтез тиамина de novo либо использовать продукты его деградации. Биосинтез пиримидино-вого (в виде 4-амино-5-гидроксиметил-2-метилпиримидин дифосфата, HMP-PP) и тиазолового (в виде 2-карбокси-4-метил-5-[в-гидроксиэтилтиазол фосфата, HET-P) колец молекулы витамина В1 протекает раздельно с их последующей конденсацией в тиаминмонофосфат (ТМФ). У бактерий и архей ТМФ превращается в ТДФ под действием тиаминфосфат-киназы (ThiL), а в клетках эу-кариот подвергается гидролизу до тиамина, который фосфорилируется до ТДФ тиаминпиро-фосфокиназой. Бактерии синтезируют HET-P из 2-иминоацетата, 1-дезокси-В-ксилулозо-5-фосфата и ThiS-тиокарбоксилата при помощи по крайней мере 7 белков (Dxs, ThiS, ThiF, ThiO, NifS, ThiG и TenI - у B. subtilis), тогда как в образование HMP-PP (из 5-аминоимидазолриботида (AIR)) вовлечены только два белка - ThiC и ThiD. У грибов HET-P образуется из NAD и глицина, при этом источником серы служит остаток Cys активного центра белка THI4 - суицидного фермента, осуществляющего лишь один каталитический цикл. В синтезе HMP-PP в клетках грибов задействован еще один суицидный фермент - THI5, включающий атом азота остатка Hys своего активного центра в пиридиновое кольцо пиридлксаль-5-фосфата в реакции образования HMP-P, который затем фосфорилируется белком THI20 до HMP-PP. В растениях образование HET-P протекает, как и у грибов, под действием белка THI1(THI4), тогда как HMP-PP синтезируется по бактериальному пути из AIR с участием белков THIC и TH1. Археи синтезируют тиа-золовый гетероцикл молекулы тиамина по эукариотному THM-механизму, а пиримидиновый - по бактериальному/растительному пути. Регуляция биосинтеза тиамина у разных видов организмов осуществляется благодаря наличию ТДФ-рибосвитчей и под контролем транскрипционных факторов.
Ключевые слова: тиамин, биосинтез, регуляция, бактерии, археи, дрожжи, растения.
MAKARCHIKOV Alexander F., Doctor of Biol. Sc. Habil., Associate Professor Head of Department of Chemistry Grodno State Agrarian University,
Leading Researcher of Institute of Biochemistry of Biologically Active Compounds of National Academy of Sciences of Belarus,
Scientific Consultant of Scientific Enterprise «Alnikor», Grodno, Republic of Belarus
BIOSYNTHESIS OF THIAMINE
Thiamine (vitamin B1) is essential compound for all living things performing, in the form of thiamine di-
phosphate (ThDP), catalytic functions in the reactions of central and secondary metabolic pathways. There is no thiamine synthesis in animal cells, and therefore it must be continuously supplied with food. Most eubacteria, archaea, fungi, and plants are capable of synthesizing thiamine de novo or salvaging the products of its degradation. Biosynthesis of pyrimidine (as 4-amino-5-hydroxymethyl-2-methylpyrimidine diphosphate, HMP-PP) and thiazole (as 2-carboxy-4-methyl-5-fi-hydroxyethylthiazole phosphate, HET-P) rings of the vitamin B1 molecule proceeds separately with their condensation into thiamine monophosphate (ThMP). In bacteria and archaea, ThMP is converted to ThDP by thiamine phosphate kinase (ThiL) while in eukaryotic cells it undergoes hydrolysis to thiamine, which is then phos-phorylated to ThDP by thiamine pyrophosphokinase. Bacteria synthesize HET-P from 2-iminoacetate, 1-deoxy-D-xylulose-5-phosphate and ThiS-thiocarboxylate using at least 7 proteins (Dxs, ThiS, ThiF, ThiO, NifS, ThiG, and TenI in B. subtilis), while only two proteins, ThiC and ThiD, are involved in the formation of HMP-PP (from 5-aminoimidazol ribotide (AIR)). In fungi, HET-P is formed from NAD and glycine, the source of sulfur being the Cys residue of the active site of the THI4 protein, a suicidal enzyme that carries out only one catalytic cycle. Another suicidal enzyme, THI5, is involved in the synthesis of HMP-PP in fungal cells. This enzyme incorporate a nitrogen atom of the Hys residue of its active site into the pyridine ring of pyridylxal-5-phosphate when forming HMP-P, which is then phosphorylated by the THI20 protein to HMP-PP. In plants, like in fungi, the formation of HET-P proceeds under the action of the THI1 (THI4) protein, while HMP-PP is synthesized via the bacterial pathway from AIR with the participation of THIC and TH1 proteins. Archaea synthesize the thiazole moiety of the thiamine molecule by the eukaryotic THI4 mechanism, and the pyrimidine, by the bacterial/plant pathway. Depending on species thiamine biosynthesis is regulated by ThDP riboswitches or by transcription factors.
Keywords: thiamine, biosynthesis, regulation, bacteria, archaea, yeasts, plants.
Тиамин (витамин Bi) необходим для жизни всех известных организмов, выполняя в форме ТДФ каталитические функции в реакциях центрального и вторичного метаболизма. Геномами человека и животных кодируются 5 ТДФ-зависимых ферментов энергетического, углеводного, аминокислотного и липидного обмена - пируватдегидрогеназа (КФ 1.2.4.1), оксоглутаратдегидрогеназа (КФ 1.2.4.2), транскетолаза (КФ 2.2.1.1), 3-метил-2-оксобутаноатдегидрогеназа (EC 1.2.4.4) и 2-гидроксиацил-СоА-лиаза (КФ 4.1.2.63) [1]. Всего же список ферментов IUBMB насчитывает 32 ТДФ-зависимых белка [2], большинство из которых - это белки микробного происхождения, участвующие в специализированных метаболических путях. Наряду с тиамином и ТДФ в клетках организмов различных филогенетических линий присутствуют ТМФ и ТТФ [3]; кроме того, в объектах живой природы обнаружен тиаминовый нуклеотид - АТТФ [4]. Роль этих соединений в процессах жизнедеятельности неизвестна. Результаты исследований, проведенных на кишечной палочке (Escherichia coli) и резу-ховидке Таля (Arabidopsis thaliana), указывают на возможные сигнальные или регуля-торные функции ТТФ и АТТФ [3, 5, 6]. Было
установлено, что у E. coli ТТФ синтезируется из ТДФ и неорганического фосфата (P;) по хемиосмотическому механизму с участием АТФ-синтазы (КФ 7.1.2.2) [7]. В клетках бактерий ТДФ также может служить субстратом ТДФ-аденилилтрансферазы (КФ 2.7.7.В3), катализирующей реакцию ТДФ + АДФ(АТФ) = АТТФ + P^PPO [8]. Сведения, которыми мы сегодня располагаем, о механизме биосинтеза ТТФ у эукариот достаточно противоречивы [1, 9]. Не исключено, что в головном мозге крысы, как и в бактериях, ТТФ синтезируется митохондриальной АТФ-синтазой, хотя подобный механизм не обнаружен в печени [9, 10]. В скелетных мышцах в процесс образования ТТФ, возможно, вовлечена цито-зольная изоформа аденилаткиназы (АК1, КФ 2.7.4.3) [11]. О ферментах биосинтеза АТТФ в эукариотных клетках в настоящее время ничего не известно.
Структурные формулы В1-витамеров представлены на рисунке 1. Тиамин состоит из замещенных пиримидинового (4-амино-2-метилпиримидин) и тиазолового (4-метил-5-ß-гидроксиэтилтиазол) колец, которые соединены метиленовым мостиком. В клетках животных тиамин не синтезируется и поэтому должен прстоянно поступать в организм с
пищей. После попадания в клетку посредством специфичных транспортеров ThTRl и ThTR2 [12] молекула тиамина фосфорилируется до ТДФ по действием ТПК (КФ 2.7.6.2) [1]. У всех организмов, способных синтезировать витамин В1 de novo (бактерии, археи, простейшие, растения и грибы), образование гетероциклических компонентов его молекулы осуществляется раздельно с последующей их конденсацией в ТМФ. У животных ТМФ образуется исключительно в результате гидролиза ТДФ, являясь продуктом его катаболизма.
За последние 20 лет в англоязычной научной литературе опубликовано несколькооб-зорных статей, посвященных биосинтезу тиамина у разных видов организмов [13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21]; на русском языке подобных публикаций нет. Цель данного обзора - кратко изложить современные представления о путях биосинтеза тиамина и их регуляции в трех доменах жизни - Bacteria,
Archaea и Eukaryota.
Биосинтез тиамина у бактерий
Наиболее детально синтез тиамина изучен у бактерий Escherichia coli и Bacillus subtilis. У этих видов тиазоловое кольцо формируется в результате совместного действия 7 белков, являющихся продуктами генных локусов Dxs, ThiS, ThiF, ThiH, IscS, ThiI и ThiG (у E. coli), Dxs, ThiS, ThiF, ThiO, NifS, ThiG и TenI (у B. subtilis), тогда как в образование пири-мидинового компонента витамина В1 вовлечены только два белка - ThiC и ThiD [21]. В настоящее время все гены, участвующие в биосинтезе тиамина в бактериальных клетках, идентифицированы и клонированы, кодируемые ими ферменты сверхэкспрессиро-ваны, структурно охарактеризованы, а последовательность реакций воспроизведена in vitro с помощью очищенных ферментных препаратов [17]. Схема биосинтеза витамина В1 у B. subtilis представлена на рисунке 2.
1 - тиамин, 2 - тиаминмонофосфат, 3 - тиаминдифосфат, 4 - тиаминтрифосфат, 5 - аденозин-тиаминтрифосфат; R - тиаминовая часть молекулы
Рисунок 1. - Химическая структура витамеров Вх
1 - пируват, 2 - глицеральдегид-3-фосфат, 3 - 1-деокси-Б-ксилулозо-5-фосфат, 4 - глицин, 5-2-иминоацетат, 6 - цистеин, 7 - цистеин-десульфураза, 8 - белок-переносчик серы, 9 - аденилированный белок-переносчик серы, 10 - ThiS-тиокарбоксилат, 11 - таутомер 2-карбокси-4-метил-5-в-гидроксиэтилтиазол фосфата, 12 - 2-карбокси-4-метил-5-в-гидроксиэтилтиазол фосфат, 13 - 5-аминоимидазолриботид, 14 - 4-амино-5-гидроксиметил-2-метилпиримидин фосфат, 15 - 4-амино-5-гидроксиметил-2-метилпиримидин дифосфат, 16 - ТМФ
Рисунок 2. - Биосинтез витамина В! у бактерий (В. 8иЫШ8)
На пути биосинтеза тиазолового гетеро-цикла 2-иминоацетат 5 подвергается конденсации с 1-дезокси-Б-ксилулозо-5-фосфатом 3 и ThiS-тиокарбоксилатом 10 под действием тиазол-синтазы (ТЫО, КФ 2.8.1.10) с образованием таутомера тиазолфосфат-карбоксилата 11, который ароматизируется тиазол-таутомеразой (Теп1, КФ 5.3.99.10) -последним из идентифицированных белков, участвующих в биосинтез витамина В1 у В. тЫШз [22], - в тиазолфосфат-карбоксилат
12. Есть некоторые различия в путях биосинтеза тиазола у B. subtilis и E. coli. В аэробной клетке B. subtilis 2-иминоацетат 2 образуется при окислении глицина 1 флавин-зависимой глицин-оксидазой (ThiO, КФ 1.4.3.19), тогда как у факультативно-анаэробных бактерий (E. coli, Salmonella enterica) источником 2-иминоацетата служит катализируемое 2-иминоацетат-синтазой (ThiH, КФ 4.1.99.19) расщепление тирозина [23]; в бактериальных клетках ThiH находится в виде aß-
гетеродимера с ThiG [24]. Кроме того, у E. coli и S. enterica перенос серы с персульфида 7 (c десульфуразы IscS-S-SH) на аденилиро-ванный белок ThiS 9 c образованием ThiS-тиокарбоксилата 10 в норме опосредован белком ThiI (КФ 2.8.1.4) [25], хотя в определенных условиях возможен и ThiI-независимый трафик [26]. Стадии мобилизации атома серы с цистеина 6 цистеин-десульфуразой (NifS, IscS (КФ 2.8.1.7), активации C-концевой карбоксильной группы ThiS 8, катализируемой аденилилтрансфера-зой (ThiF, КФ 2.7.7.73), синтеза 1-дезокси-О-ксилулозо-5-фосфата 3 из пирувата 1 и гли-церальдегид-3-фосфата 2 под действием ТДФ-зависимой дезокси-О-ксилулозо-5-фосфат-синтазы (Dxs, КФ 2.2.1.7), а также конденсации 11 у эубактерий одинаковы.
