CC BY
38
doi: 10.24411/0235-2451-2020-10312
УДК 636.5.033
Влияние пренатального кормления эмбрионов на развитие органов желудочно-кишечного тракта и скорость роста цыплят
А. М. ДОЛГОРУКОВА, М. С. МИХАЛЕВА
Федеральный научный центр Всероссийский научно-исследовательский технологический институт птицеводства РАН, ул. Птицеградская, 10, Сергиев Посад, Московская обл., 141300, Российская Федерация
Резюме. Исследования проводили с целью изучения эффективности введения экзогенных углеводов in ovo как способа повышения продуктивности птицы. Работа выполнена в 2018 г. на эмбрионах кур мясо-яичного направления породы мини-мясные. Сформировали 4 группы по 50...52 яйца с живыми эмбрионами: I - интактные; II группе инъецировали 0,5 мл 0,9 %-ного раствора NaCl; III - 0,5 мл 10 %-ного раствора глюкозы; IV - 0,5 мл 10 %-ного раствора декстрина. Растворы вводили в амнион эмбриона на 18 сут. инкубации. Через 1 ч после инъекции в крови эмбрионов III и IV групп содержание глюкозы значимо повышалось, по сравнению с величиной этого показателя в I и II группах, - 8,89 и 8,13 против 6,64 и 6,75 ммоль/л соответственно. Выводимость яиц на 18.21 сут. инкубации составляла 88,0.90,4 % и между группами не различалась. Из вылупившихся цыплят сформировали группы по 30 голов. Содержание птицы - напольное, кормление вволю рационом ПК-5. Особи IV группы после вылупления имели достоверно более высокую относительную массу железистого (0,73 % массы тела) и мускульного (4,73 %) желудков, по сравнению с цыплятами I группы (0,64 и 3,94 % соответственно). Наибольшая живая масса в 21 дневном возрасте отмечена у птиц IV группы (301,9 г). Она значимо превосходила величину этого показателя в I группе (283,0 г). Кормление эмбрионов в пренатальном периоде декстрином положительно повлияло на раннее развитие органов желудочно-кишечного тракта и скорость роста цыплят.
Ключевые слова: цыплята породы мини-мясные, эмбриональное развитие, пренатальный период, глюкоза, декстрин, инъекции in ovo.
Сведения об авторах: А. М. Долгорукова, кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник (e-mail: anna.dolg@mail. ru); М. С. Михалева, младший научный сотрудник.
Для цитирования: Долгорукова А. М., Михалева М. С. Влияние пренатального кормления эмбрионов на развитие органов желудочно-кишечного тракта и скорость роста цыплят // Достижения науки и техники АПК. 2020. Т. 34. № 3. С. 62-65. doi: 10.24411/0235-2451-2020-10312.
The effect of prenatal feeding of embryos on the development of the gastrointestinal tract and the growth rate of chickens
A. M. Dolgorukova, M. S. Mikhaleva
Federal Scientific Center All-Russian Research Technological Institute of Poultry Breeding, Russian Academy of Sciences, ul. Ptitsegradskaya, 10, Sergiev Posad, Moskovskaya obl., 141311, Russian Federation
Abstract. The purpose of the research was to study the effectiveness of the introduction of exogenous carbohydrates in ovo as a way to increase bird productivity. The work was performed in 2018 on the embryos of meat and egg-producing chicken of mini-meat bred. The eggs with live embryos were divided into four groups of 50-52 eggs. Group I included intact eggs; group II was injected with 0.5 mL of 0.9% NaCl solution; group III was injected with 0.5 mL of 10% glucose solution; group IV was injected with 0.5 mL of 10% dextrin solution. The solutions were injected into the amnion of the embryo on the 18th day of incubation. In one hour after injection, the glucose content significantly increased in the blood of embryos from groups III and IV compared to the value of this indicator in groups I and II - by 8.89 mmol/L and 8.13 mmol/L versus 6.64 mmol/L and 6.75 mmol/L, respectively. On the 18th-21st days of incubation, the hatchability of eggs was 88.0-90.4%. We did not detect any significant differences between the groups. The hatched chickens were divided into groups of 30 heads. The birds were kept under floor conditions and fed with PK-5 ration ad-lib. After hatching, the relative mass of glandular (0.73% of body weight) and muscular (4.73% of body weight) stomachs of birds from group IV were significantly higher, compared with chickens from group I (0.64% and 3.94%, respectively). On the 21st day, the highest live weight was observed in birds from group IV (301.9 g). It significantly exceeded the value of this indicator in group I (283.0 g). Feeding of the embryos in the prenatal period with dextrin positively affected the early development of the gastrointestinal tract and the growth rate of chickens. Keywords: mini-meat chickens; embryonic development; prenatal period; glucose; dextrin; in ovo injections.
