CC BY
18
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ Журнал фундаментальной медицины и биологии
УДК 612.085.2+57.085.23+59.085+612.811.3+66.085.1
ВОЗМОЖНЫЕ МЕХАНИЗМЫ МОДУЛЯЦИИ РОСТА НЕЙРИТОВ НИЗКОИНТЕНСИВНЫМ ИНФРАКРАСНЫМ ИЗЛУЧЕНИЕМ
Пеннияйнен В. А., Ячнев И. Л., Крылов Б. В.
Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН Россия, 199034, Санкт-Петербург, наб. Макарова, 6 krylov@infran.ru
Реферат
Методами органотипической культуры эмбриональной нервной ткани теплокровных животных и конфокальной лазерной микроскопии исследованы механизмы действия низкоинтенсивного (нетеплового) излучения С02-лазера на сенсорные нейроны. Установлено, что рост нейритов нелинейно зависит от плотности энергии инфракрасного излучения: зависимость стимул-ответ носит и-образный характер, причем модулирующее действие излучения не приводило к стимулирующему эффекту, превышающему контрольные данные. Обнаружен возможный эффект активации белкового синтеза нервной ткани при воздействии низкоинтенсивного излучения С02-лазера. Конкуренцией именно этого механизма с механизмом активации трансдукторной функции Ма,К-АТФазы может быть объяснен и-образный вид зависимости роста нейритов от плотности энергии низкоинтенсивного инфракрасного излучения, падающего на нервную ткань.
Ключевые слова: низкоинтенсивное инфракрасное излучение, сенсорный нейрон, органотипическая культура ткани, конфокальная микроскопия.
Введение
Низкоинтенсивное инфракрасное (ИК) излучение широко используется в физиотерапии для лечения и профилактики различных заболеваний [1, 2]. Оно может влиять на различные физиологические процессы: на пролиферацию и дифференцировку клеток различных типов, на выработку клетками биологически активных веществ, например, факторов роста [1, 3-6]. Однако молекулярные механизмы, определяющие процессы рецепции низкоинтенсивного (нетеплового) ИК излучения живыми клетками, в особенности в отношении излучения среднего и дальнего ИК-диапазона, остаются малоизученными.
Известно, что низкоинтенсивное излучение ближнего и среднего ИК-диапазонов влияет на импульсную активность нейрона-рецептора растяжения ракообразных [7]. При облучении этого нейрона холоднокровных животных частота его нервных импульсов снижалась. Эффект устранялся уабаином, специфическим блокатором ^Д-АТФазы, при этом наблюдался сдвиг мембранного потенциала в гиперполяризационном направлении. Это позволило авторам заключить, что в рецепции низкоинтенсивного И К излучения участвует №Д-АТФаза, модуляция насосной функции которой здесь может являться причиной снижения частоты ответов сенсорного нейрона.
При сравнении ответов рецептора растяжения ракообразных на действие излучения ближнего и среднего ИК-диапазонов было установлено, что чувствительность нейрона изменяется на семь порядков величин (от 0.45 до 2.7^10-8 Вт/см2) при переходе от области длин волн 0.85-3 мкм, выделяемой из спектра лампы накаливания при помощи ИК-фильтров, к длине волны 10.6 мкм, генерируемой СО2-лазером [8]. При этом гиперполяризация мембраны и уменьшение, а при определенной интенсивности лазерного излучения и прекращение импульсной активности нейрона, были обусловлены нетепловым действием излучения.
