Роль матриксных металлопротеиназ в патогенезе глаукомы

Белецкая Инесса Станиславовна; Астахов Сергей Юрьевич

G

обзоры

УДК 617.7

роль матриксных металлопротеиназ в патогенезе глаукомы

ГБОУ ВПО «Первый Санкт-Петербургский медицинский университет им. И. П. Павлова», Санкт-Петербург

G Матриксные металлопротеиназы относятся к семейству ферментов, обеспечивающих про-теолитическое расщепление практически всех компонентов экстрацеллюлярного матрикса соединительных тканей в норме и патологии. В физиологических условиях доказано участие данной группы ферментов в процессах эмбриогенеза, морфогенеза, ангиогенеза, инволюции тканей. Нарушение активности матриксных металлопротеиназ и их специфических ингибиторов приводит к дисбалансу биосинтеза и деградации компонентов экстрацеллюлярного матрикса и играет роль в развитии таких заболеваний, как сахарный диабет, ревматоидный артрит, атеросклероз. Результаты лабораторных и клинических исследований подтверждают участие этих ферментов в ремоделировании тканей различных структур глазного яблока при глаукоме (в частности, трабекулярной области и диска зрительного нерва), что приводит к нарушению оттока внутриглазной жидкости и развитию глаукомной оптической нейропатии. В обзоре проведён анализ клинических и экспериментальных работ, посвященных изучению матриксных металлопротеиназ в патогенезе различных видов глаукомы, возможности их использования в качестве биомаркеров, а также объектов терапевтического воздействия при данном заболевании.

G ключевые слова: матриксные металлопротеиназы; глаукома; экстрацеллюлярный матрикс.

THE RoLE oF MATRIH METALLopRoTEiNAsEs In GLAuMMA pATHoGENEsis

First I. P. Pavlov State Medical University, Saint Petersburg

G Matrix metalloproteinases belong to an enzyme family, which assure a proteolysis of practically all components of the extracellular matrix of connective tissues in normal and pathological conditions. At physiological conditions, there are evidences on the impact of this enzyme group in the embryogenesis, morphogenesis, angiogenesis, and tissue involution. The activity impairment of matrix metalloproteinases and of their specific inhibitors leads to the biosynthesis misbalance and to the degradation of extracellular matrix components; it plays a role in the development of such diseases as diabetes mellitus, rheumatoid arthritis, and arteriosclerosis. Laboratory tests and clinical investigation results confirm the role of these enzymes in tissue remodeling of different eyeball structures in glaucoma (in particular, of the trabecular meshwork and the optic disc); it leads to intraocular fluid outflow impairment and to the glaucomatous optic neuropathy development. In the review, the analysis of clinical and experimental studies is performed that are dedicated to the investigation of matrix metalloproteinases role in the pathogenesis of different glaucoma types, of the possibility to use them as biomarkers, as well as therapeutic action targets in this disease.

G Key words: matrix metalloproteinases; glaucoma; extracellular matrix.

введение

Глаукома является одной из самых главных причин слепоты и инвалидности по зрению во всем мире и остается на сегодняшний день важнейшей медицинской и социальной проблемой [2, 95]. Развитие глаукомы является сложным и многофакторным процессом. Несмотря на многочисленные исследования, молекулярные механизмы патогенеза данного заболевания до конца не выяснены.

Как известно, важную роль в функционировании различных структур органа зрения играют волокнистые соединительные ткани, а также пигментная ткань радужки и сосудистой оболочки, относящаяся к соединительным тканям со специальными свойствами. Выполнение зрительных функций также невозможно без нормальной деятельности нейроглии, обеспечивающей рабочее состояние нейронов сетчатки и зрительного нерва [1, 2].

В настоящее время основную роль в регуляции функционирования соединительных тканей отводят их внеклеточному (экстрацеллюлярно-му — ЭЦМ) матриксу. При этом сбалансированность процессов биосинтеза и разрушения внеклеточных структур играет решающую роль в поддержании тканевого гомеостаза [1, 8, 11,

40, 65]. В последние годы все более очевидным становится значение ЭЦМ в ремоделировании структур глаза, наиболее значимых для развития глаукомы (трабекулярной ткани, зоны увеоскле-рального пути оттока внутриглазной жидкости, тканей диска зрительного нерва) [40, 52, 65].

Так, увеличивающаяся с возрастом степень экстенсивного ремоделирования трабекулярной ткани и решётчатой мембраны (РМ) приобретает патологическое значение при развитии глаукомы: увеличение сопротивления оттоку внутриглазной жидкости, нарушение биомеханических свойств РМ и формирование экскавации [33, 37,

41, 94]. Активация же протеолитических процессов в нейроглие сетчатки и диска зрительного нерва (ДЗН) нарушает микроокружение нервных волокон и ганглиозных клеток сетчатки (ГКС), что в дальнейшем способствует гибели клеток [107, 110].

Ведущим механизмом, определяющим скорость деградации внеклеточных структур, является протеолиз. В протеолизе принимают участие все классы протеиназ, однако главную роль играют металлопротеиназы. Именно они преобладают в межклеточном пространстве и способны расщеплять практически все типы коллагена

и другие белки матрикса, включая протеоглика-ны [11, 12, 72, 101].

общая характеристика и функциональные особенности матриксных металлопротеиназ

Матриксные металлопротеиназы (ММП) являются большим семейством содержащих цинк Са2+-зависимых внеклеточных эндопептидаз, имеющих важное значение в деградации компонентов экстрацеллюлярного матрикса и тканевом ремоделировании. ММП осуществляют специфический гидролиз практически всех белков ЭЦМ и базальных мембран при нейтральных значениях рН [11, 12, 72, 101]. В настоящее время идентифицировано около 28 ММП, определена их хромосомная локализация и структура активных центров [11, 72, 101]. В зависимости от гидролизу-емых субстратов, а также на основании первичной структуры и клеточной локализации, ММП подразделяют на коллагеназы, желатиназы, строме-лизины, матрилизины, ММП мембранного типа и другие, неклассифицированные ММП.

Коллагеназы (ММП-1, -8, -13 и -18) расщепляют интерстициальные коллагены I, II и III типа, растворимые протеины и некоторые другие молекулы ЭЦМ [11, 12, 102].

К желатиназам относят ММП-2 (желатина-за А) и ММП-9 (желатиназа В). Они участвуют в расщеплении многих молекул ЭЦМ, включая коллагены IV, V, XI типов, ламинин базальных мембран, но главной особенностью этих ферментов является способность гидролизовать денатурированные коллагены (желатины). В связи с чем желатиназы играют основную роль на последних этапах каскада реакций по разрушению внеклеточного матрикса. Кроме того, ММП-2 расщепляет коллагены I, II и III типов аналогично коллагеназам. ММП-9 способна также расщеплять нативные коллагены VI, V и XI типов, амилоидный пептид-р, ^-8 [11, 12, 100, 101].

Стромелизины (ММП-3, -10 и -11), в отличие от коллагеназ, не расщепляют интерстициаль-ные коллагены, однако помимо расщепления элементов ЭЦМ, способны активировать про-ММП (ММП-3 активирует про-ММП-9) [11, 12, 72].

Матрилизины представлены ММП-7 и ММП-26. ММП-7 воздействует на молекулы клеточной поверхности, такие как Fas-лиганд, профактор некроза опухоли альфа. ММП-26 достаточно широко представлена внутри клеток, расщепляет различные белки ЭЦМ и участвует в активации про-ММП-9 [11, 68, 72].

В отличие от других представителей семейства, матриксные металлопротеиназы мембранного типа (МТ-ММП) не секретируются во внеклеточную среду и находятся на поверхности клеток в виде активных форм. Все МТ-ММП, кроме МТ4-ММП (ММП-17) способны активировать про-ММП2. Доказано, что МТ1-ММП (ММП-14) также проявляет коллагенолитиче-скую активность в отношении коллагенов I, II и III типов. [11, 34, 76].

Способностью вырабатывать ММП обладают фибробласты, фагоциты, эпителиальные клетки, лимфоциты, клетки нейроглии, хондроциты. В обычном физиологическом состоянии эти эн-допептидазы вырабатываются в минимальном количестве в виде проферментов, поддерживая, таким образом, нормальное функционирование тканей. В регуляции синтеза ММП принимают участие цитокины (например, интерлейкин-1 (ИЛ-1), семейство фактора некроза опухоли (ФНО), трансформирующие факторы роста (ТФР)), ряд гормонов, опухолевые промоторы. Активация ферментов происходит также в ответ на изменения в состоянии компонентов самого ЭЦМ [11, 12, 72, 101].

Регуляция активности ММП происходит в основном путем многоступенчатой активации проферментов, взаимодействием с эндогенными ингибиторами (основным из них является крупный белок плазмы крови — а2-макроглобулин) и специфическими тканевыми ингибиторами матриксных металлопротеиназ (ТИМП). В межклеточном пространстве наиболее важную роль играют ингибиторы активатора плазминогена, и особенно, тканевые ингибиторы металлопро-теиназ. ТИМП специфически угнетают активный фермент, блокируя атом Zn2+ в каталитическом центре. Всего выявлено 4 белка семейства ТИПМ (ТИМП1-4) [11, 12, 72, 101].

ТИМП предотвращают избыточный протеолиз компонентов экстрацеллюлярного матрикса. Поддержание равновесия между активностью ММП и их ингибиторов является необходимым условием нормального протекания физиологических процессов [11, 12, 72]. Доказано, что дисбаланс экспрессии ММП и ТИМП имеет значение в патогенезе сердечно-сосудистых заболеваний, сахарного диабета, заболеваниях ЦНС, онкологических заболеваниях, рассеянном склерозе, аутоиммунных процессах, болезни Альцгеймера, ночном апноэ, рецидивирующих эрозиях роговицы, воспалительных заболеваний глазной поверхности, а также в развитии глаукомы [10, 30, 62, 66, 69, 99].

