CC BY
98
УДК [577.152.1.084:547.854.6.044]:[577.125.2.:54-
128.2.024]
ВЛИЯНИЕ СУПЕРОКСИДНОГО АНИОН-РАДИКАЛА И ГЛУТАТИОНА НА ЛИПОЛИЗ В АДИПОЦИТАХ КРЫС ПРИ ОКИСЛИТЕЛЬНОМ СТРЕССЕ, ИНДУЦИРОВАННОМ АЛЛОКСАНОМ
Е.В. Шахристова, В.В. Иванов, Е.А. Степовая,
В.В. Новицкий
Сибирский государственный медицинский университет,
г. Томск E-mail: shaxristova@yandex.ru
Установлено, что в адипоцитах крыс при действии аллоксана развивается окислительный стресс, сопровождающийся увеличением спонтанного липолиза и ингибированием стимулированного агонистом ув2-адренорецепторов изопротеренолом липолиза. На основании полученных данных сделан вывод о влиянии активных форм кислорода, в частности супероксидного анион-радикала, и системы глутатиона на молекулярные механизмы изменения интенсивности липолиза в адипоцитах крыс в условиях окислительного стресса, индуцированного аллоксаном.
Ключевые слова:
Адипоциты, аллоксан, липолиз, глутатион, супероксид-ный анион-радикал, марганец-тетра (К-метил-4-пиридил) порфирин, N-этилмалеимид.
Введение
Согласно современным представлениям в механизмах возникновения сахарного диабета (СД) 1 и 2 типов и развития их осложнений важную роль играет окислительный стресс [1-6]. Патогенетической основой СД 1 типа, или инсулинзависимого диабета, служит аутоиммунный процесс, приводящий к деструкции В-клеток островков Лангерганса и недостаточной секреции инсулина [7, 8]. Цитокины (интерлейкин 1Д фактор некроза опухоли а, интерферон у и др.), продуцируемые макрофагами и лимфоцитами в ходе аутоиммунного процесса, способствуют генерации в В-клетках островков Лангерганса активных форм кислорода (АФК) и активации свободнорадикального окисления, продукты которого участвуют в цитокининопосредованной деструкции В-клеток [9, 10].
Наряду с этим окислительный стресс вносит существенный вклад в развитие осложнений СД, в первую очередь, инсулинорезистентности [11, 12]. Согласно современным представлениям жировая ткань играет важную роль в механизмах развития инсулинорезистентности при СД [13, 14]. Гипергликемия и высокий уровень свободных жирных кислот (СЖК) в плазме крови при СД также способствуют гиперпродукции суперо-кидного анион-радикала в дыхательной цепи митохондрий, что приводит к окислительной мо-
Шахристова Евгения Викторовна, заведующий учебной лабораторией оптической спектроскопии кафедры биохимии и молекулярной биологии Сибирского государственного медицинского университета, г. Томск.
E-mail: shaxristova@yandex.ru Область научных интересов: молекулярные механизмы патогенеза сахарного диабета. Иванов Владимир Владимирович, канд. биол. наук, доцент кафедры биохимии и молекулярной биологии Сибирского государственного медицинского университета, г. Томск.
E-mail: ivanovvv.1953@qip.ru Область научных интересов: сахарный диабет, окислительный стресс, рецепция инсулина.
Степовая Елена Алексеевна, д-р мед. наук, профессор кафедры биохимии и молекулярной биологии ГБОУ ВПО СибГМУ Минздравсоцразви-тия России, г. Томск.
E-mail: muir@mail.ru Область научных интересов: патохимия клетки, окислительная модификация макромолекул.
Новицкий Вячеслав Викторович, д-р мед. наук, академик РАМН, профессор, ректор Сибирского государственного медицинского университета, г. Томск, Заслуженный деятель науки РФ, Заслуженный работник культуры РФ, заведующий кафедрой патофизиологии.
E-mail: office@ssmu.ru Область научных интересов: патофизиология клеток крови.
