CC BY
654
УДК 631.524.85:576.53
АДАПТАЦИЯ РАСТЕНИЙ, ПОЛУЧЕННЫХ IN VITRO, К НЕСТЕРИЛЬНЫМ УСЛОВИЯМ
В.И. ДЕМЕНКО1, В.А. ЛЕБЕДЕВ2
(х Кафедра плодоводства РГАУ - МСХА имени К.А. Тимиря зева,
2 Институт биоорганической химии имени академиков М.М. Шемя кина
и Ю.А. Овчинникова РАН)
В статье приведены данные многолетних опытов по адаптации растений, полученных in vitro. Показано влияние условий выращивания растений in vitro на их приживаемость в нестерильных условиях и возможность частичной адап-тациии растений на этапе in vitro. Разработаны новые методы (регуляторы роста, структура питательных сред, покрыти культивационных покрытий, условия для адаптации растений на этапе in vitro, условия in vivo), позволяющие увеличить приживаемость растений.
Ключевые слова: адаптация, in vitro, in vivo, регуляторы роста, транспирация.
При промышленном микроклональ-ном размножении возникают большие потери растений на этапе пересадки в нестерильные условия (50 и более процентов гибели) [21].
Дл того чтобы растени прижились в нестерильных условиях, они должны быть готовы преодолеть стрессы, которым подвергаются в процессе адаптации. Стресс — это результат любого влия ния, лимитирующего нормальный рост и развитие [24]. В момент пересадки растения прежде всего подвергаются водному стрессу, что приводит к обезвоживанию тканей и разрушению мембран. Особенно чувствительны растени к иссушению сразу после их удалени из культуральных сосудов, что свя -зано с недостатком кутикул рного воска, нефункционирующими устьицами, сокращением поглощения воды корн ми и сильной транспирацией
[17]. Потеря воды пробирочными рас-тени ми в основном происходит через устьица, которые не функционируют в течение 10$14 дней после пересадки. Причиной может быть длительное нахождение растений под вли нием цитокининов. Поэтому желательно, чтобы ко времени переноса растений они имели листь с функционирующими устьицами. Не удивительно, что большинство экспериментов были св заны с разработкой способов, способствующих восстановлению работы устичного аппарата. При этом основное внимание удел лось листь м пробирочных растений. Применение в питательной среде ингибиторов синтеза этилена (аминоизомасля ной кислоты, амино-пропана, аминэтоксиванил глицина) частично улучшало качество растений и приживаемость в нестерильных условия х [13].
Развитие механизма закрытия устьица может произойти при относительной влажности воздуха 65% [21]. Однако при такой влажности происходит быстрая гибель растений. Поэтому большинство авторов рекомендуют определенное время поддерживать влажность воздуха в пределах 95-99%, постепенно снижая ее до 50$60%. Высокая влажность воздуха может быть создана с помощью искусственного тумана, влажного тента, индивидуального пластикового покрытия, системы «смог» [22]. Однако искусственный туман способен вымыть питательные вещества из растения, переувлажнить субстрат, что способствует заражению грибными заболевани ми затрудн ет контроль температуры и влажности на конкретном этапе. Также пластиковые покрыти единичных растений требуют больших затрат ручного труда.
Система «смог» идеальна для адаптации пробирочных растений, но очень дорогая. Учитывая важность адаптации, промышленные лаборатории идут на создание специальных камер, в которых регулируются все климатические параметры. Адапта-ци пробирочных растений зависит от вида растений. Растения, отличающиеся интенсивным ростом, приживаются в нестерильных условиях успешно без осушествлени контроля за влажностью. Чтобы увеличить процент приживаемости большинства видов растений (особенно древесных), необходимо начинать их готовить к новым условиям еще in vitro. Дл этого практикуют открывать сосуды за несколько дней до посадки в нестерильные условия . Можно создать влажность воздуха в сосуде 75%, если понизить температуру основания сосуда; использовать тонкий слой стерильной ланолиновой пасты, растительного масла, парафина, полиэ-тиленгликол на питательной среде. Однако опытные растени при таких воздействи х отличались слабым ро-
стом [12]. Но не только водный обмен пробирочных растений вл етс причиной их гибели в нестерильных услови х.
