CC BY
57
Сер. 3. 2008. Вып. 2
ВЕСТНИК САНКТ-ПЕТЕРБУРГСКОГО УНИВЕРСИТЕТА
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ
УКД 581.1
О. В. Тарасова, С. С. Медведев
ВЛИЯНИЕ БЕНЗИЛАМИНОПУРИНА НА ЖИРНОКИСЛОТНЫЙ СОСТАВ И СООТНОШЕНИЕ ФОСФОЛИПИДОВ В КОЛЕОПТИЛЯХ И КОРНЯХ ПРОРОСТКОВ КУКУРУЗЫ
Фазовое состояние мембран, регуляция активности ферментов, передача биологических сигналов в клетке во многом зависят от наличия отдельных фосфолипидов, а также от их жирнокислотного состава [3, 12, 25]. Липидный состав мембран меняется в стрессовых ситуациях и под действием некоторых гормонов [6]. При этом Moiyr происходить изменения в содержании и жирнокислотном составе фосфолипидов [1,7]. Имеются данные, что механизм трансдукции цитокининового сигнала может быть связан с активацией фосфолипазы Д (ФлД) [9]. Основными субстратами ФлД служат фосфолипиды, такие, как фосфатидилхолин (ФХ) и фосфатидилэтаноламин (ФЭ). Продуктом гидролиза является один из ключевых метаболитов липидного обмена - фосфатидная кислота (ФК) [13, 25, 29].
В последнее 10-летие появилось много работ, в которых ФК описана не только как молекула необходимая для синтеза липидов, но и как важный липидный медиатор. Известно, что при различных стрессах происходит увеличение концентрации ФК в клетке, а также ее участие в передаче сигналов при действии патогенов, элиситоров, АБК, этилена при водном, солевом и окислительном стрессах, в процессах полярного роста [16, 18, 19, 20, 22, 26, 28].
Цель работы — изучить влияние бензиламинопурина (БАМ) на соотношение фосфолипидов и жирнокислотный состав ФК, ФХ, ФЭ в клетках корней и колеоптилей кукурузы, чтобы проанализировать возможность участия ФлД в передаче цитокининового сигнала.
Материалы и методы исследования. Объектом исследования послужили 4-суточные этиолированные проростки кукурузы (Zea mays L.), гибрид F1 Нарт 150. В работе были использованы отрезки корней и колеоптилей длиной 20 и 10 мм с удаленными апексами.
Предобработку БАП (10~5М) отрезков корней или колеоптилей осуществляли в течение 30 мин при температуре 27 °С [8]. После этого растительные ткани растирали в ступке при температуре 5 °С в среде, содержавшей 50 мМ Трис-HCI буфера (рН 7,8), 0,25 М сахарозы для корней (0,4 М сахарозы для колеоптилей), 5 мМ ЭДТА, 15 мМ аскорбиновой кислоты. Гомогенат фильтровали и центрифугировали при 8 000 g и 13 000 g 5 и 10 мин соответственно. Общую микросомальную фракцию получали при центрифугировании супернатанта при 95 000 g 1 ч [5].
Липиды экстрагировали по методу Блайя и Дайера [14]. К общей микросомальной фракции добавляли смесь хлороформ : метанол (1:2), перемешивали и оставляли на 1 ч. Суспензию фильтровали через бумажный фильтр. К фильтрату добавляли смесь хлороформ : метанол : вода (1:2:0,8), затем
•Работа выполнена при финансовой поддержке РФФИ (грант № 05-04-49619). 6 0. В. Тарасова, С. С. Медведев, 2008
о г О J
/'лороформ и воду, тщательно перемешивали и оставляли до разделения на 2 фазы. Нижнюю, хлороформную фракцию, содержащую лигшды, отбирали и упаривали на роторном испарителе. Образовавшийся осадок растворяли в хлороформе с получением липидного экстракта [4].
Для выделения фракции фосфолипидов применяли адсорбционную колоночную хроматографию, по методу М. Кейгса [41 с некоторыми модификациями, используя хроматографические колонки диаметром 2 см и длиной 60 см. В качестве адсорбента применяли силикагель (L 100/250 меш), который предварительно активировали при температуре 120 °С в течение 1 ч. Липидный экстракт количественно переносили на слой адсорбента. Затем колонку последовательно промывали хлороформом, ацетоном и метанолом. Скорость элюирования составляла 3 мл/мин. Хлороформный элюат содержал пигменты, нейтральные глицеролипиды, стерины, ацетоновый элюат — основную массу гликолипидов, метаноль-ный элюат — фосфолипиды [4].