Установлено, что нарушение метаболизма ЭЦМ в трабекулярной ткани, зоне увеоскле-рального оттока, а также ДЗН нерва и слое ГКС является проявлением глаукомного процесса и во многом определяет его течение [2, 4, 6, 9, 13, 14, 59]. Роль ММП показана также в реализации апоптоза, одного из основных механизмов гибели клеток трабекулярной зоны и ГКС при глаукоме [3, 5, 29, 44].

Таким образом, значение ферментов системы протеолиза в патогенезе, диагностике и лечении глаукомы является предметом тщательного изучения.

ОЦЕНКА МАТРИКСНЫХ МЕТАЛЛОПРОТЕИНАЗ в ПЕРИФЕРИЧЕСКОЙ КРОВИ ПРИ ГЛАУКОМЕ

Удобство и малая инвазивность при взятии материала делают периферическую кровь удобным объектом для изучения ряда заболеваний [10, 62, 72, 99]. Однако, в настоящее время отсутствует единое мнение относительно диагностической значимости различных параметров крови, в частности ММП и ТИМП, при глаукоме.

Группа ученых во главе с M. H. Taye^)^ провела оценку уровней ММП-2, ММП-9, ТИМП-1 и -2 у здоровых добровольцев. В результате исследования значимых гендерных и этнических различий в концентрации этих веществ выявлено не было. При проведении корреляционного анализа обнаружены отрицательные корреляции между ТИМП-1 и ТИМП-2 с одной стороны и возрастом с другой стороны, а также положительные связи между ММП-2 и ТИМП-2, ТИМП-1 и ТИМП-2 [93].

При обследовании больных с первичной от-крытоугольной и нормотензивной глаукомой J. Flammer и O. Golubnitschaja выявили значительное повышение уровня экспрессии генов ММП-9 и МТ1-ММП (ММП-14) в циркулирующих лейкоцитах крови. Полученные результаты позволили авторам сделать вывод о вовлечении процессов ремоделирования в формирование гла-укомной оптической нейропатии (ГОН) [42, 43]. Д. А. Рукиной, при сравнении активности ММП-9 и МТ1-ММП в слёзной жидкости и сыворотке крови больных с ПОУГ, было показано увеличение системной концентрации ММП-9 и нарушение баланса с ТИМП при снижении системного уровня ТФР-ß в крови больных ПОУГ [6].

Имеющиеся на сегодняшний день данные об активности различных ММП и их ТИМП в периферической крови пациентов с различными видами глаукомы неоднозначны [45, 56, 90]. Лишь для ММП-9 подтверждено значение в развитии

ПОУГ и нормотензивной глаукомы. Важность оценки других матриксных металлопротеиназ и их специфических ингибиторов (в большей степени ММП-1, -2, -3; ТИМП-1 и -2) в крови у больных различными видами глаукомы требует дальнейшего изучения.

ммп в слёзной жидкости

В последние годы увеличился интерес ученых к определению локального уровня медиаторов, отражающих состояние межклеточного матрик-са у пациентов с различными видами глазной патологии, в том числе глаукомы. Минимальная инвазивность при сборе материала делает слезу одним из самых удобных объектов для диагностики [19, 69, 83].

Важное значение определения статуса цитоки-нов и уровня ферментов деградации ЭЦМ в слёзной жидкости для ранней диагностики и наблюдения за течением глаукомы показано в работах российских ученых. Д. А. Рукиной с соавторами выявлено значительное повышение концентрации ММП-9 (в 7 раз по сравнению с контролем) в слёзной жидкости больных с первичной открытоуголь-ной глаукомой (ПОУГ). Авторами также показано нарушение у данной группы пациентов локального статуса цитокинов (высокие концентрации ИЛ-1 и -6, и низкие ТФР-Р1 и -3). Показана сопряжённость дефицита локальной продукции ТФР-Р1 и высоких концентраций ММП-9 с тяжестью проявлений глаукомного процесса [6, 7].

При исследовании слёзной жидкости пациентов с ПОУГ и закрытоугольной глаукомой (ЗУГ) различных стадий Е. В. Маркеловой и А. В. Кириенко выявлены значительные нарушения в системе матриксной металлопротеиназы-9 и её тканевых ингибиторов 1 и 2 типов (локальная гиперпродукция ММП-9 и её комплексов с ТИМП-1 и ТИМП-2 независимо от типа глаукомы, при недостатке свободного ТИМП-1 у пациентов с ПОУГ). Нарастание концентрации ММП-9 и её тканевых ингибиторов было напрямую сопряжено с тяжестью заболевания, что может свидетельствовать о существенной роли нарушений межклеточного матрикса в патогенезе ПОУГ и ЗУГ. Как дополнительный критерий ранней диагностики глаукомы авторы предложили рассматривать уровень ММП-9 в слёзной жидкости более 80 нг/мл [4].

В работе В. А. Соколова и соавторов было показано достоверное увеличение концентрации ММП-2 и ММП-9 в слёзной жидкости пациентов с ПОУГ по сравнению с контролем, однако,

по мнению авторов, экспрессия ММП-9 являлась более выраженной и, следовательно, более информативной для диагностики (в 2,6 раз для ММП-9 против 1,6 для ММП-2) [9].

При исследовании суточных колебаний ММП-9 в слёзной жидкости здоровых пациентов M. Marcoulli с соавторами выявили, что уровень ММП-9 незначительно изменялся в течение дня и практически полностью ингибировался ТИМП-1. Однако, при пробуждении концентрация ММП-9 увеличивалась почти в 200 раз! Такие показатели утренней концентрации ММП-9, наряду с наличием факторов, защищающих фермент от деградации, позволили ученым предположить, что закрытый глаз является средой, способствующей ремоделированию ЭЦМ [69].

Анализ активности ферментов в слёзной жидкости при глаукоме может иметь значение для патогенетически ориентированных методов лечения, в частности, применения аналогов про-стагландинов. Эти препараты повышают уровень активности матриксных металлопротеиназ переднего отрезка глаза [51, 79, 103]. Полученные данные могут быть использованы для регулирования закапывания аналогов простагланди-нов, исключая периоды перед сном и сразу после пробуждения, особенно у тех, кто уже был подвержен эрозиям роговицы, а также при наличии синдрома «сухого глаза» [69].

ммп во влаге передней камеры

Показано, что помимо прочих биологически активных веществ (цитокины, факторы роста), ткани переднего отрезка глазного яблока способны вырабатывать компоненты экстрацел-люлярного матрикса, а также ферменты его деградации — матриксные металлопротеиназы и их специфические ингибиторы [92]. Выявлено, что интенсивнее всего выработка ММП происходит в радужной оболочке и цилиарном теле, а особенно в клетках эпителия и базальных мембранах [63]. Известно, что клетки трабекулярной ткани способны секретировать ММП и ТИМП, при этом ферменты могут оставаться в зоне секреции и расщеплять компоненты ЭЦМ трабекулярной сети или же могут быть унесены внутриглазной жидкостью.

Отмечено, что в норме большинство ММП во влаге передней камеры пребывают в латентной форме (в виде проферментов) и, таким образом, эта зона может служить своеобразным внутренним резервуаром неактивных ММП, которые активируются во время прохождения сквозь ткани

переднего отрезка (радужную оболочку, роговицу), особенно при наличии благоприятных условий, таких как повышение внутриглазного давления (ВГД), ишемический или окислительный стрессы [106, 109]. При отсутствии патологических изменений во влаге передней камеры человека присутствуют в основном латентные формы ММП-1, -2, -3 и -9, а также ТИМП-1 и -2 в небольшом количестве. По данным ряда авторов при ПОУГ и ПЭГ основные изменения затрагивают именно эти ММП и ТИМП, однако показатели имеют существенные различия [32, 39, 50, 67, 90].

В работах, посвященных изучению ММП и их ТИМП во влаге передней камеры при псевдоэк-сфолиативной глаукоме/синдроме (ПЭГ/ПЭС), было показано наличие выраженного дисбаланса в выработке ММП-9 и её главного ингибитора — ТИМП-1, а также ТИМП-2. В исследуемых образцах наблюдали низкий уровень ММП-9 и повышенный уровень выработки ТИМП-1 [50, 67]. Преобладание активности тканевых ингибиторов над ММП во влаге передней камеры было отмечено и у пациентов с ПОУГ [36, 90]. Показана также возможная роль ТИМП-4 в нарушении регуляции обмена экстрацеллюлярного матрик-са при ПОУГ, и в меньшей степени при ПЭГ/ПЭС [36].

По мнению ряда авторов, одной из главных матриксных металлопротеиназ, имеющих отношение к процессам, происходящим в переднем отделе глазного яблока при глаукоме, является ММП-2. Отмечено значительное повышение уровня этого фермента во влаге передней камеры при ПОУГ, ПЭГ и ЗУГ по сравнению с контролем. Количественная оценка уровня и активности ММП-2 продемонстрировала, что наибольшее значение этот фермент имеет в развитии псев-доэксфолиативного синдрома и псевдоэксфо-лиативной глаукомы. Однако, одновременно выявлено нарушение баланса ММП-2/ТИМП-2, ММП-2/ТИМП-1 в сторону значительного преобладания уровня тканевого ингибитора у пациентов с ПЭГ/ПЭС и, в меньшей степени, ПОУГ [31, 32, 39, 45, 56, 67, 74, 90]. Такой дисбаланс ММП-2/ТИМП при ПЭГ/ПЭС частично объясняет накопление в псевдоэксфолиатив-ном материале фибронектина, витронектина, фибриллина-1, амилоида-Р, ламинина. Эти вещества хорошо известны как компоненты экс-трацеллюлярного матрикса и базальных мембран и являются субстратами для матриксной металлопротеиназы-2 [81]. У пациентов с ЗУГ

было показано преобладание уровня ММП над ТИМП, что может свидетельствовать о преобладании других механизмов в её развитии [57, 74].