У бактерий пиримидиновый компонент витамина Bi образуется из AIR 13 - интерме-диата пуринового метаболизма - в результате катализируемой фосфометилпиримидин-синтазой (ThiC, КФ 4.1.99.17) перестройки его молекулы в HMP-P 14, который затем фосфорилируется до дифосфата 15 фосфоме-тилпиримидин-киназой (ThiD, КФ 2.7.4.7). Белок ThiD, не отличаясь высокой специфичностью, также способен фосфорилиро-вать HMP до HMP-P [27] при реутилизации тиамина (см. далее), что важно для экономии энергетических и пластических ресурсов клетки. Вместе с тем, субстратами данного белка могут служить различные производные HMP, в т. ч. природный антибиотик бацимет-рин [28], который превращается ThiD в 2'-метоксианалог HMP-PP и далее ферментами тиаминового пути (ThiE и ThiL) - в 2'-метокси-ТДФ, ингибирующий активность ТДФ-зависимых ферментов. Некоторые виды бактерий проявляют устойчивость к баци-метрину благодаря наличию гена thiD2 (вместо канонического ThiD). Белки ThiD2 представляют собой монофункциональные HMP-P-киназы (не фосфорилируют HMP) [29].
На завершающем этапе тиаминфосфат-синтаза (ThiE, КФ 2.5.1.3) соединяет тиазол-фосфат-карбоксилат 12 и HMP-PP 15 в молекулу ТМФ 16. Интересно отметить, что очень низкая тиаминфосфат-синтазная активность также характерна для белков семейства YjbQ, в норме, по-видимому, не имеющих никакого отношения к биосинтезу тиамина [30].
Большинство видов бактерий, в т. ч. E.
coli и Salmonella typhimurium [31, 32], осуществляют непосредственное фосфорилиро-вание ТМФ до коферментной формы витамина В j - ТДФ - с помощью белка ThiL (ти-аминфосфат-киназа, КФ 2.7.4.16). Вместе с тем у некоторых видов, например, у Paracoccus denitrificans и Staphylococcus aureus [33, 34, 35], синтезированный de novo ТМФ сначала подвергается гидролизу до тиамина, превращение которого в ТДФ катализирует ТПК (белок ThiN). В гидролизе ТМФ у бактерий, по-видимому, могут участвовать неспецифичные фосфатазы [35] и фосфатазы из суперсемейства HAD (галоацидные дега-логеназы) [36].
Достигнутый на сегодня прогресс в изучении биосинтеза тиамина у прокариот открывает новые горизонты поиска потенциальных мишеней среди бактериальных ферментов с целью разработки средств антимикробной терапии [18, 37]. В частности, в недавнем исследовании была показана перспективность такого подхода (ингибирование белка ThiL) в отношении Pseudomonas aeruginosa - патогена, вызывающего хронические инфекции мочевыделительного тракта, кожи и респираторной системы [38].
Биосинтез тиамина у грибов
Пути биосинтеза пиримидинового и тиа-золового колец витамина В1 в дрожжах кардинально отличаются от бактериальных [17, 21]. У Saccharomyces cerevisiae тиазол образуется из НАД 1 и глицина 2 в реакции, катализируемой белком THI4 (тиазол-киназа, КФ 2.8.1.10) (рисунок 3). Дрожжевая тиазол-киназа - суицидный фермент [39], предоставляющий в процессе катализа атом серы Cys-205 3 для формирования АДФ-аддукта HET 4, который после гидролиза NUDIX-гидролазой превращается в тиазолфосфат-карбоксилат 5. Наряду с биосинтезом тиамина THI4 также участвует в репарации мито-хондриальной ДНК [40]. У филаментного гриба Acremonium chrysogenum образование интермедиата 4 катализирует суицидный белок ActhiS, инкорпорирующий в тиазоловый цикл свой атом серы Cys-217 [41]. Гомологом THI4 у Neurospora crassa является CyPBP37 [42]. Природа фермента, ответственного за гидролиз ADTZ, в настоящее время не известна.
Для биосинтеза пиримидинового цикла дрожжи используют в качестве исходных
субстратов гистидин 6 и пиридоксаль-5-фосфат 7. В двухэтапном процессе, катализируемом белками THI5 (фосфометилпири-мидин-синтаза, КФ 4.1.99.17) и THI20 (гид-роксиметилпиримидин/ фосфометилпирими-дин-киназа, КФ 2.7.1.49/КФ 2.7.4.7), образующийся на первой стадии HMP-P 8 далее подвергается фосфорилированию до дифос-фата 9 [17, 21]. Геном S. cerevisiae кодирует четыре паралога семейства белков THI5 (THI5/11/12/13) [43] и два паралога HMP-P киназы - THI20 (преобладающая изоформа) и THI21 [44]. В экспериментах с рекомбинант-ным белком THI5 Candida albicans были получены данные, свидетельствующие о том, что источником гистидина в формировании пиримидинового цикла у дрожжей служит His-66, т. е. THI5, как и THI4 является суицидным ферментом, совершающим лишь один каталитический цикл [45].
Заключительная реакция тиаминового пути у грибов - конденсация 5 и 9 в молекулу ТМФ 10 - осуществляется белком THI6 (ти-аминфосфат-синтаза, КФ 2.5.1.3) - бифункциональным ферментом, который также способен фосфорилировать HET (КФ 2.5.1.3)
[46]
Следует отметить, что THI5-зависимый путь биосинтеза HMP-P обнаружен и у некоторых видов бактерий. В частности, по такому пути HMP-P образуется в клетках Legionella pneumophila, экспрессирующих белок LpTHI5 [47].
Геномы грибов не кодируют белки-ортологи бактериального фермента (ThiL), осуществляющего фосфорилирование ТМФ до ТДФ. Вместо этого грибами используется двухстадийный механизм. Сначала ТМФ подвергается гидролизу до свободного тиамина под действием кислой фосфатазы (КФ 3.3.2). На втором этапе протекает реакция ТМФ + АТФ = ТДФ + АМФ, катализируемая белком Thi80 (ТПК) [48, 49].
Биосинтез тиамина у растений
Среди растительных организмов биосинтез тиамина наиболее полно изучен у Arabidopsis thaliana. В клетках растений образование тиазолового кольца протекает по дрожжевому пути под действием белка THI1 - гомолога THI4 S. cerevisiae, тогда как HMP-PP синтезируется, как и в бактериях, из AIR с участием белков THIC и TH1 [19, 50].
1 - NAD, 2 - глицин, 3 - Cys-205 в THI4, 4 - аденозиндифосфат-5-р-гидроксиэтил-2- карбокси-4-метилтиазол, 5 - 2-карбокси-4-метил-5-в-гидроксиэтилтиазол фосфат, 6 - гистидин, 7 - пиридоксаль-5-фосфат, 8 - 4-амино-5-гидроксиметил-2-метилпиримидин фосфат, 9 - 4-амино-5-гидроксиметил-2-метилпиримидин дифосфат, 10 - ТМФ
Рисунок 3. - Биосинтез витамина Вх в дрожжах (S. cerevisiae)
Белок TH1 (THI3 у Zea mays) - бифункциональный фермент; его N-концевой домен катализирует фосфорилирование HMP-P до HMP-PP (и, кроме того, HMP до HMP-P), а С-концевой - конденсацию HMP-PP и HET-P с образованием ТМФ [51, 52]. Интересно отметить, что в геномах многих видов растений имеется по 2 и более ортологов THIC и THI1 [53]. В растительных клетках местом синтеза ТМФ являются пластиды [19, 54]. У растений, как и у грибов, ТДФ может образоваться только в результате переноса пирофосфатной группы с молекулы АТФ на тиамин под действием цитозольной ТПК (Thi80). Поэтому ТМФ должен пдвергнуться гидролизу, прежде чем вступить в реакцию, катализируемую Thi80. Селективная фосфатаза была идентифицирована у A. thaliana как продукт генного локуса TH2 (At5g32470), содержащий два домена - HAD, с которым ассоциирована ТМФазная активность, и TenA [55]. Получены данные, указывающие на возможность двойной субклеточной локализации белка TenA-HAD - в цитозоле и митохондриях [55, 56]. Ортологами TH2 у Z. mays являются гены GRMZM2G148896 и GRMZM2G078283, у Oryza sativa - OsPALEl [57].
У высших растений существует определенное «разделение труда» между органами и тканями в отношении биосинтеза тиамина. Высокий уровень экспрессии белков THI1, THIC и TH1 отмечен в тканях, где интенсивно протекает фотосинтез (листья, околоцветники). Вместе с тем, в нефотосинтезирующих органах (пыльца, меристема верхушечных побегов, кончики корней, эмбрионы, эндосперм) наблюдается отсутствие или низкая экспрессия ферментов одной/обеих из ветвей тиаминового пути, что подразумевает зависимость этих органов от транспорта витамина либо его предшественников (HMP, HET) из других частей растения [19, 53, 58].
Синтез витамина В1 растительными клетками представляет собой высоко затратный процесс. Как и тиазол-киназа S. cerevisiae, белок THI1 (его также обозначают THI4 или THI1/THI4) растений - суицидный фермент [59], для которого характерна необычно высокая скорость оборота [60, 61]. Кроме того, «почти» суицидным является THIC, способный осуществлять лишь несколько каталитических циклов [62]. По некоторым оценкам
деградация, синтез и транспорт THI1 и THIC в пластиды обходится организму затратами от 2 до 13 % энергии, расходуемой на поддержание процессов жизнедеятельности [63]. В связи с этим метаболическая инженерия пути биосинтеза тиамина в настоящее время рассматривается в качестве перспективы повышения урожайности сельскохозяйственных культур [63, 64]. Данный подход также лежит в основе исследований, направленных на биофортификацию витамина В1 - увеличение его содержания в продукции растениеводства [64, 65, 66, 67]. Интересно, что наряду с THI1 геномами некоторых злаковых (пшеница, ячмень, овес) кодируется паралог THI1, не содержащий в активном центре остаток Cys. Этот многоцикличный фермент функционирует только в формирующихся зернах [59].