Полученную фракцию фосфолипидов разделяли методом тонкослойной хроматографии. Для этого использовали стеклянные пластинки 9 х 12 и 6x6 со слоем микрофракционого силикагеля (диаметр частиц 5-10 мкм, размер пор 100-120 А), закрепленного кремниевой кислотой (пластины разработаны в Институте высокомолекулярных соединений РАН) [2]. Перед разделением пластинки активировали в термостате при температуре 70 °С в течение 30 мин. Разделение фосфолипидов проводили по методу В. Е. Васьковского [27] в двух системах растворителей. Первая система — хлороформ : метанол : толуол : 7N аммиак = 21,7 : 10 : 3,3 : 2. Вторая система — хлороформ : метанол : толуол : ацетон : уксусная кислота : вода =14:6:2: 1 : 0,8 : 0,2. После разделения пятна обнаруживали в парах йода или опрыскивали 10%-ным раствором H2S04 в этаноле с последующим нагреванием.
Количественное содержание фосфолипида определяли по фосфору. Количество липидного фосфора определяли по методу Бартлетта в модификации Е. Герляха и Б. Дейтикс [15] и рассчитывали по стандартной калибровочной кривой, построенной по КН2Р04 (2 мкг на 1 мл) [4, 5].
Жирнокислотный состав фосфолипидов определяли методом газожидкостной хроматографии (ГЖХ). Жирные кислоты (ЖК) анализировали в виде их метиловых эфиров на хроматографе «Хром-5». Температура колонки— 170 °С. Температура испарителя — 250 °С. Температура детектора — 230 °С. Газ- носитель — азот.
Метилирование ЖК различных фракций фосфолипидов проводили следующим образом: к соскобленным лигшдным пятнам силикагеля добавляли 3 мл хлороформа и оставляли на 3-4 ч для экстракции липидов. Затем хлороформный элюат упаривали на роторном испарителе. К осадку добавляли 1 мл толуола и 2 мл метилового реагента (2,5 %-ная серная кислота в метаноле) и оставляли в термостате при температуре 70 °С на 2 ч. После чего к пробам добавляли 3 мл 5 %-ного NaCl, 5 мл гексана, хорошо перемешивали и полученную гексановую фракцию переносили в новую пробирку, предварительно добавив в нее Na2S04. Процедуру повторяли 2 раза. Полученную гексановую фракцию использовали для анализа жирнокислотного состава анализируемых фосфолипидов.
В работе были использованы следующие реактивы: ЭГТА, Mes, аскорбиновая кислота («Sigma» США), Трис, ДТТ («Reanal», Венгрия), сахароза, ЭДТА, гексан, NaCl, толуол, хлороформ, метанол, ацетон, уксусная кислота и другие реактивы российского производства («Реахим») (квалификации х.ч.).
Для каждого представленного варианта проведены три независимых эксперимента. В таблицах приведены средние арифметические значения. В статье обсуждаются результаты, достоверные прир > 95%.
Результаты исследования и их обсуждение. В работах Г. А. Романова и соавторов [9, 24] и В. С. Кравца [17] на этиолированных проростках амаранта и трансгенных растениях арабидопсиса был изучен молекулярный механизм действия цитокининов. Используя целый ряд ингибиторов/активаторов передачи внутриклеточных сигналов, они показали, что ингибиторы действия ФлД — одноатомные спирты —- активно подавляли эффект цитокининов. Эти результаты косвенно указывают на возможность участия ФлД в трансдукции цитокининового сигнала.
В данном исследовании был проведен анализ действия БАП на жирнокислотный состав ФХ, ФЭ (как субстратов ФлД) и ФК (как продукта реакции ФлД), а также на соотношение этих фосфолипидов.
На первом этапе работы был проанализирован жирнокислотный состав ФХ, ФЭ и ФК. При анализе хроматограмм было выявлено 6 ЖК, встречающихся у данных фосфолипидов: пальмитиновая, гексадеценовая, стеариновая, олеиновая, линолевая и линоленовая. В табл. 1 и 2 показано содержание ЖК, присутствующих в ФХ, ФЭ и ФК, выделенных из микросомальной фракции корней и колеонгилей проростков кукурузы.