Исследования, выполненные на сенсорных нейронах теплокровных животных с использованием метода локальной фиксации потенциала, показали, что низкоинтенсивное ИК излучение спектральной области 1-56 мкм вызывает уменьшение величины эффективного заряда активационного воротного устройства медленных натриевых (№^.8) каналов [9]. Это снижение потенциалочувствительности, вызываемое действием излучения, устранялось уабаи-ном, что свидетельствовало об участии ^Д-АТФазы в качестве трансдустора в рецепции излучения. Аналогичный эффект наблюдался и в случае воздействия на сенсорный нейрон нетеплового излучения СО2-лазера, причем при очень малой плотности энергии излучения (9.53^10-13 Дж/см2), что подтверждало, как
Л Журнал фундаментальной медицины и биологии
м
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
и в случае с рецептором растяжения ракообразных, высочайшую чувствительность мембраны сенсорного нейрона к излучению с длиной волны 10.6 мкм [10]. Наши предыдущие исследования показали также, что это нетепловое излучение СО2-лазера специфически включает трансдукторную (non-pumping) функцию №,К-АТФазы [10, 11].
Для выяснения возможных молекулярных механизмов, запускаемых в сенсорных нейронах низкоинтенсивным ИК излучением длиной волны 10.6 мкм, в настоящей работе был использован метод органоти-пической культуры ткани. В течение последних десятилетий органотипические культуры были признаны важным методом в моделировании in vivo-подобных ситуаций [12]. Применение метода органотипической культуры эмбриональной нервной ткани позволяет с высокой степенью точности количественно исследовать действие различных физических и фармакологических факторов, влияющих на процессы роста и внутриклеточной сигнализации. Важно подчеркнуть, что при этом исключаются или сводятся к минимуму действующие в целостном организме гуморальные, нервные и другие влияния [13, 14]. Метод органотипи-ческой культуры ткани в сочетании с ингибиторным анализом позволяет с высокой степенью точности количественно оценить возможные молекулярные механизмы влияния исследуемого стимула на рост нейритов [15, 16].
Материалы и методы исследования
Для исследования влияния ИК излучения на рост нейритов дорзальных ганглиев использовали метод органотипической культуры ткани, описанный нами ранее [11, 16]. В качестве экспериментальных животных использовали 10-12-дневных куриных эмбрионов, объектами исследования являлись эксплантаты дор-зальных ганглиев. Контрольными служили эксплантаты, культивируемые только в условиях питательной среды. Для количественной оценки роста эксплантатов применяли морфометрический метод. Индекс площади рассчитывали как отношение площади зоны роста эксплантата к исходной центральной площади, где находятся немигрирующие клетки. Контрольное значение индекса площади принимали за 100%. Для визуализации объектов использовали микроскоп Axio Observer Z1 («Carl Zeiss», Германия). Полученные изображения анализировали с использованием программ ImageJ и ZEN_2012. Работа выполнена на оборудовании ЦКП «Конфокальная микроскопия» Института физиологии им. И.П. Павлова РАН.
Параллельно с оценкой морфометрических данных на препаратах, окрашенных витальным красителем акридиновым оранжевым («Sigma», США), оценивали степень изменения синтетических процессов в исследуемых эксплантатах. Для этого использовали лазерный сканирующий микроскоп «LSM 710» («Carl Zeiss», Германия). Прижизненное окрашивание эксплантатов дорзальных ганглиев проводили 5 мкМ раствором акридинового оранжевого в течение 5-ти минут [17]. Флюоресценцию акридинового оранже-
вого возбуждали аргоновым лазером, входящим в состав используемого нами конфокального микроскопа (Ь8Ы 710) (488 нм), регистрировали в двух спектральных областях: зеленой (500-530 нм) и красной (600-640 нм). Молекулы красителя по-разному взаимодействуют с однонитевыми и двунитевыми молекулами ДНК и РНК. РНК всегда флюоресцируют в красной области видимого спектра, как и одноцепо-чечная ДНК (что имеет место во время ее редупликации и во время синтеза белка). В результате окрашивания двунитевые ДНК флюоресцируют зеленым светом [17-20].