дификации макромолекул в клетке [1, 15-17]. Важную роль в защите клеток от окислительного стресса играет глутатион, который по современным представлениям не только принимает участие в антиоксидантной защите клеток, но и в регуляции экспрессии генов, внутриклеточной сигнализации и регуляции активности ферментов [18].
Известно, что диабетогенное действие аллоксана опосредовано продукцией АФК преимущественно в В-клетках островков Лангерганса, обладающих низкой активностью ферментов антиоксидантной защиты [19]. При этом аллоксан, восстанавливаясь в диалуровую кислоту, способствует продукции АФК, в частности супероксидного и гидроксильного анион-радикалов (О2* и ОН* , соответственно) (рис. 1) [20-22]. Это позволяет использовать аллоксан в качестве прооксиданта для моделирования окислительного стресса в изолированных клетках.
SH
,SH
S
,S
глюкокиназа
активная
глюкокиназа
неактивная
НА
аллоксан
3+
О2 + О2 + 2Н
Супероксид + дисмутаза
диалуровая кислота Н2О2 + О2
ферритин(Fe)
Fe
2+
oH+ Fe + OH
Рис. 1. Механизм продукции активных форм кислорода В-клетками поджелудочной железы крыс под действием аллоксана [20]
Целью настоящего исследования являлось изучение влияния супероксидного анион-радикала и глутатиона на спонтанный и стимулированный липолиз в изолированных адипоци-тах крыс при окислительном стрессе, индуцированном аллоксаном.
Материал и методы исследования
В исследование были включены 20 белых беспородных крыс-самцов весом 310 ±50 г, полученных из ОАО Питомник «Рассвет» г. Томска. Животных содержали в стандартных усло-
виях вивария на обычном рационе кормления при свободном доступе к воде и пище. Исследования на крысах проводились согласно «Правилам проведения работ с использованием экспериментальных животных» (приказ МЗ СССР № 755 от 12.08.1987 г.) и Федеральному Закону «О защите животных от жестокого обращения» от 01.09.1997 г., а также с соблюдением конвенции по защите позвоночных животных, используемых для экспериментальных и других научных целей, принятой Европейским союзом в 1986 г., и директивы 86/609 ЕЭС, основанной на тексте соглашения «Dr. Robert Hubrecht, Current EU Legislation Controlling Animal Experiments».
Крыс подвергали СО2-асфиксии, получали эпидидимальную жировую ткань, из которой выделяли адипоциты по методу M. Rodbell [23] с использованием коллагеназы («Sigma Aldrich», США). Концентрацию адипоцитов в суспензии стандартизировали до 1*106 клеток в
1 мл с помощью разведения буфером, содержащим 10 мМ Hepes, раствор Кребса-Рингера, 2 % бычий сывороточный альбумин, 5 мМ глюкозы. Жизнеспособность выделенных клеток оценивали с трипановым синим («Serva», США). Доля живых клеток составляла не менее 95 %.
Окислительный стресс в изолированных адипоцитах индуцировали добавлением 5,0 мМ аллоксана («Sigma», США) [20]. Клетки инкубировали 3 ч при 37 °С в СО2-инкубаторе («Sanyo», Япония). Интенсивность спонтанного липолиза, а также стимулированного агонистом р2-адренорецепторов - изопротеренолом ( 1 мкМ, «Sigma», США) [24] и аналогом цАМФ -^6)-2'-дибутирил-цАМФ (Db-cAMP) (0,5мМ, «Sigma», США) [25] липолиза оценивали по содержанию глицерола в среде инкубации адипоцитов, определяемого ферментативным методом [26].