Биосинтез тиамина у архей
В наименьшей степени биосинтез тиамина изучен у педставителей домена Archaea [13]. Сравнительный геномный анализ выявил наличие у архей генов, кодирующих белки, гомологичные ThiC, ThiD и ThiL, тогда как гомологи бактериальных белков тиазолового пути (и у большинства видов гомологи тиа-минфосфат-синтазы (ThiE)) не обнаружены [68, 69]. В тех случаях, когда ThiE отсутствует, белки ThiD архей содержат дополнительный С-концевой домен ThiN [68, 70,]. Показано, что ThiN-домен белка ThiDN Pyrobaculum calidifontis, экспрессированный в E. coli, обладает тиаминфосфат-синтазной активностью, являясь функциональным аналогом ThiE, а сам ThiDN, как и белок TH1 A. thaliana [51], катализирует фосфорилирование HMP-P до HMP-PP и конденсацию HMP-PP и HET-P с образованием ТМФ [71]. Геномами некоторых видов архебактерий кодируются оба фермента - ThiE и ThiDN [70]. О том, что биосинтез HMP-PP у архей протекает по бактериальному/растительному пути также свидетельствуют результаты исследований с мечеными атомами, согласно которым у Halobacterium salinarum в пиримиди-новое кольцо тиамина включаются атомы 15N-, 1-13C- и 2-13С-глицина, служащего предшественником AIR [72].
Тиазоловое кольцо молекулы тиамина у архей образуется, как и в эукариотных организмах, из глицина и NAD [73, 74]. Имеются
данные, указывающие на то, что отдельные группы архей (галофильные, аммоний-окисляющие, некоторые метаногены) эксплуатируют ТН14-механизм включения серы в тиазоловый цикл [75]. Этот механизм, очевидно, не универсален, поскольку у большинства представителей домена Archaea ор-тологи THI4 содержат вместо Cys-164 (соответствующего Cys-205 в активном центре THI4 дрожжей) остаток гистидина [75]. Такой белок MjThi4 из Methanococcus jannaschii, использующий в качестве субстратов для синтеза ADTZ глицин, НАД и свободный сульфид, в отличие от THI4 не является суицидным ферментом, хотя его каталитическая эффективность крайне низка - всего 5 оборотов за 2 ч [73, 76]. Недавно ортологи не суицидальных THI4 были также обнаружены в геномах некоторых видов эубактерий, а их активность продемонстрирована в экспериментах по функциональной комплементации штамма E. coli AthiG [77, 78].
Как и в клетках эубактерий, у архей ТДФ синтезируется из TМФ под действием тиа-минфосфат-киназы (ThiL) [79].
Реутилизация тиамина и продуктов его распада
Помимо описанного выше синтеза de novo, бактерии могут использовать экзогенный тиамин либо продукты его деградации -N-формил^-АМР, 5-AMP, HMP и HET - с помощью ферментов YlmB (формиламино-пиримидин-деформилаза, КФ 3.5.1.-), TenA (аминопиримидин-аминогидролаза, КФ
3.5.99.2), ThiD и ThiM (гидроксиэтилтиазол-киназа, КФ 2.7.1.50) [21]. Образующийся при разрушении витамина В] N-формил^-АМР, попадая в клетку, подвергается деформили-рованию до 5-AMP белком YlmB [80]. Белок TenA катализирует гидролиз 5-AMP до HMP [80], который затем фосфорилируется ThiD до HMP-P и HMP-PP; ThiM осуществляет перенос фосфатной группы АТФ на HET с образованием HET-Р [81, 82]. Системами реутилизации тиамина располагают и другие виды организмов. Так, у дрожжей в этот процесс вовлечены белки THI6, С-концевой домен которого гомологичен ThiM, и THI20 -трифункциональный фермент, способный катализировать реакцию гидролиза 5-AMP до HMP (TenA-домен) с последующим его поэтапным превращением в HMP-P и HMP-PP
(ThiD-домен) [83]. Белки-ортологи TenA и ThiM также кодируются геномами растений и архей [84, 85, 86]. Транспортируемый в клетку экзогенный тиамин у бактерий может быть фосфорилирован до ТМФ тиаминкина-зой (ThiK, КФ 2.7.1.89), а у некоторых видов непосредственно до ТДФ с помощью ТПК [33, 87]; в клетках эукариотных организмов, как уже говорилось выше, протекает только вторая из этих реакций. В домене Archaea ортологи ThiK и ТПК не обнаружены [68]. Следует отметить, что существуют таксономические группы ауксотрофных по тиамину про- и эукариотных организмов, у которых имеются «неполные» пути его биосинтеза. К числу подобных организмов, например, относится малярийный паразит Plasmodium falciparum, обладающий белками ThiM, ThiD и ThiE [88], а также многочисленные виды микроорганизмов, которые формируют бак-терио- и фитопланктон морей и океанов [89, 90, 91]. Для жизнедеятельности таких видов достаточно наличия в окружающей среде недостающего компонента.
Некоторые организмы способны расщеплять витамин В1 на тиазоловый и пиримиди-новый компоненты с помощью тиаминаз. В зависимости от природы нуклеофильного агента, участвующего в разрыве С-N связи между гетероциклами молекулы тиамина, различают 2 класса таких ферментов - тиа-миназа I и тиаминаза II [21]. Тиаминаза II (КФ 3.5.99.2), встречающаяся у бактерий, грибов и растений, использует исключительно воду для гидролиза тиамина до HMP и HET. Есть основания полагать, что биологическая роль этого фермента заключается в реутилизации тиамина (белки TenA и THI20 являются тиаминазами II) [92, 93]. Тиаминаза I (КФ 2.5.1.2) объединяет группу ферментов, которые в качестве второго субстрата могут использовать различные сульфгидрильные соединения, ароматические и гетероциклические амины. Тиаминаза I обнаружена у отдельных видов прокариотных (роды Bacillus, Clostridium) и эукариотных организмов -простейших, папоротников, насекомых и рыб [94, 95]. В клетках растений также синтезируются разнообразные «антитиаминовые» факторы неферментативной природы, среди которых наиболее активны О-дигидроксифенольные соединения, разрушающие тиамин до двух основных продук-
тов - тиаминдисульфида и 5-AMP [19].
Регуляция биосинтеза тиамина
Биоинтез витамина В1 у разных видов организмов строго контролируется на уровне генов, РНК и белков [20, 70, 96, 97]. Важную роль играет регуляция по механизму отрицательной обратной связи с участием ТДФ-рибосвитча (THI-box) - сегмента мРНК, обнаруженного во всех трех доменах жизни. В клетках бактерий снижение экспрессии большинства генов тиаминового пути осуществляется при связывании ТДФ с THI-box в 5'-UTR мРНК, кодирующей регулируемый оперон (у B. subtilis - tenA-tenI-thiOSGFD), при этом индуцируется формирование Rho-независимого терминатора транскрипции либо маскируется последовательность Шай-на-Дальгарно, необходимая для инициации трансляции [98]. У эукариотных организмов взаимодействие ТДФ с рибосвитчем пре-мРНК регулирует альтернативный сплайсинг, вызывая трансляцию нефункциональной открытой рамки считывания, раннюю терминацию транскрипции или образование нестабильного транскрипта [99]. Все исследованные виды растений имеют THI-box в 3'-UTR гена THIC; кроме того, у древних таксонов ТДФ-рибосвитч присутствует в 3'-UTR гена THI1 [100, 101]. Экспрессия обоих генов - THIC и THI4 - также регулируется у зеленых водорослей Chlamydomonas reinhardtii и Volvox carteri, при этом ТДФ-рибосвитч локализован в интроне 5'-UTR THI4 и внутреннем интроне THIC [102]. Аналогичным образом, у мицелиальных грибов ТДФ-аптамер может являться частью интрона в 5'-UTR и контролировать экспрессию генов THI4 и NMT1 (ортолог THI5) либо находиться во внутреннем интроне; в дрожжах Saccharomyces и Schizosaccharomyces ТДФ-рибосвитчи не выявлены [103, 104, 105, 106, 107].
Широкая распространенность ТДФ-рибосвитча среди болезнетворных микроорганизмов делает его многообещающей мишенью для разработки антибиотиков нового поколения [108].
Недавно методами компьютерного анализа в РНК некоторых видов бактерий выявлен структурный мотив ("ThiS-мотив"), преимущественно связанный с генами биосинтеза HET-P - ThiS, ThiE, ThiF, ThiH, ThiG, ThiM, tenI [109, 110]. Часто (~ в 20 % случаев) этот
генетический элемент располагается непосредственно за ТДФ-рибосвитчем. Имеющиеся на сегодня экспериментальные данные указывают на то, что ThiS-мотив представляет собой новый класс участвующих в регуляции синтеза тиамина аптамеров, которые узнают HET-PP (HET-PP-рибосвитч) [110].
У многих представителей домена Archaea, в котором встречаемость ТДФ-рибосвитчей, вероятно, ограничена порядком
Thermoplasmatales, контроль биосинтеза тиамина осуществляется семейством регуляторов транскрипции ThiR. Структура ThiR построена из N-концевого ДНК-связывающего домена и С-концевого лиганд-связывающего домена, напоминающего тиаминфосфат-синтазу (ThiN), который служит сенсором тиаминовых метаболитов. При достаточном уровне тиамина в клетке TIR-белки подавляют экспрессию thi4 и thiC. Кроме биосинтетических генов репрессорами ThiR регулируется транскрипция транспортеров тиамина и его предшественников [70, 111]. Транскрипционные факторы вовлечены в контроль за биосинтезом витамина В1 и у других видов организмов, лишенных ТДФ-рибосвитча. Так, например, в дрожжах S. cerevisiae идентифицированы три белка (Thi2p, Thi3p и Pdc2p), которые координируют индукцию THI-генов в ответ на дефицит тиамина [112, 113].
Заключение. В настоящее время пути и механизмы регуляции биосинтеза витамина В1 достаточно глубоко изучены у бактерий, дрожжей, растений и в меньшей степени - у представителей домена Archaea. К перспективным направлениям практического использования полученных знаний относятся разработка антибиотиков нового поколения и метаболическая инженерия путей биосинтеза тиамина в целях увеличения его содержания в продукции растениеводства (биофортификация) и повышения урожайности сельскохозяйственных культур.
