CC BY
28
ФИЗИОЛОГИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ
УДК 576.6; 579.23
АССОЦИАЦИИ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ ЖИВОТНЫХ БЕЛОГО МОРЯ И ОКСИГЕННЫХ ФОТОТРОФНЫХ МИКРООРГАНИЗМОВ
О.А. Горелова, И.А. Косевич, О.И. Баулина, Т.А. Федоренко, А.З. Торшхоева, Е.С. Лобакова
(кафедра физиологии микроорганизмов; кафедра зоологии беспозвоночных; e-mail: [email protected])
Многие беспозвоночные животные (губки, черви, стрекающие, моллюски) нередко существуют в симбиозе с оксигенными фототрофными микроорганизмами (ОФМ): микроводорослями и/или цианобактериями (Заика, 1991; Smith, 1991; Ma-ruyama et al., 1998.; Carpenter, Foster, 2002; Ishikura et al., 2004; Kühl et al., 2005; Apprill, Gates, 2007; Loram et al., 2007; Taylor et al., 2007; и др.). Отдельную группу составляют животные, содержащие в своих тканях функционально активные хлоропла-сты водорослей (Mujer et al., 1996; Rumpho et al., 2000). Все животные — хозяева фотосимбионтов обитают в пределах фотической зоны, имеют прозрачные покровы или органы, открытые для солнечного света (Заика, 1991). Основные функции фотосимбионтов: 1) продукция питательных соединений; 2) продукция слизей (защита и очищение); 3) участие в синтезе специфических агентов химической защиты; 4) защитная пигментация; 5) минерализация внешних покровов.
Подавляющее большинство сведений о фотосимбиозах животных относится к обитателям тропических и субтропических морей. Представители фауны высоких широт остаются мало изученными с этой точки зрения. Вместе с тем недавно в мягких тканях различных гидроидов Белого моря были выявлены внутриклеточные тела, ультраструктура которых позволяет предполагать их цианобактери-альное происхождение и рассматривать их в качестве эндосимбионтов (Пятаева и др., 2006; Горелова и др., 2007).
Цель настоящей работы — выявление и характеристика ассоциированных с беспозвоночными животными Белого моря оксигенных фототрофных микроорганизмов.
Материалы и методы
Объектами исследований служили донные беспозвоночные животные Ругозерской губы Кандалакшского залива Белого моря: губки Halichondria panicea (Pallas, 1766) и Eumastia sitiens (Schmidt, 1870), актиния Aulactinia Stella (Verrill, 1864), поли-хета Phyllodoce maculata (L., 1767), голожаберные моллюски Coryphella sp. и Dendronotus frondosus
(Ascanius, 1774), а также гидроидные полипы, собранные в нижнем горизонте литорали (Laomedea flexuosa (Alder, 1857)), в верхнем горизонте (0—2 м) сублиторали (Dynamena pumila (L., 1758), Gonothy-raea loveni (Allman, 1859), Coryne lovenii (M. Sars, 184б), Obelia longissima (Pallas, 17бб)) и нижнем горизонте (5—17 м) сублиторали (Halecium muricatum (Ellis et Solander, 178б), Sertularella tricuspidata (Alder, 185б) и Sertularia mirabilis (Verrill, 1873)). Для выявления ОФM использовали фрагменты тел губок, щупальца актинии, трохофорные личинки по-лихеты, спинные папиллы моллюсков и вычлененные из колоний гидроидных полипов побеги с боковыми ветвями и гидрантами. Образцы животных собирали в июне и августе 200б и 2007 гг.
Выделение ассоциированных микроорганизмов. Для изоляции ОФM, пространственно интегрированных с беспозвоночными, и снижения вероятности случайной контаминации нативные образцы животных или их крупные фрагменты предварительно подвергали мягкой обработке стерилизующими агентами и промыванию в стерильной воде. Для обработки использовали в течение 5 мин 20%-й раствор перекиси водорода или последовательно в течение 3 мин 70%-й раствор этанола и 5%-й раствор перекиси водорода. После обработки образцы помещали на жидкие и твердые минеральные среды BG-11 и ее безазотного аналога BG-110 (Stanier et al., 1971) и инкубировали при комнатной температуре и постоянном освещении (550—1000 лк) в течение 1—12 мес. При обнаружении на поверхности или в глубине образцов одиночных микроколоний разных оттенков зеленого цвета их вычленяли в стерильных условиях и для получения пассируемых культур переносили на свежие питательные среды: BG-11, BG-110, Заварзина (Орлеанский, Герасименко, 1982), Громова № б (Громов, 19б5).