Для проведения настоящего исследования была создана экспериментальная установка, оптическая схема которой приведена на рисунке 1. Источником излучения являлся волноводный СО2-лазер (1). Мощность излучения измерялась в пучке, отраженном от передней поверхности оптического клина (2), измерителем мощности излучения (3) типа ИМО-2Н. Для визуализации положения луча СО2-лазера в пространстве использовался полупроводниковый лазер с длиной волны 0.635 мкм (6), луч которого совмещался с лучом СО2-лазера при помощи оптического клина (5). По видимому лучу полупроводникового лазера юстировались все последующие оптические элементы схемы. Механическим экраном (4) контролировалось время облучения исследуемого эксплантата. Диафрагмы (9, 10) юстировочными подвижками выставляли соосно с помощью отвеса для обеспечения нормального падения пропущенного через них лазерного луча на поглощающую ячейку (11), которую использовали для ослабления излучения. Нижним окном ячейки являлся клин из 7п8е диаметром 12 см, верхним окном - плоскопараллельная пластинка из BaF2. Зазор между окнами ячейки определялся кольцом из проволоки калиброванного диаметра. В качестве поглощающей среды использовали дистиллированную воду. Водой заполняли область внутри кольца. При наложении на кольцо верхнего окна ячейки избыток воды выдавливался через разрыв в кольце. Нижнее окно ячейки устанавливали горизонтально, используя два уровня, которые располагали на поверхности окна перпендикулярно друг другу. Сочетание находящегося в горизонтальной плоскости поглощающего слоя воды и вертикально падающего на него пучка излучения обеспечивало соответствующую диаметру проволоки кольца толщину поглощающей среды.
Перед облучением исследуемых эксплантатов проводили измерения мощности излучения СО2-лазера одновременно измерителями мощности (3) и (13) при выведенных из области пучка диафрагмах и отсутствии в поглощающей ячейке воды. При этом относительной величине мощности излучения, регистрируемой измерителем мощности (3), сопоставлялась величина мощности излучения на выходе из ячейки. В последующих опытах с облучением эксплантатов для оценки мощности излучения на нервной ткани использовались данные измерителя мощности (3) с учетом потерь мощности в поглощающем
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
Журнал фундаментальной медицины и биологии
Рисунок 1. Оптическая схема установки.
Примечание. 1 - СО2-лазер; 2, 5 - оптические клины; 3, 13 - измерители мощности излучения; 4 - механический экран; 6 - диодный лазер; 7, 8 - зеркала; 9, 10 - диафрагмы; 11 - поглощающая ячейка; 12 - чашка Петри.
слое воды. До начала и во время облучения экспериментального эксплантата в чашке Петри (12) кратковременно отсутствовала питательная среда, что не влияло на жизнеспособность клеток: время экспозиции составляло 3 минуты. Контрольные эксплантаты, так же как и экспериментальные, в течение трех минут были без питательной среды. Изменение температуры облучаемого эксплантата контролировали путем измерения его температуры до и после облучения. Методика измерений описана в нашей предыдущей работе [21]. При начальной температуре 220 С в области плотностей энергии излучения 10-10-3^10-4 Дж/см2 увеличение температуры эксплантата не превышало 0.01 градуса.
Статистическую обработку полученных данных выполняли с помощью STATISTICA 8.0 (StatSoft, США) с использованием f-критерия Стьюдента. Полученные результаты представлены в виде среднего ± ошибка среднего. Различия считались достоверными при уровне значимости p <0.05.
Результаты исследования и их обсуждение
Через трое суток культивирования в контрольных и экспериментальных эксплантатах формируются две зоны: центральная, более плотная и темная, состоящая из немигрирующих дифференцирующихся нейробластов, и периферическая, так называемая зона роста. Зона роста образует характерный ореол, окружающий исходный фрагмент ткани. В этой зоне эксплантатов дорзальных ганглиев 10-12-дневных куриных эмбрионов преобладает рост нейритов, в
меньшей степени мигрируют и пролиферируют фи-бробластоподобные и глиальные клетки.