Список обозначений
АТТФ - аденозин-тиаминтрифосфат, ТДФ - тиаминдифосфат, ТМФ - тиаминмонофос-фат, ТПК - тиаминпирофосфокиназа, ТТФ -тиаминтрифосфат, ADTZ - аденозиндифос-фат-5-Р-гидроксиэтил-2- карбокси-4-
метилтиазол, AIR - 5-
аминоимидазолриботид, 5-AMP - 4-амино-5-
аминометил-2-метилпиримидин, HMP - 4-амино-5-гидроксиметил-2-метилпиримидин, HMP-P - 4-амино-5-гидроксиметил-2-метилпиримидин фосфат, HMP-PP - 4-амино-5-гидроксиметил-2-метилпиримидин дифосфат, HET - 2-карбокси-4-метил-5^-гидроксиэтилтиазол, 4-метил-5^-
гидроксиэтилтиазол, HET-P - 2-карбокси-4-метил-5^-гидроксиэтилтиазол фосфат, 4-метил-5-ß-гидроксиэтилтиазол фосфат, N-формил-5-АМР - N-формил-4-амино-5-аминометил-2-метилпиримидин
Список литературы
1. Makarchikov, A. F. Vitamin B1: metabolism and functions / A. F. Makarchikov // Biochemistry (Moscow). Suppl. Ser. B: Biomed. Chem. - 2009. - Vol. 3. - P. 116-128.
2. ExplorEnz - The Enzyme Database [Электронный ресурс]. - Режим доступа: https://www.enzyme-database.org. - Дата доступа: 22.11.2021.
3. Thiamine triphosphate and thiamine triphos-phatase activities: from bacteria to mammals / A.F. Makarchikov [et al.] // Cell. Mol. Life Sci. - 2003. - Vol. 60. - P. 1477-1488.
4. Discovery of a natural thiamine adenine nucleotide / L. Bettendorff [et al.] // Nat. Chem. Biol. - 2007. - Vol. 3. - P. 211-212.
5. Thiamine triphosphate, a new signal required for optimal growth of Escherichia coli during amino acid starvation / B. Lakaye [et al.] // J. Biol. Chem. - 2004. - Vol. 279. - P. 17142-17147.
6. Adenosine thiamine triphosphate accumulates in Escherichia coli cells in response to specific conditions of metabolic stress / T. Gi-gliobianco [et al.] // BMC Microbiol. - 2010. - Vol. 10: 148.
7. An alternative role of FoF1-ATP synthase in Escherichia coli: synthesis of thiamine triphosphate / T. Gigliobianco [et al.] // Sci. Rep. - 2013. - Vol.3: 1071.
8. Makarchikov, A. F. Thiamine diphosphate adenylyl transferase from E. coli: functional characterization of the enzyme synthesizing adenosine thiamine triphosphate / A. F. Makarchikov, A. Brans, L. Bettendorff // BMC Biochem. - 2007. - Vol. 8:17.
9. Thiamine triphosphate: a ubiquitous molecule in search of a physiological role // L. Bettendorff [et al.] // Metab. Brain Dis. - 2014. -Vol. 29. - P. 1069-1082.
10. Thiamine triphosphate synthesis in rat brain occurs in mitochondria and is coupled to the respiratory chain / M. Gangolf [et al.] // J. Biol. Chem. - 2010. - Vol. 285. - P. 583594.
11. Evidence for in vivo synthesis of thiamin triphosphate by cytosolic adenylate kinase in chicken skeletal muscle / K. Miyoshi [et al.] // J. Biochem. - 1990. - Vol. 108. - P. 267-270.
12. Zhao R. Folate and thiamine transporters mediated by facilitative carriers (SLC19A1-3 and SLC46A1) and folate receptors / R. Zhao, D.I. Goldman // Mol. Aspects Med. -2013. - Vol. 34 - P. 373-385.
13. Maupin-Furlow, J.A. Vitamin B1 (thiamine) metabolism and regulation in Archaea / J.A. Maupin-Furlow // B Group Vitamins-Current Uses and Perspectives / J.G. LeBlanc, G.S. De Giori, eds. - InTech, 2018. - P. 9-31.
14. Nosaka, K. Recent progress in understanding thiamine biosynthesis and its genetic regulation in Saccharomyces cerevisiae / K. Nosaka // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2006. -Vol. 72. - P. 30-40.
15. Settembre, E. Structural biology of enzymes of the thiamin biosynthesis pathway / E. Settembre, T.P. Begley, S.E. Ealick // Curr. Opin. Struct. Biol. - 2003. - Vol. 13. - P. 739-747.
16. Fitzpatrick, T.B. Complex behavior: from cannibalism to suicide in the vitamin B1 biosynthesis world / T.B. Fitzpatrick, S. Thore // Curr. Opin. Struct. Biol. - 2014. - Vol. 29. -P.34-43.
17. Begley T. P. Thiamin biosynthesis - still yielding fascinating biological chemistry / T. P. Begley, S. E. Ealick, F. W. McLafferty // Biochem. Soc. Trans. - 2012. - Vol. 40. - P. 555-560.
18. Du, Q. Thiamin (vitamin B1) biosynthesis and regulation: a rich source of antimicrobial drug targets? / Q. Du, H. Wang, J. Xie // Int. J. Biol. Sci. - 2011. - Vol. 7. - P. 41-52.
19. Goyer, A. Thiamine in plants: aspects of its metabolism and functions / A. Goyer // Phy-tochemistry. - 2010. - Vol. 71. - P. 16151624.
20. Kowalska, E. The genes and enzymes involved in the biosynthesis of thiamin and thi-amin diphosphate in yeasts / E. Kowalska, A. Kozik // Cell. Mol. Biol. Lett. - 2008. - Vol.
13. - P.271-282.
21. Jurgenson, C. T. The structural and biochemical foundations of thiamin biosynthesis / C. T. Jurgenson, T. P. Begley, S.E. Ealick // Annu. Rev. Biochem. - 2009. - Vol. 78. - P. 569-603.
22. A missing enzyme in thiamin thiazole biosynthesis: identification of TenI as a thiazole tautomerase // A.B. Hazra [et al] // J. Am. Chem. Soc. - 2011. - Vol. 133. - P. 93119319.
23. Challand, M. R. Catalytic activity of the anaerobic tyrosine lyase required for thiamine biosynthesis in Escherichia coli / M.R. Challand, F T. Martins, PL. Roach // J. Biol. Chem. - 2010. - Vol. 285. - P. 5240-5248.
24. Thiamine biosynthesis in Escherichia coli: isolation and initial characterisation of the ThiGH complex / R. Leonardi [et al.] // FEBS Lett. - 2003. - Vol. 539. - P. 95-99.
25. Evidence that Thil, an enzyme shared between thiamin and 4-thiouridine biosynthesis, may be a sulfurtransferase that proceeds through a persulfide intermediate / Palenchar P.M. [et al.] // J. Biol. Chem. - 2000. - Vol. 275. - P. 8283-8286.
26. Palmer L.D. The cysteine desulfhydrase CdsH is conditionally required for sulfur mobilization to the thiamine thiazole in Salmonella enterica / L.D. Palmer, M.H. Leung, D M. Downs // J. Bacteriol. - 2014. - Vol. 196. - P. 3964-3970.
27. Cloning and characterization of the thiD/J gene of Escherichia coli encoding a thiamin-synthesizing bifunctional enzyme, hy-droxymethylpyrimidine ki-nase/phosphomethylpyrimidine kinase / T. Mizote [et al.] // Microbiology. - 1999. -Vol. 145. - P. 495-501.
28. The mechanism of action of bacimethrin, a naturally occurring thiamin antimetabolite / J.J. Reddick [et al.] // Bioorg. Med. Chem. Lett. - 2001. - Vol. 11. - P. 2245-2248.
29. A strictly monofunctional bacterial hy-droxymethylpyrimidine phosphate kinase precludes damaging errors in thiamin biosynthesis / A.M. Thamm [et al.] // Biochem J. -2017. - Vol. 474. - P. 2887-2895.
30. Sensitive genome-wide screen for low secondary enzymatic activities: the YjbQ family shows thiamin phosphate synthase activity / E. Morett [et al.] // J. Mol. Biol. - 2008. -Vol. 376. - P. 839-853.
31. Nakayama H. Biosynthesis of thiamine pyrophosphate in Escherichia coli / H. Nakayama, R. Hayashi // J. Bacteriol. - 1972. -Vol. 109. - P. 936-938.
32. Webb, E. Characterization of thiL, encoding thiamin-monophosphate kinase, in Salmonella typhimurium / E. Webb, D. Downs // J. Biol. Chem. - 1997. - Vol. 272. - P. 15702-15707.
33. Sanemori, H. Pathway of thiamine pyrophosphate synthesis in Micrococcus denitrifi-cans / H. Sanemori, Y. Egi, T. Kawasaki // J. Bacteriol. - 1976. - Vol. 126. - P. 10301036.
34. Sanemori, H. Purification and properties of thiamine pyrophosphokinase in Paracoccus denitrificans / H. Sanemori, T. Kawasaki // J. Biochem. - 1980. - Vol. 88. - P. 223-230.
35. The vitamin Bj metabolism of Staphylococ-cus aureus is controlled at enzymatic and transcriptional levels / I.B. Müller [et al.] // PLoS ONE. - 2009. - Vol. 4(11): e7656.
36. Bacterial and plant HAD enzymes catalyse a missing phosphatase step in thiamin diphos-phate biosynthesis / G. Hasnain [et al.] // Biochem. J. - 2016. - Vol. 473. - P. 157-166.
37. Essential metabolic routes as a way to ESKAPE from antibiotic resistance / Barra A.L.C. [et al.] // Front. Public Health. - 2020. - Vol. 8: 26.
38. The ThiL enzyme is a valid antibacterial target essential for both thiamine biosynthesis and salvage pathways in Pseudomonas aeru-ginosa / H.J. Kim [et al.] // J. Biol. Chem. -2020. - Vol. 295. - P. 10081-10091.
39. Saccharomyces cerevisiae THI4p is a suicidal thiamin thiazole synthase / A. Chatterjee [et al.] // Nature. - 2011. - Vol. 478. - P. 542-546.
40. Dual role for the yeast THI4 gene in thia-mine biosynthesis and DNA damage tolerance / C R. Machado [et al.] // J. Mol. Biol. -1997. - Vol. 273. - P. 114-121.
41. Expression, purification, and activity of Ac-thiS, a thiazole biosynthesis enzyme from Acremonium chrysogenum / Z. Song [et al.] // Biochemistry (Mosc). - 2017. - Vol. 82. - P. 852-860.
42. Faou, P. Neurospora crassa CyPBP37: a cytosolic stress protein that is able to replace yeast Thi4p function in the synthesis of vitamin Bj / P. Faou, M. Tropschug // J. Mol. Bi-
ol. - 2004. - Vol. 344. - P. 1147-1157.
43. Wightman R. The THI5 gene family of Sac-charomyces cerevisiae: distribution of homologues among the hemiascomycetes and functional redundancy in the aerobic biosynthesis of thiamin from pyridoxine / R. Wightman, P.A. Meacock // Microbiology. -2003. - Vol. 149. - P. 1447-1460.
44. Llorente, B. Genetic redundancy and gene fusion in the genome of the Baker's yeast Saccharomyces cerevisiae: functional characterization of a three-member gene family involved in the thiamine biosynthetic pathway / B. Llorente, C. Fairhead, B. Dujon // Mol. Microbiol. - 1999. - Vol. 32. - P. 11401152.
45. Thiamin pyrimidine biosynthesis in Candida albicans: a remarkable reaction between his-tidine and pyridoxal phosphate / R.-Y. Lai [et al.] // J. Am. Chem. Soc. - 2012. - Vol. 134. - P.9157-9159.