Световая микроскопия (CM). Фрагменты свежесобранных животных и изолированные микроорганизмы исследовали с помощью микроскопов MБИ-2 и "Leitz Laborlux D" (Ernst Leitz GmbH D б330 Wetzlar, Германия), просматривая препараты нативных, а также окрашенных тушью или раствором Люголя образцов. Для регистрации аутолю-
минесценции пигментов препараты нативных образцов просматривали в микроскопе Axioskop 40 FL (Carl Zeiss, Германия) с ртутной лампой HBO-50AC. Для фильтрации возбуждающего света использовался интерференционный фильтр с максимумом пропускания при 546 нм и полушириной полосы пропускания 12 нм, эмиссию флуоресценции регистрировали через граничный фильтр, блокирующий излучение с длиной волны меньше 590 нм.
Электронная микроскопия (ЭМ). Для трансмиссионной электронной микроскопии (ТЭМ) образцы животных фиксировали изотоничным морской воде (осмолярность 830 мОсм) 2,5%-м раствором глютарового альдегида на фосфатном буфере с добавлением NaCl, рН 7,4 (Millonig, 1964) в течение 1 ч при 4°. Постфиксацию проводили 1%-м OSO4 на том же буфере 0,5—1 ч при комнатной температуре. Изолированные микроорганизмы фиксировали 2%-м раствором глютарового альдегида на 0,1 М какодилатном буфере при комнатной температуре 30 мин и затем в течение 4 ч 1%-м OSO4 на том же буфере. Фиксированные образцы обезвоживали в серии растворов этанола возрастающей концентрации, включая абсолютный этанол, насыщенный уранилацетатом, и заключали в аралдит. Ультратонкие срезы получали на ультрамикротоме LKB-8800 (Швеция), контрастировали цитратом свинца по Рейнольдсу (Reynolds, 1963) и просматривали в микроскопах JEM-100B и JEM-1011 (JEOL, Япония).
Для сканирующей электронной микроскопии (СЭМ) образцы после фиксации и обезвоживания в этаноле переносили в абсолютный ацетон, а затем высушивали при критической точке на установке "Dryer HCP-2" (Hitachi, Япония), напыляли золотом с палладием на ионно-напылительной установке "IB-3 Ion Coater" (Eiko, Япония) и исследовали с микроскопом JSM-6380LA (JEOL, Япония).
Спектроскопия. Cпектральные характеристики суспензий изолированных цианобактерий и микроводорослей измеряли на спектрофотометре Hitachi 150-20, снабженном интегрирующей сферой. Коррекцию спектров на рассеяние проводили, как описано в работе (Merzlyak, Razi Naqvi, 2000).
Результаты и обсуждение
Выявление ассоциированных ОФМ проводили по двум направлениям: 1) микроскопирование ин-тактных образцов и фиксированных препаратов беспозвоночных; 2) выделение из животных микроорганизмов и получение их лабораторных культур.
Методами СМ и СЭМ присутствие ОФМ выявляется на поверхности большинства образцов животных, а в случае трохофор полихеты и губок — также внутри организмов беспозвоночных (табл. 1). Наиболее часто встречаются одноклеточные водоросли (коккоидные водоросли зеленого цвета без
жесткого панциря и различные диатомеи), а у гидроидов и губки H. panicea — также нитчатые циа-нобактерии. У гидроидов L. flexuosa, D. pumila и G. loveni, судя по аутолюминесценции пигментов, на обладателей хлорофилла и фикобилинов, т.е. на цианобактерии и микроводоросли, приходится основная массовая доля эпибионтного оброста.