В условиях in vitro растения способны в основном только к гетеротрофному питанию, поэтому на всех этапах микроклонального размноже-ни в питательные среды добавл ют углеводы. Вместе с тем, было установлено, что хлорофилл растений in vitro обладает способностью к фотосинтезу, но эта способность не реа-лизуетс из-за низкой концентрации СО2 в сосудах и использовани в среде сахарозы. Очевидно, что способность к фотоаутотропии in vitro будет зависеть от типа покрыти сосудов, света, концентрации сахарозы. Адаптация растений, способных к фотосинтезу, была более успешной при пересадке в нестерильные услови .
После пересадки в нестерильные услови растени не могут полностью адаптироватьс к фотоаутотропии из-за слабой активности ферментов, фиксирующих углерод [20]. Листь пробирочных растений поглощают в 4-5 раз меньше СО2 по сравнению с контрольными растениями, что не перекрывает потребности дыхани в продуктах фотосинтеза [15, 26]. Поэтому перед посадкой в нестерильные услови растени рекомендуют две недели выращивать при освещении 10000 люк. [18]. Разработана специальная установка, в которой растения можно выращивать в открытых сосудах. Новые листья, развившиеся при адаптации, частично способны к активному фотосинтезу [14].
Третий фактор, создающий проблемы при пересадке растений в нестерильные условия, — недостаточно функционирующа корнева система, которая не в состоя нии поглотить необходимое количество воды и питательных элементов, чтобы компенсировать транспирацию, обеспечить интенсивный рост. Корни растений, полученные in vitro на агаровой среде,
не имеют корневых волосков, часто они развиваютс из каллуса.
Процесс корнеобразования, морфологи корней зависит от типа и концентрации ауксина и агара. Если побеги удаетс укоренить без воздействия ауксином, то они прижива-ютс в нестерильных услови х лучше. Черенки растений, отличающиеся быстрым укоренением, можно укоренять непосредственно в субстрате, но возможна гибель более 40% черенков [23]. Приживаемость в нестерильных услови х зависит от субстрата. Установлено, что для пробирочных растений необходим субстрат с объемом пор 25% [21]. Большую роль в приживаемости растений в нестерильных услови х играет его фитосанитарное состо ние. Обогащение субстрата микоризой увеличивало приживаемость и рост растений [11]. Таким образом, растения, которые перемещаются в другие условия, должны либо адаптировать существующий листовой аппарат и корни к новым услови м, либо расти достаточно быстро, чтобы вновь развившиес были приспособлены к нестерильным услови м. Желательно чтобы эти два процесса происходили одновременно, однако существующие рекомендации не обеспечивают такие условия.
Методика
Адаптацию растений, полученных in vitro, проводили в культивационных сооружениях (теплицах, пленочных тоннел х) в атмосфере искусственного тумана. В качестве субстрата использовали смесь торфа с песком в соотношении 2:1, перлит, смесь торфа с перлитом. В каждом опыте использовали по 15-20 растений в варианте, в 3-кратной повторности. Методики размножения растений in vitro описаны ранее [2, 3]. Объекты исследований представлены в процессе изложения результатов исследований.
Часть адаптированных растений высаживали в открытый грунт для изучени последействи выращива-ни
Результаты исследований
Наши опыты показывают, что процент прижившихся растений в нестерильных услови х зависит в первую очередь от контрол за потерей и поглощением воды. Растени in vivo защищают себ от интенсивной потери воды, уменьшая размер устьич-ной щели, реагируя на водообеспен-чение, на содержание водяных паров, освещение и СО2 воздуха. Когда поглощение воды корн ми становитс меньше, чем потеря воды при транспирации, усиливается синтез АБК [1]. К сожалению, корневая система растений, полученных in vitro, не обе-спечсивает потребности в воде расте-ни после пересадки в нестерильные услови . Поэтому готовить растени к нестерильным услови м необходимо уже с первого этапа размножения . В первую очередь следует свести к минимуму возникновение стекловид-ности.