ММП в ТРДБЕКУЛЯРНОЙ ТКЙНИ

Трабекулярная сеть представляет собой своеобразный сложный фильтр, выполненный из компонентов экстрацеллюлярного матрикса, большинство которых организовано в систему перекладин, окружённых базальной мембраной и выстланных эпителий-подобными трабекуляр-ными клетками. Эти клетки уникальны по своей сути и выполняют различные функции, включая фагоцитоз, производство элементов экстрацел-люлярного матрикса и ферментов его деградации [26, 65, 84]. К настоящему времени установлено, что ремоделирование ЭЦМ трабекулярной области в обычном состоянии регулируется ММП-1, -2, -3, -9, -12 и -14, а также, главным образом, ТИМП-2 из группы специфических ингибиторов ММП [18, 24, 78].

При экспериментальных исследованияхтрабекулярной ткани K. M. Porter и соавторы выявили увеличение экспрессии генов ММП-1 и ММП-3, а также повышение коллагенолитической активности этих ферментов в культуре трабеку-лярных клеток при изменении их фагоцитарной активности на фоне оксидативного стресса. Если ММП-1 участвует в расщеплении коллагена I, II и III типов и некоторых других компонентов ЭЦМ, то ММП-3 выполняет роль универсального фермента, способного гидролизовать множество компонентов ЭЦМ, включая ламинин, фибронектин, коллаген IV типа, а также активировать проферменты (например, про-ММП-1, -7, -9 и -13). Этим продемонстрировано участие тра-бекулярных клеток в поддержании нормального состояния оттока водянистой влаги через тра-бекулярную сеть и активации ремоделирования ЭЦМ в патологических условиях [84].

На органных культурах переднего сегмента глаза человека ученые показали, что трабе-кулярные клетки воспринимают повышение ВГД как механическое растяжение и нарушение структуры окружающего их экстрацеллюлярно-го матрикса, и отвечают на это повышением выработки и активности ферментов деградации матрикса. Значительное увеличение уровня ММП-2 и МТ1-ММП, а также снижение уровня ТИМП-2 было выявлено в подвергшихся механическому растяжению клетках. Это говорит о возможном компенсаторном увеличении обмена ЭЦМ, как одном из механизмов уменьшения сопротивле-

ния оттоку водянистой влаги и возвращения ВГД к физиологическому уровню [25]. Кроме того, в некоторых работах показано влияние различных цитокинов (ИЛ-1, ФНО-а, ТФР-ß), чрезмерной выработки некоторых протеинов, уменьшения количества гиалуроновой кислоты на выработку матриксных металлопротеиназ (в частности ММП-2, -3 и -9) в трабекулярной ткани, уменьшение уровня которых ведет к гипераккумуляции экстрацеллюлярного материала, уменьшению легкости оттока и повышению ВГД [60, 77, 88].

Увеличение экспрессии ММП было продемонстрировано после выполнения в лабораторных условиях лазерной трабекулопластики (ЛТП). Исследователи обнаружили, что данная процедура способствует ремоделированию в юк-стаканаликулярном регионе трабекулы, а «архитектурные» изменения связаны с увеличением выработки ММП (в частности ММП-3, ММП-9 и ММП-12). Показана была также и роль в стимуляции выработки этих ферментов ИЛ-1 и ФНО-а, уровни которых были значительно повышены после ЛТП. Результаты исследований подтверждают гипотезу о том, что выполнение ЛТП может способствовать усилению деградации ЭЦМ и, следовательно, облегчению оттока водянистой влаги путем повышения выработки ММП [53, 58, 82].

ммп в зоне увеосклерального пути оттока внутриглазной жидкости

Данные литературы о вкладе увеосклераль-ного пути в общий отток внутриглазной жидкости у человека сильно отличаются (от 4 % до 60 %). Частично это может быть связано со сложностью оценки уровня данного пути оттока [55, 148]. Однако известно, что увеосклеральный отток уменьшается с возрастом, при псевдоэк-сфолиативном синдроме, глазной гипертензии и увеличивается при иридоциклите и глаукомоци-клитических кризах [28, 55, 96, 97, 98].

Считается, что в норме внеклеточные пространства цилиарного тела содержат в основном коллагены I и III типов, а также ряд матриксных металлопротеиназ [40, 79]. В культурах ткани ци-лиарного тела и культурах гладкомышечных клеток цилиарного тела выявлено присутствие ряда матриксных металлопротеиназ (ММП-1, -2, -3, -11, -12, -14, 15, -16, -17, -19, -24) и их тканевых ингибиторов (ТИМП1-4). Но только ММП-1, ММП-2 и ТИМП-2 в значимых концентрациях. В зависимости от методов исследования, ММП-9 либо вообще не находят в культурах клеток ци-

лиарного тела, либо она выявляется в минимальных количествах [40, 79, 105].

Важное значение ММП в ремоделировании ЭЦМ области цилиарного тела стало понятным после выявления в трабекулярной сети и глад-комышечных клетках цилиарного тела человека простаноидных рецепторов [20, 70]. Оказалось, что при местном применении простагландинов и их аналогов снижение ВГД сопровождалось увеличением увеосклерального оттока при минимальном изменении основного [38]. При этом было обнаружено значимое увеличение уровня ММП-1, -2, -3 и -9, а также ТИМП-2, -3 и -4 в цилиарном теле, трабекулярной ткани, корне радужки и склере [78, 79]. Таким образом, через увеличение активности матриксных металлопротеиназ, простагландины усиливают деградацию ЭЦМ в цилиарной мышце, и в меньшей степени, в трабекулярной ткани. В результате расширяются пространства между волокнами, происходит разрушение коллагенов I и III типов, гликозаминов и протеогликанов,и,следовательно — увеличение увеосклерального оттока [64, 89].

Особое значение механизм действия простагландинов приобретает при ПЭГ, когда в результате действия комплекса факторов (возрастные изменения, окислительный и ишемический стрессы) происходит увеличение экспрессии ТФР-ß в переднем сегменте, уровня гомоци-стеина во влаге передней камеры и уменьшение активности ММП. Все это приводит к дезорганизации ЭЦМ, отложению псевдоэксфолиатив-ного материала практически во всех структурах переднего отрезка глазного яблока, и в итоге к уменьшению оттока водянистой влаги по увео-склеральному пути [23, 67, 90, 91]. Применение аналогов простагландинов в данной ситуации патогенетически направлено, так как увеличение увеосклерального оттока и снижение ВГД происходят за счет как активации ММП, так и нормализации уровня различных компонентов, имеющих патологические концентрации во влаге передней камеры пациентов с ПЭГ/ПЭС (например, ТФР-ß! [61].

ммп в сетчатке и диске зрительного нерва

Как известно, в инициацию и прогрессирова-ние необратимой клеточной гибели при глаукоме вовлечено множество механизмов. С одной стороны — уменьшение аксоплазматического транспорта, накопление токсических уровней нейротрансмиттеров, увеличение синтеза оксида азота и эндотелина, с другой — ремоделирова-

ние экстрацеллюлярного матрикса [35, 46, 73, 75, 80, 85].

Ранее было выявлено, что возрастные изменения в решётчатой пластинке ассоциированы с увеличением отложения коллагена I, III, IV, V типов, эластина и других компонентов ЭЦМ, что способствует увеличению толщины перекладин пластинки и базальной мембраны ламинарных астроцитов [16, 47, 48, 49, 71]. Еще одним из возможных возрастных изменений ДЗН можно считать местное увеличение высвобождения про-фибротических и провоспалительных цитокинов (ТФР-ß, ИЛ-6, ФНО-а), и соответственно, повышение выработки белков ЭЦМ. Указанные выше изменения делают ткани ДЗН более восприимчивыми к повреждению при повышении ВГД, а также к воздействиям, не связанным с давлением [17, 22, 27, 108].

Ali A. Hussain и соавторы изучали систему желатиназ (ММП-2 и ММП-9) в образцах зрительного нерва, а также мембраны Бруха маку-лярной и периферической областей человеческих донорских глаз, не имеющих глазной патологии. В результате неактивные формы исследованных ферментов определялись во всех изучаемых участках, однако уровень активных фракций ММП-2 и ММП-9 был значительно выше в тканях зрительного нерва. Ученые сделали вывод, что при условии доступности соответствующих субстратов, более высокий уровень обмена ЭЦМ в зрительном нерве может быть очень важным в поддержании пластичности перекладин решётчатой мембраны [52].

Повышение ВГД является одними из самых главных факторов, влияющих на процессы ре-моделирования экстрацеллюлярного матрикса ДЗН и сетчатки. Так, в своей работе R. P. Kirwan c группой исследователей выявили значительную активацию ММП-2 и увеличение секреции ТФР-ß! в клетках решётчатой мембраны больных ПОУГ при механическом воздействии, что может указывать на их участие в ремоделирова-нии ЭЦМ решётчатой пластинки при данном заболевании [59]. В других работах было показано, что при хроническом повышении ВГД важными взаимозависимыми компонентами развития ГОН являются потеря невральной ткани, активация глиальных клеток, тканевое ремоделирование, изменение кровотока в области решётчатой пластинки. В результате ранее проведённых экспериментальных исследований ДЗН животных и человека, как возможно первичного места поражения при глаукоме, было показано наличие

экстенсивного ремоделирования ЭЦМ, включая накопление коллагена I и IV типов, а также увеличение синтеза TGF-02, ММП-1 и ММП-2 [37, 86, 107]. Группой исследователей во главе с M. D. Roberts были получены аналогичные результаты, показавшие наличие экстенсивного ремоделирования в области РМ у обезьян с ранней стадией экспериментальной глаукомы. Авторы предположили, что утолщение РМ в ранней стадии носит компенсаторный и транзиторный характер, а при длительном характере ремоделирования и увеличении экскавации эта зона приобретает черты сдавленной ткани [87].