Таблица 1
Выявление оксигенных фотоавтотрофных микроорганизмов, ассоциированных с беспозвоночными животными Белого моря*
Таксономическая группа Bид животного Mикроcкопия Bыдeлeниe в культуру
CM ЭM накопительная культура изолят
Губки H. panicea + нд + +
E. sitiens + нд + +
Актинии A. stella — нд — —
Полихеты P. maculata + нд + +
Голожаберные моллюски Coryphella sp. — нд — —
D. frondosus — нд — —
Гидроидные полипы L. flexuosa + + + +
D. pumila + + + +
G. loveni + + + +
C. lovenii + + + +
O. longissima нд + нд нд
H. muricatum нд + нд нд
S. tricuspidata нд + нд нд
S. mirabilis + нд + +
* "+" — OФM выявляются, "—" — "нд" — нет данных.
OФM не выявляются,
Попытки выделения ОФМ были успешными при использовании образцов 8 из 11 исследованных видов животных. Однако количество изолятов, полученных в выбранных нами условиях выделения, значительно меньше, чем можно было ожидать исходя из разнообразия эпи- и эндобионт-ных микроорганизмов, выявляемых методами СМ и СЭМ. Так, например, из образцов гидроидов не были изолированы диатомовые водоросли, а из губки H. panicea — цианобактерии. При использовании спинных папилл моллюсков и щупалец актинии микроорганизмы, которые могли бы претендовать на роль ассоциированных ОФМ, выявить не удалось ни методом СМ, ни методом выделения микрофлоры.
Изоляты и их характеристика. В настоящее время получено 27 культур ОФМ, в том числе 14 и 13 из образцов животных, собранных соответственно в 2006 и 2007 гг. Все ОФМ выделялись совместно с бактериями-спутниками, не относящи-
Рис.
зп
Об
1. Ультратонкий срез микроводоросли, изолированной из гидроида С. Ьуени.
- запасной полисахарид, ЛТ — липидное тело, М — митохондрия, оболочка, П — периноид, ТВ — трубчатые выросты, Хл — хлоропласт, Ш — шиповидные структуры, Я — ядро
мися к оксигенным фототрофам. Большинство изо-лятов, особенно цианобактерии, характеризуются чрезвычайно длительной лаг-фазой как в первичных накопительных культурах (1—12 мес), так и при их последующем пассировании (1—3 мес).
Одноклеточные эукариотные ОФМ изолированы из гидроидов D. pumila, C. lovenii (рис. 1), S. mirabilis, G. loveni и L.flexuosa, трохофорной личинки полихеты P. maculata (рис. 2) и губок H. panicea и E. sitiens (рис. 3). Все изоляты окрашены в зеленый цвет разных оттенков и не имеют панцирей. При этом большинство из них обладает нечеткими таксономическими признаками. При изучении
микроводорослеи регистрировали клеточную агрегацию и колониеобразование на твердых и жидких средах, клеточные морфотипы, спектры поглощения суспензии клеток, строение и ригидность клеточных стенок, наличие и тип придаточных поверхностных структур, организацию ламеллярных систем и оболочек хлоропластов, наличие и тип периноидов, характер и локализацию резервных включении.
Прокариотные ОФМ, а именно цианобактерии, удалось изолировать только из гидроидов D. pumila, C. lovenii, L.flexuosa и G. loveni. Принадлежность ОФМ к филе BX Cyanobacteria определяли по пигментным характеристикам клеточных суспензии, морфологии клеток и трихомов, их ультраструктуре. Получены пассируемые культуры пред-ставителеИ СубсекциИ I, III и IV (ранее порядков Chroococcales, Oscillatoriales, Nostocales соответственно) класса Cyanobacteria. Полная идентификация цианобактериИ будет завершена после их геноти-пирования. Однако уже сеичас можно утверждать, что состав цианобактерии, изолируемых из образцов разных видов гидроидов, видоспецифичен. Так, например, из C. lovenii выделена не способная к росту при дефиците связанного азота циано-бактерия 1C166E Субсекции I: бинарно делящаяся одноклеточная в виде коротких палочек. Из собранных в 2006 г. образцов D. pumila получены пассируемые культуры цианобактерии четырех мор-фотипов (табл. 2), которые могут быть отнесены соответственно к Субсекциям I, III и IV. Кроме диагностических характеристик эти цианобактерии различаются и по некоторым другим морфофизио-логическим свойствам. Так изолят 2Dp86E от остальных выделенных из D. pumila цианобактериИ
Рис. 2. Ультратонкий срез микроводоросли, изолированной из трохофорной личинки полихеты Р. таеыШа.