Растени земл ники сорта Ред-гонтлит с признаками стекловидно-сти в наших опытах не удалось адаптировать к нестерильным услови м. Они необратимо тер ли тургор через 30 мин. Создание повышенной влажности воздуха в нестерильных усло-ви х часто не обеспечивает достаточный процент приживаемости. В наших опытах часть растений груши и вишни погибали только через 10-15 дней после пересадки в нестерильные услови . У погибших растений отмечали гибель в первую очередь корневой системы. Поэтому при размножении растений in vitro необходимо создавать услови дл развити функциональной корневой системы. Поглощение воды корневой системой зависит от ее анатомического строения, которое, в свою очередь,
зависит от примен емых дл укоре-нени регул торов роста. В качестве индуктора корнеобразовани используют ауксины. Однако концентрации ауксина, при которых наблюдается корнеобразование, стимулируют интенсивное выделение этилена [16]. В опытах на средах с ИМК нами часто отмечалось развитие винтообразной корневой системы, причиной которой вл етс интенсивный синтез этилена. Корнева система растений in vitro очень долго находитс под воздействием ауксина, что приводит к ее быстрому старению, т.е. ослаблению меристематической активности клеток кончика корня [10]. Небольшие конгломераты земля ники, укорененные на среде с ИМК, приживались в нестерильных услови х без разделения на отдельные побеги (70%). Через мес ц после пересадки боковые побеги достигали достаточной длины (2-2,5 см), необходимой дл их раз-делени и укоренени непосредственно в искусственном тумане без обработки оснований ИМК. Приживаемость пробирочных растений зависела от времени пересадки в нестерильные услови . Посадка в феврале - марте в теплицу укорененных растений, хранившихся год при пониженных температурах, дала отрицательный результат. Перевод растений земл -ники в нестерильные услови в конце весны — начале лета было более успешным (табл. 1).
Т а б л и ц а 1
Влияние сроков пересадки в нестерильные условия на их приживаемость
(среда 1/2 М.С., ИМК 0,2 мг/л, среднее по сортам Редгонтлит, Фестивальная, Заря, №172, №188, №37)
Существенные различия в приживаемости между сортами отмечено только при пересадке в ранние сроки.
Приживаемость укорененных растений земл ники определ етс не только сроками посадки, но и составом питательной среды, на которой происходило развитие корней. Данные, представленные в таблице 2, позволя ют утверждать, что приживаемость растений зависит как от биометрических показателей растений на момент пересадки, так и от используемых регул торов роста.
Несмотр на отсутствие суще-
ственных различий в развитии корней между контролем и вариантом с ИМК [3], часть контрольных растений прижилась в нестерильных условиях, в варианте с ИМК все растени погибли. В опытах Драйнерда [27] было доказано вли ние регул торов роста на ана-
Т а б л и ц а 2 Влияние регуляторов роста на приживаемость земляники в нестерильных условиях
(среда 1/2 М.С., сорт Редгонтлит, пересадка 20 апреля)
Регуляторы роста на этапе укоренения, мг/л Приживаемость в нестерильных условиях, %
Контроль 37,8
ИМК 0,2 0
Культар 0,2 12,5
КЭП 0,5 62,5
КЭП 2 37,5
КЭП 5 12,5
Мивал 0,5 4,2
Мивал 2 100
Мивал 5 12,5
Крезацин 0,5 75
Крезацин 2 79
КЭП 2 + ИМК 0,2 50
Мивал 2+ ИМК 0,2 0
Крезацин 2+ ИМК 0,2 0
Культар 0,2 +ИМК 0,2 54
Кэп 2 + Культар 0,2 0
Мивал 2 + Культар 0,2 0
Крезацин 2 + Культар 0,2 4,2
Срок пересадки Приживаемость, %
7 апреля 51,7
25 апреля 83,3
4 мая 92,5
12 июня 97,5
томическое строение сосудистой св зи между корнем и стеблем. Биометрические показатели корневой системы, развившейс на средах с культаром, КЭП и мивалом, существенно не отличались. Однако разница в приживаемости в нестерильных услови х достигала 87,5%. Совместное применение культара с ИМК способствовало увеличению приживаемости на 41,5-54%, а с крезацином — уменьшению на 8,3-74,9% по сравнению с раздельным применением [3]. При пересадке в мае температура в теплице в этот период колеблетс от 15 до 40°С. В таких условия х выжили только растения, укорененные на среде с культаром. В варианте с ИМК отмечали скручивание листьев и частичную их гибель. Положительное свойство культара увеличивать жизнеспособность растений объ сн етс его способностью уменьшать транспирацию и усиливать фотосинтез [19].
