CC BY
52
УДК 577.152.277:582.739
С.И. Лаврентьева, О.А. Терехова, Л.Е. Иваченко, К.С. Голохваст, А.С. Коничев
РИБОНУКЛЕАЗНАЯ АКТИВНОСТЬ ПРОРОСТКОВ СОИ В УСЛОВИЯХ ОКИСЛИТЕЛЬНОГО СТРЕССА
Исследовано действие окислительного стресса на активность и множественные формы рибонуклеазы (КФ 3.1) проростков сои (Glycine max (L.) Merrill) на третьи сутки под воздействием тяжелых металлов. Содержание малонового диальдегида определяли как показатель степени перекисного окисления липидов. Установлено, что в условиях окислительного стресса, вызванного сульфатом меди или сульфатом цинка, удельные активности антиоксидантного фермента каталазы (КФ 1.11.1.6) и рибонуклеазы снижались, а число множественных форм варьировало в пределах контроля.
Ключевые слова: Glycine max (L.) Merrill, окислительный стресс, тяжелые металлы, малоновый ди-альдегид, каталаза, рибонуклеаза, удельная активность, множественные формы.
S.I. Lavrentyeva, O.A. Terehova, L.E. Ivachenko, K.S. Golokhvast, A.S. Konichev
RIBONUCLEASIC ACTIVITY OF SOYBEAN SEEDLINGS UNDER CONDITIONS
OF OXIDATIVE STRESS
The effect of oxidative stress on the activity and multiple forms of soybean seedlings (Glycine max (L.) Merrill) ribonuclease (EC 3.1) on the third day under the influence of heavy metals was investigated. The content of malon dialdehyde was determined as an indicator of the lipid peroxidation degree. It was found that under conditions of oxidative stress caused by copper sulfate or zinc sulfate, the specific activities of the antioxidant enzyme catalase (EC 1.11.1.6) and ribonuclease decreased, and the number of multiple forms varied within the control.
Key words: Glycine max (L.) Merrill, oxidative stress, heavy metals, malonic dialdehyde, catalase, ribonuclease, specific activity, multiple forms.
DOI: 10.17217/2079-0333-2019-47- 79-85
Введение
Амурская область относится к зоне рискованного земледелия. В последнее время из аграрной она становится промышленным регионом Дальнего Востока, что приводит к накоплению тяжелых металлов в почвах области и представляет опасность для сельскохозяйственных растений и здоровья человека [1]. Тяжелые металлы вызывают окислительный стресс у растений, при котором образуются активные формы кислорода (АФК). При этом происходит повреждение мембран клеток, биологических макромолекул, в том числе ферментов [2-3]. В процессе фотосинтеза в растениях постоянно образуются АФК. В том числе пероксид водорода, синглетный кислород (:О2), свободные радикалы (О2 • и НО ) и другие токсичные для клетки вещества [4], что приводит к перекисному окислению липидов (ПОЛ) [5].
АФК играют существенную роль в ответе на различные инфекции и, в частности, индуцируют синтез патогензависимых белков [6-8]. Тем самым возникающие при инфекции АФК запускают в работу защитные механизмы растительного организма и вызывают соответствующие изменения в метаболизме [9]. В качестве маркера окислительного стресса можно использовать активность антиоксидантных ферментов [10-14]. Их основная функция состоит в удалении Н2О2 и предотвращении процессов ПОЛ [15].
Важную роль в адаптации к стрессорам играют ферменты, в том числе их множественные формы [16-18]. Интерес к ферментам класса гидролаз связан с их участием в инициации и развитии патологического процесса в растительных тканях. К защитным энзимам, обладающим широкой субстратной специфичностью и способным нейтрализовать действие большого спектра вирусных, бактериальных и других инфекций, относится рибонуклеаза (РНКаза) (КФ 3.1). Имеются сообщения, что рибонуклеаза чувствительна к изменениям факторов внешней среды [19-24].
Хорошо известно, как важны в процессах метаболизма реакции, способствующие утилизации отработанных веществ или частей клеточных структур, например старых митохондрий, рибосом. Рибонуклеазы различных классов обнаружены во всех живых организмах. Принимая во внимание тот факт, что у большинства вирусов растений генетический материал представлен РНК, можно предположить, что экстраклеточные РНКазы, индуцируемые поранением, являются одним из компонентов противовирусной защиты на начальных этапах инфекции. Сангаев и др. [25] показали, что растения табака с повышенной активностью экстраклеточной рибонуклеазы характеризуются увеличенной устойчивостью к вирусу табачной мозаики. Это подтверждает гипотезу об участии экстраклеточных рибонуклеаз растений в формировании устойчивости к вирусам.