ЗП — запасной полисахарид, Об — оболочка, П — периноид, Хл — хлоропласт
Рис. 3. Ультратонкий срез микроводоросли, изолированной из губки Е. иШепи.
ЗП — запасной полисахарид, ЛТ — липидное тело, Об — оболочка, Хл — хлоропласт, Я — ядро
Циано-бактерия Диагностические характеристики Субсекция
морфотип цитодиффе-ренцировка тип деления
1Dp66E одноклеточный нет бинарный I (ранее пор. Chroococcales)
2Dp86E трихомный нет бинарный в одной плоскости III (ранее пор. Oscillato-riales)
3Dp86E трихомный гетероцисты, акинеты бинарный в одной плоскости IV (ранее пор. Nostocales)
10Dp66E трихомный гетероцисты, акинеты бинарный в одной плоскости IV (ранее пор. Nostocales)
Таблица 2
1Dp66E
2Dp86E
3Dp86E
10Dp66E
одноклеточный
трихомныи
трихомный
трихомный
ренцировка
нет
гетероцисты, акинеты
гетероцисты, акинеты
тип деления
бинарный
бинарный в одной плоскости
бинарный в одной плоскости
бинарный в одной плоскости
Субсекция
I (ранее пор. Chroococcales)
III (ранее пор. Oscillato-riales)
IV (ранее пор. Nostocales)
IV (ранее пор. Nostocales)
отличается необычно высоким содержанием фико-цианина (рис. 4) и неспособностью к росту на безазотной среде БО-110. Образование колоний изо-лятами 1Бр66Б, 3Бр86Б и 10Бр66Б при инкубации их культур на той же среде, по-видимому, обусловлено собственной способностью цианобакте-
Рис. 4. Спектры поглощения суспензий цианобактерий, изолированных из гидроида Б. pumila:
1 — 2Бр86Б; 2 — 3Бр86Б; 3 — 1Бр66Б
рий к диазотрофии. Вероятность их роста при дефиците связанных форм азота за счет азотфиксации бактерий-спутников мала, так как цианобактерии всех четырех морфотипов присутствовали одновременно в первичных накопительных культурах из одного гидроида, и их последующее разделение не сопровождалось направленным отбором специфических бактерий-спутников.
Микроскопия фиксированных образцов гидроидов.
Состав, численность и локализация эпибионтов по результатам СЭМ различаются в зависимости от вида исследуемых гидроидов и морфологической части колонии (ствол и ветви побега, гидротека, щупальца гидрантов).
На поверхности побега С. ^впи, покрытого внешним скелетом (перисарком) встречаются только единичные микроорганизмы: одиночные, чаще разрушенные, клетки диатомей рода Cocconвis, немногочисленные микроводоросли без панциря и бактерии. В то же время на поверхности не имеющего гидротеки гидранта локализуются скопления бактериальных форм в виде коротких палочек и мелких кокков.
На поверхности скелета побега О. longissima эпибионтная микрофлора обильнее и разнообразнее. Диатомовые водоросли представлены Cocconвis scutвllum, Rhoicosphвnia curvata, Бупвёт 8р., Gram-та^рЫга 8р. и Licmophora 8р. без явного доминирования водорослей определенного рода. Здесь кроме одноклеточных водорослей и бактерий регулярно обнаруживаются нитчатые цианобактерии (рис. 5). Однако плотных скоплений микроорганизмы не образуют. На гидротеке и щупальцах гидрантов их количество минимально.