Для выявления влияния продуцируемого аллоксаном О2 на липолиз в адипоцитах клетки инкубировали с ловушкой супероксидного анион-радикала - марганец-тетра (N-метил-4-пиридил) порфирином (Mn-TMPyP) («Sigma», США) в конечной концентрации 100 мкМ [27]. Для оценки участия глутатиона в модуляции липолиза в адипоцитах в условиях окислительного стресса индуцированного аллоксаном клетки инкубировали с блокатором SH-групп - N-этилмалеимидом (NEM) («Sigma», США) в конечных концентрациях 0,2 и 0,8 мМ [28]. После инкубации адипоцитов с NEM в клетках определяли содержание восстановленной и окисленной форм глутатиона циклическим методом M. E. Anderson [29], а также концентрацию белковосвязанного глутатиона, после осаждения белков 5 % сульфосалициловой кислотой. Оценивали интенсивность спонтанного и стимулированного изопротеренолом липолиза по выходу глицерола в среду инкубации адипоцитов [26].
При оценке полученных данных использовали методы статистического описания и проверки статистических гипотез с использованием программы SPSS 11.0 for Windows. Проверка на соответствие выборок нормальному закону распределения проводилась критерием Шапиро-Вилка. В связи с отсутствием согласия данных с нормальным распределением на уровне значимости р<0,05 вычисляли средневыборочные характеристики: медиана (Ме), первый и третий квартили (Qi-Q3). Достоверность различий независимых выборок оценивали с помощью непараметрического критерия для малых групп Краскала-Уолиса - для пяти независимых групп исследования. Различия считались достоверными при достигнутом уровне значимости р<0,05 «*». Меж-групповой анализ проводили с использованием непараметрического критерия Манна-Уитни.
Результаты и их обсуждение
В результате экспериментов было установлено, что инкубация адипоцитов с аллоксаном (5 мМ) приводит к существенной активации спонтанного липолиза (рис. 2). Для доказательства участия активных метаболитов кислорода в модулировании липолиза аллоксаном адипоциты предварительно инкубировали с проникающим в клетки миметиком супероксид-дисмутазы MnTMPyP (100 мкМ). В результате экспериментов было установлено, что инкубация адипоцитов с 100 мкМ MnTMPyP не влияла существенно на спонтанный липолиз (концентрация глицерола в среде инкубации составляла 0,35 (0,29...0,36) мкмоль/106 клеток, а в контроле 0,32 (0,26...0,32) мкмоль/106 клеток) (рис. 2). В тоже время добавление к адипоцитам ловушки О2 в 1,4 раза снижало повышенный под влиянием аллоксана выход глицерола в инкубационную среду, что свидетельствует о важной роли АФК в стимулирующем эффекте диабе-тогена на спонтанный липолиз в адипоцитах (рис. 2). Можно предполагать, что генерация О2 и высвобождение ионов железа из ферритина под действием аллоксана [20] приводит к образованию ОН в реакции Фентона, активации ПОЛ и окислительной модификации фосфолипидов, покрывающих жировую каплю в адипоцитах. Это способствует большей доступности ТАГ действию липазы.
Аллоксан оказывал противоположный эффект на стимулированный изопротеренолом (1 мкМ) липолиз. Инкубация адипоцитов с аллоксаном (5 мМ) приводила к ингибированию на 39 % стимулированного изопротеренолом (1 мкМ) липолиза, и выход глицерола в среду инкубации составил 0,73 (0,72.0,89) мкмоль/106 клеток (рис. 2). Полученный эффект ингибирования стимулированного yS-агонистом липолиза в изолированных адипоцитах при добавлении аллоксана in vitro согласуется с полученными нами данными о снижении интенсивности стимулированного липолиза в адипоцитах крыс с экспериментальным аллоксановым диабетом [30].
Для изучения роли О2 в ингибировании аллоксаном липолиза стимулированного Р-агонистом, адипоциты инкубировали с 100 мкМ Mn-TMPyP, 5 мМ аллоксана и 1 мкМ изопро-теренола. Mn-TMPyP увеличивал в 1,5 раза концентрацию глицерола в среде инкубации адипо-
цитов до 1,08 (1,04.1,15) мкмоль/106 клеток. Генерация О2 при действии аллоксана играет важную роль и в ингибировании диабетогеном стимулированного изопротеренолом липолиза. Ловушка О2 - Mn-TMPyP (100 мкМ) - достоверно повышает сниженный под действием аллоксана стимулированный Р-агонистом липолиз. Эти данные свидетельствуют о том, что в механизмах ингибирующего эффекта аллоксана на стимулированный липолиз важную роль играет О2 . В тоже время, уровень глицерола в среде инкубации оставался ниже, чем в экспериментах с адипоцитами, инкубированными без аллоксана (рис. 2). Это может быть обусловлено тем, что в реакции восстановления аллоксана в адипоцитах наряду с продукцией АФК образуются радикалы диабетогена - НА^ [20, 21] (рис. 1), которые не инактивируются ловушкой О2 Мп-TMPyP и могут повреждать липиды и белки, участвующие в трансдукции гормонального сигнала.