Целью данной работы было установить уровень окислительного стресса, вызванного действием тяжелых металлов, по содержанию малонового диальдегида и каталазной активности в проростках сои, а также изучить рибонуклеазную активность проростков сои в этих условиях.
Материалы и методы
В качестве материала для исследования использовали сорт сои Лидия, полученный из ФГБНУ «Всероссийский научно-исследовательский институт сои» (Амурская область, г. Благовещенск). Выращивание сои осуществляли в чашках Петри в течение трех суток при температуре 25оС и освещенности 450 Lux. Ранее было установлено, что при загрязнении почвы медью и цинком в концентрации 2 ПДК в проростках растений идет накопление металлов [23, 26]. Поэтому интоксикация солями сульфата меди (II), сульфата цинка проводилась внесением их в дистиллированную воду в концентрации 2 ОДК, то есть 2 • 10-3 М и 3 • 10-3 М соответственно (Гигиенический норматив ГН 2.1.7.2511-09). В эксперименте использовали соли серной кислоты, в связи с тем что ионная сила действия солей убывает в ряду СО32 > О > SO42 [27]. Контролем служили проростки сои, выращенные на дистиллированной воде без добавления солей ТМ.
Для получения экстрактов белков семян сои навеску материала (500 мг) гомогенизировали в фарфоровых ступках в течение 15 мин при температуре 0-5оС. Растворимые белки экстрагировали в 15 мл раствора хлорида натрия с концентрацией 0,15 М. Полученный экстракт центрифугировали при 5 000 об/мин в течение 15 мин. Осадок отбрасывали, а надосадочную жидкость фильтровали через слой стерильной капроновой ткани для удаления липидной пленки и использовали для дальнейшего анализа. Белок определяли биуретовым методом.
Удельную активность рибонуклеаз определяли в двух биологических и трех аналитических повторностях спектрофотометрическим методом [28]. Субстратом для определения РНКазной активности служит высокополимерная РНК из дрожжей. Инкубационную смесь готовили из 0,1 мл соевого экстракта, содержащего РНКазы, 0,4 мл 1%-ной дрожжевой РНК в 0,2 М ацетатном буфере (рН5,6). Смесь инкубировали при 37°С в течение 45 мин. Затем негидролизован-ную РНК осаждали, добавляли к пробам по 1 мл спиртово-магниевого осадителя, после чего пробирки ставили на 1 час на лед для формирования осадка, который удаляли центрифугированием при 8 000 об/мин в течение 10 мин. Из супернатанта отбирали пробы по 0,5 мл, к каждой прибавляли по 3 мл дистиллированной воды и измеряли оптическую плотность раствора при длине волны 260 нм против контроля (дистиллированная вода). Параллельно обрабатывали контрольную пробу, в которую спиртово-магниевый осадитель вносили до ферментного раствора. За единицу активности принимали такое количество фермента, которое вызывает увеличение поглощения раствора на единицу оптической плотности при 260 нм в минуту.
Удельную активность каталаз сои определяли спектрофотометрическим методом по [29] по изменению оптической плотности. В качестве субстрата использовали пероксид водорода. В две кварцевые кюветы с толщиной оптического слоя 10 мм приливали 0,2 мл вытяжки и 2,7 мл 0,1 М натрий-фосфатного буфера. Реакцию активировали добавлением 0,1 мл 0,4 М пероксида водорода. После перемешивания регистрировали по уменьшению светопоглощения при длине волны 230 нм в течение одной минуты. За меру активности фермента принимали количество микромолей пероксида водорода, разложившегося за одну минуту.
Множественные формы РНКаз и каталаз выявляли методом электрофореза в полиакриламид-ном геле (ПААГ). Фракционирование растворимых белков проводили в 7,5%-ном ПААГ при 4°С по Дэвису [30] в модификации для белков сои [10]. В каждую колонку полиакриламид-ного геля вносили 0,1 мл экстракта соевого белка. Электрофорез проводили на приборе ПЭФА-1
в трис-глициновом буфере (рН 5,7; ионная сила 0,1) при напряжении 200-500 В, силе токе 2,5 мА на каждую колонку, в течение первых 15 мин, и 5 мА на колонку - в последующие 1-1,5 ч при температуре 2-6°С. В качестве метчика использовали бромфеноловый синий.