46. Kawasaki, Y. Copurification of hydroxy-ethylthiazole kinase and thiamine-phosphate pyrophosphorylase of Saccharomyces cerevisiae: characterization of hydroxyethylthia-zole kinase as a bifunctional enzyme in the thiamine biosynthetic pathway / Y. Kawasaki // J. Bacteriol. - 1993. - Vol. 175. - P. 5153-5158.
47. Paxhia, M.D. Functional characterization of the HMP-P synthase of Legionella pneumophila (Lpg1565) / M.D. Paxhia, M.S. Swanson, D.M. Downs // Mol. Microbiol. -2021. - Vol. 115. - P. 539-553.
48. Isolation and characterization of a thiamine pyrophosphokinase gene, THI80, from Saccharomyces cerevisiae / K. Nosaka [et al.] // J. Biol. Chem. - 1993. - Vol. 268. - P. 17440-17447.
49. Schizosaccharomyces pombe thiamine pyro-phosphokinase is encoded by gene tnr3 and is a regulator of thiamine metabolism, phosphate metabolism, mating, and growth / H. Fankhauser [et al.] // J. Biol. Chem. - 1995. -Vol. 270. - P. 28457-28462.
50. High-resolution crystal structure of the eu-karyotic HMP-P synthase (THIC) from Ara-bidopsis thaliana / S. Coquille [et al.] // J. Struct. Biol. - 2013. - Vol. 184. - P. 438444.
51. Ajjawi, I. Determination of the genetic, molecular, and biochemical basis of the Ara-bidopsis thaliana thiamin auxotroph th1 / I.
Ajjawi, Y. Tsegaye, D. Shintani // Arch. Biochem. Biophys. - 2007. - Vol. 459. - P. 107114.
52. Molecular characterization of the thi3 gene involved in thiamine biosynthesis in Zea mays: cDNA sequence and enzymatic and structural properties of the recombinant bi-functional protein with 4-amino-5-hydroxymethyl-2-methylpyrimidine (phosphate) kinase and thiamine monophosphate synthase activities / M. Rapala-Kozik [et al.] // Biochem. J. - 2007. - Vol. 408. - P.149-159.
53. Vitamin B1 diversity and characterization of biosynthesis genes in cassava / N. Mangel [et al.] //J. Exp. Bot. - 2017. - Vol. 68. - P.
3351-3363.
54. Plant vitamin B pathways and their com-partmentations: a guide for the perplexed / S. Gerdes [et al.] // J. Exp. Bot. - 2012. - Vol. 63. - P.5379-5395.
55. Arabidopsis TH2 encodes the orphan enzyme thiamin monophosphate phosphatase / M. Mimura [et al.] // Plant Cell. - 2016. -Vol. 28. - P. 2683-2696.
56. The Arabidopsis thiamin-deficient mutant pale greenl lacks thiamin monophosphate phosphatase of the vitamin B(1) biosynthesis pathway / W.Y. Hsieh [et al.] // Plant J. -2017. - Vol. 91. - P. 145-157.
57. The rice PALE1 homolog is involved in the biosynthesis of vitamin B1 / P.H. Hsieh [et al.] // Plant Biotechnol. J. - 2021. - Vol. 19. - P.218-220.
58. Divisions of labor in the thiamin biosynthetic pathway among organs of maize / J.-C. Guan [et al.] // Front. Plant Sci. - 2014. -Vol. 5: 370.
59. Bioinformatic and experimental evidence for suicidal and catalytic plant THI4s / J. Joshi [et al.] // Biochem. J. - 2020. - Vol. 477. - P. 2055-2069.
60. Proteins with high turnover rate in barley leaves estimated by proteome analysis combined with in planta isotope labeling / C.J. Nelson [et al.] // Plant Physiol. - 2014. - Vol. 166. - P. 91-108.
61. Protein degradation rate in Arabidopsis thaliana leaf growth and development / L. Li [et al.] // Plant Cell. - 2017. - Vol. 29. - P. 207228.
62. Palmer, L.D. The thiamine biosynthetic enzyme ThiC catalyzes multiple turnovers and
is inhibited by S-adenosylmethionine (AdoMet) metabolites / L.D. Palmer, D.M. Downs // J. Biol. Chem. - 2013. - Vol. 288. -P. 30693-30699.
63. Redesigning thiamin synthesis: Prospects and potential payoffs / A.D. Hanson [et al.] // Plant Sci. - 2018. - Vol. 273. - P. 92-99.
64. Fitzpatrick, T.B. The importance of thiamine (vitamin B1) in plant health: From crop yield to biofortification / T.B. Fitzpatrick, L.M. Chapman // J. Biol. Chem. - 2020. - Vol. 295. - P.12002-112013.
65. Goyer, A. Thiamin biofortification of crops /
A. Goyer // Curr. Opin. Biotechnol. - 2017. -Vol. 44. - P. 1-7.
66. Minhas A.P. Pathway editing targets for thiamine biofortification in rice grains / A.P. Minhas, R. Tuli, S. Puri // Front. Plant Sci. -2018. - Vol. 9: 975.
67. Metabolic engineering of rice endosperm towards higher vitamin B1 accumulation / S. Strobbe [et al.] // Plant Biotechnol. J. - 2021. - Vol. 19. - P. 1253-1267.
68. Comparative genomics of thiamin biosynthesis in procaryotes. New genes and regulatory mechanisms / D.A. Rodionov [et al.] // J. Biol. Chem. - 2002. - Vol. 277. - P. 4894948959.
69. Systematic discovery of analogous enzymes in thiamin biosynthesis / E. Morett [et al.] // Nat. Biotechnol. - 2003. - Vol. 21. - P. 790795.
70. ThiN as a versatile domain of transcriptional repressors and catalytic enzymes of thiamine biosynthesis / S. Hwang [et al.] // J. Bacteriol. - 2017. - Vol. 199(4): e00743-16.
71. Enzymatic and structural characterization of an archaeal thiamin phosphate synthase / M. Hayashi [et al.] // Biochim. Biophys. Acta. -2014. - Vol. 1844. - P. 803-809.
72. The biosynthesis of the pyrimidine moiety of thiamin in Halobacterium salinarum / Y. Ki-jima [et al.] // J. Nutr. Sci. Vitaminol. (Tokyo). - 2016. - Vol. 62. - P. 130-133.
73. From suicide enzyme to catalyst: the iron-dependent sulfide transfer in Methanococcus jannaschii thiamin thiazole biosynthesis /
B.E. Eser [et al.] // J. Am. Chem. Soc. -2016. - Vol. 138. P. 3639-3642.
74. The biosynthesis of the thiazole moiety of thiamin in the archaeon Halobacterium salinarum / M. Hayashi [et al.] // J. Nutr. Sci. Vitaminol. (Tokyo). - 2015. - Vol. 61. - P.
270-274.
75. Conserved active site cysteine residue of archaeal THI4 homolog is essential for thiamine biosynthesis in Haloferax volcanii / S. Hwang [et al.] // BMC Microbiol. - 2014. -Vol. 14(1): 260.
76. Structural basis for iron-mediated sulfur transfer in archael and yeast thiazole syn-thases / X. Zhang [et al.] // Biochemistry. -2016. - Vol. 55. - P. 1826-1838.
77. Parts-prospecting for a high-efficiency thia-min thiazole biosynthesis pathway / J. Sun [et al.] // Plant Physiology. - 2019. - Vol. 179. -P.958-968.
78. Structure and function of aerotolerant, multiple-turnover THI4 thiazole synthases / J. Joshi [et al.] // Biochem J. - 2021. - Vol. 478. - P. 3265-3279.
79. Hayashi, M. Characterization of thiamin phosphate kinase in the hyperthermophilic archaeon Pyrobaculum calidifontis / M. Hayashi, K. Nosaka // J. Nutr. Sci. Vitaminol. (Tokyo). - 2015. - Vol. 61. - P. 369374.
80. A new thiamin salvage pathway / A.H. Jenkins [et al.] // Nat. Chem. Biol. - 2007. -Vol. 3. - P. 492-497.
81. Mizote, T. The thiM locus and its relation to phosphorylation of hydroxyethylthiazole in Escherichia coli / T. Mizote, H. Nakayama // J. Bacteriol. - 1989. - Vol. 171. - P. 32283232.
82. Tani, Y. Purification and properties of 4-methyl-5-hydroxyethylthiazole kinase from Escherichia coli / Y. Tani, K. Kimura, H. Mihara // Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 2016, vol. 80, pp. 514-517.
83. French, J.B. Structure of trifunctional THI20 from yeast // J.B. French, T.P. Begley, S.E. Ealick // Acta Cryst. - 2011. - Vol. D67. - P. 784-791.
84. The 2.35 A structure of the TenA homolog from Pyrococcus furiosus supports an enzymatic function in thiamine metabolism / J. Benach [et al.] // Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr. - 2005. - Vol. 61. - P. 589-598.
85. Identification of the thiamin salvage enzyme thiazole kinase in Arabidopsis and maize / M. Yazdani [et al.] // Phytochemistry. - 2013. -Vol. 94. - P. 68-73.
86. Salvage of the thiamin pyrimidine moiety by plant TenA proteins lacking an active-site cysteine / R. Zallot [et al.] // Biochem. J. -
2014. - Vol. 463. - P. 145-155.
87. Identification of the two missing bacterial genes involved in thiamine salvage: thiamine pyrophosphokinase and thiamine kinase / J. Melnick [et al.] // J. Bacteriol. - 2004. - Vol. 186. - P. 3660-3662.
88. Vitamin B1 de novo synthesis in the human malaria parasite Plasmodium falciparum depends on external provision of 4-amino-5-hydroxymethyl-2-methylpyrimidine / C. Wrenger [et al.] // Biol. Chem. - 2006. - Vol. 387. - P. 41-51.
89. Discovery of a SAR11 growth requirement for thiamin's pyrimidine precursor and its distribution in the Sargasso Sea / P. Carini [et al.] // ISME J. - 2014. - P. 1-12.
90. Carboxythiazole is a key microbial nutrient currency and critical component of thiamin biosynthesis / R.W. Paerl [et al.] // Sci. Rep. - 2018. - Vol. 8: 5940.
91. Alternatives to vitamin B1 uptake revealed with discovery of riboswitches in multiple marine eukaryotic lineages / D. McRose [et al.] // ISME J. - 2014. - Vol. 8. - P. 25172529.
92. Structural characterization of the regulatory proteins TenA and TenI from Bacillus sub-tilis and identification of TenA as a thiami-nase II / A.V. Toms [et al.] // Biochemistry. -2005. - Vol. 44. - P. 2319-2329.
93. Involvement of thiaminase II encoded by theTHI20 gene in thiamin salvage of Saccharomyces cerevisiae / M. Onozuka [et al.] // FEMS Yeast Res. - 2008. - Vol. 8. - P. 266275.
94. Structure of a eukaryotic thiaminase I / C.A. Kreinbring [et al.] // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2014. - Vol. 111. - P. 137-142.
95. Kraft, C.E. A rapid method for assaying thiaminase I activity in diverse biological samples / C.E. Kraft, E.R.L. Gordon, E.R. Angert // PLoS ONE - 2014. - Vol. 9(3): e92688.
96. The vitamin B1 metabolism of Staphylococ-cus aureus is controlled at enzymatic and transcriptional levels / I. B. Müller [et al.] // PLoS ONE. - 2009. - Vol. 4(11): e7656.