Изопротеренол (1 мкМ)
БЪ-еАМР
(0,5 мМ)
Мп-ТМРуР (100 мкМ)
Аллоксан (5 мМ)
+
+ +
+
+
+
+
++
+
+
+
+
+
Рис. 2. Влияние стимулятора /#2-адренорецепторов изопротеренола, аналога цАМФ - N(6^2'-дибутирил-цАМФ (Db-cAMP), ловушки супероксидного анион-радикала - марганец-тетра (К метил-4-пиридил) порфирина (Мп-ТМРуР) и аллоксана на липолиз в адипоцитах интактных крыс (концентрация глицерола в среде инкубации жировых клеток). Примечание: значения представлены в виде медианы и межквартильного размаха. «*» - р<0,05 уровень статистической значимости различий по сравнению с адипоцитами соответствующей группы
+
+
Таким образом, полученные результаты свидетельствуют о том, что в механизмах ингибирования стимулированного изопротеренолом липолиза важную роль играет генерация О2 в реакции превращения аллоксана в диалуровую кислоту.
Для уточнения механизмов ингибирующего эффекта аллоксана на стимулированный в-агонистом липолиз, нами было исследовано влияние Мп-ТМРуР на липолиз, стимулированный негидролизуемым внутриклеточными эстеразами, проникающим в клетку аналогом цАМФ -БЬ-сЛМР.
Инкубация адипоцитов с 0,5 мМ БЬ-сЛМР приводила к стимуляции липолиза. Концентрация глицерола в среде инкубации при этом составляла 1,29 (1,11. 1,34) мкмоль/106 клеток, что в 4,0 раза было выше содержания глицерола в среде инкубации без стимуляции липолиза, составившего 0,32 (0,26.0,32) мкмоль/106 клеток (рис. 2). Добавление 5 мМ аллоксана к
адипоцитам снижало стимулированный 0,5 мМ Db-cAMP липолиз. Концентрация глицерола в среде инкубации уменьшалась в 2,1 раза и составляла 0,63 (0,55.0,64) мкмоль/106 клеток (рис. 2). Ловушка супероксидного анион-радикала Mn-TMPyP (100 мкМ) в присутствии 0,5 мМ Db-cAMP и 5 мМ аллоксана повышала содержание глицерола в инкубационной среде адипоци-тов до 1,08 (1,01.1,10) мкмоль/106 клеток, при этом его уровень существенно не отличался от концентрации глицерола в среде инкубации адипоцитов с Db-cAMP без аллоксана (рис. 2).