Для И. muricatum характерно массовое развитие эпибионтной микрофлоры, но только на перисар-ке боковых ветвей, а на основном стволе побега и на гидранте микроорганизмов мало. Микробный оброст на ветвях образует сплошной футляр, в котором мелкоклеточные бактерии и микроводоросли без панциря формируют внутренний, непосредственно прилегающий к перисарку слой, а нитчатые цианобактерии — внешний слой эпибионтного
Рис. 5. Сканирующая электронная микроскопия поверхности побега О. longissima.
Б — бактерии, МВ — микроводоросли, Цб — цианобактерии
нет
Рис. 6. Сканирующая электронная микроскопия поверхности боковых ветвей И. тыпеаШт с эпибионтным футляром:
а — основание гидранта на боковой ветви; б, в — увеличенные фрагменты футляра.
Б — бактерии, Г — гидрант, Д — диатомея, МВ — микроводоросли, Цб — цианобактерии, ЭФ — эпибионтный футляр
сообщества (рис. 6). Диатомовые водоросли (С. scы-(вНыт, Я. сыгуа1а, Бупейга Бр., Ыстврквга Бр., и Лск-nanthes Бр.) встречаются в виде одиночных особей и немногочисленных скоплений. Последние чаще образуются в местах ветвления побега.
Для D. pumila характерно образование эпиби-онтами на перисарке обширных участков побегов плотного обрастания, в котором доминируют диатомеи C. scutellum и трихомные цианобактерии (рис. 7). Эукариоты представлены также нитчатками красных водорослей, диатомовыми водорослями Achnanthes sp., Amphora sp., Grammatophora sp., Licmophora sp., Nitzcshia sp., Rhabdonema sp., R.. cur-vata, Synedra sp. и одноклеточными водорослями без панцирей. Прокариотные ОФМ включают цианобактерии Субсекций I, III, IV и V. Одновременно с цианобактериями на поверхности гидроидов присутствует множество других бактерий, которые представлены кокками разных размеров, бациллами, вибрионами, спириллами, тонкими мицеляр-ными формами, а также клетками нечеткой формы, образующими звездчатые группы. Среди про-кариотных эпибионтов, в том числе ОФМ, встречаются формы с нарушенной ригидностью клеточной стенки.
У G. loveni обрастание эпибионтами внешнего скелета побегов подобно таковому у D. pumila. Однако в этом случае доминантом является только диатомовая водоросль C. scutellum и, кроме того, среди эукариотных ОФМ на исследованных образцах не встречались диатомовые водоросли Achnan-thes sp., Grammatophora sp., Nitzcshia sp. и Rhabdonema sp.
Все эпибионтные прокариоты (фототрофные и нефототрофные) имеют развитые слизистые капсулы и чехлы. Кроме того, для многих из эпибионт-ных бактерий, включая цианобактерии, характерна секреция лабильной слизи в виде тяжей или аморфной массы в окружающее пространство. Слизь покрывает одиночные клетки и трихомы бактерий, а также водоросли, объединяя их между собой общим межклеточным матриксом, что, с одной стороны, изолирует и защищает микрофлору от воздействия среды обитания гидроида. С другой стороны, слизь препятствует быстрому растворе-
Рис. 7. Сканирующая электронная микроскопия сообщества эпибионтов на поверхности побега Б. рытИа. Б — бактерии, Д — диатомея, Цб — цианобактерии
Рис. 8. Ультратонкий срез биопленки эпибионтов на поверхности побега Б. рытйа.