Author details: A. M. Dolgorukova, Cand. Sc. (Biol.), leading research fellow (e-mail: anna.dolg@mail.ru); M. S. Mikhalyova, junior research fellow.
For citation: Dolgorukova AM, Mikhaleva MS. [The effect of prenatal feeding of embryos on the development of the gastrointestinal tract and the growth rate of chickens]. Dostizheniya nauki i tekhniki APK. 2020;34(3):62-5. Russian. doi: 10.24411/0235-2451-2020-10312.
Продуктивность сельскохозяйственных птиц зависит от периода эмбрионального развития, в котором формируются системы органов. Воздействие некоторых веществ в этот период вызывает стойкие метаболические изменения, сохраняющиеся на более поздних этапах индивидуального развития - возникает «метаболический импринтинг» [1, 2].
На рост эмбриона влияет поступление нутриентов и кислорода. При их дефиците снижается скорость клеточного деления, особенно в тканях, которые находятся в критической стадии. В исследованиях на млекопитающих показано, что даже короткие периоды недостаточного поступления нутриентов могут уменьшать число клеток части органов, изменять распределение
типов клеток, гормональную обратную связь, метаболическую активность и структуру органов [3].
Для птиц особенно важен перинатальный период развития - несколько дней до и после выхода из яйца [4]. После вывода у цыплят изменяется соотношение используемых питательных веществ: у эмбриона это были в основном жиры и белки желтка, а вылупившаяся особь получает экзогенный корм, содержащий главным образом углеводы. При этом цыплята появляются с функционально незрелым пищеварительным трактом и еще не способны эффективно усваивать углеводы и аминокислоты экзогенного корма [5]. Поэтому развитие кишечника в раннем постнатальном периоде жизни определяет дальнейшее здоровье и продуктивность птиц [6].
Таблица 1. Выводимость яиц
Показатель Группа
I 1 II III 1 IV
Масса яиц до инкубации, г 61,51 ± 0,40 61,11 ± 0,43 61,72 ± 0,52 61,67 ± 0,44
Заложено яиц с живыми эм-
брионами, шт. 52 50 50 51
Вывелось цыплят, гол. 47 44 45 46
Относительная масса цыплят,
% к массе яйца до инкубации 70,4 69,46 69,39 69,24
Выводимость на 18...21 сут.
инкубации, % 90,4 88,0 90,0 90,2
Время от вылупления до посадки цыплят в птичник в промышленных условиях может достигать нескольких суток. В этот период из-за недостатка питательных веществ в теле и остаточном желтке погибают до 5 % особей, а оставшиеся испытывают стресс, из-за которого у них замедляется рост, ухудшается конверсия корма и сопротивляемость заболеваниям [7, 8]. Несоответствие между запасами питательных веществ в теле и остаточном желтке цыплят после вывода можно нивелировать ранним кормлением в инкубатории или введением питательных веществ в амнион в перинатальный период эмбриогенеза [9].
Цель исследований - изучение эффективности введения экзогенных углеводов in ovo как способа повышении продуктивности птицы.
Условия, материалы и методы. Работу проводили в 2018 г. на эмбрионах кур породы мини-мясные, линии В77. Яйца инкубировали в соответствии с действующими методическими рекомендациями (Сергиев Посад, 2008) при стабильной температуре и влажности в инкубаторе и выводном шкафу «Стимул-1000». На 18 сут. их извлекли, и из яиц с живыми эмбрионами сформировали 4 группы по 50...52 яйца: (табл. 1): I контрольная - интактная; во II контрольной через воздушную камеру вводили 0,5 мл NaCl 0,9 % (физиологический раствор); в III опытной - 0,5 мл раствора глюкозы 10 %-ного; IV опытной - 0,5 мл раствора декстрина 10 %-ного.