Места локализации РНКаз на электрофореграмме выявляли после инкубации гелей в 0,5%-ном растворе РНК в ацетатном буфере с рН 5,7 в течение 30 мин и последующей окраской 0,2%-ным раствором метиленовым синим в течение 30 мин. Избыток красителя удаляли 5%-ным раствором уксусной кислоты.
Выявление множественных форм каталаз после электрофореза проводили после помещения геля на 5 мин в 1%-ный водный раствор пероксида водорода. Затем гели промывали дистиллированной водой и заливали 2%-ным раствором К1 (подкисленный уксусной кислотой). Избыток красителя удаляли 5%-ным раствором уксусной кислоты. Формы каталаз проявлялись в виде светлых полос на темном фоне.
Стандартным критерием для характеристики множественных форм ферментов является их относительная электрофоретическая подвижность (R/). Нумерация форм приведена от более высокоподвижных (к аноду) к низкоподвижным формам. Каждой форме фермента было присвоено свое сокращенное обозначение в соответствии со значениями их Rf (для каталаз К1-К13; для ри-бонуклеаз Р1-Р12) [16, 20]. Содержание малонового диальдегида (МДА) определяли с помощью тиобарбитуровой кислоты [31].
Биохимические исследования проводили в двух биологических и трех аналитических по-вторностях. Статистическую обработку материала и расчет коэффициентов корреляций проводили по методу Плохинского.
Результаты и обсуждения
Повышенный уровень малонового диальдегида (МДА) под влиянием сульфата меди и сульфата цинка указывает на образования АФК и развитие окислительного стресса, что свидетельствует о токсичности исследуемых металлов (рис. 1).
0,35
К 1 2
Рис. 1. Содержание малонового диальдегида в проростках сои, выращенных на дистиллированной воде, содержащей ZnSO4 (столбец 1), CuSO4 (столбец 2).
Столбец К представляет собой контроль (без добавления солей ТМ)
Негативные последствия окислительного стресса выражаются в комплексе системных перестроек мембранных структур клетки (через перекисное окисление липидов) и в нарушении ее генома. Полученные нами результаты дают основание полагать, что аккумуляция тяжелых металлов привела к стимуляции адаптационно-детоксикационных возможностей биохимических систем.
Окислительный стресс через повышение перекисного окисления липидов вызывает нарушение клеточных мембран сои, что, видимо, приводит к дестабилизации ее генома. Полученные нами результаты дают основание полагать, что накопление тяжелых металлов приводит к замедлению метаболических процессов в сое. Как было установлено ранее, тяжелые металлы связываются с сульфгидрильными группами белков [32]. Это, в свою очередь, приводит к нарушению их третичной структуры и ингибированию активности ферментов, что, вероятно, имело место в эксперименте с удельной активностью каталазы под воздействием солей исследуемых металлов (рис. 2). Авторы Холодова и др. [33] обнаружили индукцию экспрессии генов металлотио-
неинов у растений ионами меди и цинка. Роль металлотионеина заключается в регуляции концентрации в клетке микроэлементов цинка и меди [34-35]. В ходе наших экспериментов было показано, что в присутствии сульфата меди удельная активность и число множественных форм каталаз проростков сои незначительно снизились по сравнению с контролем. Показано, что в присутствии сульфата цинка удельная активность каталазы уменьшилась почти в три раза, но при этом число множественных форм фермента сохранилось. Особо отметим, что адаптивной явилась форма К5, установленная во всех исследуемых образцах. Нами было выявлено, что при внесении сульфата меди появлялась форма К3, а в присутствии сульфата цинка - К8, отсутствующие в контроле. Возможно, это является ответной реакцией на окислительный стресс.
0,06 0,05 0,04 0,03 0,02
0,01
0 0,2 0,4 0,6 0,8 1
Я/
К 11 8
К
б
Рис. 2. Удельная активность (а) и множественные формы (б) каталаз в проростках сои, выращенных на дистиллированной воде, содержащей ZnSO4 (столбец 1), С^04 (столбец 2).
Столбец К представляет собой контроль (без добавления солей ТМ).