Б — бактерии, Д — диатомея, Пс — перисарк, Цб — цианобактерии, МВ — микроводоросль
нию экзометаболитов в водной среде. Это в свою очередь может способствовать формированию устойчивого микробного сообщества со сбалансированными трофическими связями пространственно интегрированных компонентов. В результате формируется гетерогенная биопленка эпибионтов (рис. 8). На отдельных участках биопленка оказывается встроенной во внешний скелет гидроида, о чем свидетельствуют факты, полученные методами СЭМ и ТЭМ. Во-первых, на апикальных частях побегов Б. рытНа выявляется частичная интрузия бактерий и водорослей в несклеротизированный перисарк. Во-вторых, при точечном механическом вскрытии перисарка внутри него обнаруживаются компоненты биопленки (бактерии, включая цианобакте-рии, клетки микроводорослей и панцири диатомей). В-третьих, на ультратонких срезах в матриксе пе-рисарка встречаются инкапсулированные бактерии в виде одиночных клеток и микроколоний, клетки водорослей, а также заполненные гомогенным материалом панцири диатомей. (Фото не приведены из-за ограниченности объема статьи.) При этом следует учитывать, что перисарк гидроидов первоначально выделяется на дистально расположенной верхушке роста побега, и его последующее утолщение и склеротизация происходит за счет отложения дополнительных слоев изнутри (КоббсуйсИ й а1., 2001). Кроме того, о встраивании биопленки во внешний скелет гидроида свидетельствует слияние субстанций микробных чехлов и оболочек с перисарком без выявления различимой границы между ними (рис. 9). И, наконец, в некоторых случаях мы наблюдали частичный лизис локальных участков перисарка и образование в нем микроперфораций диаметром до нескольких микрон, внутри которых располагались водоросли (рис. 10) и бактерии.
Представленные данные свидетельствуют о том, что состав, численность и локализация эпибионт-
Рис. 9. Ультратонкий срез побега Б. рытйа. Область слияния субстанций бактериального чехла и перисарка.
Б — бактерия, Пс — перисарк, Цс — ценосарк, Ч — чехол
ных микроорганизмов гидроидов различаются в зависимости от вида исследуемых макрорганизмов, обитающих в одном биотопе: от наименее заселенного полипа С. ¡оувпи к Б. ¡оувп1 и Б. рытНа с максимально заселенным микроорганизмами пе-рисарком.
Таким образом, исходя из полученных результатов можно сделать вывод о существовании по-
Рис. 10. Ультратонкий срез побега Б. рытНа. Интрузия микроводоросли через перисарк.
Б — бактерия, МВ — микроводоросль, Пс — перисарк, Цс — ценосарк
ликомпонентных ассоциаций беспозвоночных Белого моря с оксигенными фототрофными микроорганизмами. Основанием для такого заключения служат видоспецифичность сообществ микробных эпибионтов макроорганизмов, обитающих в одном биотопе, выделение микроорганизмов из образцов беспозвоночных, а также пространственная интеграция микро- и макропартнеров с образованием морфологических структур в зонах межорганизмен-ных контактов.
Авторы работы выражают благодарность А.Е. Со-ловченко за помощь в измерении спектральных характеристик изолированных ОФМ и А.А. Георгиеву за консультации при определении морских диатомовых водорослей.
* * *
Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (грант № 06—04—48626).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Горелова О.А., Косевич И.А., Федо-ренко Т.А., Баулина О.И., Лобакова Е.С. 2007. Симбиозы беспозвоночных животных Белого моря с фототрофными микроорганизмами // Мат-лы конф. "Фундаментальные и прикладные аспекты исследования симбиотических систем". Саратов, 25—27 сентября 2007 г. Саратов. С. 16.
Громов Б.В. 1965. Коллекция культур водорослей Биологического института Ленинградского университета: Тр. Петергоф. ин-та // Вопр. микробиол. № 19. 125—130.
Заика В.Е. 1991. Симбиоз водных животных с водорослями. Киев.
Орлеанский В.К., Герасименко Л.М. 1982. Лабораторное моделирование термофильного циа-нобактериального сообщества // Микробиология. 51. № 4. 538—542.
Пятаева С.В., Косевич И.А., Лобакова Е.С. 2006. Эндосимбионты колониальных гидроидов // Тр. Беломор. биостанции биол. ф-та МГУ. Т. 10. М. С. 168—179.
Apprill A.M., Gates R.D. 2007. Recognizing diversity in coral symbiotic dinoflagellate communities // Mol. Ecol. 16. N 6. 1127—1134.
Carpenter E.J., Foster R.A. 2002. Marine cyanobacterial symbioses / Cyanobacteria in symbiosis / Eds. A.N. Rai, B. Bergman, U. Rasmussen. Dordrecht. P. 11—17.