Растворы углеводов вводили в концентрации, обеспечивающей поступление эмбриону 0,05 г действующего вещества. Концентрацию подбирали в предварительных опытах. Раствор декстрина (растворимого х.ч. крахмала) готовили по ГОСТ 10163-76.
Место для инъекции выбирали визуально при овос-копировании. Критерием служило отсутствие в предполагаемой точке прокола кровеносных сосудов и достаточное количество экстраэмбриональной жидкости. Скорлупу дезинфицировали 92 % этиловым спиртом, в выбранном для инъекции месте делали отверстие с помощью фрезы, затем шприцом с диаметром иглы 0,3 мм прокалывали подскорлупную оболочку и вводили раствор в амниотическую жидкость. Для всех яиц использовали одну фрезу. Иглу обрабатывали 92 % этиловым спиртом после каждого яйца, использовали один шприц и иглу на группу яиц. Инфицированные яйца выбраковывали вручную. Методика разработана авторами статьи (патенты RUS 2616424 от 14.04.2017,RUS 2700095 от 12.09.2019). После инъецирования яйца помещали в выводные шкафы для дальнейшей инкубации.
После вылупления вскрывали по 5 цыплят из каждой группы для оценки развития органов и биохими-
ческих показателей крови. Для определения скорости роста и развития внутренних органов по 30 голов выведенного молодняка из каждой группы без разделения по полу помещали на выращивание в виварий ФНЦ «ВНИТИП» РАН до 21 дневного возраста, после чего забивали. Содержание птицы - напольное, кормление вволю рационом ПК-5. Оставшихся цыплят в опытах не использовали. В возрасте 4 и 21 дней по 5 голов из каждой группы вскрывали для анатомической разделки.
В сыворотке крови определяли следующие биохимические показатели: глюкоза - глюкозооксидазным методом; лактат - энзиматическим колориметрическим методом; а-амилаза - амилокластическим методом по Каравею. Анализы проводили с использованием реагентов фирмы Витал. Пробы крови отбирали у 5 особей из каждой группы через 1 ч после инъекции (эмбрионы 18 сут.) и через 1 сут. (эмбрионы 19 сут.), у цыплят непосредственно после вылупления и через 4 дня после вылупления.
Данные в таблицах представлены в виде M ± m, где М - среднее арифметическое, m - ошибка среднего арифметического. Различия между группами определяли с помощью критерия Стьюдента и считали достоверными при уровне значимости p < 0,05.
Результаты и обсуждение. Выводимость яиц в опытных и контрольных группах не имела статистически значимых различий (табл. 1). По сведениям других авторов инъекции глюкозы, аминокислот и витаминов повышали выводимость яиц [9, 10, 11]. В нашем исследовании она незначимо возрастала при инъекции L-карнитина [12, 13].
Работы проводили в лабораторных условиях при соблюдении правил антисептики, риск заражения других эмбрионов при использовании одной фрезы и иглы отсутствовал. Машины для автоматической инъекции, применяемые в промышленном птицеводстве, не всегда могут определить, инфицировано ли яйцо. Поэтому необходимо усовершенствовать устройство, исключающее введение растворов в инфицированные яйца и распространение тем самым инфекции [14].
Живая масса цыплят из III и IV опытных групп в 21 дневном возрасте превосходила величину этого показателя в I группе на 3,9...6,7 % (табл. 2). Наибольшей она была у птиц, получавших в пренатальный период 10 %-ный раствор декстрина, и значимо превосходила величину этого показателя у группы I (p < 0,05).
Таблица 2. Д инамика массы цыплят, г
Возраст Группа
цыплят, сут. I 1 II 1 III IV
1 7 21 43,33 ± 0,41 74,25 ± 1,93 282,99 ± 5,51 42,45 ± 0,44 42,83 ± 0,46 76,20 ± 1,75 76,52 ± 1,50 287,91 ± 4,73 294,02 ± 4,48 42,70 ± 0,44 78,01 ± 1,61 301,9 ± 5,65*
* - различия достоверны, по сравнению с группой I, при p < 0,05.