В ряде исследований подтверждено участие нейроглии в процессах ремоделирования ЭЦМ за счет продукции матриксных металлопротеиназ и их специфических ингибиторов при глаукоме.

Так, О. A. Agapova c соавторами выявили незначительную экспрессию ММП-1, ММП-2, ММП-МТ1, ТИМП-1 и ТИМП-2 в культуре нормальных астроцитов ДЗН [14]. При этом в экспериментальной модели глаукомы выявлено увеличение экспрессии астроцитами диска зрительного нерва ММП-1 и ММП-МТ1 [13]. X. Yan и соавторы показали значительное увеличение активности ММП-1, -2, -3 в клетках нейроглии и их отростках, окружающих аксоны, кровеносные сосуды и перегородки мягкой мозговой оболочки в тканях ДЗН глаз с ПОУГ и нормотензивной глаукомой [107].

Участие клеток микроглии, имеющих гематогенное происхождение и постоянно присутствующих в центральной нервной системе и ДЗН, в ремодели-ровании тканей при глаукоме было изучено L. Yuan и соавторами. В периваскулярной микроглие нормальных ДЗН ученым удалось определить наличие ММП-1, ММП-2, ММП-3, ММП-14, ТИМП-1, ТИМП-2. В ходе исследования у больных глаукомой было выявлено значительное увеличение экспрессии ММП-1, -2, -3, -14 в периваскулярной микроглие и ТИМП-2 в микроглии преламинарной и постламинарной частей ДЗН по сравнению с контролем. Также было показано возможное участие активированной микроглии не только в стабилизации состояния тканей на ранних стадиях глаукомы, но и в развитии пагубных последствий при про-грессировании процесса [110].

Установлено, что гибель клеток путем апоп-тоза играет важную роль в патогенезе глаукомы [3, 5, 15, 21]. Имеются подтверждения о влиянии ММП на апоптоз ГКС при данном заболевании.

Так, Li Guo и соавторы при оценке взаимосвязи между повышением ВГД с одной стороны

и развитием апоптоза ГКС, изменением состояния экстрацеллюлярного матрикса ДЗН и сетчатки в экспериментальной модели глаукомы с другой стороны, продемонстрировали значимые положительные корреляционные связи. Авторы показали взаимосвязь между апоптозом и повышением ВГД, а также апоптозом и индуцированными повышением ВГД изменениями компонентов ЭЦМ в слое ганглиозных клеток сетчатки. Кроме того, выявлена ассоциация между увеличением уровня ММП-9, деградацией ламини-на, апоптозом и повышением ВГД при глаукоме. Ученые также предположили, что ГКС увеличивают секрецию ММП-9, что является прямым ответом на повышение ВГД, а это в свою очередь приводит к ММП-9-индуцированной потере ламинина и, в последствии, к апоптозу ГКС [44].

В работе S. K. Chintala c соавторами гипотеза о том, что индукция экспрессии ММП-9 играет прямую роль в смерти ГКС и деградации ламинина, нашла свое подтверждение. На экспериментальной модели глаукомы авторы продемонстрировали, что сетчатка нокаутных по гену ММП-9 мышей была относительно интактна, а иммуно-реактивность ламинина была практически не изменена. В контрольной же группе животных апоптоз ганглиозных клеток сетчатки коррелировал со специфической деградацией ламинина внутренней пограничной мембраны и сопровождался увеличением активности желатиназы В (ММП-9) [29].

Таким образом, участие матриксных металлопротеиназ является существенным молекулярным фактором в патогенезе глаукомы. Ферментативная активность ММП в различных структурах глаза при этом может быть разнонаправленной и иметь как компенсаторный, так и патологический характер. При условии разработки единых методов и критериев диагностики, определение ММП в биологических жидкостях может использоваться для прогноза течения заболевания. Пример изу чения ММП показывает, что изучение молекулярных механизмов развития глаукомы может способствовать разработке её более совершенной, патогенетически направленной фармакотерапии.

список литературы

1. Быков В. Л. Цитология и общая гистология (функциональная

морфология клеток и тканей человека). СПб.: СОТИС;1998

2. Егоров Е. А., ред. Глаукома. Национальное руководство.

Гоэтар-Медиа; 2013.

3. Каменских Т. Г., Захарова Б. Н., Колбенев И. О., Каменских И. Д., Сидельникова В. С. Исследование молекулярных механизмов регуляции апоптоза ганглиозных клеток сетчатки при первичной открытоугольной глаукоме. Клиническая офтальмология. 2013; 13 (2): 46-49

4. Маркелова Е. В., Кириенко А. В. Состояние межклеточного матрикса у пациентов с глаукомой. Электронный научный журнал. Современные проблемы науки и образования. 2013;6. Доступен по: http://www.science-education.rU/pdf/2013/6/544.pdf

5. Огородникова В. Ю., Егоров Е. А., Куроедов А. В., Маркитанто-ва Ю. В., Петров А. Н. Результаты исследования апоптоза клеток дренажной зоны методом иммунохимического анализа у пациентов с продвинутыми стадиями глаукомы. Клиническая офтальмология. 2012; 13 (3): 82-85

6. Рукина Д. А. Особенности иммунного и цитокинового статуса у больных првичной открытоугольной глаукомой. Автореф. дисс. на соиск. ст. канд. мед. наук. Владивосток; 2012.

7. Рукина Д. А., Догадова Л. П., Маркелова Е. В., Абдуллин Е. А., Осыховский А. Л., Хохлова А. С. Иммунологические аспекты патогенеза первичной открытоугольной глаукомы. Клиническая офтальмология. 2011; 12 (4): 162-165.

8. Серов В. В., Шехтер А. Б. Соединительная ткань. М.: Медицина; 1981.

9. Соколов В. А., Леванова О. Н., Никифоров А. А. Матриксные металлопротеиназы -2 и -9 в слёзной жидкости у больных с первичной открытоугольной глаукомой. Глаукома. 2013; 4:21-29.

10. Турна А. А. Матриксные металлопротеиназы в развитии деструктивных процессов при ревматоидном артрите. Научно-практическая ревматология.2010; 3: 59-64.

11. Хасигов П. З., Подобед О. В., Кцоева С. А., Гатагонова Т. М., Грачев С. В., Шишкин С. С., Березов Т. Т. Металлопротеиназы матрикса нормальных тканей человека. Биохимия. 2001; 66 (2): 167 -179.

12. Щербак И. Г. Биологическая химия: учебник. СПб.: Издательство СПбГМУ; 2005:388

13. Agapova O. A., Kaufman P. L., Lucarelli M. J., Gabelt B. T., Hernandez M. R. Differential expression of matrix metalloproteinases in monkey eyes with experimental glaucoma or optic optic nerve transection. Brain Res. 2003; 967 (1-2): 132-143.

14. Agapova O. A., Ricard C. D., Salvador-Silva M., Hernandez M. R. Expression of matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases in human optic nerve head astrocytes. Glia. 2001; 33 (3): 205-216.

15. Agarwal R., Talati M., Lambert W., Clark A. F., Wilson S. E., Agar-wal N., Wordinger R. J. Fas-activated apoptosis and apoptosis mediators in human trabecular meshwork cells. Exp Eye Res. 1999;68 (5): 583-590.

16. Albon J., Karwatowski W. S., Avery N., Easty D. L., Duance V. C. Changes in the collagenous matrix of aging human lamina crib-rosa. Brit J Ophthalmol. 1995; 79 (4): 368-375.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

17. Albon J., Karwatowsky W. S., Easty D. L., Sims T. J., Duance V. C. Age related changes in the non-collagenous components of the

extracellular matrix of the human lamina cribrosa. Br J Ophthalmol. 2000; 84 (3): 311-317.

18. Alexander J. P., Samples J. R., Van Buskirk E. M., Acott T. S. Expression of matrix metalloproteinases and inhibitor by human tra-becula meshwork. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1991; 32 (1):172-180.

19. An H. J., Ninonuevo M., Agilan J., Liu H., Lebrilla C. B., Alva-renga L. S., Mannis M. J. Glycomics analyses of tear fluid for the diagnostic detection of ocular rosacea. J Proteome Res. 2005; 4

(6): 1981-1987.,

20. Antony T. L., Pierce K. L., Stamer W. D., Regan J. W. Prostaglandin F2 alpha receptors in the trabecular meshwork. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1998; 39 (2): 315-321.

21. Baleriola J., Garcia-Feijoo J., Martinez-de-la-Casa J. M., Fernan-dez-Crus A., De la Rosa E. J., Fernandez-Durango R. Apoptosis in the trabecular meshwork of glaucomatous patients. Molecular Vision. 2008; 14:1513-1516.

22. Bellezza A. J., Rintalan C. J., Thompson H. W., Downs J. C., Hart R. T., Burgoyne C. F. Deformation of lamina cribrosa and anterior scleral canal wall in early experimental glaucoma. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2003; 44 (2): 623-637.

23. Bleich S., Roedl J., Von Ahsen N., Schlotzer-Schrebardt U., Reulbach U., Beck J., Kruse F. E., Naumann G. O., Kornhuber J., Junemann A. G. Elevated homocysteine levels in aqueous humor of patients with pseudoexfoliation glaucoma. Am J Opthalmol. 2004; 138 (1):162-164.

24. Bradley J. M., Kelley M. J., Rose A., Ascott T. S. Signaling pathways used in trabecular matrix metalloproteinase response to mechanical stretch. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2003; 44 (12):5174-5181.

25. Bradley J. M., Kelley M. J., Zhu X. H., Andersson A. M., Alexander J. P., Ascott T. D. Effect of mechanical stretching on trabecular matrix metalloproteinases. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2001; 42

(7):1505-1513.