Значительные различия в газовом составе и влажности воздуха in vitro и in vivo создают стрессовые услови для приживаемости растений в нестерильных услови х. В св зи с этим рас-тени in vitro необходимо подвергать воздушной закалке. Она предусматривает постепенное снижение влажности воздуха в сосудах. На практике это достигаетс созданием неболь-
шого отверсти в покрытии либо покрытие снимаетс полностью. Оба эти способа не гарантируют длительного сохранения стерильности, особенно в последнем случае. В наших опытах в сосудах с земля никой, я блоней через 7$10 дней развивалась инфекция, и растени погибали. Инфицирован-ность поверхности среды при нарушении герметичности зависела от типа сосуда, способа защиты от инфекции и степени нарушени герметичности. Использование композиционной среды при укоренении побегов позволило медленно изменять влажность воздуха в сосуде. Развитие инфекции после прожигания отверстия наступало на 10-15 дней позже, при этом она не захватывала корни и листья. Очевидно, сказывалось защитное свойство активированного угл (табл. 3). Добавление на поверхность контрольной среды раствора бенлата (50$80 мг/л) или гипохлорида натрия (0,01%) способствовало задержке развития инфекции, но вызывало опадение листьев. При укоренении растений в пробирках, особенно земл ники, через меся ц после прокалывания покрыти иглой инфицированность
не отмечалась. В сосудах объемом 100-250 мл инфецированность наступала на 7-10-й день. Если покрытие удаляли полностью, то инфекция
Т а б л и ц а 3
Влияние композиционной среды на развитие инфекции и приживаемость яблони, земляники (среда М.С., 4/5 азота, авторское свидетельство №1564752) [4]
Показатель Стандартная Композиционная
земляника яблоня земляника яблоня
Развитие инфекции после нарушения герметичности, %: на 9-й день 73 80 20
на 14-й день 87 93 27 73
на 20-й день 100 100 33 87
Приживаемость в нестерильных условиях: контроль — без снятия покрытия 68 12 79 56
снятие покрытия, посадка через 10 дней гибель гибель 85 74
растений растений
развивалась быстро, независимо от типа сосуда и укорен емой культуры. При таких услови х и композиционна среда не обеспечивала стерильность.
Дл того чтобы на поверхности среды не развивалась инфекция, в качестве защитного сло использовали стерильный перлит. Перлит насыпали в стекл нные поддоны (3 см), смачивали водой и автоклавировали. После посадки побегов в пробирки
верхнюю ее часть погружали в перлит. Влажность перлита не позволяла ему рассыпатьс . Пробирки закрывали термоусадочной пленкой, которую снимали после начала корнеобразо-вания (табл. 4). В дальнейшем перлит осыпался на поверхность среды, за-щища ее от инфекции в течение мес ца. Использование такой методики при укоренении груши, роз способствовало образованию дополнительных корней.