Таким образом, ловушка О2 Mn-TMPyP предотвращает вызванную аллоксаном активацию спонтанного липолиза и частично снимает ингибирующее действие диабетогена на стимулированный изопротеренолом и полностью на Db-cAMP индуцированный липолиз. Эти данные свидетельствуют о том, что в механизмах ингибирующего эффекта аллоксана на стимулированный липолиз важную роль играет генерируемый в ходе превращения аллоксана в диалу-ровую кислоту О2 . Тот факт, что ингибирующее действие аллоксана на стимулированный липолиз предотвращается ловушкой О2 Mn-TMPyP как при стимуляции изопротеренолом, так и при Db-cAMP позволяет предполагать, что мишенью для О2 является, главным образом, не аденилатциклаза, а другие компоненты аденилатциклазного пути трансдукции гормонального сигнала. Так показано, что протеинкиназа А чувствительна к микромолярным концентрациям пероксида водорода, в том числе, образующегося в адипоцитах под действием супероксиддис-мутазы из О2 , генерируемого при активации НАДФН-оксидазы инсулином [31]. Пероксид водорода окисляет SH-группы цистеина в составе каталитических и регуляторных субъединиц фермента, что препятствует взаимодействию протеинкиназы А с цАМФ и ее дальнейшей активации. Можно предполагать, что ингибирование стимулированного липолиза в адипоцитах при стимуляции окислительного стресса аллоксаном обусловлено изменением тиолдисульфидного обмена в жировых клетках, поэтому в следующей серии экспериментов нами было исследовано влияние блокатора SH-групп N-этилмалеимида на липолиз и систему глутатиона в жировых клетках.
Для оценки участия глутатиона в защите белков адипоцитов от окислительной модификации и его роли в поддержании функциональной активности клеток, адипоциты инкубировали с блокатором SH-групп NEM. NEM способен проникать в клетки и связывать преимущественно SH-группы глутатиона, поскольку GSH выступает главным неферментативным антиоксидантом клетки, поставляющим восстановленные тиоловые группировки в реакциях антиоксидант-ной защиты [32]. NEM при взаимодействии с глутатионом образует стабильные комплексы глутатион-NEM без перехода GSH в окисленное дисульфидное состояние [32]. SH-группы, связанные с NEM, теряют способность взаимодействовать с АФК и препятствовать развитию окислительного стресса.
В результате экспериментов было установлено, что блокирование функциональных SH-групп глутатиона в адипоцитах приводило к увеличению концентрации GSSG к снижению содержания общего глутатиона и GSH, а также уменьшению величины отношения восстановленной формы трипептида к окисленной. Так инкубация адипоцитов с 0,2 мМ и 0,8 мМ NEM приводила к снижению содержания общего глутатиона в адипоцитах 1,2 раза в обоих случаях по сравнению с контрольными величинами, составившими 25,99 (23,17.26,85) нмоль/мг белка (рис. 3). Концентрация GSH в адипоцитах, инкубированных с 0,2 мМ NEM, снижалась до 19,09 (18,78.19,26) нмоль/мг белка, достигая минимальных значений в жировых клетках, инкубированных с 0,8 мМ NEM, составивших 17,21 (13,73. 17,68) нмоль/мг белка (рис. 3).
Интактные адипоциты КЕМ (0,2 мМ) КЕМ (0,8 мМ)
(контроль)
Рис. 3. Параметры системы глутатиона адипоцитов при добавлении блокатора 8Н-групп К-этилмалеимида (КЕМ) в концентрациях 0,2 мМ и 0,8 мМ. Примечание: значения представлены в виде медианы и межквартильного размаха. «*» - р<0,05 уровень значимости различий по сравнению с интактными адипоцитами
С возрастанием в среде инкубации клеток концентрации КЕМ от 0,2 мМ до 0,8 мМ в адипоцитах повышалось содержание 0880 без существенного увеличения белковосвязанного глутатиона. Так концентрация 0880 составила 3,82 (4,20.6,50) нмоль/мг белка и 4,36 (2,00.4,20) нмоль/мг белка в адипоцитах, инкубированных с 0,2 мМ и 0,8 мМ КЕМ, соответственно, что в 1,4 и 1,5 раза было выше контрольных значений - 2,86 (2,70.2,93) нмоль/мг белка (рис. 3).
Известно, что GSH расходуется в ходе ряда окислительно-восстановительных реакций как поставщик SH-групп, защищающих макромолекулы клетки от ОН и других АФК. 8Н-группа глутатиона окисляется гораздо легче, чем 8Н-группы в белковых молекулах, и за счет этого реализуется защита макромолекул от необратимой окислительной модификации [18].