Стрелка показывает направление электрофореза от катода к аноду
Анализ полученных нами результатов показал снижение удельной активности рибонуклеаз проростков сои под воздействием исследуемых токсикантов по сравнению с контролем (рис. 3). Число множественных форм рибонуклеаз в исследуемых условиях сохранилось на уровне контроля, но изменилась их электрофоретическая подвижность, что свидетельствует об активации генома сои под влиянием тяжелых металлов. Известно, что цинк необходим для стабилизации структуры нуклеиновых кислот и играет важную роль в процессе трансляции и экспрессии генов [36-37]. Выявлена адаптивная форма Р2, установленная во всех образцах. Заметим, что в присутствии тяжелых металлов выявлена форма Р9, а под влиянием сульфата цинка дополнительно Р3, сульфата меди - Р5 и Р12, отсутствующие в контроле. Вероятно, дополнительные формы рибонуклеаз появились в условиях окислительного стресса.
0,006 0,005 0,004 0,003 0,002 0,001 0
я/
0 0,2 0,4 0,6 0,8 1
К 1 2
а
К
б
12 11
9
6
5
3 2 1
Рис. 3. Удельная активность (а) и множественные формы (б) рибонуклеаз в проростках сои, выращенных на дистиллированной воде, содержащей ZnS04 (столбец 1), СпБ04 (столбец 2).
Столбец К представляет собой контроль (без добавления солей ТМ).
Стрелка показывает направление электрофореза от катода к аноду
Из литературных данных известно, что комплексы меди (II) ингибируют рибонуклеазную активность в растениях [38]. Эти данные коррелируют с полученными нами результатами по влиянию сульфата меди на удельную активность рибонуклеаз в проростках сои, которая снизилась почти в два раза.
0
+
1
2
а
р
1
2
Таким образом, повышенный уровень МДА в исследованных проростках сои, вызванный токсикантами, может быть обусловлен недостаточной эффективностью системы детоксикации АФК в связи с замедлением метаболических процессов, что было зафиксировано по снижению удельной активности каталаз и рибонуклеаз, а также по изменению электрофоретической подвижности форм исследуемых ферментов.
В адаптивной селекции при создании экотоксикологических сортов сои целесообразно использовать не только традиционные методы селекции в различных звеньях экосистемы, но и широко применять молекулярные подходы с использованием множественных форм ферментов, позволяющие получить интегральную характеристику сои на основании различных параметров окислительного стресса. В целом использование биохимических маркеров может стать новым звеном в концепции определения и обнаружения неспецифической срочной адаптации к среде с варьирующими параметрами.
Литература
1. Баимова С.Р. Тяжелые металлы в системе «почва - растения - животные» в условиях Башкирского Зауралья: дис. ... канд. биол. наук. - Уфа, 2009. - 151 с.
2. Окислительный стресс и биохимические маркеры эндотелиальной дисфункции и повреждения внутренних органов в условиях интоксикации тяжелым цветным металлом в эксперименте / Ф.С. Дзугкоева, И.В. Можаева, С.Г. Дзугкоев, О.И. Маргиева, А.И. Тедтоева, М.А. Отиев // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины: международный научно-теоретический журнал. - 2016. - № 8. - С. 161-164.
3. Scandalios J.G. Oxygen stress and superoxide dismutases // Plant Physiology. - 1993. -Vol. 101. - P. 7-12.
4. Чупахина Г.Н., Масленников П.В., Скрыпник Л.Н. Природные антиоксиданты (экологический аспект): монография. - Калининград: Изд-во БФУ им. И. Канта, 2011. - 111 с.
5. Чиркова Т.В. Физиологические основы устойчивости растений. - СПб.: Изд-во СПбГУ, 2002. - 244 с.
6. Transgenic tobacco plants with reduced capability to detoxify reactive oxygen intermediates are hyperresponsive to pathogen infection / R. Mittler, E.H. Herr, B.L. Orvar, W. Van Camp, H. Willekens, D. Inze, B.E. Ellis // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America.
- 1999. - № 96. - P. 14165-14170.
7. Tiedemann A.V. Evidence for a primary role of active oxygen species in induction of host cell death during infection of bean leaves with Botrytis cinerea // Physiological and Molecular Plant Pathology. - 1997. - Vol. 50. - P. 151-166.
8. Wojtaszek P. Oxidative burst: An early plant response to pathogen infection // Biochemical Journal. - 1997. - Vol. 322. - P. 681-692.
9. Андреева В.А. Фермент пероксидаза: участие в защитном механизме растений. - М.: Наука, 1988. - 302 c.