Относительная масса железистого и мускульного желудков в IV группе через 1 ч после вылупления была достоверно выше (р < 0,05), чем в группе I, на 0,09 и 0,79 % соответственно (табл. 3). Сходную тенденцию наблюдали в отношении кишечника и печени. Это свидетельствует о положительном влиянии кормле-
Таблица 3. Относительная масса органов цыплят через 1 ч после вылу пления, % к массе тела
Орган
I
II
Группа
III
IV
Тело без остаточного желтка, г
Остаточный желток
Сердце
Печень
Железистый желудок Мускульный желудок Кишечник Фабрициева сумка
37,42 ± 0,79 17,53 ± 2,84 0,68 ± 0,03 2,31 ± 0,26 0,64 ± 0,03 3,94 ± 0,15 3,77 ± 0,34 0,11 ± 0,01
38,53 ± 0,95 16,15 ± 0,70 0,69 ± 0,04 2,56 ± 0,11 0,66 ± 0,04 4,16 ± 0,15 3,90 ± 0,19 0,09 ± 0,01
38,46 ± 1,05 16,05 ± 0,97 0,68 ± 0,03 2,54 ± 0,15 0,68 ± 0,05 4,34 ± 0,18 4,27 ± 0,04 0,09 ± 0,02
38,26 ± 1,03 15,93 ± 1,96 0,66 ± 0,05 2,62 ± 0,14 0,73 ± 0,02* 4,73 ± 0,25* 4,40 ± 0,15 0,10 ± 0,01
* - различия достоверны, по сравнению с группой I, при p < 0,05.
ния декстрином в пренатальном периоде на раннее развитие органов желудочно-кишечного тракта, что подтверждает большая скорость роста цыплят IV группы.
Аналогичные результаты получены зарубежными исследователями. В частности, показано, что раннее кормление цыплят и кормление in ovo способствуют развитию кишечного эпителия, эффективному становлению ферментных систем пищеварения [15, 16] и корректному заселению кишечника микрофлорой [17].
Таблица 4. Относительная масса органов цыплят 21 дневного возраста, % к массе тела
усваивать экзогенную глюкозу и декстрин, введенные в амнион на 18 сутки инкубации. Через 1 сут. после инъекции уровень глюкозы в крови эмбрионов группы III оставался повышенным, по сравнению с контролями (p < 0,05). Ко времени вывода и у цыплят 4 дневного возраста уровень глюкозы в контрольных и опытных группах достоверно не различался (табл. 5). Уровень лактата через 1 ч после инъекции глюкозы в крови эмбрионов III группы был значимо выше (p < 0,05), чем в группе I. Известно, что содержание лакта-та в крови повышается при анаэробном расщеплении глюкозы - гликолизе [18]. Процессы гликолиза в пре-натальный период эмбриогенеза птиц усиливаются при острой гипоксии [19]. Запасы углеводов в яйце и эмбрионе крайне ограничены, это лимитирует их рост перед вылуплением [20]. Можно предположить, что инъекция глюкозы в этот период эмбриогенеза стимулирует гликолиз, так как глюкоза быстро поступает в кровь и становится доступной для энергетических нужд.
В крови эмбрионов, получавших в этот период декстрин (растворимый крахмал), концентрация лактата через 1 ч после инъекции оставалась на одном уровне с контролем, что может свидетельствовать о медленном расщеплении крахмала до глюкозы и постепенном его поступлении в клетки. Через 1 сут. после инъекции концентрация лактата нормализовалась и не имела достоверных отличий между группами, хотя в III группе ее уровень оставался повышенным.
Уровень а-амилазы в крови не имел статистически значимых различий между группами одного возраста.
Отсутствие различий по массе цыплят опытных групп III и IV с группой II, получавшей раствор NaCl 0,9 %,
можно объяснить стимулирующим действием инъекции и изменением водного баланса развивающихся эмбрионов, что повлияло на скорость постнатального роста. Различия между двумя контрольными группами также не были статистически значимыми.