Можно предполагать, что при окислительном стрессе в адипоцитах, вызванном блока-тором SH-групп КЕМ, часть 08Н может расходоваться для защиты SH-групп белковых молекул путем обратимого связывания с ними. Однако это способствует уменьшению восстановительного потенциала системы глутатиона. Подтверждением этого предположения является обнаруженное нами в адипоцитах достоверное снижение величины отношения 08Н/0880 с увеличением концентрации КЕМ в среде инкубации клеток (рис. 3).
Таким образом, с возрастанием концентрации КЕМ в среде инкубации клеток происходит увеличение содержания 0880 и белковосвязанного глутатиона и снижение концентрации 08Н и величины отношения 08Н/0880 в адипоцитах.
Инкубация адипоцитов с 0,2 мМ КЕМ приводила к увеличению концентрации глицеро-ла в среде инкубации клеток в 1,3 раза по сравнению с контрольными значениями, составившими 0,27 (0,27.0,30) мкмоль/106 клеток (рис. 4).
NEM (0,8 мМ)
Изопротеренол (1 мкМ)
+
+
+
+
+
Рис. 4. Влияние агониста /^-адренорецепторов изопротеренола и блокатора 8Н-групп К-этилмалеимида (КЕМ) на липолиз в адипоцитах. Примечание: значения представлены в виде медианы и межквартильного размаха. «*» - р<0,05 уровень значимости различий по сравнению с адипоцитами соответствующей группы
Увеличение концентрации блокатора 8Н-групп КЕМ до 0,8 мМ приводило к противоположному эффекту - концентрация глицерола в инкубационной среде снижалась в 1,3 раза по сравнению с контрольными значениями (рис. 4). Это может быть следствием токсического влияния высоких концентраций КЕМ на адипоциты.
Инкубация адипоцитов с 0,2 мМ КЕМ и 1 мкМ изопротеренола способствовала снижению содержания глицерола в среде инкубации клеток в 1,3 раза по сравнению с аналогичным показателем в адипоцитах, инкубированных с 1 мкМ изопротеренола без КЕМ, составившим
1,01 (0,96.1,05) мкмоль/106 клеток (рис. 4). Действие 0,8 мМ КЕМ на стимулированный изо-протеренолом (1 мкМ) липолиз еще в большей степени (в 6,7 раза) вызывало снижение концентрации глицерола в среде инкубации адипоцитов по сравнению с аналогичным показателем в адипоцитах, инкубированных с 1 мкМ изопротеренола без КЕМ (рис. 4).
Таким образом, блокатор 8Н-групп КЕМ в адипоцитах так же как и аллоксан способствует активации спонтанного и ингибированию стимулированного изоротеренолом липолиза. Это свидетельствует об участии супероксидного анион-радикала кислорода и глутатиона в регуляции липолиза в адипоцитах при аллоксановом диабете, сопровождающимся окислительным стрессом.
Заключение
Аллоксан (5мМ) in vitro в изолированных адипоцитах вызывает окислительный стресс, что сопровождается активацией спонтанного и ингибированием стимулированного изопроте-ренолом липолиза. Ловушка О2 - Mn-TMPyP (100 мкМ) - предотвращает увеличение спонтанного липолиза и ингибирование стимулированного Р-агонистом адренорецепторов липоли-за, что свидетельствует об участии супероксидного анион-радикала кислорода в модуляции ли-полиза в адипоцитах при окислительном стрессе, индуцированном диабетогеном в жировых клетках. Блокатор SH-групп NEM (0,2 мМ; 0,8 мМ) в адипоцитах снижает концентрацию общего и восстановленного глутатиона и повышает содержание окисленной формы трипептида без
существенного изменения уровня белковосвязанного глутатиона. Существенное уменьшение величины отношения GSH/GSSG при инкубации клеток с NEM свидетельствует о снижении потенциала системы глутатиона в адипоцитах и также сопровождается активацией спонтанного и ингибированием стимулированного изопротеренолом липолиза.