Таблица I
Содержание ЖК (%) в фосфолипидах, выделенных из микросомальной фракции корней проростков кукурузы
Корни Фосфолипиды
ФК ФХ ФЭ
Пальмитиновая кислота (С]6 0) 31,7±2,3 50,1±8,0 46,9±2,4
Гексадеценовая кислота (С16 ]) 8,4±0,9 0,9±0,1 0,9±0,2
Стеариновая кислота (С180) 9,8±0,2 1,8±0,0 1,2±0,1
Олеиновая кислота (С181) 12,7±0,4 3,9±0,4 1,7±0,2
Линолевая кислота (С|82) 11,7±2,1 28,9±7,0 34,1±3,4
Линоленовая кислота (С18.3) 3,4±0,7 0,6±0,6 0,4±0,1
Примечание. За 100% принято содержание всех жирных кислот ФХ, ФЭ, ФК в микросомальной фракции корней проростков кукурузы.
Таблица 2
Содержание ЖК (%) в фосфолипидах, выделенных из микросомальной фракции колеоптилей проростков кукурузы
Колеоптили Фосфолипиды
ФК ФХ ФЭ
Пальмитиновая кислота (С)6.0) 29,7±1,9 37,2±2,1 36,6±0,1
Гексадеценовая кислота (С]61) 5,1 ±0,6 1,6±0,4 2,3±0,8
Стеариновая кислота (С]8 0) 10,1 ±0,7 5,1 ±0,8 5,1 ±2,2
Олеиновая кислота (С18 ) 27,2±0,1 23,9±1,8 7,3±2,5
Линолевая кислота (С18.2) 19,2±0,2 27,8±1,2 42,4±5,3
Линоленовая кислота (С18.3) 2,1±0,6 0,8±0,1 1,7±0,2
Примечаиие. За 100% принято содержание всех жирных кислот ФХ, ФЭ, ФК в микросомальной фракции колеоптилей проростков кукурузы.
Фосфолипиды, экстрагированные из микросомальной фракции корней характеризовались очень высоким содержанием пальмитиновой кислоты (С .). Ее уровень в составе ФК достигал 31,7%, в составе ФХ — 50,1%, в ФЭ — 46,9%.
Во фракции ФК было обнаружено значительное количество ЖК ряда С|8: олеиновой (12,7%), линолевой (11,7%) и стеариновой (9,8 %), а также ЖК С16., и С18.3. Наличие большого количества насыщенных ЖК ряда С|6 — С18 в составе ФК можно объяснить активным синтезом их de novo. Преобладание Clg4 и С,8.2 кислот является результатом активной работы десатураз.
Что касается фракций липидов ФХ и ФЭ, то для них характерно наличие высокого содержания ненасыщенной линолевой кислоты (28,9 и 34,1% соответственно). Среди моноеновых кислот преобладала олеиновая кислота (С]8.,). Менее 1% от суммы ЖК составляли линоленовая и гексадеценовая.
В микросомальной фракции колеоптилей в составе ФК преобладали четыре ЖК: пальмитиновая (С)6 0) — 29,7%, стеариновая (С18.0) — 10,1%, олеиновая (С18.,) — 27,2% и линолевая (С 8 ) — 19,2%. То есть содержание олеиновой и линолевой кислот в составе ФК микросомальной фракций колеоптилей намного выше, чем в корнях кукурузы.
В ФХ и ФЭ мембран колеоптилей содержание пальмитиновой кислоты составляло 37,2 и 36,6% соответственно, что гораздо ниже уровня пальмитата в микросомальной фракции корней. Следует отметить, что для ФХ характерно высокое содержание олеиновой
(23,9%) и линолевой ЖК (27,8%), а в составе ФЭ преобладала линолевая кислота (42,4%). Полученные данные соответствуют результатам, указанным в работе Н. Ф. Синютиной [11].
Таким образом, анализ состава жирных кислот ФК, ФХ, ФЭ микросомальной фракции корней или колеоптилей кукурузы выявил значительные различия по индвидуальным ЖК и по индексу ненасыщенности ЖК.