97. Thiamine biosynthesis in Saccharomyces cerevisiae is regulated by the NAD+-dependent histone deacetylase Hst1 / M. Li [et al.] // Mol. Cell. Biol. - 2010. - Vol. 30. -P. 3329-3341.
98. Miranda-Rios, J. The THI-box riboswitch, or how RNA binds thiamin pyrophosphate / J.
Miranda-Rios // Structure. - 2007. - Vol. 15. - P.259-265.
99. Wächter, A. Riboswitch-mediated control of gene expression in eukaryotes / A. Wächter // RNA Biol. - 2010. - Vol. 7. - P. 67-76.
100. Bocobza, S.E. Small molecules that interact with RNA: riboswitch-based gene control and its involvement in metabolic regulation in plants and algae / S.E. Bocobza, A. Aharoni // Plant J. - 2014. - Vol. 79. - P. 693-703.
101. Riboswitch-dependent gene regulation and its evolution in the plant kingdom / S. Bocobza [et al.] // Genes Dev. - 2007. - Vol. 21. - P. 2874-2879.
102. Thiamine biosynthesis in algae is regulated by riboswitches / Croft M. T. [et al.] // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2007. - Vol. 104. -P.20770-20775.
103. Moldovan, M. A. Comparative genomic analysis of fungal TPP-riboswitches / M. A. Moldovan, S. A. Petrova, M. S. Gelfand // Fungal Genet. Biol. - 2018. - Vol. 114. - P. 31-41.
104. Control of alternative RNA splicing and gene expression by eukaryotic riboswitches / M.T. Cheah [et al.] // Nature. - 2007. - Vol. 447. - P. 497-500.
105. Phylogenomic and comparative analysis of the distribution and regulatory patterns of TPP riboswitches in fungi / Mukherjee S. // Sci. Rep. - 2018. - Vol. 8: 5563.
106. Sudarsan, N. Metabolite-binding RNA domains are present in the genes of eukaryotes / N. Sudarsan, J.E. Barrick, R.R. Breaker // RNA. - 2003. - Vol. 9. - P. 644-647.
107. Thiamine-regulated gene expression of Aspergillus oryzae thiA requires splicing of the intron containing a riboswitch-like domain in the 5'-UTR / T. Kubodera [et al.] // FEBS Lett. - 2003. - Vol. 555. - P. 516-520.
108. Panchal, V. Riboswitches as drug targets for antibiotics / V. Panchal, R. Brenk // Antibiotics (Basel). - 2021. - Vol. 10(1): 45.
109. Genome-wide discovery of structured noncoding RNAs in bacteria / S. Stav [et al.] // BMC Microbiol. - 2019. - Vol. 19: 66.
110. A bacterial riboswitch class for the thiamin precursor HMP-PP employs a terminator-embedded aptamer / R.M. Atilho [et al.] // Elife. - 2019. - Vol. 8: e45210.
111. A novel transcriptional regulator related to thiamine phosphate synthase controls thia-
mine metabolism genes in Archaea / D.A. Rodionov [et al.] // J. Bacteriol. - 2017. -Vol. 199(4): e00743-16.
112. Nosaka, K. Recent progress in understanding thiamine biosynthesis and its genetic regulation in Saccharomyces cerevisiae / K. Nosaka // Appl. Microbiol. Biotechnol. -
2006. - Vol. 72. - P. 30-40.
113. Facilitated recruitment of Pdc2p, a yeast transcriptional activator, in response to thia-mine starvation / K. Nosaka [et al.] // FEMS Microbiol. Lett. - 2012. - Vol. 330. - P. 140-147.
References
1. Makarchikov A.F. Vitamin B1: metabolism and functions. Biochemistry (Moscow). Suppl. Ser. B: Biomed. Chem., 2009, vol. 3. pp.116-128.
2. ExplorEnz - The Enzyme Database. Available at: https://www.enzyme-database.org. (accessed: 22.11.2021).
3. Makarchikov A.F. Lakaye B., Gulyai I.E., Czerniecki J., Coumans B., Wins P., Crisar T., Bettendorff L. Thiamine triphosphate and thiamine triphosphatase activities: from bacteria to mammals. Cell. Mol. Life Sci., 2003, vol. 60, pp. 1477-1488.
4. Bettendorff L., Witzerfild B., Makarchikov A.F., Mazzucchelli G., Frédérich M., Gi-gliobianco T., Gandolf M., De Pauw E., Angelot L., Wins P. Discovery of a natural thiamine adenine nucleotide. Nat. Chem. Biol.,
2007, vol. 3, pp. 211-212.
5. Lakaye B., Wirtzfeld B., Wins P., Grisar T., Bettendorff L. Thiamine triphosphate, a new signal required for optimal growth of Esche-richia coli during amino acid starvation. J. Biol. Chem., 2004, vol. 279, pp. 17142-17147.
6. Gigliobianco T., Lakaye B., Wins P., El Moualij B., Zorzi W., Bettendorff L. Adeno-sine thiamine triphosphate accumulates in Escherichia coli cells in response to specific conditions of metabolic stress. BMC Microbiol., 2010, vol. 10: 148.
7. Gigliobianco T., Gangolf M., Lakaye B., Pir-son B., von Ballmoos C., Wins P., Bettendorff L. An alternative role of FoF1-ATP synthase in Escherichia coli: synthesis of thiamine triphosphate. Sci. Rep., 2013, vol. 3: 1071.
8. Makarchikov A.F., Brans A., Bettendorff L.
Thiamine diphosphate adenylyl transferase from E. coli: functional characterization of the enzyme synthesizing adenosine thiamine triphosphate. BMC Biochem., 2007, vol. 8:17.
9. Bettendorff L., Lakaye B., Kohn G., Wins P. Thiamine triphosphate: a ubiquitous molecule in search of a physiological role. Metab. Brain Dis., 2014, vol. 29, pp. 1069-1082.
10. Gangolf M., Wins P., Thiry M., El Moualij B., Bettendorff L. Thiamine triphosphate synthesis in rat brain occurs in mitochondria and is coupled to the respiratory chain. J. Biol. Chem., 2010, vol. 285, pp. 583-594.
11. Miyoshi K., Egi Y., Shioda T., Kawasaki T. Evidence for in vivo synthesis of thiamin tri-phosphate by cytosolic adenylate kinase in chicken skeletal muscle. J. Biochem., 1990, vol. 108, pp. 267-270.
12. Zhao R., Goldman D.I. Folate and thiamine transporters mediated by facilitative carriers (SLC19A1-3 and SLC46A1) and folate receptors. Mol. Aspects Med., 2013, vol. 34, pp. 373-385.
13. Maupin-Furlow, J.A. Vitamin B1 (thiamine) metabolism and regulation in Archaea. B
Group Vitamins-Current Uses and Perspectives, InTech, 2018, pp. 9-31.
14. Nosaka K. Recent progress in understanding thiamine biosynthesis and its genetic regulation in Saccharomyces cerevisiae. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2006, vol. 72, pp. 3040.
15. Settembre E., Begley T.P., Ealick S.E. Structural biology of enzymes of the thiamin biosynthesis pathway. Curr. Opin. Struct. Biol., 2003, vol. 13, pp. 739-747.
16. Fitzpatrick T.B., Thore S. Complex behavior: from cannibalism to suicide in the vitamin B1 biosynthesis world. Curr. Opin. Struct. Biol. 2014, vol. 29, pp. 34-43.
17. Begley T.P., Ealick S.E., McLafferty F.W. Thiamin biosynthesis - still yielding fascinating biological chemistry. Biochem. Soc. Trans., 2012, vol. 40, pp. 555-560.
18. Du Q., Wang H., Xie J. Thiamin (vitamin B1) biosynthesis and regulation: a rich source of anti-microbial drug targets? Int. J. Biol. Sci., 2011, vol. 7, pp. 41-52.
19. Goyer A. Thiamine in plants: aspects of its metabolism and functions. Phytochemistry, 2010, vol. 71, pp. 1615-1624.
20. Kowalska E., Kozik A. The genes and enzymes involved in the biosynthesis of thia-
min and thiamin diphosphate in yeasts. Cell. Mol. Biol. Lett., 2008, vol. 13, pp. 271-282.
21. Jurgenson C.T., Begley T.P., Ealick S.E. The structural and biochemical foundations of thiamin biosynthesis. Annu. Rev. Biochem., 2009, vol. 78, pp. 569-603.
22. Hazra A.B., Han Y., Chatterjee A., Zhang Y., Lai R.-Y., Ealick S.E., Begley TP. A missing enzyme in thiamin thiazole biosynthesis: identification of TenI as a thiazole tau-tomerase. J. Am. Chem. Soc., 2011, vol. 133, pp.9311-9319.
23. Challand M.R., Martins F.T., Roach P.L. Catalytic activity of the anaerobic tyrosine lyase required for thiamine biosynthesis in Escherichia coli. J. Biol. Chem., 2010, vol. 285,pp.5240-5248.
24. Leonardi R., Fairhurst S.A., Kriek M., Lowe D.J., Roach P.L. Thiamine biosynthesis in Escherichia coli: isolation and initial characterisation of the ThiGH complex. FEBS Lett., 2003, vol. 539, pp. 95-99.
25. Palenchar P.M., Buck C.J., Cheng H., Larson T.J., Mueller E.G. Evidence that Thil, an enzyme shared between thiamin and 4-thiouridine biosynthesis, may be a sul-furtransferase that proceeds through a persulfide intermediate. J. Biol. Chem., 2000, vol. 275, pp. 8283-8286.
26. Palmer L.D., Leung M.H., Downs D.M. The cysteine desulfhydrase CdsH is conditionally required for sulfur mobilization to the thia-mine thiazole in Salmonella enteric. J. Bacte-riol., 2014, vol. 196, pp. 3964-3970.
27. Mizote T., Tsuda M., Smith D.D.S., Naka-yama H., Nakazawa, T. Cloning and characterization of the thiD/J gene of Escherichia coli encoding a thiamin-synthesizing bifunc-tional enzyme, hydroxymethylpyrimidine ki-nase/phosphomethylpyrimidine kinase. Microbiology, 1999, vol. 145, pp. 495-501.
28. Reddick J.J., Saha S., Lee J.-m., Melnick J.S., Perkins J., Begley T.P. The mechanism of action of bacimethrin, a naturally occurring thiamin antimetabolite. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2001, vol. 11, pp. 2245-2248.
29. Thamm A.M., Li G., Taja-Moreno M., Gerdes S.Y., de Crécy-Lagard V., Bruner S.D., Hanson A.D. A strictly monofunctional bacterial hydroxymethylpyrimidine phosphate kinase precludes damaging errors in thiamin biosynthesis. Biochem J., 2017, vol. 474,pp.2887-2895.
30. Morett E., Saab-Rincon G., Olvera L., Olvera M., Flores H., Grande R. Sensitive genome-wide screen for low secondary enzymatic activities: the YjbQ family shows thiamin phosphate synthase activity. J. Mol. Biol., 2008, vol. 376, pp. 839-853.
31. Nakayama H., Hayashi R. Biosynthesis of thiamine pyrophosphate in Escherichia coli. J. Bacteriol., 1972. vol. 109, pp. 936-938.