Снижение антиоксидантного потенциала и активация свободнорадикального окисления приводит к повышенной окислительной модификации липидов и белков в адипоцитах. Возникающая при активации ПОЛ дезинтеграция фосфолипидного монослоя на поверхности жировой капли в условиях окислительного стресса в адипоцитах повышает доступность триацилг-лицеролов действию липаз и активирует спонтанный липолиз [33]. Увеличение активности спонтанного липолиза в условиях окислительного стресса, вызванного аллоксаном, может являться одной из причин повышенного содержания свободных жирных кислот в плазме крови при экспериментальном диабете, что может играть важную роль в развитии инсулинорези-стентности и возникновении осложнений СД.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Brownlee M. The pathobiology of diabetic complications: a unifying mechanism // Diabetes. -2005. - V. 54.- Р. 1615-1625.
2. Newsholme P., Haber E.P., Hirabara S.M. et al. Diabetes associated cell stress and dysfunction: role of mitochondrial and non-mitochondrial ROS production and activity // J. Physiol. - 2007.
- V. 583. - № 1. - Р. 9-24.
3. Pérez-Matute P., Zulet M.A., Martinez J.A. Reactive species and diabetes: counteracting oxidative stress to improve health // Curr. Opin. Pharmacol. - 2009. - V. 9. - № 6. - Р. 771-779.
4. Giacco F., Brownlee M. Oxidative stress and diabetic complications // Circ. Res. - 2010. - V. 107. - № 9. - Р. 1058-1070.
5. Victor V.M., Rocha M., Herance R. et al. Oxidative stress and mitochondrial dysfunction in type
2 diabetes // Curr. Pharm. Des. - 2011. - V. 17. - № 36. - Р. 3947-3958.
6. Folli F., Corradi D., Fanti P. et al. The role of oxidative stress in the pathogenesis of type 2 diabetes mellitus micro- and macrovascular complications: avenues for a mechanistic-based thera-
peutic approach // Curr. Diabetes Rev. - 2011. - V. 7. - № 5. - Р. 313-324.
7. Kaneto H., Katakami N., Kawamori D. et al. Involvement of oxidative stress in the pathogenesis of diabetes // Antioxid. Redox. Signal. - 2007. - V. 9. - № 3. - Р. 355-366.
8. Rains J.L., Jain S.K. Oxidative stress, insulin signaling, and diabetes // Free Radic. Biol. Med. -2011. - V. 50. - № 5. - Р. 567-575.
9. Колесник Ю.М., Орловский М.А. Панкреатические островки: некоторые аспекты морфологии, физиологии и процессов деструкции при сахарном диабете типа // Проблемы эндокринологии. - 2004. - Т. 50. - № 2. - С. 3-10.
10. Chen J., Gusdon A.M., Thayer T.C. et al. Role of increased ROS dissipation in prevention of T1D // Ann. N. Y. Acad. Sci. - 2008. - V. 1150. - Р. 157-166.
11. Bloch-Damti A., Bashan N. Proposed mechanisms for the induction of insulin resistance by oxidative stress // Antioxid. Redox. Signal. - 2005. - V. 7. - № 11-12. - Р. 1553-1567.
12. Davi G., Falco A., Patrono C. Lipid peroxidation in diabetes mellitus // Antioxid. Redox. Signal.
- 2005. - V. 7. - № 1-2. - Р. 256-268.
13. Houstis N., Rosen E.D., Lander E.S. Reactive oxygen species have a causal role in multiple
forms of insulin resistance // Nature - 2006. - V. 440. - № 7086. - Р. 944-948.
14. Eriksson J.W. Metabolic stress in insulin's target cells leads to ROS accumulation - a hypothetical common pathway causing insulin resistance // FEBS Lett. - 2007. - V. 581. - № 19. -
Р. 3734-3742.
15. Lenzen S. Oxidative stress: the vulnerable beta-cell // Biochem. Soc. Trans. - 2008. - V. 36. -№ 3. - Р. 343-347.
16. Дубинина Е.Е. Продукты метаболизма кислорода в функциональной активности клеток (жизнь и смерть, созидание и разрушение). Физиологические и клинико-биохимические аспекты. - Спб.: Медицинская пресса, 2006. - 400 с.