26. Buller C., Johson D. H., Tschuper R. C. Human trabecular meshwork phagocytosis. Observation in an organ culture system. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1990; 31 (10): 2156-2163.

27. Burgoyne C. F., Downs J. C., Bellezza A. J. Three-dimensional reconstruction of normal and early glaucoma monkey optic nerve head connective tissues. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2004; 45 (12): 4388-4399.

28. Camras C. B., Chacko D. M., Schlossman A., Posner A. Posner-Schlossman syndrome. In: Prepose J. S., Holland G. N., Wil-helmus K. R., eds. Ocular infection & immunity. St. Louis: Mosby-Year Book, Inc.1996; 529-537.

29. Chintala S. K., Zhang X., Austin J. S., Fini M. E. Deficiency in matrix metalloproteinase gelatinase B (MMP-9) protects against retinal ganglion cell death after optic nerve ligation. J Biol Chem. 2002; 277 (49): 47461-47468.]

30. Chuang L. P., Chen N. H., Lin S. W., Chang. Y. L., Chao I. J., Pang J. H. Increased matrix metalloproteinases-9 after sleep in plasma and in monocytes of obstructive sleep apnea patients. Life Sci. 2013; 93 (5-6):220-225.

31. Djordjevic-Jocic J., Zlatanovic G., Veselinovic D., Jovanovic P., Djordjevic V., Zvezdanovic L., Stankovic-Babic G., Vujanovic M., Cekic S., Zenkel M., Schlotzer-Schrehardt U. Transforming growth factor pi, matrimetalloproteinase-2 and its tissue inhibitor in patients with pseudoexfoliation glaucoma/syndrome. Vojnosanit Pregl. 2012; 69 (3); 231-236.

32. Djordjevic-Jocic J., Zlatanovic G., Veselinovic D., Stankovic-Babic G., Cekic S. Gender related differences MMP-2 activity and tissue inhibitor of matrix metalloproteinases in patients with pseudoexfoliation syndrome/glaucoma. Acta Medica Medianae. 2010; 49 (1):5-12.

33. Downs J. C., Roberts M. D., Sigal I. A. Glaucomatous cupping of the lamina cribrosa: a review of the evidence for active progressive remodeling as a mechanism. Exp Eye Res. 2011; 93 (2): 133-140.

34. English W. R., Puente X. S., Freije J. M. P., Knauper V., Amour A., Merryweather A., Lopez-Otin C., Murphy G. Membrane type 4 matrix metalloproteinase (MMP-17) has tumor necrosis factor-alpha convertase activity but does not activate pro-MMP2. J Biol Chem. 2000; 275 (19): 14046-14055.

35. Flammer J., Mozaffarieh M. What is the present pathgenetic con-sept of glaucomatous optic neurophathy? Surv Ophtalmol. 2007; 52 (2):162-173.

36. Fountoulakis N., Labiris G., Aristeidu A., Katsanos A., Tentes I., Korstaris A., Kozobolis V. P. Tissue inhibitor of metalloproteinase 4 in aqueous humor of patients with primary open angle glaucoma, pseudoexfoliation syndrome and pseudoexfoliative glaucoma and its role in proteolysis imbalance. BMC Ophthalmology. 2013; Available at: http://www.biomedcentral.com/1471-2415/13/69. (accessed 23.11.2014).

37. Fuchshofer R. The pathogenetic roleof transforming growth factor-p2 in glaucomatous damage to the optic nerve head. Exp Eye Res. 2011; 93 (2):165-169.

38. Gabelt B. T., Kaufman P. L. Postaglandin F2 alpha increases uveo-scleral outflow in the cynomolgus monkey. Exp Eye Res. 1989; 49 (3):389-402.

39. Gartaganis S. P., Geargokopoulos C. D., Mela E. K., Exarchou A., Ziouti N., Assouti M., Vynios D. H. Matrix metalloproteinases and their inhibitors in exfoliation syndrome. Ophthalmic Res. 2002; 34 (3):165-171.

40. Gaton D. D., Sagara T., Lindsey J. D., Weinreb R. N. Matrix metal-loproteinase-1 localization in the normal human uveoscleral pathway. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1999; 40 (2):363-369.

41. Gold M. E., Kansara S., Nagi K. S., Bell N. P., Blieden L. S., Chuang A. Z., Baker L. A., Vankiewicz K. A., Feldman R. M. Age-related changes in trabecular meshwork imaging. HPC BioMed Research International. 2013. Available at: http://dx.doi. org/10.1155/2013/295204.

42. Golubnitschaja O., PhD, Flammer J., MD. What are the biomarkers for glaucoma? Surv Ophthalmol.; 2007; 52 (2):155-161.

43. Golubnitschaja O., Yeghiazaryan K., Liu R., Monkemann H., Lep-pert D., Schild H., Haefliger I. O., Flammer J. Increased expression of matrix metalloproteinases in mononuclear blood cells of normaltension glaucoma patients. Glaucoma J. 2004; 13 (1): 66-72.

44. Guo L., Moss S. E., Alexander R. A., Ali R. R., Fitzke F. W., Cord-eiro M. F. Retinal ganglion cell apoptosis in glaucoma is related to intraocular pressure and IOP-induced effects on extracellular matrix. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2005; 46 (1):175-182.

45. Hamid M. A. A., Fahmy I. A., Moemen L. A., El-Beltagy T. Role of matrix metalloproteinase-2 and its inhibitor and erythropoietin in the pathogenesis of pseudoexfoliative glaucoma. Aust J Basic & Appl Sci. 2008; 2 (3): 752-756.

46. Hernandez M. R. The optic nerve head in glaucoma: role of astrocytes in tissue remodeling. Prog Retinal Eye Res. 2000; 19 (3): 297-321.

47. Hernandez M. R., Luo X. X., Andrzejewska W., Neufeld A. H. Age-related changes in the extracellular matrix of the human optic nerve head. Am J Ophthalmol. 1989; 107 (5): 476-484.

48. Hernandez M. R., Luo X. X., Igoe F., Neufeld A. H. Extracellular matrix of the human lamina cribrosa. Am J Ophthalmol. 1987; 104

(6): 567-576.

49. Hernandez M. R., Wang N., Hanley N. M., Neufeld A. H. Localization of collagen I and IV mRNAs in human optic nerve head by in situ hybridization. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1991; 32 (8): 2169-2177.

50. Ho S. L., Dogar G. F., Wang J., Crean J., Wu Q. D., Oliver N., Weitz S., Murray A., Cleary P. E., Brien C. O. Elavated aqueous humor tissue inhibitor of matrix metalloproteinase-1 and connective tissue growth factor in pseudoexfoliation syndrome. Br J Ophthalmol. 2005; 89 (2):169-173.

51. Honda N., Miyai T., Nejima R., Miyata K., Mimura T., Usui T., Aihara M., Araie M., Amano S. Effect of latanoprost on the expression of matrix metalloproteinases and tissue inhibitor of metal-loproteinase 1 on the ocular surface. Arch Ophthalmol. 2010; 128 (4): 466-471.

52. Hussain A. A., Lee Y., Zhang J., Marshall J. Characterization of the gelatinase system of the laminar human optic nerve, and surrounding annulus of Bruch's membrane, choroid, and sclera.. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2014; 55 (4):2358-2364.

53. Johnson D. H. Histologic findings after argon laser trabeculoplasty in glaucomatous eyes. Exp Eye Res. 2007; 85 (4):557-562.

54. Johnson E. C., Morrison J. C., Farrell S., Deppmeier L., Moor C. G., McGinty M. R. The effect of chronically elevated intraocular pressure on the rat optic nerve head extracellular matrix. Exp Eye Res. 1996; 62 (6):663-674.]

55. Johnson T. V., Fan S., Camras C. B., Toris C. B. Aqueous humor dynamics in exfoliation syndrome. Arch Ophthalmol. 2008;126

(7):914-920.

56. Kara S., Yildirim N., Ozer A., Colak O., Sahin A. Matrix metal-loproteineise-2, tissue inhibitor of matrix metalloproteineise-2, and transforming growth factor beta 1 in the aqueous humor and serum of patients with pseudoexfoliation syndrome. Clinical Ophthalmology. 2014:8. Available at: http://dx.doi.org/10.2147/OPTH. S55914. (accessed 15.12.2014)

57. Kee C., Son S., Ahn B. H. The relationship between gelatinase A activity in aqueous humor and glaucoma. J Glaucoma. 1999; 8 (1):51-55.

58. Kelley M. J., Rose A. Y., Song K., Chen Y., Bradley J. M., Rookhui-zen D., Acott T. S. Synergism of TNF and IL-1 in the induction of matrix metalloproteinase-3 in trabecula meshwork. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2007; 48:2634-2643.

59. Kirwan R. P., Crean J. K., Fenetry C. H., Clark. A. А., O'Brien C. J. Effect of cyclical mechanical stretch and exogenous transforming growth factor-beta1 on matrix metalloproteinase-2 activity in lamina cribrosa cells from the human optic nerve head. J Glaucoma. 2004; 13 (4): 327-334.

60. Knepper P. A., Goossens W., Hvizd M., Palmberg P. F. Gly-cosaminoglycans of the human trabecular meshwork in primary open-angle glaucoma. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1996; 37 (7):1360-1367.

61. Konstas A. G., Koliakos G. G., Karabatsas C. H., Liakos P., Schlotzer- Schrebardt U., Georgiadis N., Ritch R. Latanoprost therapy reduces the levels of TGF beta 1 and gelatinases in the aqueous humor of patients with exfoliative glaucoma. Exp Eye Res. 2006; 82 (2):319-322.

62. Kouwenhoven M., Ozenci V., Gomes A., Yarilin D., Giedratis V., Press R., Link H. Multiple sclerosis: elevated expression of matrix metalloproteinases in blood monocytes. J Autoimmun. 2001; 16 (4): 463-470.