32. Webb E., Downs D. Characterization of thiL, encoding thiamin-monophosphate kinase, in Salmonella typhimurium. J. Biol. Chem., 1997, vol. 272, pp. 15702-15707.
33. Sanemori H., Egi Y., Kawasaki T. Pathway of thiamine pyrophosphate synthesis in Micrococcus denitrificans. J. Bacteriol., 1976, vol. 126, pp. 1030-1036.
34. Sanemori H., Kawasaki T. Purification and properties of thiamine pyrophosphokinase in Paracoccus denitrificans. J. Biochem., 1980, vol. 88, pp. 223-230.
35. Müller IB., Bergmann B., Groves M.R., Couto I., Amaral L., Begley T.P., Walter R.D., Wrenger C. The vitamin B1 metabolism of Staphylococcus aureus is controlled at enzymatic and transcriptional levels. PLoS ONE, 2009, vol. 4(11): e7656.
36. Hasnain G., Roje G., Sa N., Zallo R., Ziemak M.J., de Crecy-Lagard V., Gregory J.F. III, Hanson A.D. Bacterial and plant HAD enzymes catalyse a missing phospha-tase step in thiamin diphosphate biosynthesis. Biochem. J., 2016, vol. 473, pp. 157-166.
37. Barra A.L.C., Dantas L.O.C., Moräo LG., Gutierrez R.F., Polikarpov I., Wrenger C., Nascimento A.S. Essential metabolic routes as a way to ESKAPE from antibiotic resistance. Front. Public Health, 2020, vol. 8: 26.
38. Kim H.J., Lee H., Lee Y., Choi I., Ko Y., Lee S., Jang S. The ThiL enzyme is a valid antibacterial target essential for both thiamine biosynthesis and salvage pathways in Pseudomonas aeruginosa. J. Biol. Chem., 2020, vol. 295, pp. 10081-10091.
39. Chatterjee A., Abeydeera N.D., Bale S., Pai P.-J., Dorrestein P.C., Russell D.H., Ealick S.E., Begley T.P. Saccharomyces cerevisiae THI4p is a suicidal thiamin thiazole synthase. Nature, 2011, vol. 478, pp. 542-546.
40. Machado C.R., Praekelt U.M., de Oliveira R.C., Barbosa A.C., Byrne K.L., Meacock P.A., Menck C.F. Dual role for the yeast
THI4 gene in thiamine biosynthesis and DNA damage tolerance. J. Mol. Biol., 1997, vol. 273, pp. 114-121.
41. Song Z., Pan J., Xie L., Gong G., Han S., Zhang W., Hu Y. Expression, purification, and activity of ActhiS, a thiazole biosynthesis enzyme from Acremonium chrysogenum. Biochemistry (Mosc)., 2017, vol. 82, pp. 852860.
42. Faou P., Tropschug M. Neurospora crassa CyPBP37: a cytosolic stress protein that is able to replace yeast Thi4p function in the synthesis of vitamin Bi. J. Mol. Biol., 2004, vol. 344, pp. 1147-1157.
43. Wightman, R. P.A. Meacock. The THI5 gene family of Saccharomyces cerevisiae: distribution of homologues among the hemiasco-mycetes and functional redundancy in the aerobic biosynthesis of thiamin from pyri-doxine. Microbiology, 2003, vol. 149, pp. 1447-1460.
44. Llorente B., Fairhead C., Dujon B. Genetic redundancy and gene fusion in the genome of the Baker's yeast Saccharomyces cerevisiae: functional characterization of a three-member gene family involved in the thiamine biosyn-thetic pathway. Mol. Microbiol., 1999, vol. 32, pp. 1140-1152.
45. Lai R.-Y., Huang S., Fenwick M.K., Hazra A., Zhang Y., Rajashankar K., Philmus B., Kinsland C., Sanders J.M., Ealick S.E., Begley T.P. Thiamin pyrimidine biosynthesis in Candida albicans: a remarkable reaction between histidine and pyridoxal phosphate. J. Am. Chem. Soc., 2012, vol. 134, pp. 91579159.
46. Kawasaki Y. Copurification of hydroxy-ethylthiazole kinase and thiamine-phosphate pyrophosphorylase of Saccharomyces cere-visiae: characterization of hydroxyethylthia-zole kinase as a bifunctional enzyme in the thiamine biosynthetic pathway. J. Bacteriol., 1993, vol. 175, pp. 5153-5158.
47. Paxhia M.D., Swanson M.S., Downs D.M. Functional characterization of the HMP-P synthase of Legionella pneumophila (Lpg1565). Mol. Microbiol., 2021, vol. 115, pp.539-553.
48. Nosaka K., Kaneko Y., Nishimura H., Iwashima A. Isolation and characterization of a thiamine pyrophosphokinase gene, THI80, from Saccharomyces cerevisiae. J. Biol. Chem., 1993, vol. 268, pp. 1744050
17447.
49. Fankhauser H., Zurlinden A., Schweingruber A.M., Edenharter E., Schweingruber M.E. Schizosaccharomyces pombe thiamine pyro-phosphokinase is encoded by gene tnr3 and is a regulator of thiamine metabolism, phosphate metabolism, mating, and growth. J. Biol. Chem., 1995, vol. 270, pp. 28457-28462.
50. Coquille S., Roux C., Mehta A., Begley T.P., Fitzpatrick T.B., Thore S. High-resolution crystal structure of the eukaryotic HMP-P synthase (THIC) from Arabidopsis thaliana. J. Struct. Biol., 2013, vol. 184, pp. 438-444.
51. Ajjawi I., Tsegaye Y., Shintani D. Determination of the genetic, molecular, and biochemical basis of the Arabidopsis thaliana thiamin auxotroph th 1. Arch. Biochem. Bio-phys, 2007, vol. 459, pp. 107-114.
52. Rapala-Kozik M., Olczak M., Ostrowska K., Starosta A., Kozik A. Molecular characterization of the thi3 gene involved in thiamine biosynthesis in Zea mays: cDNA sequence and enzymatic and structural properties of the recombinant bifunctional protein with 4-amino-5-hydroxymethyl-2-methylpyrimidine (phosphate) kinase and thiamine monophosphate synthase activities. Biochem. J., 2007, vol. 408, pp.149-159.
53. Mangel N., Fudge J.B., Fitzpatrick T.B., Gruissem W., Vanderschuren H. Vitamin B1 diversity and characterization of biosynthesis genes in cassava. J. Exp. Bot., 2017, vol. 68, pp.3351-3363.
54. Gerdes S., Lerma-Ortiz C, Frelin O., Seaver S.M.D., Henry C.S., de Crécy-Lagard V., Hanson A.D. Plant vitamin B pathways and their compartmentations: a guide for the perplexed. J. Exp. Bot., 2012, vol. 63, pp. 53795395.
55. Mimura M. Zallotb R., Niehausa T.D., Hasnaina G., Giddac S.K., Nguyenc T.N.D., Andersonc E.M., Mullenc R.T., Brownd G., Yakunind A.F., de Crécy-Lagardb V., Gregory J.F. III, McCartya D R., Hanson A.D. Arabidopsis TH2 encodes the orphan enzyme thiamin monophosphate phosphatase. Plant Cell, 2016, vol. 28, pp. 2683-2696.
56. W.Y. Hsieh., Liao J.-C., Wang H.-T., Hung T.-H., Tseng C.-C., Chung T.-Y., Hsieh M.-H. The Arabidopsis thiamin-deficient mutant pale greenl lacks thiamin monophosphate phosphatase of the vitamin B(1) biosynthesis pathway. Plant J., 2017, vol. 91, pp. 145-
157.
57. Hsieh P.H., Chung Y.H., Lee K.T., Wang S.Y., Lu C A., Hsieh M.H. The rice PALE1 homolog is involved in the biosynthesis of vitamin B1. Plant Biotechnol. J., 2021, vol. 19,pp.218-220.
58. Guan J.-C., Hasnain G., Garrett T.J., Chase
C.D., Gregory J., Hanson A.D., McCarty
D.R. Divisions of labor in the thiamin bio-synthetic pathway among organs of maize. Front. Plant Sci., 2014, vol. 5: 370.
59. Joshi J., Beaudoin G.A.W., Patterson J.A., Garcia-Garcia J.D., Belisle C.E., Chang L-Y., Li L., Duncan O., Millar A.H., Hanson A.D. Bioinformatic and experimental evidence for suicidal and catalytic plant THI4s. Biochem. J., 2020, vol. 477, pp. 2055-2069.
60. Nelson C.J., Alexova R., Jacoby R.P., Millar A.H. Proteins with high turnover rate in barley leaves estimated by proteome analysis combined with in planta isotope labeling. Plant Physiol, 2014, vol. 166, pp. 91-108.
61. Li L., Nelson C.J., Trösch J., Castleden I., Huang S., Millar A.H. Protein degradation rate in Arabidopsis thaliana leaf growth and development. Plant Cell., 2017, vol. 29, pp 207-228.
62. Palmer L.D., Downs D.M. The thiamine bio-synthetic enzyme ThiC catalyzes multiple turnovers and is inhibited by S-adenosylmethionine (AdoMet) metabolites. J. Biol. Chem, 2013, vol. 288, pp. 3069330699.
63. Hanson A.D., Amthor J.S., Sun J., Niehaus T.D., Gregory J.F. 3rd, Bruner S.D., Ding Y. Redesigning thiamin synthesis: Prospects and potential payoffs. Plant Sci., 2018, vol. 273, pp. 92-99.
64. Fitzpatrick T.B., Chapman L.M. The importance of thiamine (vitamin B1) in plant health: From crop yield to biofortification. J. Biol. Chem., 2020, vol. 295, pp. 12002-112013.
65. Goyer A. Thiamin biofortification of crops. Curr. Opin. Biotechnol., 2017, vol. 44, pp. 17.
66. Minhas A.P., Tuli R., Puri S. Pathway editing targets for thiamine biofortification in rice grains. Front. Plant Sci., 2018, vol. 9: 975.
67. Strobbe S., Verstraete J., Stove C., Van Der Straeten D. Metabolic engineering of rice endosperm towards higher vitamin B1 accumu-
lation. Plant Biotechnol. J., 2021, vol. 19, pp. 1253-1267.
68. Rodionov D.A., Vitreschak A.G., Mironov A.A., Gelfand M.S. Comparative genomics of thiamin biosynthesis in procaryotes. New genes and regulatory mechanisms. J. Biol. Chem., 2002, vol. 277, pp. 48949-48959.
69. Morett E., Korbel J.O., Rajan E., Saab-Rincon G., Olvera L., Olvera M., Schmidt S., Snel B., Bork P. Systematic discovery of analogous enzymes in thiamin biosynthesis. Nat. Biotechnol., 2003, vol. 21, pp. 790-795.
70. Hwang S., Cordova B., Abdo M., Pfeiffer F., Maupin-Furlow J.A. ThiN as a versatile domain of transcriptional repressors and catalytic enzymes of thiamine biosynthesis. J. Bacteriol., 2017, vol. 199(4): e00743-16.
71. Hayashi M., Kobayashi K., Esaki H., Konno H., Akaji K., Tazuya K., Yamada K., Naka-bayashi T., Nosaka K. Enzymatic and structural characterization of an archaeal thiamin phosphate synthase. Biochim. Biophys. Acta, 2014, vol. 1844, pp. 803-809.