Т а б л и ц а 4
Влияние способа закрытия пробирок на развитие инфекции и приживаемость земляники, груши, розы в нестерильных условиях
(сорт груши Лада, земляники Золушка, розы Фламинго, авторское свидетельство№200702) [5]
Способ закрытия пробирки Количество, %
инфицированных прижившихся в нестерильных условиях
земляника груша земляника груша роза
Термоусадочная пленка 0 0 34 а 6 а 5 а
Термоусадочная пленка, отверстие 2 мм 0 0 71,8 б 50 б 26,6 б
Перлитовая пробка 0 0 87,0 в 76 в 63,3 в
Использование больших сосудов более эффективно для укоренения растений. Однако адаптаци в них затруднена из-за развити инфекции после нарушени гермитичности по-крыти сосудов. В св зи с этим авторами проведены испытани различных покрытий, которые способны снижать влажность воздуха в сосудах с сохранением стерильности. Газоразделительные мембраны наклеивали на отверстия в крышках банок, после стерилизации они сохран ли свои свойства. В банки были высажены побеги подвоя 62-396. Часть банок закрывали целлофаном. Снижение влажности в процессе укоренения происходило с разной интенсивностью (табл. 5). Быстрое уменьшение содержания воды в среде при использовании газоразделительных мембран и целлофана существенно уменьшило укореня емость подвоя 62-396. Это
связано с тем, что в этих вариантах уже с первых дней после посадки побегов на укоренение отмечали повреждения листового аппарата. После посадки опытных растений в нестерильные услови они не про вл ли признаков потери тургора, но в дальнейшем листь высыхали и растени погибали.
Оценка результатов опыта с мембранами и целлофаном показала непригодность методики быстрого снижения влажности воздуха в сосудах с первых дней укоренени . Сильный водный стресс и увеличение плотности среды на этапах индукции и инициации ризогенеза отрицательно вли ет на укоренение. Таким образом, необходимо создавать условия , благоприятные для укоренения и одновременной адаптации корневой и надземной системы in vitro. Производительность труда при посад-
Т а б л и ц а 5
Влияние покрытия на снижение влажности и укоренение боковых побегов подвоя 62-396 in vitro (среда М.С., 4/5 азота ИМК 2 мг/л, авторское свидетельство № 1400557) [6]
Способ покрытия Потеря массы среды (числитель), % и укоренение (знаменатель), %
на 4-й день на 10-й день на 20-й день на 30-й день
Термоусадочная пленка 0 0 0 0
0 0 32 54
Мембрана 4-5 мм 5,1 14,6 25,9 41,8
0 0 12 21
Мембрана 5-6 мм 61 17,3 30,3 49,8
0 0 0 0
Мембраны 10 мм 10,0 26,3 45,6 74,3
0 0 0 0
Целлофан 14,5 19,9 34,8 57,9
0 0 0 0
ке боковых побегов на укоренение в пробирки меньше по сравнению с использованием колб и особенно банок объемом 100-250 мл. Однако снятие с них покрыти не обеспечивает того эффекта, который получен в опытах с пробирками. Культуры быстро перезаражаются, а растения необратимо теря ют тургор. Авторами разработан способ, который решает эту проблему. Создать услови постепенного снижения влажности воздуха в сосудах и при этом сохранить стерильность можно, используя двойное покрытие (патент № 2279219) [7]. Внутренний слой из вискозной пленки, не препятствующей испарению воды, и внешний — из термоусадочной пленки. После начала укорене-ни побегов термоусадочную пленку удал ли полностью или частично (табл. 6). На протяжении наблюдений инфицированность культур не отмечали.
Если использовали питательную среду, содержащую 4 г агара, то адаптаци проходила лучше. Приживаемость растений в нестерильных услови х зависит не только от используемых регул торов роста на этапе укоренения, но и от структу-
Т а б л и ц а 6 Влияние различных уровней влажности на сохранность груши in vitro (сорт Лада, укоренение в сосудах 100 мл)
Закрытие поверхности сосудов термоусадочной пленкой, % Количество погибших растений, %
через 10 дней через 15 дней
100 0 0
80 0 0
50 100 100
0 100 100
П р и м е ч а н и е. Верхний слой покрытия нарушали после начала укоренения побегов.