63. Lan J., Kumar R. K., Di Giloramo N., McCluskey P., Wakefield D. Expression and distribution of matrix metalloproteinases and their inhibitors in the human iris and ciliary body. Br J Ophtal-mol. 2003; 87 (2):208-211.

64. Lindsey J. D., Kashiwagi K., Kashivagi F., Weinreb R. N. Prostaglandin action on ciliary body smooth muscle extracellular matrix metabolism: implication for uveoscleral outflow. Surv Ophthalmol. 1997;41 (2): 53-59.

65. Liton P. B., Gonzalez P., Epstein D. L. The role of proteolytic cellular systems in trabecular meshwork homeostasis. Exp Eye Res. 2009; 88 (4):724-728.

66. Lorenzl S., Albers D. S., Relkin N., Ngyuen T., Hilgenberg S. L., Chirichigno J., Cudkowicz M. E., Beal M. F. Increased plasma levels of matrix metalloproteinase-9 in patients with Alzheimer, s disease. Neurochem Int. 2003; 43 (3): 191-196.

67. Maatta M., Tervahartiala T., Harju M., Airaksinen J., Autio-Har-mainen H., Sorsa T. Matrix metalloproteinases and their tissue inhibitors in aqueous humor of patients with primary open-angle glaucoma, exfoliation syndrome, and exfoliation glaucoma. J Glaucoma.2005; 14 (1):64-69.

68. Marchenko N. D., Marchenko G. N., Weinreb R. N., Lindsey J. D., Kyshtoobayeva A., Crawford H. C., Strongin A. Y. Beta-catenin regulates the gene of MMP-26, a novel metalloproteinase expressed both in carcinomas and normal epithelial cells. Int J Bio-chem Cell Biol. 2004; 36 (5):942-956.

69. Marcoulli M., Papas E., Cole N., Holden B. A. The diurnal variation of matrix metalloproteinase-9 and its associated factors in human tears. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2012; 53 (3); 1479-1484.

70. Matsuo T., Cynader M. S. Localization of prostaglandin F2 alpha and E2 binding sites in the human eye. Br J Ophthalmol.1992; 76 (4):210-213.

71. Morrison J. C., Jerdan J. A., Dorman M. E., Quigley H. A. Structural proteins of neonatal and adult lamina cribrosa. Arch Ophthalmol. 1989; 107 (8): 1220-1224.

72. Nagase H., Visse R., Murphy G. Structure and function of matrix metalloproteinases and TIMPs. Cardiovascular Research. 2006; 69 (3):562-573.

73. Neufeld A. H., Hernandez M. R., Gonzalez M. Nitric oxide synthase in the human glaucomatous optic nerve head. Arch Ophthalmol. 1997; 115 (4): 497-503.

74. Nga A. D. C., Yap S., Samsudin A., Abdul-Rahman P. S., Hashim O. H., Mumiwati Z. Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases in the aqueous humor of patients with primary angle closure glaucoma—a quantitative study. BMC Ophthalmology. 2014; 14 (33). Available at: http://www. biomedcentral.com/1471-2415/14/33. (accessed 23.11.2014).

75. Noske W., Hensen J., Wiederholt M. Endotelin-like immunoreac-tivity in aqueous humor of patients with primary open-angle glaucoma and cataract. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol.1997; 235 (9): 551-552.

76. Ochuchi E., Imai K., Fujii Y., Sato H., Seiki M., Okada Y. Membrane type 1 matrix metalloproteinase digests interstitial collagens and other extracellular matrix macromolecules. J Biol Chem. 1997; 272 (4): 2446-2451.

77. Oh D. J., Kang M. H., Ooi Y. H., Sage E. H., Rhee D. J. Overexpression of SPARC in human trabecular meshwork increases intraocular pressure and alters extracellular matrix. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2013; 54 (5):3309-3319.

78. Oh D-J., Martin J. L., Williams A. J., Russell P, Birk D. E., Rhee D. J. Effect of latanoprost on the expression of matrix metalloproteinases and their tissue inhibitors in human trabecula meshwork cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2006; 47 (9):3887-3895.

79. Oh D-J., Martin J. L., Williams A. J., Peck R. E., Pokorny C., Rus-sel P., Birk D. E., Rhee D. Analysis of expression of matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases in human ciliary body after latanoprost. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2006; 47 (3): 953-963.

80. Osborne N. N., Ugarte M., Chao M., Chidlow G., Bae J. H., Wood J. P., Nash M. S. Neuroprotection in relation to retinal ischemia and relevance to glaucoma. Surv Ophthalmol. 1999; 43 (1): 102-128.

81. Ovodenko B., Rostagno A., Neubert T. A., Shetty V., Thomas S., Yang A., Liebmann J., Ghiso J., Ritch R. Proteomic analysis of exfoliation deposits. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2007; 48 (4): 1447-1457.

82. Parshley D. E., Bradley J. M., Fisk A., Hadaegh A., Samples J. R., Van Buskirk E. M., Ascott T. S. Laser trabeculoplasty induces stromelysin expression by trabecular juxtacanalicular cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1996; 37 (5):795-804.

83. Pieragostino D., Bucci S., Agnifili L., Fasanella V., D, Aguanno S., Mastropasqua A. Et al. Differential protein expression in tears of patients with primary open angle and pseudoexfoliative glaucoma. Mol Biosyst 2012; 8 (4):1017-1028.

84. Porter K. M., Epstein D. L., Liton P. B. Up-regulated expression of extracellular matrix remodeling genes in phagocytically chal-

lenged trabecular meshwork cells. 2012; 7 (4): e34792. Available at: www.plosone.org. (accessed 23/11/2014).

85. Quigley H. A. Neuronal death in glaucoma. Prog Retinal Eye Res.1999; 18 (1): 39-57.

86. Quigley H. A., Addicks E. M. Regional differences in the structure of the lamina cribrosa and their relation to the glaucomatous optic nerve damage. Arch Ophthalmol. 1981; 99 (1):137-143.

87. Roberts M. D., Grau V., Grimm J., Reynaud J., Bellezza A. J., Burgoyne C. F., Downs C. Remodeling of the connective tissue microarchitecture of the lamina cribrosa in early experimental glaucoma. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2009; 50 (2): 681-690.

88. Robertson J. V., West-Mays A. S. Altered expression of transforming growth factor beta1 and matrix metalloproteinase-9 results in elevated intraocular pressure in mice. Mol Vis. 2013; 19:684-695. Available at: http://www.molvis.org/molvis/v19/684. (accessed 17.12.2014)

89. Schachtschabel U., Lindsey J. D., Weinreb R. N. The mechanism of action of prostaglandins on uveoscleral outflow. Curr Opin Ophthalmol. 2000; 11 (2):112-115.

90. Schl ötzer-Schrebardt U., Lommatzsch J., Küchle M., Kons-tas A. G. P., Naumann G. O. Matrix metalloproteinases and their inhibitors in aqueous humor of patients with pseudoexfoliation syndrome/glaucoma and primary open-angle glaucoma. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2003; 44 (3):1117-1125.

91. Schlötzer-Schrehardt U., Zenkel M., Kuchle M., Sakai L. Y., Naumann G. O. Role of transforming growth factor-beta1 and its latent form binding protein in pseudoexfoliation syndrome. Exp Eye Res. 2001; 73 (6):765-780.

92. Takai Y., Tanino M., Obira A. Multiple cytokine analysis of aqueous humor in eyes with primary open-angle glaucoma, exfoliation glaucoma, and cataract. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2012; 53 (1): 241-247.

93. Tayebjee M. H., Lip G. Y. H., Blann A. D., MacFadyen R. J. Effects of age, gender, ethnicity, diurnal variation and exercise on circulating levels of matrix metalloproteinases (MMP)-2 and -9, and their inhibitors, tissue inhibitors of matrix metalloproteinases (TIMP)-1 and -2. Thrombosis research. 2005; 115 (3): 205-210.

94. Tektas O. Y., Lütjen-Drecoll E. Structural changes of the trabecular meshwork in different kinds of glaucoma. ExpEye Res. 2009; 88 (4):769-775.

95. ThamY. C., Li X., Wong T. Y., Quigley H. A., Aung T., Cheng C. Y. Global prevalence of glaucoma and projections of glaucoma burden through 2040: a systematic review and meta-analysis. Ophthalmology. 2014; 121 (11):2081-2090.

96. Toris C. B., Koepsell S. A., Yablonski M. E., Camras C. B. Aqueous humor dynamics in ocular hypertensive patients. J Glaucoma. 2002; 11 (3): 253-258.

97. Toris C. B., Pederson J. E. Aqueous humor dynamics in experimental iridocyclitis. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1986; 27 (3):289.

98. Toris C. B., Yablonski M. E., Wang Y-L., Camras C. B. Aqueous humor dynamics in the aging human eye. Am J Ophthalmol. 1999; 127 (4): 407-412.

99. Tsioufis C., Bafakis I., Kasiakogias A., Stefanadis C. The role of matrix metalloproteinases in diabetes mellitus. Curr Top Med Chem. 2012; 12 (10): 1159-1165.

100. Van den Steen. Biochemistry and molecular biology of gelatinase B or matrix metalloproteinase-9 (MMP-9). Critical reviews in bio-chem. 2002; 37 (6): 375-536.

101. Verma R. P., Hansch C. Matrix metalloproteinases (MMPs): chemical-biological functions and (Q)SARs. Bioorg Med Chem. 2007; 15 (6): 2223-2268.

102. Visse R., Nagase H. Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases: structure, function, and biochemistry. Circ Res. 2003; 92 (8): 827-839.

103. Wang N., Lu Q., Li J., Wang L. Prostaglandin induces the expression of matrix metalloproteinase-1in ciliary melanocytes. Chin Med J. 2008; 121 (3): 1173-1176.