Выводы. Инъекции in ovo 0,5 мл 10 %-ного раствора глюкозы и 0,5 мл 10 %-ного декстрина не снижают жизнеспособность эмбрионов, которые усваивают введенные углеводы. У цыплят, которым in ovo 1 - 1 ч после инъекции;2 - 1 сут. после инъекции; a,b,° - различия достоверны между груп- вводили 0,5 мл 10 %-ного пами при отсутствии одинаковых букв в верхнем индексе. раствора декстрина после
Орган Группа
I III IV
Масса непотрошеной
тушки, г 274,70 ± 1,69 269,66 ± 2,34 271,61 ± 3,09 273,02 ± 0,63
Сердце 0,60 ± 0,02 0,60 ± 0,02 0,59 ± 0,03 0,65 ± 0,02
Печень 2,77 ± 0,08 3,09 ± 0,17 2,93 ± 0,14 3,33 ± 0,18*
Железистый желудок 0,75 ± 0,04 0,74 ± 0,04 0,67 ± 0,01 0,72 ± 0,05
Мускульный желудок 2,68 ± 0,10 2,85 ± 0,14 2,87 ± 0,20 2,77 ± 0,19
Кишечник 4,88 ± 0,13 5,10 ± 0,23 4,95 ± 0,24 5,48 ± 0,21
Поджелудочная железа 0,36 ± 0,04 0,41 ± 0,03 0,40 ± 0,03 0,43 ± 0,04
* - различия достоверны, по сравнению с группой I, при р < 0,05.
Наибольшая относительная масса печени у цыплят в 21 дневном возрасте отмечена в группе IV. Она значимо (р < 0,05) отличалась от величины этого показателя в группе I на 0,59 % (табл. 4). Сходную тенденцию наблюдали в отношении кишечника и поджелудочной железы.
Уровень глюкозы в крови эмбрионов через 1 ч после инъекций глюкозы или декстрина был значимо (р < 0,05) выше, чем в контрольных группах I и II. На основании этого можно предположить, что эмбрионы способны
Таблица 5. Динамика биохимических показателей крови эмбрионов и цыплят
Возраст
I
II
Группа
III
IV
Эмбрионы, 18 сут.1 Эмбрионы, 19 сут.2 Цыплята, вывод Цыплята, 4 сут.
Эмбрионы, 18 сут.1 Эмбрионы, 19 сут.2 Цыплята, вывод Цыплята, 4 дня
Эмбрионы, 18 сут.1 Эмбрионы, 19 сут.2 Цыплята, вывод Цыплята, 4 дня
Глюкоза, ммоль/л
6,64 ± 0,23a 6,75 ± 0,46a 7,94 ± 0,38a 8,63 ± 0,26ac 12,52 ± 0,66 12,99 ± 0,39 12,43 ± 0,73 13,13 ± 0,39 Лактат, ммоль/л
I,71 ± 0,03a 1,93 ± 0,29ab 2,31 ± 0,21 2,68 ± 0,42 2,46 ± 0,23 3,00 ± 0,28 3,62 ± 0,12 3,08 ± 0,11
Амилаза, мг/(с*л)
II,17 ± 0,73 9,12 ± 0,55 14,72 ± 2,92 12,30 ± 3,90 18,96 ± 1,77 17,08 ± 3,14 24,69 ± 3,22 24,28 ± 2,39
8,89 ± 0,66b 10,29 ± 0,12b 12,63 ± 0,22 11,78 ± 0,76
2,34 ± 0,15b 2,92 ± 0,33 2,36 ± 0,22 3,28 ± 0,38
9,47 ± 1,89 16,71 ± 3,17 18,98 ± 4,76 20,28 ± 3,19
8,13 ± 0,45b 9,50 ± 0,37bc 12,91 ± 0,49 12,97 ± 1,00
2,20 ± 0,25ab
2.56 ± 0,03
2.57 ± 0,40 3,69 ± 0,52
11,45 ± 0,92 16,87 ± 2,14 17,58 ± 4,34 21,45 ± 5,72
вылупления имели достоверно (p < 0,05) более высокую, по сравнению с особями из интактной группы, относительную массу железистого (0,73 % против
0,64 %) и мускульного желудков (4,73 против 3,94 %), в 21 дневном возрасте - большую живую массу (301,9 против 283,0 г).