ры среды (табл. 7). Применение структурной среды (перлит, агар) положительно влияло на приживаемость растений в нестерильных услови х [8]. В варианте со структурной средой нивелировались практически все колебания приживаемости, связанные с гормональным составом среды. Это дает основание считать, что структура среды вли ет на качество корневой системы больше, чем регуляторы роста. Однако крезацин в составе структурной среды в большей мере
Т а б л и ц а 7
Влияние регуляторов роста и структуры среды на укоренение и приживаемость земляники в нестерильных условия
(среда М.С., сорт Фестивальная, май)
способствовал адаптации растений к нестерильным услови м.
Различия в строении корневой системы растений in vitro и in vivo способствуют созданию дефицита в элементах питания, что можно считать также стрессом, которому под-вергаютс растени в нестерильных условиях. Это подтверждают наши опыты с внекорневыми подкормками растений земл ники азотнокислым калием и использованием различных субстратов (табл. 8).
Очевидно, доступность элементов питания и содержание кислорода в варианте с перлитом были оптимальными дл функционировани корневой системы. Перевод растений зем-
Т а б л и ц а 8 Влияние субстратов и внекорневых подкормок на приживаемость растений земляники в нестерильных условиях
(сорт Редгонтлит, субстраты пролиты раствором питательной среды Фоссарда, июнь)
Количество
Субстрат прижившихся, %
без подкормок КЫ03 0,1%
Торф : песок 1 : 1 58,6 76,2
Перлит 80 82
Fф>Fт Fф<Fт
ля ники в июне - июле в нестерильные услови с питательной средой обеспечивал 100%-ю приживаемость, если корневую систему обрабатывали 0,2%-м раствором бенлата. Таким образом, результаты наших опытов и опытов других исследоватилей дают основание утверждать, что в первую очередь необходимо создать усло-ви дл получени функционирующей корневой системы. Эти условия должны обеспечить не только приживаемость, но и последующий рост и развитие in vivo. Такие условия создаютс при пересадке растений в проточную культуру. При влажности воздуха 47$50% проточная культура в опытах обеспечила 100%-ю приживаемость в марте земля ники, роз, сирени. Растения земляники, пересаженные в искусственный туман за этот период, не приступили к образованию розеток, масса сирени увеличилась всего на 220 мг, роз — на 150 мг. В искусственном тумане через 30 дней отмечали гибель 70-75% листьев, развившихся in vitro. Сохранившиеся листья имели хлоро-тичный вид. В проточной культуре все листья были живы и имели зеленый цвет. Продолжительность жизни листьев во многом определ етс способностью корневой системы синтезировать цитокинины.
Регулятор роста, мг/л Коли- чество корней, шт. Количество прижившихся растений в нестерильных условиях, %
Агаризованная среда
ИМК 0,3 4,9 34
ИМК 0,3+ крезацин 0,3 5,2 72,3 б
Мивал 0,3+ крезацин 0,3 4,6 66,7 б
2,4 Д 0,1 5,8 84,7 б
2,4Д 0,1+ крезацин 0,3 4,9 91,3 в
НУК 0,3+ крезацин 0,3 5,9 80,7 в
Структурная среда [S]
ИМК 0,3 67,3 а
ИМК 0,3+ крезацин 0,3 91,0 а
Мивал 0,3+ крезацин 0,3 77,3 а
2,4 Д 0,1 80,3 а
2,4 Д 0,1+крезацин 0,3 90,3 а
НУК 0,3 + крезацин 0,3 87,7 а
Разные этапы корнеобразования требуют различных условий для их успешного прохождения. В то же время при микроклональном размножении они проходят при неменя ю-щихся условиях (длительное воздействие ауксина), а часто меня ющихся в худшую сторону (газонный состав). Пересадка побегов, у которых прошел этап индукции на другие среды, нетехнологична, и трудно определить оптимальное врем пересадки. В существующей литературе методы, способные решить данную проблему, отсутствуют. Нами была разработана методика, учитывающая потребность этапов укоренения в различных факторах, что позволило повысить приживаемость растений в нестерильных услови х. Решение данной проблемы достигается тем, что этап индукции, инициации и роста корней проис-