На следующем этапе работы было проанализировано действие БАП на ЖК состав ФК, ФХ, ФЭ микросомальной фракции корней проростков кукурузы (рис. 1).
После обработки БАП во фракции ФК (см. рис. 1) наблюдалось увеличение количества пальмитиновой кислоты (от 31,7 до 37,9%). При этом происходило уменьшение количества длинноцепочечных жирных кислот.
45 40
35 35 ¿30 % 25
I 20
| 15
|10 О 5
о
ФК
1Ьи
ФХ
1
1.716:0 С16:1 х] С18:0 С18:1 С18:2 С!8:3 х2 хЗ х4
70 60 50 40 30 20 10 о
ФЭ
ий
х1 х2 С16.0 С16:1 С18Й СШ С182СШ хЗ х4 х5 хб
2 С16ЙС16:1С180С1810182018:3 хЗ х4 х.5 хб х7
■ Контроль; □ БАП.
Рис. 1. Влияние БАП (10~5М) на жирнокиелотный состав ФХ, ФЭ, ФК
в микросомальной фракции корней проростков кукурузы х1 х7 — неидентифицированные ЖК. 4
Во фракциях других фосфолипидов обработка БАП вызывала более резкие изменения в содержании ЖК — количество пальмитиновой кислоты возрастало с 46,9 до 62,9 (ФЭ) и с 50,1 до 73,1% (ФХ), а уровень линолевой кислоты снижался с 34,1 до 11,4% (ФЭ) и с 28,9 до 1,8% (ФХ).
Хорошо известно, что важным элементом клеточной сигнализации является ФлД [21, 28,29]. Различные стрессовые воздействия, а также обработка такими гормонами, как АБК и этилен вызывает активацию ФлД, гидролиз ФХ и ФЭ, с образованием ФК, холина или этано-ламина [13, 16, 18, 19, 20,22,26, 28].
В нашей работе анализировали изменение активности ФлД под влиянием фитогормонов цитокининовой природы. Фосфолииазную реакцию оценивали по уменьшению количества субстратов ФлД и увеличению количества ее продуктов.
На рис. 2 показано действие БАП (10~5М) на соотношение ФХ, ФЭ и ФК в корнях кукурузы. Обработка БАП вызывала снижение ФЭ с 41 до 36% и увеличение ФХ на 6%. Содержание ФК было практически равным в контрольном и обработанных БАП отрезках корней кукурузы. Таким образом, обработка цитокининами не оказывала влияния на активность ФлД в корнях кукурузы, но вызывала превращение ФЭ в ФХ.
Иная картина наблюдалась после обработки БАП отрезков колеоптилей кукурузы. Из рис. 3 видно, что ФК в контрольном варианте составляла 4% от суммы трех фосфолипидов. Содержание ФХ и ФЭ составляло, соответственно, 41 и 55%. Полученные результаты соответствуют литературным данным, согласно которым ФХ и ФЭ являются основными липидами мембран, а ФК является минорным компонентом [3, 10].
На рис. 3, Б показано, как изменялось количество ФХ, ФЭ и ФК после обработки отрезков колеоптилей БАП (10~5М). Уровень ФК возрастал в 3 раза (от 4 до 13%), тогда как количество ФХ оставалось неизменным, а ФЭ - снижалось (от 55 до 47%). То есть обработка цитокинином отрезков колеоптилей кукурузы приводила к снижению содержания ФЭ и одновременному
Рис. 2. Влияние БАП (10~5М) на соотношение ФХ, ФЭ и ФК в микросомальной фракции корней проростков кукурузы
А — контроль, Б— отрезки корней, обработанные БАП.
Рис. 3. Влияние БАП (10~!М) на соотношение ФХ, ФЭ и ФК в микросомальной фракции колеоптилей проростков кукурузы За 100% принято суммарное содержание ФХ, ФЭ и ФК.
увеличению ФК. Этот эффект может быть объяснен тем, что в колеоптилях кукурузы под действием цитокинИнов происходила активация ФлД, субстратом которой являлся ФЭ.
Однако показанный на колеоптилях стимулирующий эффект цитокининов на активность ФлД не проявлялся в корневой системе проростков кукурузы (см. рис. 2).