17. Зоров Д.Б., Банникова С.Ю., Белоусов В.В. и др. Друзья или враги. Активные формы кислорода и азота // Биохимия - 2005. - Т. 70. - № 2. - С. 265-272.
18. Кулинский В.И., Колесниченко Л.С. Система глутатиона. I. Синтез, транспорт, глутати-онтрансферазы, глутатионпероксидазы // Биомедицинская химия. - 2009. - Т. 55. - № 3. -
С. 255-277.
19. Ayala V., Naudí A., Sanz A. et al. Dietary protein restriction decreases oxidative protein damage, peroxidizability index, and mitochondrial complex I content in rat liver // J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. - 2007. - V. 62. - № 4. - Р. 352-360.
20. Szkudelski T. The mechanism of alloxan end streptozotocin action in B cells of the rat pancreas // Physiol Res - 2001. - V. 50. - P. 536-546.
21. Elsner M., Gurgul-Convey E., Lenzen S. Relative importance of cellular uptake and reactive oxygen species for the toxicity of alloxan and dialuric acid to insulin-producing cells // Free. Radic. Biol. Med. - 2006. - V. 41. - № 5. - Р. 825-834.
22. Lenzen S. The mechanisms of alloxan- and streptozotocin-induced diabetes // Diabetologia. -2008. - V. 51. - № 2. - Р. 216-226.
23. Rodbell M. Metabolism of isolated fat cells // Biol. Chem. - 1964. - V. 239. - P. 375-380.
24. Lei T., Xie W., Han J. et al. Medium-chain fatty acids attenuate agonist-stimulated lipolysis, mimicking the effects of starvation // Obes Res. - 2004. - V. 12. - № 4. - Р. 599-611.
25. Kraemer F.B., Shen W.J. Hormone-sensitive lipase: control of intracellular tri-(di-) acylglycerol and cholesteryl ester hydrolysis // Lipid. Res. - 2002. - V. 43. - P. 1585-1594.
26. Wieland O.N. Glycerol In Methods of Enzymatic Analysis. - Verlag Chemei. Germany, 1984.
27. Buckley B.J., Whorton A.R. Adaptive responses to peroxynitrite: increased glutathione levels and cystine uptake in vascular cells // Cell Physiol. - 2000. - № 279. - Р. 1168-1176.
28. Giudicelli Y., Provins D., Nordmann R. Effects of sulfhydryl inhibition on the regulation of basal lipolysis and glucose up take in human adipose tissue // Biochem. Pharm. - 1975. - V. 24. -Р. 1029-1033.
29. Anderson M.E. Determination of glutathione and glutathione sulfide in biological samples // Methods Enzymol. - 1985. - V. 113. - P. 548-555.
30. Иванов В.В., Шахристова Е.В., Степовая Е.А., Жаворонок Т.В., Новицкий В.В. Перекис-ное окисление липидов и система глутатиона в жировой ткани крыс с аллоксановым диабетом // Бюллетень СО РАМН. - 2010. - Т. 30. - № 6. - С. 101-104.
31. De Piña M. Z., Vázquez-Meza H., Pardo J.P. et al. Signaling the signal, cyclic AMP-dependent protein kinase inhibition by insulin-formed H2O2 and reactivation by thioredoxin // Biol. Chem.
- 2008. - V. 283. - № 18. - P. 12373-12386.
32. Harwood D.T., Kettle A.J., Winterbourn C.C. Production of glutathione sulfonamide and dehydroglutathione from GSH by myeloperoxidase-derived oxidants and detection using a novel LCMS/MS method // Biochem. J. - 2006. - V. 399. - № 1. - Р. 161-168.
33. Иванов В.В., Шахристова Е.В., Степовая Е.А., Жаворонок Т.В., Новицкий В.В. Влияние аллоксана на спонтанный липолиз и систему глутатиона в изолированных адипоцитах крыс // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. - 2011. - Т. 151. - № 3. - С. 288-291.
Поступила 19.07.2012 г.