Количественная оценка действия излучения основана на измерении роста нейритов с помощью определения индекса площади. При плотности энергии излучения 10-10 Дж/см2 наблюдали статистически достоверное ингибирование роста нейритов (рис. 2). Индекс площади экспериментальных эксплантатов составлял 72±6% (п=25), что было на 28% ниже контрольного значения. При плотности энергии излучения равной 1.2 Дж/см2, индекс площади практически не отличался от контрольного значения. Дальнейшее увеличение плотности энергии излучения до 3 Дж/см2 вызывало достоверное ингибирование роста нейритов. Индекс площади был равен 20±8% (п=27) (рис. 2).
Полученные результаты подтверждают и-образный ход исследованной зависимости стимул-ответ, который был зарегистрирован нами ранее и проявляющийся в ингибировании роста нейритов в области малых плотностей энергии излучения (10-14-10-10 Дж/ см2), сменяющийся их ростом в области 10-7-10-4 Дж/ см2 [21]. Важно подчеркнуть, что при плотности мощности излучения равной 3^10-4 Дж/см2 становится возможным нагревание эксплантата на 0.01о С, что, в свою очередь, может вызвать активацию терморецепторов. Отметим также, что стимуляцию роста нейритов при увеличении плотности энергии излучения в настоящей работе зарегистрировать не удалось. Очевидно, что и-образная форма зависимости стимул-ответ, обнаруженная нами в области исключительно низких (нетепловых) плотностей энергии излучения, может быть обусловлена конкуренцией альтернативных ме-
Журнал фундаментальной медицины и биологии
ИП, % 120
100 80 60 40 20 0
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
□ Контроль П ПК излучение
10
-10
1.2
3 Дж/см
Рисунок 2. Влияние низкоинтенсивного инфракрасного (ИК) излучения на рост нейритов дорзальных ганглиев 10-12-дневных куриных эмбрионов (3-и сутки культивирования).
Примечание. По оси ординат - индекс площади эксплантатов (ИП, %). * - статистически значимое различие относительно контрольных эксплантатов при р <0.05.
ханизмов. Если первый из них, основанный на активации трансдукторной функции №,К-АТФазы, был подробно описан нами ранее [10, 11, 22], то альтернативный механизм оставался неизученным. Поэтому параллельно с оценкой морфометрических данных нами была осуществлена оценка изменения количества молекул РНК, что может свидетельствовать об активации процессов синтеза белка в исследуемых эксплантатах. Для этого был использован флуоресцентный нуклеиново-кислотный краситель акридиновый оранжевый с уникальными спектральными свойствами, позволяющий визуализировать РНК и ДНК. Активность процессов, в которых участвуют именно эти молекулы, позволяет судить об интенсивности синтеза белковых структур, запускаемых исследуемыми воздействиями. Известно, что двунитевые ДНК флюоресцируют в зеленой части спектра, одноните-вые РНК в красной [6, 10, 14, 21]. Показано, что флюоресценция РНК отличается от ДНК при более низких концентрациях красителя (50 мкМ и ниже), тогда как при более высоких концентрациях (200-500 мкМ) акридинового оранжевого обе нуклеиновые кислоты стимулировали увеличение флуоресценции в красной области спектра [23]. В настоящей работе эксплантаты дорзальных ганглиев окрашивали раствором акридинового оранжевого (5 мкМ). На рисунке 3 представлены данные, иллюстрирующие эффект воздействия низкоинтенсивного излучения СО2-лазера на эксплантаты дорзальных ганглиев. Очевидно, что происходит значительное увеличение интенсивности красного свечения, что может свидетельствовать об активации процессов синтеза белков при воздействии низкоинтенсивного (10-10 Дж/см2) инфракрасного излучения.