Этот факт, по-видимому, объясняется различным влиянием цитокининов на корневую систему и надземные органы растений. В лаборатории Т. Шмюллинга [23, 30] проводились исследования по выявлению физиологической роли цитокининов с применением трансгенных растений. У них либо был усилен распад цитокининов путем суперэкспрессии генов цитокинин/оксидаз/дегидрогеназ (CiCY-генов), либо была подавлена передача цитокининового сигнала за счет «выключения» тех или иных рецепторов цитокининов. Было установлено, что дефицит цитокининов по-разному сказывается на росте побега и корня. Побег таких трансформантов растет медленнее, в то время как рост корней активируется. Это позволяет рассматривать цитокинины как положительный регулятор роста побега, но отрицательный регулятор роста корня. Тем самым, синтезируемые в корне цитокинины во многом определяют общую архитектонику растения, поддерживая оптимальный баланс между объемом надземной и подземной частей растения.
Результаты наших исследований, отчасти подтверждают результаты, полученные в лаборатории Т. Шмюллинга, поскольку мы выявили, что обработка цитокининами проростков кукурузы может вызывать активацию ФлД в колеоптилях, но не влиять на фосфолипазную активность в корневой системе.
Подводя итог изложенному выше, можно сделать вывод о том, что передача цитокининового сигнала в клетках колеоптилей кукурузы, вероятно, связана с активаций ФлД и осуществляется через фосфатидную кислоту как вторичный посредник липидной природы.
* * *
Авторы выражают благодарность кандидатам биол. наук Н. Ф. Синютиной и Е. Р. Котловой за ценные советы и замечания, сделанные в ходе выполнения данной работы и обсуждения ее результатов, а также М. А. Киселевой за техническую помощь при проведении ряда экспериментов.
Summary
Tarasova О. К, Medvedev S. S. The influence of ВАР (benzylaminopurine) on fatty acid composition and ratio of phospholipids from maize coleoptiles and roots.
The cytokine (BAP) treatment of roots or coleoptiles seedless maize caused the change of phospholipids fatty acid compositions - phosphatidylcholine (PC), phosphatidylethanolamine (PE) and phosphatidic acid (PA) in microsomal fraction.
The tradisduction of cytokine signsl can be mediated through the PLD activation. It was defined on the change ratio of OLD substrates (ОС and PE) and product (PA).
E-mail: Voov2003@ya.ru
Литература
1. Алаудинова Е. В., Миронов Г1. В., Репях С. М. Жирные кислоты мембранных липидов живых тканей почек лиственницы сибирской //Химия растительного сырья. 2000. № 2. С. 41-45. 2. Беленький Б. Г., ГанкинаЭ. С., Литвинова Л. С., Ефимова И. И., Васъковский В. Е., Хотимченко С. В.,Дикарев В. П. Применение пластинок со слоем микрофракционного силикагеля, закрепленного золем кремневой кислоты, для анализа липидов // Биоорган, хим. 1984. Т. 10. С. 224-250.3. Васъковский В. Е. Липиды // Соросовский образовательный журнал. 1997. № 3. С. 32-37. 4. Кейтс М. Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов. М., 1975.5. Методы изучения мембран растительных клеток. Учеб. пособие / Под ред. В. В. Полевого, Г. Б. Максимова, Н. Ф. Синютиной. JI., 1986. 6. Лось Д. А. Восприятие сигналов биологическими мембранами: сенсорные белки и экспрессия генов // Соросовский образовательный журнал. 2001. Т. 7. С. 14—22. 7. Новицкая Г. В., СальниковаЕ. Б., Суворова Т. А. Изменения ненасыщенности жирных кислот липидов растений озимой и яровой пшеницы в процессе закаливания // Физиология и биохимия культурных растений. 1990. Т. 22. С. 257-264. 8. Ракова Н. Ю. Особенности регуляции цитокининами экспрессии генов первичного ответа: Автореф. канд. дис. М., 2005. 26 с. 9. Романов Г. А., Гетман И. А., Ракова Н. Ю., Шмюллинг Т., Мартинец Я., Валентова О., МахачковаИ. Молекулярный механизм действия цитокининов. Роль фосфолипазы Д в восприятии цитокининового сигнала / V съезд общества физиологов растений России. Пенза, 2003. 