Сосуды закрывали двойным покрытием. После того, как корни достигали слоя перлита, нарушали герметичность верхнего слоя покрытия . Такая методика позволяет получать разветвленную корневую систему, способную к активному поглощению элементов питания, а листовой аппарат — к активному фотосинтезу, регулирующему транспирацию, что повышает приживаемость растений в 1,3-4,8 раза. Характер закрытия сосудов в процессе культивировани растений вли ет на способность их к фотосинтезу. Данные Серет М. [25] показывают, что покрытие, которое
ходит в одном сосуде на средах, от-личающихс по составу и структуре. Для того чтобы не пересаживать рас-тени с зачатками корней на среду без регуляторов роста, а этап индукции и инициации корней проходил на среде, содержащей агар, индуктор корнеобразования и сахарозу, было предложено использовать капилля р-ные трубки длиной 1,5 см и диаметром 1 см. Эти трубки помещали в большие сосуды, заливали расплавленной средой дл индукции корнеобразовани , автоклавировали. В банки І00—250 мл насыпали перлит слоем 1,5$2 см, который пропитывали солевым составом среды Фоссарда с добавлением
0,01 мг/л 6БАП и автоклавировали. Боковые побеги земляники, подвоя 62-396, груши сажали в капилля рные трубки и помещали в банки с перлитом (табл. 9).
препятствует газообмену, ингибирует развитие фотоавтотрофии. Таким образом, более сильное развитие функциональной корневой системы, ку-тикуля рного воска, вместе с хорошо функциональными устьицами у растений с положительным фотосинтезом я вля ется залогом приживаемости растений в нестерильных услови х.
Заключение
Адаптация растений к нестерильным условиям зависит от культуры, регуляторов роста, времени перевода in vivo, структуры среды, способа укоренения, способности адаптировать
Т а б л и ц а 9
Влияние способа укоренения растений in vitro на их приживаемость в нестерильных условиях (земляника Зенга-Зенгана, подвой 62-396, груша Лада, 1991 патент № 2277773) [9]
Способ укоренения и адаптации Количество прижившихся растений, %
земляника 62-396 груша
Укоренение in vitro, искусственный туман Подготовка растений к нестерильным 75 20 44
условиям, посадка в теплицу 100 95 93
существующие листья и корни и развивать новые. Использование крезацина, мивала, культара, структурной среды, каппилярных трубок и двойного по-
крытия сосудов обеспечивает частичную адаптацию in vitro, повышая жизнеспособность растений в нестерильных условиях.
Библиографический список
1. Губвин Т. Введение в биохимию растений /Э. Мерсер/ М.: Мир, 1986.
2. Деменко В.И. Проблемы и возможности микроклонального размножения садовых растений // Известия ТСХА, 2005. Вып. 2. С. 48-58.
3. Деменко В.И., Шестибратов К.А., Лебедев В.Г. Укоренение — ключевой этап размножения растений in vitro // Известия ТСХА, 2010. Вып. 1.
4. Деменко В.И. Способ выращивания плодовых и ягодных культур in vitro // Авторское свидетельство № 1564752, 1988.
5. Деменко В.И. Способ получени посадочного материала в культуре ткани // 2007072, 1994.
6. Деменко В.И. Способ выращивания растений in vitro // Авторское свидетельство № 1400557, 1988.
7. Деменко В.И. Способ размножения растений in vitro // Патент №2273212, 2006т.
8. Деменко В.И. Способ выращивания растений земляники in vitro // Авторское свидетельство №1683582, 1991.
9. Деменко В.И. Способ размножения растений in vitro //Патент № 22777732, 2006.
10. Смирнов А.М. Рост и метаболизм изолированных корней в стерильной культуре. М.: Наука, 1970.