Анализируя полученные данные отметим, что реакция эмбриональной нервной ткани на воздействие низкоинтенсивного ИК излучения носит сложный характер, проявляющийся в ингибировании роста ткани в области малых плотностей энергии излучения (10-14-10-10 Дж/см2), сменяющимся ростом ткани в области 10-7-10-4 Дж/см2 и последующим ингибировани-ем в области от 10-1Дж/см2 до 6 Дж/см2 [21]. Здесь нам удалось подтвердить, что статистически достоверная реакция исследуемой ткани на нетепловое излучение существует при плотности мощности излучения, равной 10-10 Дж/см2. Как было отмечено выше, первая спадающая ветвь и-образной зависимости стимул ответ обусловлена активацией трансдукторной функции №,К-АТФазы. Но уже при этих плотностях энергии излучения начинает включаться альтернативный механизм, связанный с активацией синтеза белковых молекул (рис. 3б). Проявлением активации именно этого механизма может быть существование второй (нарастающей) ветви и-образной зависимости стимул-ответ в диапазоне от 10-10 Дж/см2 до 1.2 Дж/см2.
Согласно развиваемой нами гипотезе мишенью для фотонов С02-лазера в сенсорном нейроне служат молекулы АТФ [22]. В области плотностей энергии, превышающей 10-12 Дж/см2 излучение поглощается теми молекулами АТФ, которые находятся в сайте их гидролиза на №,К-АТФазе. Фрагментом молекулы АТФ, поглощающим излучение, является терминальный фосфатный остаток РО43-, имеющий частоту нормальных колебаний связи (Р-О-Р)^ близкую к частоте излучения С02-лазера [22]. Колебательная энергия фосфатного остатка может быть передана №,К-АТФазе без потерь, связанных с внутримолекулярной релаксаци-
Рисунок 3. Действие низкоинтенсивного инфракрасного (ИК) излучения на рост нейритов дорзальных ганглиев 10-12-дневных куриных эмбрионов (3-и сутки культивирования).
Акридиновый оранжевый (5 мкМ) флуоресцирует зеленым цветом при связывании с двухцепочечной ДНК и красным при связывании с одноцепочечной РНК. (ув. 10). а - контроль, б - ИК излучение 10-10 Дж/см2.
ей колебательной энергии, при наличии у взаимодействующих молекул близких по энергии колебательных уровней. Передаваемая №,К-АТФазе энергия излучения вызывает изменение ее конформации, отличное от конформационных переходов, осуществляющихся в процессе функционирования №,К-АТФазы как ионного насоса, что приводит к специфическому запуску ее трансдукторной функции, которая обуславливает наличие спадающей левой (первой) ветви зависимости ИП от плотности энергии стимула. Эта ветвь является доминирующей до величины плотности энергии равной 10-10 Дж/см2. При этом значении, как было показано выше, наблюдается статистически достоверное ингибирование роста нейритов благодаря активации именно трансдукторной функции №,К-АТФазы в ответ на воздействие низкоинтенсивного (нетеплового) ИК излучения С02-лазера (рис. 2). При увеличении энергии стимула включается другой механизм, при котором возбужденные за счет поглощения излучения молекулы АТФ, находящиеся в цитоплазме, в области ядра, могут способствовать активации процессов синтеза белков (рис. 3). Представляется, что конкуренцией именно этих двух механизмов и определяется вид обнаруженной нами экспериментальной и-образной части зависимости стимул-эффект. Дальнейшее увеличение силы стимула (повышение плотности энергии излучения до 3 Дж/см2) приводит к резкому снижению роста нейритов. Молекулярный механизм этого явления остается пока невыясненным. Возможно, здесь более существенную роль играет температурный фактор, поскольку в области плотностей энергии излучения от 3^10-4 до 1 Дж/см2 происходит нагрев мембраны сенсорного нейрона от 0.01 до 3о С соответственно [21]. Именно такое изменение температуры способно акти-
вировать терморецепторы, а ее дальнейшее увеличение оказывает влияние на скорость всех биохимических реакций живой клетки. Отметим, что стимуляцию роста нейритов (превышение контрольных значений индекса площади), наблюдавшуюся ранее в области плотностей энергии излучения 10-3-1 Дж/см2 [21], в настоящей работе зарегистрировать не удалось. Причина неоднозначности результатов, получаемых в этой области плотностей энергии излучения, пока не ясна. Выяснение ее является задачей последующих исследований.