10. Синютина Н. Ф., Волошина Т. В. Действие ауксина на фосфолипиды мембран колеоптилей кукурузы // Вестн. Ленингр. ун-та. 1983. № 3. С. 87-92. 11. Синютина Н. Ф. Роль жирных кислот липидов в адаптации проростков кукурузы к температурному стрессу // Вестн. С.-Петерб. ун-та. Сер. 3. 1998. №10. С. 85-89. 12. Тарчевский И. А. Метаболизм растений при стрессе. Казань, 2001. 13. Arisz S., Valianpour R, Gennip A. H., Munnik T. Substrate preference of stress-activated phospholipase D in Chlamydomonas and its contribution to PA formation // Plant J. 2003. Vol. 34. P. 595-604. 14. Bligh E. G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Canad. J. Biochem. Physiol. 1959. Vol. 37. P. 911-915.15. Gerlach E., Dentike B. Eine einfache methode zur mikrobestimmung von der papierchromatog-raphie // Biochem. Z. 1973. Bd. 337. S. 477-479. 16. Jacob T„ Ritchie S„ Assmann S. M. Gilroy S. Abscisic acid signal transduction in guard cells is mediated by phospholipase D activity // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. Vol. 96. P. 12192-12197. 17. Kravets V. S„ Kretynin S. V.. Kolesnikov Y. V., Machackovd I., Romanov G. A., Martinec J. Role of phospholipases D in the mechanism of cytokinin action // The 14 Congress of the Federation of European Societies of Plant Biology. Poland. 2004. 18. Lee S., Hirt H., Lee Y. Phosphatidic acid activates a wound-activated МАРК in Glycine max // Plant J. 2001. Vol. 26. P. 479^486. 19. Lee S., Park J., LeeY. Phosphatidic acid induces actin polymerization by activating protein kinases in soybean cells // Mol Cells. 2003. Vol. 15. P. 313-319. 20. Munnik T. Phosphatidic acid: an emerging plant lipid second messenger//Trends in Plant Sci. 2001. Vol. 6. P. 227-233. 21. Munnik Т., Irvine R. F„ Musgrave A. Phospholipid signaling in plant // Biochim Biophys Acta. 1998. Vol. 1389. P. 222-272. 22. Potocky M„ Elias M„ Profotova В., Novotna Z„ Valentova O., Zarsky V. Phosphatidic acid produced by phospholipase D is required for tobacco pollen tube growth // Planta. 2003. Vol. 217. P. 122-130. 23. RieflerM., Novak O., Strnad M„ Schmulling T. Arabidopsis cytokinin receptor mutants reveal functions in shoot growth, leaf senescence, seed size, germination, root development and cytokinin metabolism // Plant Cell. 2006. Vol. 18. P. 40-54. 24. Romanov G. A., Getman 1. A.. Bolyakina Yu. P., Rakova N.Yu., Kieber J. J., Schmulling T. Primary alcohols, substrates for phospholipase D-catalyzed transphosphatidylation, suppress the cytokinin action // Phytohormones in Plant Biotechnology and Agriculture / Ed. by I. Machackova, G. A. Romanov. Kluwer, 2003. P. 129-139. 25. Somerville C, Browse J.. Jaworski J. G„ Ohlrogge J. B. Lipids // American Society of Plant Physiologists. Ch. 10. 2000. P. 456-527. 26. Testerink C, Munnik T. Phosphatidic acid: a multifunctional stress signaling lipid in plants // Trends in Plant Science. 2005. Vol. 10. P. 369-374. 27. Vaskovsky V. E„ Terekhova T. A. HPTLC of Phospholipid Mixtures Containing Phosphatidylglicerol // J. High Resol. Chromatogr. Commun. 1979. Vol. 2. P. 671-672. 28. WangX. Phospholipase D in hormonal and stress signaling // Current Opinion Plant Biology. 2002. Vol. 5. P. 408-414. 29. WangX. Regulatory functions of phospholipase D and phosphatidic acid in plan growth, development and stress responses // Plant Physiology. 2005. Vol. 139. P. 566-573. 30. Werner Т., Motyka V„ Laucou V., Smets R„ Van Onckelen H., Schmulling T. Cytokinin-deficient transgenic Arabidopsis plants show multiple developmental alterations indicating opposite functions of cytokinins in regulating shoot and root meristem activity // Plant Cell. 2003. Vol. 15. P. 2532-2550.
Статья принята к печати 17 декабря 2007 г.