104. Weinreb R. Uveoscleral outflow: the other outflow pathway. J Glaucoma. 2000; 9 (5): 343-345.

105. Weinreb R. N., Kashiwagi K., Kashiwagi F., Tuskahara S., Lind-sey J. D. Prostaglandins increase matrix metalloproteinase release from human smooth muscle cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1997; 38 (13):2772-2780.

106. Weinstein W. L., Dietrich U. M., Sapienza J. S., Carmichael K. R., Moor P. A., Krunkovsky T. M. Identification of ocular matrix metalloproteinases present within the aqueous humor and iridocorneal drainage angle tissue of normal and glaucomatous canin eyes. Vet Ophthalmol. 2007; 10 (1): 108-116.

107. Yan X., Tezel G., Wax M. B., Edward D. P. Matrix metallopro-teinases and tumor necrosis factor alpha in glaucomatous optic nerve head. Arch Ophthalmol. 2000; 118 (5):666-673.

108. Yang H., Downs J. C., Bellezza A., Thompson H., Burgoyne C. F. 3-D histomorphometry of the normal and early glaucomatous monkey optic nerve head: prelaminar neural tissues and cupping. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2007; 48 (11):5068-5084.

109. Yu A. L., Fuchshfer R., Kampik A., Welge-Lüssen U. Effects of oxidative stress in trabecular meshwork cells are reduced by prostaglandin analogues. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2008; 49 (11):4872-4880.

110. Yuan L., Neufeld A. H. Activated microglia in the human glaucomatous optic nerve head. J Neurosci Res. 2001; 64 (5):523-532.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

REFERENCES

1. Bykov V. L. Citologija i obshhaja gistologija (funkcional'naja mor-fologija kletok i tkanej cheloveka). SPb.: SOTIS;1998

2. Egorov E. A., red. Glaukoma. Nacional'noe rukovodstvo. Gojetar-Media; 2013.

3. Kamenskih T. G., Zaharova B. N., Kolbenev I. O., Kamenskih I. D., Sidel'nikova V. S. Issledovanie molekuljarnyh mehanizmov reg-uljacii apoptoza ganglioznyh kletok setchatki pri pervichnoj otkrytougol'noj glaukome. Klinicheskaja oftal'mologija. 2013; 13 (2): 46-49

4. Markelova E. V., Kirienko A. V. Sostojanie mezhkletochnogo ma-triksa u pacientov s glaukomoj. Jelektronnyj nauchnyj zhurnal.

Sovremennye problemy nauki i obrazovanija. 2013;6. UDK 617.7— 007.681-092. ISSN 2070-7428. Dostupen po: URL: http//www. science-education.ru/113-11261

5. Ogorodnikova V. Ju., Egorov E. A., Kuroedov A. V., Markitantova Ju. V., Petrov A. N. Rezul'taty issledovanija apoptoza kletok drena-zhnoj zony metodom immunohimicheskogo analiza u pacientov s prodvinutymi stadijami glaukomy. Klinicheskaja oftal'mologija. 2012; 13 (3): 82-85

6. Rukina D. A. Osobennosti immunnogo i citokinovogo statusa u bol'nyh prvichnoj otkrytougol'noj glaukomoj. Avtoref. diss. na soisk. st. kand. med. nauk. Vladivostok; 2012.

7. Rukina D. A., Dogadova L. P., Markelova E. V., Abdullin E. A., Osyhovskij A. L., Hohlova A. S. Immunologicheskie aspekty patogeneza pervichnoj otkrytougol'noj glaukomy. Klinicheskaja oftal'mologija. 2011; 12 (4): 162-165.

8. Serov V. V., Shehter A. B. Soedinitel'naja tkan'. M.: Medicina; 1981.

9. Sokolov V. A., Levanova O. N., Nikiforov A. A. Matriksnye metal-loproteinazy -2 i -9 v sleznoj zhidkosti u bol'nyh s pervichnoj otkrytougol'noj glaukomoj. Glaukoma. 2013; 4:21-29.

10. Turna A. A. Matriksnye metalloproteinazy v razvitii destruktivnyh processov pri revmatoidnom artrite. Nauchno-prakticheskaja rev-matologija.2010; 3: 59-64.

11. Hasigov P. Z., Podobed O. V., Kcoeva S. A., Gatagonova T. M., Grachev S. V., Shishkin S. S., Berezov T. T. Metalloproteinazy matriksa normal'nyh tkanej cheloveka. Biohimija. 2001; 66 (2): 167 -179.

12. Shherbak I. G. Biologicheskaja himija: uchebnik. SPb.: Izdatel'stvo SPbGMU; 2005:388

13. Agapova O. A., Kaufman P. L., Lucarelli M. J., Gabelt B. T., Hernandez M. R. Differential expression of matrix metalloproteinases in monkey eyes with experimental glaucoma or optic optic nerve transection. Brain Res. 2003; 967 (1-2): 132-143.

14. Agapova O. A., Ricard C. D., Salvador-Silva M., Hernandez M. R. Expression of matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases in human optic nerve head astro-cytes. Glia. 2001; 33 (3): 205-216.

15. Agarwal R., Talati M., Lambert W., Clark A. F., Wilson S. E., Agar-wal N., Wordinger R. J. Fas-activated apoptosis and apoptosis mediators in human trabecular meshwork cells. Exp Eye Res. 1999;68 (5): 583-590.

16. Albon J., Karwatowski W. S., Avery N., Easty D. L., Duance V. C. Changes in the collagenous matrix of aging human lamina cribrosa. Brit J Ophthalmol. 1995; 79 (4): 368-375.

17. Albon J., Karwatowsky W. S., Easty D. L., Sims T. J., Duance V. C. Age related changes in the non-collagenous components of the extracellular matrix of the human lamina cribrosa. Br J Ophthal-mol. 2000; 84 (3): 311-317.

18. Alexander J. P., Samples J. R., Van Buskirk E. M., Asott T. S. Expression of matrix metalloproteinases and inhibitor by human tra-becula meshwork. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1991; 32 (1):172-180.

19. An H. J., Ninonuevo M., Agilan J., Liu H., Lebrilla C. B., Alva-renga L. S., Mannis M. J. Glycomics analyses of tear fluid for the

diagnostic detection of ocular rosacea. J Proteome Res. 2005; 4

(6): 1981-1987.,

20. Antony T. L., Pierce K. L., Stamer W. D., Regan J. W. Prostaglandin F2 alpha receptors in the trabecular meshwork. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1998; 39 (2): 315-321.

21. Baleriola J., Garcia-Feijoo J., Martinez-de-la-Casa J. M., Fernan-dez-Crus A., De la Rosa E. J., Fernandez-Durango R. Apoptosis in the trabecular meshwork of glaucomatous patients. Molecular Vision. 2008; 14:1513-1516.

22. Bellezza A. J., Rintalan C. J., Thompson H. W., Downs J. C., Hart R. T., Burgoyne C. F. Deformation of lamina cribrosa and anterior scleral canal wall in early experimental glaucoma. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2003; 44 (2): 623-637.

23. Bleich S., Roedl J., Von Ahsen N., Schlötzer-Schrebardt U., Reulbach U., Beck J., Kruse F. E., Naumann G. O., Kornhuber J., Jüne-mann A. G. Elevated homocysteine levels in aqueous humor of patients with pseudoexfoliation glaucoma. Am J Opthalmol. 2004; 138 (1):162-164.

24. Bradley J. M., Kelley M. J., Rose A., Ascott T. S. Signaling pathways used in trabecular matrix metalloproteinase response to mechanical stretch. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2003; 44 (12):5174-5181.

25. Bradley J. M., Kelley M. J., Zhu X. H., Andersson A. M., Alexander J. P., Ascott T. D. Effect of mechanical stretching on trabecular matrix metalloproteinases. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2001; 42

(7):1505-1513.

26. Buller C., Johson D. H., Tschuper R. C. Human trabecular meshwork phagocytosis. Observation in an organ culture system. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1990; 31 (10): 2156-2163.

27. Burgoyne C. F., Downs J. C., Bellezza A. J. Three-dimensional reconstruction of normal and early glaucoma monkey optic nerve head connective tissues. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2004; 45 (12): 4388-4399.

28. Camras C. B., Chacko D. M., Schlossman A., Posner A. Posner-Schlossman syndrome. In: Prepose J. S., Holland G. N., Wil-helmus K. R., eds. Ocular infection & immunity. St.Louis: Mosby-Year Book, Inc.1996; 529-537.

29. Chintala S. K., Zhang X., Austin J. S., Fini M. E. Deficiency in matrix metalloproteinase gelatinase B (MMP-9) protects against retinal ganglion cell death after optic nerve ligation. J Biol Chem. 2002; 277 (49): 47461-47468.]

30. Chuang L. P., Chen N. H., Lin S. W., Chang. Y.L., Chao I. J., Pang J. H. Increased matrix metalloproteinases-9 after sleep in plasma and in monocytes of obstructive sleep apnea patients. Life Sci. 2013; 93 (5-6):220-225.

31. Djordjevic-Jocic J., Zlatanovic G., Veselinovic D., Jovanovic P., Djordjevic V., Zvezdanovic L., Stankovic-Babic G., Vujanovic M., Cekic S., Zenkel M., Schlötzer-Schrehardt U. Transforming growth factor ßl, matrimetalloproteinase-2 and its tissue inhibitor in patients with pseudoexfoliation glaucoma/syndrome.Vojnosanit Pregl. 2012; 69 (3); 231-236.

32. Djordjevic-Jocic J., Zlatanovic G., Veselinovic D., Stankovic-Babic G., Cekic S. Gender related differences MMP-2 activity and tissue inhibi-

tor of matrix metalloproteinases in patients with Pseudoexfoliation syndrome/glaucoma. Acta Medica Medianae. 2010; 49 (1):5-12.