Литература.
1. Ricklefs R. R. Embryo growth rates in birds and mammals// Functional Ecology. 2010. No. 24. Pp. 588-596.
2. Bordoni L., Gabbianelli R. Primers on nutrigenetics and nutria(epi)genomics: Origins and development of precision nutrition // Biochimie. 2019. Vol. 160. Pp. 156-171.
3. Нагаева Е. В., Ширяева Т. Ю. «Внутриутробное программирование» гормонально-метаболических процессов и синдром задержки внутриутробного развития // Проблемы эндокринологии. 2010. № 6. С. 32-40.
4. Physiological status of broiler chicks at pulling time and the relationship to duration of holding period / Q. Tong, T. Demmers, C. E. B. Romanini, et al. //Animal. 2015. Vol. 9. No. 7. 1181-1187.
5. Gastrointestinal emptying in the final days of incubation of the chick embryo / S. Esteban, M. Moreno, J. M. Rayo, et al.// British Poultry Science. 1991. Vol. 32. Pp. 279-284.
6. Фисинин В., Сурай П. Первые дни жизни цыплят: от защиты от стрессов к эффективной адаптации // Птицеводство. 2012. № 2. С. 11-15.
7. Кавтарашвили А. Ш., Новоторов Е. Н., Колокольникова Т. Н. Пути повышения одно-родности стада птицы // Птица и птицепродукты. 2012. № 4. С. 24-27.
8. Забудский Ю. И. Стресс-устойчивость рано и поздно вылупившихся цыплят разного пола в зависимости от продолжительности пребывания в инкубаторе // Сельскохозяйственная биология. 2002. № 6. C. 80-84.
9. Uni Z., Ferket R. P. Methods for early nutrition and their potential// World's Poultry Science Journal. 2004. Vol. 60. No. 1. Pp. 101-111.
10. Peebles E. D. In ovo applications in poultry: A review// Poultry Science. 2018. Vol. 97. No. 7. Pp. 2322-2338.
11. Effects of in ovo administration of amino acids on hatchability and performance of meat chickens/T. M. Shafey, A. H. Mahmoud, A. A. Alsobayel, et al. // S. Afr. J. Anim. Sci. 2014. Vol. 44. Pp. 123-130.
12. Долгорукова А. М., Гулюшин С. Ю., Михалева М. С. Пренатальное кормле-ние экзогенными углеводами и постнаталь-ная скорость роста цыплят мясного направления продуктивности // Ветеринария, зоотехния и биотехноло-гия. 2019. № 2. C. 34-38.
13. Долгорукова А. М. Влияние экзогенного карнитина на жизнеспособность эмбрионов и рост цыплят// Птицеводство. 2017. № 1. С. 22-25.
14. In ovo delivery of various biological supplements, vaccines and drugs in poultry: current know-ledge / M. Saeed, D. Babazadeh, M. Naveed, et al. // J. Sci. Food Agric. 2019. Vol. 99. Pp. 3727-3739.
15. Effect of in ovo injection of raffinose on growth performance and gut health parameters of broiler chicken / J. D. Berrocoso, R. Kida, A. K. Singh, et al. // Poult Sci. 2017. Vol. 96. No. 6. Pp. 1573-1580.
16. Gao T., Zhao M. M., Li Y. J. Effects of in ovo feeding of L-arginine on the development of digestive organs, intestinal function and post-hatch performance of broiler embryos and hatchlings // J Anim. Physiol. a Anim. Nutr. (Berl.). 2018. Vol. 102. No. 1. Pp. 166-175.
17. Madej J. P., Bednarczyk M. Effect of in ovo-delivered prebiotics and synbiotics on the morphology and specific immune cell composition in the gut-associated lymphoid tissue // Poult Sci. 2016. Vol. 95. Pp. 19-29.
18. Кольман Я., Рём К.-Г. Наглядная биохимия. М.: Мир, 2000. 469 с.