Можно заключить, что в настоящей работе методами органотипической культуры эмбриональной нервной ткани теплокровных животных и конфокальной лазерной микроскопии исследованы механизмы действия низкоинтенсивного (нетеплового) излучения С02-лазера на сенсорные нейроны. Ранее нами были получены доказательства того, что данное воздействие вызывает сильный анальгетический эффект [10]. Настоящее исследование свидетельствует об активации процессов синтеза белков в сенсорном (ноци-цептивном) нейроне, что может приводить к коррекции патологического состояния клетки. Полученные результаты позволяют предположить высокую перспективность применения безопасной и эффективной низкоинтенсивной лазерной терапии в клинической практике.
Работа выполнена при поддержке Российского фонда фундаментальных исследований, грант № 18-01500079.
Работа выполнена также при финансовой поддержке Программы фундаментальных научных исследований государственных академий на 2014-2020 годы (ГП-14, раздел 64).
Л Журнал фундаментальной медицины и биологии
м
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
ЛИТЕРАТУРА
1. Кару Т.Й., Афанасьева Н.И., Кольянков С.Ф. Изменение спектра поглощения монослоя живых клеток после низкоинтенсивного лазерного облучения. Доклады Академии Наук. 1998; 360: 267-270.
2. Kara TI. Low power laser therapy. In: Biomedical Photonics Handbook. Ch. 48. Ed. by Vo-Dinh T. Boca Raton: CRC Press, 2003. 48-1-48-25.
3. Karu T, Pyatibrat L. Gene expression under laser and light-emitting diodes radiation for modulation of cell adhesion: Possible applications for biotechnology. IUBMB Life. 2011; 63 (9): 747-753.
4. Rochkind S, Ouaknine GE. New trend in neuroscience: low-power laser effect on peripheral and central nervous system (basic science, preclinical and clinical studies). Neurol Res. 1992; 14 (1): 2-11.
5. Yu W, Naim JO, Lanzafame RJ. The effect of laser irradiation on release of bFGF from 3T3 fibroblasts. Photochemistry and Photobiology. 1994; 59: 167-170.
6. Zhang Y, Song S, Fong CC, Tsang CH, Yang Z, Yang M. cDNA microarray analysis of gene expression profiles in human fibroblast cells irradiated with red light. J Invest Dermatol. 2003; 120 (5): 849-857.
7. Павленко В.К., Снетков В.И., Лебедев О.Е., Гордиенко В.А. Терморецепторная функция рецептора растяжения речного рака. Физиол. журн. СССР им. И.М. Сеченова. 1975; 52 (6): 925-932.
8. Кучерявых Ю.В., Павленко В.К., Ячнев И.Л. Зависимость чувствительности нейрона - рецептора растяжения речного рака от спектральных характеристик инфракрасного излучения. Сенсорные системы. 2003; 17 (4): 313-318.
9. Плахова В.Б., Подзорова С.А., Мищенко И.В., Баграев Н.Т., Клячкин Л.Е., Маляренко А.М., Романов В.В., Крылов Б.В. Возможные механизмы действия инфракрасного излучения на мембрану сенсорного нейрона. Сенсорные системы. 2003; 17 (1): 24-31.
10. 1Yachnev IL, Plakhova VB, Podzorova SA, Shelykh TN, Rogachevsky IV, Krylov BV. Mechanism of pain relief by low-power infrared irradiation: ATP is an IR-target molecule in nociceptive neurons. Med Chemistry. 2012; 8 (1): 14-21.
11. Lopatina EV, Yachnev IL, Penniyaynen VA, Plakhova VB, Podzorova SA, Shelykh TN, Rogachevsky IV, Butkevich IP, Mikhailenko VA, Kipenko AV, Krylov BV. Modulation of signal-transducing function of neuronal membrane Na+,K+-ATPase by endogenous ouabain and low-power infrared radiation leads to pain relief. Med Chem. 2012; 8 (1): 33-39.