Ishikura M., Hagiwara K., Takishita K., Haga M., Iwai K., Maruyama T. 2004. Isolation of new Symbiodinium strains from tridacnid giant clam (Tridacna crocea) and sea slug (Pteraeolidia ianthina) using culture medium containing giant clam tissue homogenate // Mar Biotechnol. (NY). 6. N 4. 378—385.
Kossevitch I.A., Herrmann K., Berk i n g S . 2001. Shaping of colony elements in Laomedea flexuosa Hinks (Hydrozoa, Thecaphora) includes a temporal and spatial control of skeleton hardening // Biol. Bull. 201. N 3. 417—423.
Kuhl M., Chen M., Ralph P.J., Schreiber U., Larkum A.W. 2005. Ecology: a niche for
cyanobacteria containing chlorophyll d // Nature. 433 (7028). 820.
Loram J.E., T r ap i d o - Ro s e n t h a l H.G., Douglas A.E. 2007. Functional significance of genetically different symbiotic algae Symbiodinium in a coral reef symbiosis // Mol. Ecol. 16. 4849-4857.
Maruyama T., Ishikura M., Yamazaki S., Kanai S. 1998. Molecular phylogeny of zooxanthellate bivalves // Biol. Bull. 195. N 1. 70-77.
Merzlyak M.N., Razi Naqvi K. 2000. On recording the true absorption spectrum and the scattering spectrum of a turbid sample: application to cell suspensions of the cyanobacterium Anabaena variabilis //J. Photochem. and Photobiol. B: Biology. 58. 123—129.
M i 11 o n i g G . 1964. Study on the factors which influence preservation of fine structure // Symposium on electron microscopy, Consiglio Nazionale delle Ricerche / Ed. P. Buf-fa. Roma. P. 347.
Mujer C.V., Andrews D.L., Manhart J.R., Pierces S.K., Rumpho M.E. 1996. Chloroplast genes are expressed during intracellular symbiotic association of Vaucheria litorea plastids with the sea slug Elysia chloro-tica // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93. 12333—12338.
Reynolds E.S. 1963. The use of lead citrate of high pH as an electron opaque strain in electron microscopy // J. Cell. Biol. 17. N 5. 208—212.
Rumpho M.E., Summer E.J., Man-hart J.R. 2000. Solar-powered sea slugs. Mollusc/algal chloroplast symbiosis // Plant Physiology. 123. 29—38.
Smith D.C. 1991. Why do so few animals form endosymbiotic associations with photosynthetic microbes? // Phil. Trans. R. Soc. Lond. 333. 225—230.
Stanier R.Y., Kunisava R., Mandell M., Cohen-Bazire G. 1971. Purification and properties of unicellular blue-green algae (order Chroococcales) // Bact. Rev. 35. 171—205.
Taylor M.W., Radax R., Steger D., Wagner M . 2007. Sponge-associated microorganisms: evolution, ecology, and biotechnological potential // Microbiol. and Molecular Biol. Rev. 71. N 2. 295—347.
Поступила в редакцию 17.11.07
ASSOCIATIONS BETWEEN WHITE SEA INVERTEBRATES AND OXYGEN-EVOLVING PHOTOTROPHIC MICROORGANISMS
O.A. Gorelova, I.A. Kossevitch, O.I. Baulina, T.A. Fedorenko, A.Z. Torshhoeva, E.S. Lobakova
Eleven species of White Sea invertebrates (sponges, actinians, hydroids, polychaetes and nudibranch molluscs) were tested for the presence of associated oxygen-evolving phototrophic microorganisms (OPM) (microalgae and cyanobacteria). Two main approaches were applied: a) light and electron microscopy of intact samples and fixed preparations of invertebrates, b) isolation of microorganisms from the invertebrate samples after mild surface sterilisation.
The obtained results allow us to draw the conclusion on the formation of multi-component associations by White Sea invertebrates and OPM, based upon the following data: 1) the isolation of 27 cultures of OPM from eight species of invertebrates (sponges, hydroids, polychaete tro-chophore larva); 2) the species-specificity of association between epibiontic microorganism communities and macroorganisms within the same biotope; 3) spatial integration of micro- and macropartners resulting in the formation of morphological structures within interorganismic contact zones.