19. Moran E. T. Jr. Nutrition of the developing embryo and hatchling //Poult Sci. 2007. No. 86. Pp. 1043-1049.
20. Uni Z., Yadgary L., Yair R. Nutritional limitations during poultry embryonic development // The Journal of Applied Poultry Research. 2012. Vol. 21. No. 1. Pp. 175-184.
References
1. Ricklefs RR. Embryo growth rates in birds and mammals. Functional Ecology. 2010;(24):588-96.
2. Bordoni L, Gabbianelli R. Primers on nutrigenetics and nutria(epi)genomics: Origins and development of precision nutrition. Biochimie. 2019;160:156-71.
3. Nagaeva EV, Shiryaeva TYu. ["Intrauterine programming" of hormonal-metabolic processes and intrauterine growth retardation syndrome]. Problemy endokrinologii. 2010;(6):32-40. Russian.
4. Tong Q, Demmers T, Romanini CEB, et al. Physiological status of broiler chicks at pulling time and the relationship to duration of holding period. Animal. 2015;9(7):1181-7.
5. Esteban S, Moreno M, Rayo JM, et al. Gastrointestinal emptying in the final days of incubation of the chick embryo. British Poultry Science. 1991;32:279-84.
6. Fisinin V, Surai P. [The early days of chickens: from stress protection to effective adaptation]. Ptitsevodstvo. 2012;(2):11-5. Russian.
7. Kavtarashvili ASh, Novotorov EN, Kolokol'nikova TN. [Ways to increase the uniformity of poultry flocks]. Ptitsa i ptitseprodukty. 2012;(4):24-7. Russian.
8. Zabudskii Yul. [Stress resistance of early and late hatched chickens of different sexes depending on the length of stay in the incubator]. Sel'skokhozyaistvennaya biologiya. 2002;(6):80-4. Russian.
9. Uni Z, Ferket RP. Methods for early nutrition and their potential. World's Poultry Science Journal. 2004;60(1):101-11.
10. Peebles ED. In ovo applications in poultry: A review. Poultry Science. 2018;97(7):2322-38.
11. Shafey TM, Mahmoud AH, Alsobayel AA, et al. Effects of in ovo administration of amino acids on hatchability and performance of meat chickens. S. Afr. J. Anim. Sci. 2014;44:123-30.
12. Dolgorukova AM, Gulyushin SYu, Mikhaleva MS. [Prenatal feeding by exogenous carbohydrates and postnatal growth rate of chickens in meat production]. Veterinariya, zootekhniya i biotekhnologiya. 2019;(2):34-8. Russian.
13. Dolgorukova AM. [The effect of exogenous carnitine on embryo viability and chicken growth]. Ptitsevodstvo. 2017;(1):22-5. Russian.
14. Saeed M, Babazadeh D, Naveed M, et al. In ovo delivery of various biological supplements, vaccines and drugs in poultry: current knowledge. J. Sci. Food Agric. 2019;99:3727-39.
15. Berrocoso JD, Kida R, Singh AK, et al. Effect of in ovo injection of raffinose on growth performance and gut health parameters of broiler chicken. Poult Sci. 2017;96(6):1573-80.
16. Gao T, Zhao MM, Li YJ. Effects of in ovo feeding of L-arginine on the development of digestive organs, intestinal function and post-hatch performance of broiler embryos and hatchlings. J Anim. Physiol. a Anim. Nutr. (Berl.). 2018;102(1):166-75.
17. Madej JP, Bednarczyk M. Effect of in ovo-delivered prebiotics and synbiotics on the morphology and specific immune cell composition in the gut-associated lymphoid tissue. Poult Sci. 2016;95:19-29.
18. Kol'man Ya, Rem K-G. Naglyadnaya biokhimiya [Visual biochemistry]. Moscow: Mir; 2000. 469 p. Russian.
19. Moran ET, Jr. Nutrition of the developing embryo and hatchling. Poult Sci. 2007;(86):1043-9.
20. Uni Z, Yadgary L, Yair R. Nutritional limitations during poultry embryonic development. The Journal of Applied Poultry Research. 2012;21(1):175-84.