33. Downs J. C., Roberts M. D., Sigal I. A. Glaucomatous cupping of the lamina cribrosa: a review of the evidence for active progressive remodeling as a mechanism. Exp Eye Res. 2011; 93 (2): 133-140.

34. English W. R., Puente X. S., Freije J. M. P., Knaüper V., Amour A., Merryweather A., Lopez-Otin C., Murphy G. Membrane type 4 matrix metalloproteinase (MMP-17) has tumor necrosis factor-alpha convertase activity but does not activate pro-MMP2. J Biol Chem. 2000; 275 (19): 14046-14055.

35. Flammer J., Mozaffarieh M. What is the present pathgenetic con-sept of glaucomatous optic neurophathy? Surv Ophtalmol. 2007; 52 (2):162-173.

36. Fountoulakis N., Labiris G., Aristeidu A., Katsanos A., Tentes I., Korstaris A., Kozobolis V. P. Tissue inhibitor of metalloproteinase 4 in aqueous humor of patients with primary open angle glaucoma, pseudoexfoliation syndrome and pseudoexfoliative glaucoma and its role in proteolysis imbalance. BMC Ophthalmology. 2013; Available at: http://www.biomedcentral.com/1471-2415/13/69. (accessed 23.11.2014).

37. Fuchshofer R. The pathogenetic roleof transforming growth factor-ß2 in glaucomatous damage to the optic nerve head. Exp Eye Res. 2011; 93 (2):165-169.

38. Gabelt B. T., Kaufman P. L. Postaglandin F2 alpha increases uveo-scleral outflow in the cynomolgus monkey. Exp Eye Res. 1989; 49 (3):389-402.

39. Gartaganis S. P., Geargokopoulos C. D., Mela E. K., Exarchou A., Ziouti N., Assouti M., Vynios D. H. Matrix metalloproteinases and their inhibitors in exfoliation syndrome. Ophthalmic Res. 2002; 34 (3):165-171.

40. Gaton D. D., Sagara T., Lindsey J. D., Weinreb R. N. Matrix metal-loproteinase-1 localization in the normal human uveoscleral pathway. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1999; 40 (2):363-369.

41. Gold M. E., Kansara S., Nagi K. S., Bell N. P., Blieden L. S., Chuang A. Z., Baker L. A., Vankiewicz K. A., Feldman R. M. Age-related changes in trabecular meshwork imaging. HPC BioMed Research International. 2013. Available at: http://dx.doi. org/10.1155/2013/295204.

42. Golubnitschaja O., PhD, Flammer J., MD. What are the biomarkers for glaucoma? Surv Ophthalmol.; 2007; 52 (2):155-161.

43. Golubnitschaja O., Yeghiazaryan K., Liu R., Mönkemann H., Lep-pert D., Schild H., Haefliger I. O., Flammer J. Increased expression of matrix metalloproteinases in mononuclear blood cells of normaltension glaucoma patients. Glaucoma J. 2004; 13 (1): 66-72.

44. Guo L., Moss S. E., Alexander R. A., Ali R. R., Fitzke F. W., Cord-eiro M. F. Retinal ganglion cell apoptosis in glaucoma is related to intraocular pressure and IOP-induced effects on extracellular matrix. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2005; 46 (1):175-182.

45. Hamid M. A. A., Fahmy I. A., Moemen L. A., El-Beltagy T. Role of matrix metalloproteinase-2 and its inhibitor and erythropoietin in the pathogenesis of pseudoexfoliative glaucoma. Aust J Basic & Appl Sci. 2008; 2 (3): 752-756.

46. Hernandez M. R. The optic nerve head in glaucoma: role of astrocytes in tissue remodeling. Prog Retinal Eye Res. 2000; 19 (3): 297-321.

47. Hernandez M. R., Luo X. X., Andrzejewska W., Neufeld A. H. Age-related changes in the extracellular matrix of the human optic nerve head. Am J Ophthalmol. 1989; 107 (5): 476-484.

48. Hernandez M. R., Luo X. X., Igoe F., Neufeld A. H. Extracellular matrix of the human lamina cribrosa. Am J Ophthalmol. 1987; 104

(6): 567-576.

49. Hernandez M. R., Wang N., Hanley N. M., Neufeld A. H. Localization of collagen I and IV mRNAs in human optic nerve head by in situ hybridization. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1991; 32 (8): 2169-2177.

50. Ho S. L., Dogar G. F., Wang J., Crean J., Wu Q. D., Oliver N., Weitz S., Murray A., Cleary P. E., Brien C. O. Elavated aqueous humor tissue inhibitor of matrix metalloproteinase-1 and connective tissue growth factor in pseudoexfoliation syndrome. Br J Ophthalmol. 2005; 89 (2):169-173.

51. Honda N., Miyai T., Nejima R., Miyata K., Mimura T., Usui T., Aihara M., Araie M., Amano S. Effect of latanoprost on the expression of matrix metalloproteinases and tissue inhibitor of metalloproteinase 1 on the ocular surface. Arch Ophthalmol. 2010; 128 (4): 466-471.

52. Hussain A. A., Lee Y., Zhang J., Marshall J. Characterization of the gelatinase system of the laminar human optic nerve, and surrounding annulus of Bruch's membrane, choroid, and sclera.. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2014; 55 (4):2358-2364.

53. Johnson D. H. Histologic findings after argon laser trabeculoplasty in glaucomatous eyes. Exp Eye Res. 2007; 85 (4):557-562.

54. Johnson E. C., Morrison J. C., Farrell S., Deppmeier L., Moor C. G., McGinty M. R. The effect of chronically elevated intraocular pressure on the rat optic nerve head extracellular matrix. Exp Eye Res. 1996; 62 (6):663-674.]

55. Johnson T. V., Fan S., Camras C. B., Toris C. B. Aqueous humor dynamics in exfoliation syndrome. Arch Ophthalmol. 2008;126

(7):914-920.

56. Kara S., Yildirim N., Ozer A., Colak O., Sahin A. Matrix metal-loproteineise-2, tissue inhibitor of matrix metalloproteineise-2, and transforming growth factor beta 1 in the aqueous humor and serum of patients with pseudoexfoliation syndrome. Clinical Ophthalmology. 2014:8. Available at: http://dx.doi.org/10.2147/OPTH. S55914. (accessed 15.12.2014)

57. Kee C., Son S., Ahn B. H. The relationship between gelatinase A activity in aqueous humor and glaucoma. J Glaucoma. 1999; 8 (1):51-55.

58. Kelley M. J., Rose A. Y., Song K., Chen Y., Bradley J. M., Rookhui-zen D., Acott T. S. Synergism of TNF and IL-1 in the induction of matrix metalloproteinase-3 in trabecula meshwork. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2007; 48:2634-2643.

59. Kirwan R. P.,Crean J. K., Fenetry C. H., Clark. A. А., O'Brien C. J. Effect of cyclical mechanical stretch and exogenous transforming growth factor-beta1 on matrix metalloproteinase-2 activity in lam-

ina cribrosa cells from the human optic nerve head. J Glaucoma. 2004; 13 (4): 327-334.

60. Knepper P. A., Goossens W., Hvizd M., Palmberg P. F. Gly-cosaminoglycans of the human trabecular meshwork in primary open-angle glaucoma. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1996; 37 (7):1360-1367.

61. Konstas A. G., Koliakos G. G., Karabatsas C. H., Liakos P., Schlötzer- Schrebardt U., Georgiadis N., Ritch R. Latanoprost therapy reduces the levels of TGF beta 1 and gelatinases in the aqueous humor of patients with exfoliative glaucoma. Exp Eye Res. 2006; 82 (2):319-322.

62. Kouwenhoven M., Ozenci V., Gomes A., Yarilin D., Giedratis V., Press R., Link H. Multiple sclerosis: elevated expression of matrix metalloproteinases in blood monocytes. J Autoimmun. 2001; 16 (4): 463-470.

63. Lan J., Kumar R. K., Di Giloramo N., McCluskey P., Wakefield D. Expression and distribution of matrix metalloproteinases and their inhibitors in the human iris and ciliary body. Br J Ophtal-mol. 2003; 87 (2):208-211.

64. Lindsey J. D., Kashiwagi K., Kashivagi F., Weinreb R. N. Prostaglandin action on ciliary body smooth muscle extracellular matrix metabolism: implication for uveoscleral outflow. Surv Ophthalmol. 1997;41 (2): 53-59.

65. Liton P. B., Gonzalez P., Epstein D. L. The role of proteolytic cellular systems in trabecular meshwork homeostasis. Exp Eye Res. 2009; 88 (4):724-728.

66. Lorenzl S., Albers D. S., Relkin N., Ngyuen T., Hilgenberg S. L., Chirichigno J., Cudkowicz M. E., Beal M. F. Increased plasma levels of matrix metalloproteinase-9 in patients with Alzheimer, s disease. Neurochem Int. 2003; 43 (3): 191-196.

67. Määttä M., Tervahartiala T., Harju M., Airaksinen J., Autio-Har-mainen H., Sorsa T. Matrix metalloproteinases and their tissue inhibitors in aqueous humor of patients with primary open-angle glaucoma, exfoliation syndrome, and exfoliation glaucoma. J Glaucoma.2005; 14 (1):64-69.

68. Marchenko N. D., Marchenko G. N., Weinreb R. N., Lindsey J. D., Kyshtoobayeva A., Crawford H. C., Strongin A. Y. Beta-catenin regulates the gene of MMP-26, a novel metalloproteinase expressed both in carcinomas and normal epithelial cells. Int J Bio-chem Cell Biol. 2004; 36 (5):942-956.

69. Marcoulli M., Papas E., Cole N., Holden B. A. The diurnal variation of matrix metalloproteinase-9 and its associated factors in human tears. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2012; 53 (3); 14791484.