11. Чекурова Г.В. Размножение клюквы крупноплодной в культуре in vitro // Бюлл. Г БС, 1990. Вып. 157. С. 90-95.
12. Baolin Z., Stoltz L.P. Acclimatization systems for Euplorbia fulgens microcut-tigs // Hort. Sci., 1989. Vol. 24. № 6. P. 1025-1026.
13. Bengtson C. Water stress, transpiration, kinetin and ABA.// Physiol Plant., 1979. Vol. 45. P. 183-188.
14. Bowden A. Transferring tissue — cultured plants in particular grevilleas to nursery environment // Comb. Proc. Inter. Plant. Propagator’s Soc., 1985. Vol. 34. P. 76-78.
15. Dam Thi Thanh Giang. Photoautotrophic micropropagation. using dispoable gas permea // Propagation of Ornamentel Plants. 4(2). 41-47. 2004
16. David W. The response of different genotypes of fragaria ann.and their seed-lingprogenies to in vitro micropropagation and effects of varying the concentration of BAP in proliferation medium // PlantCell Tissue and organ Cult, 1989. Vol. 17.-17. № 3. P. 225-234.
17. Fuchigami L.H., Cheng T.V. Abaxial Transpiration and Water Loss in Asep-tically cultured plum // J. Am. Soc. Hort. Sic., 1981. Vol. 106. № 4. P. 519-522.
18. Gront B.W.W. Photosynthesis of regenerated plantles in vitro and the stresses of transplantins // Acta. Horticul., 1988. Vol. 230. P. 129-135.
19. James H. Growth retardant effects on evopotranspiration and Growth of drought-stressed chrysanthemum // Hort. Sci., 1986. Vol. 21. № 3.
20. Jennifer Crane. Medium overlages for Improved Hardening of Micropropagated Potatou // Hort. Sci., 1990. Vol. 27. № 7. P. 794-795.
21. Kim K. Wetal. Effect of ABA and agar in preventing vertitication of carnation plantlets cultured in vitro // J. of Korean Soc. for Hort. Sci., 1988. Vol. 29. № 3. P. 208-215.
22. Mehers O., Meireson L. et. al. Ethylene production inhibitors can improve in vitro propagation of roses // Meded. Fac. Landbouwensch. Rijksuniv. Gent., 1984. Vol. 49. № 36. P. 1139-1144.
23. Pierik R.L.M., Steegmans H.H.M. Freesia plantlets from flower-buds cultivated in vitro // Neth J. Agric. Sci.. 1975. Vol. 23. № 4. P. 334-337.
24. Schuyler Suley. Hormonal Transudation of Environmental stresses.// Hort. Sci., 1990. Vol. 25. № 11. P. 1303-1365.
25. Serret M.D. The effect of different closure types, light and sucrose concentrations on carbon isotope composition and growth of Gardenia Jasminoides plantlets during micropropagation and subsequent acclimation ex vitro // Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 1997. Vol. 47. P. 217-230.
26. Xiao Y., Kozai T. Comparison of Micropropagation Costs by Photoautotro-phic and photomixotrophic Systems // Agricell Report., 2004. P. 5-7.
27. Drainerd E. Acclimatization of Aseptically cultured Apple Plants to Low Relative Humidity // J. Am. Soc. Hort. Sci., 1981. V. 106. N 4. P. 515-518.
SUMMARY
Data on long-term experiments on adaptation of plants, obtained in vitro, are provided in the article. The importance of plant growing conditions in vitro, establishment of plants under unsterile conditions and possibility of partial plant adaptation at the stage of in vitro, has been stressed. New methods (growth regulators, structure of nutrient media, coating of cultivating surfaces, plant adaptation conditions at the stage of in vitro, in vivo conditions, allowing to raise establishment rate in crops, are worked out.
Key words: adaptation, in vitro, in vivo, growth regulators, transpiration.
Деменко Василий Иванович — д. с.-х. н. Тел. (499) 976-21-98. Эл. почта: Plodovod2009@gmail.com
Лебедев Вадим Григорьевич — к. б. н.