10. Кузнецова В.А., Иваненко Л.Е., Михайлова М.П. Участие дигидрокверцетина в формировании устойчивости семян сои к воздействию солей тяжелых металлов // Ученые записки Казанского университета. Серия: Естественные науки. - 2015. - Т. 157. - Кн. 2. - С. 69-74.
11. Лапина Г.П. Молекулярные механизмы изменчивости пероксидазы льна в раннем онтогенезе и их регуляция. - Тверь: Твер. гос. ун-т, 1999. - 232 с.
12. Трофимцов П.А., Иваненко Л.Е. Пероксидаза хвои сосны обыкновенной как маркер загрязнения окружающей среды // Наука и образование в жизни современного общества: сборник (по материалам Международной научно-практической конференции в 14 томах). - Тамбов: ООО «Консалтинговая компания Юком», 2015. - С. 137-139.
13. Пероксидазная активность проростков сои при воздействии гербицида фронтьер различных концентраций /М.П. Михайлова, В.Т. Синеговская, В.А. Кузнецова, Л.Е. Иваненко // Сборник научных статей по материалам координационного совещания по сое зоны Дальнего Востока и Сибири. - Благовещенск: ООО Издательско-полиграфический комплекс «ОДЕОН», 2015. -С.106-110.
14. Рогожин В.В. Пероксидаза как компонент антиоксидантной системы живых организмов.
- СПб.: ГИОРД, 2004. - 240 с.
15. Regoli F., Gorbi S., Frenzilli G. Oxidative stress in ecotoxicology: from the analysis of individual antioxidants to a more integrated approach // Marine Environmental Research. - 2002. - Vol. 54. -P.419-423.
16. Иваненко Л.Е., Коничев А.С. Роль биологически активных веществ сои в адаптации к условиям выращивания: монография. - М.: ИИУ МГОУ, 2016. - 154 с.
17.Хочачко П., Сомеро Дж. Биохимическая адаптация. - М.: Мир, 1988. - 568 с.
18. Цветков И.Л., Коничев А.С. Биохимические и молекулярно-генетические аспекты адаптации гидробионтов: монография. - М.: Изд-во МГОУ, 2013. - 122 с.
19.Блехман Г.И. Причины изменения и особенности проявления рибонуклеазной активности при обезвоживании растений // Физиология растений. - 1979. - Т. 26, № 5. - С. 932-942.
20. Лаврентьева С.И., Якименко М.В. Влияние агроэкологических условий выращивания на рибонуклеазную активность сои: монография. - Благовещенск: Изд-во БГПУ, 2013. - 128 с.
21. Проскурина И.К. Характеристика комплекса нейтральных рибонуклеаз яиц некоторых насекомых: дис... канд. биол. наук. - М., 1985. - 153 c.
22. Творус Е.К. Влияние засухи и повышенной температуры на активность рибонуклеазы в растениях // Физиология растений. - 1970. - Т. 17, № 4. - С. 787-794.
23. Влияние солей тяжелых металлов на активность и множественные формы РНКаз проростков сои после инокуляции Bradyrhizobium japonicum и Sinorhizobium fredii / В.А. Тильба, С.И. Лаврентьева, А.С. Бегун, М.В. Якименко, Л.Е. Иваченко, А.С. Коничев // Доклады РАСХН. -2013. - № 3. - С. 19-21.
24. Цветков И.Л. Биохимические параметры стресс-редуцирующей реакции гидробионтов при интоксикации: автореф. ... д-ра биол. наук. - М., 2009. - 46 с.
25. Инактивация гена Nkl в растениях табака Nicotiana tabacum SRI за счет РНК-интерференции / С.С. Сангаев, Е.А. Трифонова, С.Е. Титов, А.В. Романова, Я.С. Колодяжная, М.В. Сапоцкий, В.И. Малиновский, А.В. Кочетов // Генетика. - 2010. - Т. 46, № 1. - С. 131-134.
26. Петухов А.С., Петухова Г.А.Биохимические механизмы защиты при накоплении тяжелых металлов в организмах // Гигиена и санитария. - 2017. - № 2. - С.114-117.
27. Кабата-Пендиас А., Пендиас Х. Микроэлементы в почвах и растениях. - М.: Мир, 1989. -439 с.
28. Rassel W.E. The precipitation of polyribonucleotides with magnesium salt and ethanol // Journal of Biological Chemistry. - 1963. - Vol. 238, № 9. - P. 3053-3057.
29. Рогожин В.В., Рогожина Т.В. Практикум по физиологии и биохимии растений: учеб. пособие. - СПб.: Изд-во ГИОРД, 2013. - 352с.