12. Humpel C. Organotypic brain slice cultures: A review. Neuroscience. 2015; 305: 86-98.
13. Levi-Montalchini R. The nerve growth factor. Ann Natl Acad Sci USA. 1968; 118: 149-168.
14. Melli G, Hoke A. Dorsal root ganglia sensory neuronal cultures: a tool for drug discovery for peripheral neuropathies. Expert Opin Drug Discov. 2009; 4 (10): 1035-1045.
15. Чалисова Н.И., Журавский С.Г., Пеннияйнен В.А., Бережной С.Н., Артамонова И.Н., Завалова Л.Л., Баскова И.П. Стимулирующее влияние дестабилазы, компонента секрета слюнных желез медицинской пиявки, на рост нейритов чувствительных нейронов в органотипической культуре. Цитология. 1999; 41 (1): 48-52.
16. Пеннияйнен В.А., Крылов Б.В., Чалисова Н.И., Малевская И.И. Влияние оуабаина на рост нейритов чувствительных нейронов в органотипической культуре ткани. Цитология. 2003; 45 (4): 377-379.
17. Yang X, Liu S, Li S, Wang P, Zhu W, Liang P, Tan J, Cui S. Salvianolic acid B regulates gene expression and promotes cell viability in chondrocytes. J Cell Mol Med. 2017; 21 (9): 1835-1847.
18. 18. Darzynkiewicz Z, Traganos F, Melamed MR. New cell cycle compartments identified by multiparameter flow cytometry. Cytometry. 1980; 1 (2): 98-108.
19. Kim BJ, Forbes NS. Single-cell analysis demonstrates how nutrient deprivation creates apoptotic and quiescent cell populations in tumor cylindroids. Biotechnol Bioeng. 2008; 101 (4): 797-810.
20. Сайфитдинова А.Ф. Двумерная флуоресцентная микроскопия для анализа биологических образцов: учебно-методическое пособие. СПб.: 2011.
21. Ячнев И.Л., Пеннияйнен В.А., Подзорова С.А., Рогачевский И.В., Крылов Б.В. Возможный механизм рецепции инфракрасного излучения: роль температурного фактора. Журнал технической физики. 2018; 88 (2): 312-315.
22. Ячнев И.Л., Шелых Т.Н., Подзорова С.А., Рогачевский И.В., Крылов Б.В., Плахова В.Б. Возможный молекулярный механизм рецепции низкоинтенсивного инфракрасного излучения: роль Src-киназы. Журнал технической физики. 2016; 86 (6): 132-136.
23. Plemel JR, Caprariello AV, Keough MB, Henry TJ, Tsutsui S, Chu TH, Schenk GJ, Klaver R, Yong VW, Stys PK. Unique spectral signatures of the nucleic acid dye acridine orange can distinguish cell death by apoptosis and necroptosis. J Cell Biol. 2017; 216 (4): 1163-1181.
POSSIBLE MECHANISMS OF NEURITE GROWTH MODULATION BY LOW-POWER INFRARED IRRADIATION
Penniyaynen V. A., Yachnev I. L., Krylov B. V.
Pavlov Institute of Physiology Russian Academy of Sciences Russia, 199034, Saint-Petersburg, Makarova emb., 6 krylov@infran.ru
Abstract
The mechanisms of the action of low-power (non-thermal) CO2-laser irradiation on sensory neurons were studied by methods of organotypic embryonic nerve tissue of warm-blooded animals and confocal laser microscopy. It was found that the growth of neurites is nonlinearly dependent on the energy density of infrared irradiation: the stimulus-response relationship is U-shaped, and the modulating effect of irradiation did not lead to a stimulating response of neurite outgrowth that exceeding the control data. Novel effect of the activation of protein synthesis of nerve tissue under the action of low-power CO2-laser irradiation was described. The competition of this mechanism with the mechanism of activation of the transducer function of Na,K-ATPase, explains the U-shaped form of the dependence of the growth of neurites on the energy density of low-intensity infrared radiation interacting with the nerve tissue.
Keywords: infrared irradiation, organotypic tissue culture, sensory neuron, confocal laser microscopy.