72. Kijima Y., Hayashi M., Yamada K., Tazuya-Murayama K. The biosynthesis of the pyrim-idine moiety of thiamin in Halobacterium sa-linarum. J. Nutr. Sci. Vitaminol. (Tokyo), 2016, vol. 62, pp. 130-133.
73. Eser B.E., Zhang X., Chanani P.K., Begley T.P., Ealick S.E. From suicide enzyme to catalyst: the iron-dependent sulfide transfer in Methanococcus jannaschii thiamin thiazole biosynthesis. J. Am. Chem. Soc., 2016, vol. 138, pp. 3639-3642.
74. Hayashi M., Kijima Y., Tazuya-Murayama K., Yamada K. The biosynthesis of the thia-zole moiety of thiamin in the archaeon Halo-bacterium salinarum. J. Nutr. Sci. Vitaminol. (Tokyo), 2015, vol. 61, pp. 270-274.
75. Hwang S., Cordova B., Chavarria N., Elbanna D., McHugh S., Rojas J., Pfeiffer F., Maupin-Furlow J.A. Conserved active site cysteine residue of archaeal THI4 homolog is essential for thiamine biosynthesis in Halo-ferax volcanii. BMC Microbiol., 2014, vol. 14(1): 260.
76. Zhang X., Eser B.E., Chanani P.K., Begley T.P., Ealick S.E. Structural basis for iron-mediated sulfur transfer in archael and yeast thiazole synthases. Biochemistry, 2016, vol. 55,pp.1826-1838.
77. Sun J., Sigler C.L., Beaudoin G.A.W., Joshi J., Patterson J.A., Cho K.H., Ralat M.A.,
Gregory J.F. 3rd, Clark D.G., Deng Z., Colquhoun T.A., Hanson A.D. Parts-prospecting for a high-efficiency thiamin thiazole biosynthesis pathway. Plant Physiology, 2019, vol. 179, pp. 958-968.
78. Joshi J., Li Q., Garcia-Garcia J.D., Leong B.J., Hu Y., Bruner S.D., Hanson A.D. Structure and function of aerotolerant, multiple-turnover THI4 thiazole synthases. Biochem J., 2021, vol. 478, pp. 3265-3279.
79. Hayashi M., Nosaka K. Characterization of thiamin phosphate kinase in the hyperther-mophilic archaeon Pyrobaculum calidifontis. J. Nutr. Sci. Vitaminol. (Tokyo), 2015, vol. 61, pp. 369-374.
80. Jenkins A.H., Schyns G., Potot S., Sun G., Begley T.P. A new thiamin salvage pathway. Nat. Chem. Biol., 2007, vol. 3, pp. 492-497.
81. Mizote T., Nakayama H. The thiM locus and its relation to phosphorylation of hydroxy-ethylthiazole in Escherichia coli. J. Bacteriol.. 1989, vol. 171, pp. 3228-3232.
82. Tani Y., Kimura K., Mihara H. Purification and properties of 4-methyl-5-hydroxyethylthiazole kinase from Escherichia coli. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 2016, vol. 80, pp. 514-517.
83. French J.B., Begley T.P., Ealick S.E. Structure of trifunctional THI20 from yeast. Acta Cryst., 2011, vol. D67. pp. 784-791.
84. Benach J., Edstrom W.C., Lee I., Das K., Cooper B., Xiao R., Liu J., Rost B., Acton T.B., Montelione G.T., Hunt J.F. The 2.35 A structure of the TenA homolog from Pyro-coccus furiosus supports an enzymatic function in thiamine metabolism. Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr., 2005, vol. 61, pp. 589-598.
85. Yazdani M., Zallot R., Tunc-Ozdemir M., de Crécy-Lagard V., Shintani D.K., Hanson A.D. Identification of the thiamin salvage enzyme thiazole kinase in Arabidopsis and maize. Phytochemistry, 2013, vol. 94, pp. 68-73.
86. Zallot R., Yazdani M., Goyer A., Ziemak M.J., Guan J.-C., McCarty D R., de Crecy-Lagard V., GerdesS., Timothy J., Garrett T.J., Benach J., Hunt J.F., Shintani D.K., Hanson A.D. Salvage of the thiamin pyrimidine moiety by plant TenA proteins lacking an active-site cysteine. Biochem. J., 2014, vol. 463, pp. 145-155.
87. Melnick J., Lis E., Park J.-H., Kinsland C.,
Mori H., Baba T., Perkins J., Schyns G., Vassieva O., Osterman A., Begley T.P. Identification of the two missing bacterial genes involved in thiamine salvage: thiamine pyro-phosphokinase and thiamine kinase. J. Bacteriol., 2004, vol. 186, pp. 3660-3662.
88. Wrenger C., Eschbach M.-L., Muller I.B., Laun N.P., Begley T.P., Walter R.D. Vitamin B1 de novo synthesis in the human malaria parasite Plasmodium falciparum depends on external provision of 4-amino-5-hydroxymethyl-2-methylpyrimidine. Biol. Chem., 2006, vol. 387, pp. 41-51.
89. Carini P., Campbell E.O, Morre J., Sanudo-Wilhelmy S.A., Thrash J.C., Bennett S.E., Temperton B., Begley T., Giovannoni S.J. Discovery of a SAR11 growth requirement for thiamin's pyrimidine precursor and its distribution in the Sargasso Sea. ISME J., 2014, pp. 1-12.
90. Paerl R.W., Bertrand E.M., Rowland E., Schatt P., Mehiri M., Niehaus T.D., Hanson A.D., Riemann L., Bouget F.-Y. Carboxythi-azole is a key microbial nutrient currency and critical component of thiamin biosynthesis. Sci. Rep., 2018, vol. 8: 5940.
91. McRose D., Guo J., Monier A., Sudek S., Wilken S., Yan S., Mock T., Archibald J.M., Begley T.P., Reyes-Prieto A., Worden A.Z. Alternatives to vitamin B1 uptake revealed with discovery of riboswitches in multiple marine eukaryotic lineages. ISME J., 2014, vol. 8, pp. 2517-2529.
92. Toms A.V., Haas A.L., Park J.-H., Begley T.P., Ealick S.E. Structural characterization of the regulatory proteins TenA and TenI from Bacillus subtilis and identification of TenA as a thiaminase II. Biochemistry, 2005, vol. 44, pp. 2319-2329.
93. Onozuka M., Konno H., Kawasaki Y., Akaji K., Kazuto Nosaka K. Involvement of thiaminase II encoded by theTHI20 gene in thiamin salvage of Saccharomyces cerevisiae. FEMS Yeast Res., 2008, vol. 8, pp. 266-275.
94. Kreinbring C.A., Remillard S.P., Hubbarda P., Brodkina H.R., Leeperc F.J., Hawksleyc D., Laib E.L., Fultonb C., Petskoa G.A., Ringe D. Structure of a eukaryotic thiaminase I. Natl. Acad. Sci. USA, 2014, vol. 111, pp. 137-142.
95. Kraft C.E., Gordon E.R.L., Angert E.R. A rapid method for assaying thiaminase I activity in diverse biological samples. PLoS
ONE, 2014, vol. 9(3): e92688.
96. Müller I B., Bergmann B., Groves M.R., Couto I., Amaral L., Begley T.P., Walter R.D., Wrenger C. The vitamin Bj metabolism of Staphylococcus aureus is controlled at enzymatic and transcriptional levels. PLoS ONE, 2009, vol. 4(11): e7656.
97. Li M., Petteys B.J., McClure J.M., Valsa-kumar V., Bekiranov S., Frank E.L., Smith J.S. Thiamine biosynthesis in Saccharomyces cerevisiae is regulated by the NAD+-dependent histone deacetylase Hst1. Mol. Cell. Biol., 2010. vol. 30, pp. 3329-3341.
98. Miranda-Rios J. The THI-box riboswitch, or how RNA binds thiamin pyrophosphate. Structure, 2007, vol. 15, pp. 259-265.
99. Wachter A. Riboswitch-mediated control of gene expression in eukaryotes. RNA Biol., 2010, vol. 7, pp. 67-76.
100. Bocobza S.E., Aharoni A. Small molecules that interact with RNA: riboswitch-based gene control and its involvement in metabolic regulation in plants and algae. Plant J., 2014, vol. 79, pp. 693-703.
101. Bocobza S., Adato A., Mandel T., Shapira M., Nudler E., Aharoni A. Riboswitch-dependent gene regulation and its evolution in the plant kingdom. Genes Dev., 2007, vol. 21, pp. 2874-2879.
102. Croft M.T., Moulin M., Webb M.E., Smith A.G. Thiamine biosynthesis in algae is regulated by riboswitches. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007, vol. 104, pp. 20770-20775.
103. Moldovan M.A., Petrova S.A., Gelfand M.S. Comparative genomic analysis of fungal TPP-riboswitches. Fungal Genet. Biol., 2018, vol. 114, pp. 31-41.
104. Cheah M.T., Wachter A., Sudarsan N., Breaker R.R. Control of alternative RNA splicing and gene expression by eukaryotic riboswitches. Nature, 2007, vol. 447, pp. 497-500.
105. Mukherjee S., Retwitzer M.D., Barash D., Sengupta S. Phylogenomic and comparative
analysis of the distribution and regulatory patterns of TPP riboswitches in fungi. Sci. Rep., 2018, vol. 8: 5563.
106. Sudarsan N., Barrick J.E., Breaker R.R. Metabolite-binding RNA domains are present in the genes of eukaryotes. RNA, 2003, vol. 9, pp. 644-647.
107. Kubodera T., Watanabe M., Yoshiuchi K., Yamashita N., Nishimura A., Nakai S., Gomi K., Hanamoto H. Thiamine-regulated gene expression of Aspergillus oryzae thiA requires splicing of the intron containing a ri-boswitch-like domain in the 5'-UTR. FEBS Lett, 2003, vol. 555, pp. 516-520.
108. Panchal V., Brenk R. Riboswitches as drug targets for antibiotics. Antibiotics (Basel), 2021, vol. 10(1): 45.
109. Stav S., Atilho R.M., Mirihana Arach-chilage G., Nguyen G., Higgs G., Breaker R.R. Genome-wide discovery of structured noncoding RNAs in bacteria. BMC Microbiol., 2019, vol. 19: 66.
110. Atilho R.M., Mirihana Arachchilage G., Greenlee E.B., Knecht K.M., Breaker R.R. A bacterial riboswitch class for the thiamin precursor HMP-PP employs a terminator-embedded aptamer. eLife, 2019, Vol. 8: e45210.
111. Rodionov D A., Leyn S.A., Li X., Rodi-onova I.A. A novel transcriptional regulator related to thiamine phosphate synthase controls thiamine metabolism genes in Archaea. J. Bacteriol., 2017, vol. 199(4): e00743-16.
112. Nosaka K. Recent progress in understanding thiamine biosynthesis and its genetic regulation in Saccharomyces cerevisiae. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2006, vol. 72, pp. 30-40.
113. Nosaka K., Esaki H., Onozuka M., Konno H., Hattori Y., Akaji K. Facilitated recruitment of Pdc2p, a yeast transcriptional activator, in response to thiamine starvation. FEMS Microbiol. Lett., 2012, vol. 330, pp. 140-147.
Received 11 October 2021