30. Devis B.J. Discelectrophoresis. II. Method and application to human serum proteinse // Annals of the New York Academy of Sciences. - 1964. - Vol. 121, № 1. - P. 404-427.
31. Buege J.A., Aust S.D. Microsomal lipid peroxidation // Methods in enzymology / Eds.: Fleischer S., Packer L. - New York: Academic Press, 1978. - P. 302-310.
32. Van Assche F., Clijsters H. Effects of metals on enzyme activity in plants // Plant Cell Environment. - 1990. - Vol. 13. - P. 195-206.
33. Экспрессия генов аквапоринов при адаптации растений к хлоридному засолению и солям тяжелых металлов / В.П. Холодова, А.Р. Абдеева, К.С. Волков, В.В. Кузнецов, В.В. Кузнецов // Международная конференция «Физиологические и молекулярно-генетические аспекты сохранения биоразнообразия». - Вологда, 2005. - С. 175.
34. Металлотионеины и их роль в адаптации к действию повреждающих факторов (обзор литературы) / Н.Н. Рыспекова, А.Н. Нурмухамбетов, М.К. Балабекова, А.А. Аканов // Вестник КазНМУ. - 2014. - № 1. - С. 298-303.
35. Скугорева С.Г. Роль металлсвязывающих белков и пептидов в детоксикации тяжелых металлов растениями // Вестник института биологии Коми научного центра Уральского отделения РАН. - 2005. - № 8(94). - С. 28-30.
36. Vallee B.L., Falchuk K.H. Zinc and gene expression // Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. - 1981. - Vol. 294. - P. 185-197.
37. Vallee B.L., Galdes A. The metallobiochemistry of Zn enzymes // Advances in Enzymology. -1984. - Vol. 56. - P. 283-430.
38. Tripathy D.R., Singha R.A., Dasgupta S. Complex formation of rutin and quercetin with copper alters the mode of inhibition of Ribonuclease A // FEBS Letters. - 2011. - Vol. 585. - P. 3270-3276.
Информация об авторах Information about the authors
Лаврентьева Светлана Игоревна - Благовещенский государственный педагогический университет; 675000, Россия, Благовещенск; кандидат биологических наук, доцент кафедры химии; lana.lavrenteva. 1984@mail.ru
Lavrentyeva Svetlana Igorevna - Blagoveshchensk State Pedagogical University; 675000, Russia, Blagoveshchensk; Candidate of Biological Sciences, Associate Professor of Chemistry Chair; lana.lavrenteva.1984@mail.ru
Терехова Ольга Андреевна - Благовещенский государственный педагогический университет; 675000, Россия, Благовещенск; аспирант кафедры химии; batanik304@mail.ru
Terekhova Olga Andreevna - Blagoveshchensk State Pedagogical University; 675000, Russia, Blagoveshchensk; Postgraduate of Chemistry Chair; batanik304@mail.ru
Иваченко Любовь Егоровна - Благовещенский государственный педагогический университет; доктор биологических наук, доцент; профессор кафедры химии; ivachenko-rog@yandex.ru
Ivachenko Lyubov Egorovna - Blagoveshchensk State Pedagogical University; 675000, Russia, Blagoveshchensk; Doctor of Biological Sciences, Docent; Professor of Chemistry Chair; ivachenko-rog@yandex.ru
Голохваст Кирилл Сергеевич - Дальневосточный федеральный университет; 690950, Россия, Владивосток; проректор по научной работе, профессор кафедры безопасности жизнедеятельности в техносфере; научный руководитель научно-образовательного центра «Нанотехнологии», директор Дальневосточного регионального научного центра Российской академии образования; droopy@mail.ru
Golokhvast Kirill Sergeevich - Far Eastern Federal University; 690950, Russia, Vladivostok; Doctor of Biological Sciences; Vice-Rector for Research of Far Eastern Federal University, Professor of Life Safety in Technosphere Chair, Academic Director of Research and Education Center "Nanotechnologies", Head of Far East Regional Scientific Center of Russian Academy of Education; droopy@mail.ru
Коничев Александр Сергеевич - Московский государственный областной университет; 105005, Россия, Москва; доктор биологических наук, профессор; konichev@mail.ru
Konichev Alexander Sergeevich - Moscow State Regional University; 105005, Russia, Moscow; Doctor of Biological Sciences, Professor; konichev@mail.ru
