CC BY
175
ВЕСТНИК САНКТ-ПЕТЕРБУРГСКОГО УНИВЕРСИТЕТА
Сер. 3. 2008. Вып. 2
ФИЗИОЛОГИЯ, БИОХИМИЯ, БИОФИЗИКА
УДК 577.112. 31
Е. Ю. Павлова, Т. Н. Прияткина
ПРЕОБРАЗОВАНИЕ (РЕМОДЕЛИРОВАНИЕ) НУКЛЕОСОМНОЙ СТРУКТУРЫ ХРОМАТИНА ПРИ ДЕРЕПРЕССИИ ГЕНОВ
Нуклеосомная организация хроматина. Интерфазный хроматин представляет собой форму организации наследственного материала, в которой ДНК осуществляет свои генетические функции: селективную регулируемую транскрипцию и репликацию. В ядрах специализированных клеток большая часть хроматина находится в репрессированном (компактном) состоянии. На долю активного хроматина, включающего гены, програмиро-ванные на экспрессию и экспрессируемые, приходится, но различным оценкам, не более 2% ДНК [37, 88].
Исследования на ультраструктурном уровне, начатые X. Рисом в 1960-х годах [105], показали, что ДНК в составе интерфазных ядер организована в фибриллы диаметром 30 нм и коэффициентом компактизации около 50 [32]. Параметры и устройство фибриллы являются сходными у всех Еисагуо1а [3, 32, 105]. В растворах с физиологической ионной силой, содержащих двухвалентные катионы, эта структура стабильна. При понижении ионной силы или в присутствии хелатов она трансформируется в фибриллу диаметром 10 нм и коэффициентом компактизации около 10. Эти переходы происходят без нарушения связи ДНК с гистонами [32].
Внутреннее строение хроматиновых фибрилл было установлено при открытии принципа нуклеосомной организации нуклеогистонов, согласно которому 9 молекул ги-стонов (по две Н2А, Н2В, НЗ, Н4 и одной Н1), повторяясь вдоль нити ДНК через 200 п.н., делят ее на идентичные единицы автономной компактизации (структурные единицы хроматина, нуклеосомы) [12, 48, 59, 60, 70, 86, 87, 103]. В результате ДНК-гисто-новых и гистон-гистоновых взаимодействий повторяющийся структурный элемент нуклеогистона образует компактную (коровую) частицу (145 п.н. ДНК, связанной с кором — 2(НЗ-Н4)2(Н2А-Н2В) — октамером гистонов), фланкированную двумя линкерными сегментами, один из которых связан с гистоном Н1 [22, 58, 119]. В зависимости от взаимного расположения линкерных сегментов, а также от их взаимодействия с коровыми частицами, различают несколько типов структур возрастающей компактности: «бусы на струне», «зигзаг», и основная 30 нм — хроматиновая фибрилла, повторяющимся элементом которой, по-видимому, является циклический комплекс из 6 нуклеосом [134, 129].
С формулировкой концепции нуклеосомной организации хроматина стало ясно, что его структурные преобразования в процессах репликации, транскрипции, рекомбинации
© Е. Ю. Павлова, Т. Н. Прияткина, 2008
и репарации можно понять через структурные переходы нуклеосомы. Это определило большой интерес к исследованиям в данной области.
Данные по структуре нуклеосом в основном получены с использованием трех методов: рентгеноструктурного анализа низкого и высокого разрешения кристаллов нуклеосом, гистон-гистонового и ДНК-гистонового связывания химическими сшивками нулевой длины (тест на электростатические контакты) и расщепления ДНК в составе нуклеосом с помощью нуклеаз или радикалов гидроксила.
С использованием комбинации рентгеноструктурного анализа и электронной кристаллографии для кристаллов изолированных естественных нуклеосом удалось достигнуть разрешения 7 А [103], а для частиц, реконструированных in vitro из 140 н.п.-сегментов ДНК и гистоновых октамеров — 2,8 А [70] и 1,9 А [87]. Согласно полученным кристаллографическим данным, нуклеосомная частица обладает осью симметрии второго порядка [38, 103]. Размеры нуклеосомы составляют 11 х 8,6 х 5,7 нм, причем октамер имеет клиновидную форму. Вершина клина образована тетрамером (НЗ-Н4), который фланкирован с двух сторон димерами Н2А-Н2В [12, 13,38,57]. ДНК в нуклеосоме находится преимущественно в В форме, но имеется 3 области сильного искажения двойной спирали. Первая близка к оси симметрии и локализуется у вершины тетрамера, а две другие соответствуют серединам каждого из симметричных сегментов [103].
На кристаллах изолированных октамеров было достигнуто разрешение 1,9 А, позволяющее визуализацию альфа спиралей и расшифровку структуры [12, 13]. Полипептидные цепи всех молекул гистонов обладают сходным типом укладки внутри компактных частиц [71] и в составе изолированных октамеров [12, 13]. Центральный участок (из 27 аминокислот) представлен а-спиралью (а2), которая фланкирована с двух сторон петлями (LI, L2) и короткими (из 10-15 аминокислотных остатков) а-спиральными участками (al и аЗ). 30-35 N-концевых и 10 15 С-концевых аминокислотных остатков, отличающихся высоким содержанием лизина, не структурированы и не входят в октамерный комплекс. В димерных комплексах а2-спирали двух гистоновых молекул перекрещиваются, образуя двуслойное петельное устройство (структурный мотив «рукопожатие») [12, 13]. Структура октамера стабилизируется за счет НЗ-НЗ-связывания двух НЗ-Н4-димеров в центре тетрамера и Н2В-Н4 контактов на его границах [12, 13]. Согласно данным рентгеноструктурного анализа артефактных нуклеосом, на этой гистоновой структуре ДНК образует 2 неполных супервитка [71, 87]. Наблюдаемые резкие изгибы (радиус кривизны 20 А [104]) происходят в основном из-за сильных взаимодействий структурированных областей гистоновых молекул с сахарофосфатной цепью ДНК в 14 сайтах, локализованных в LI -L2 петлях и двух коротких a-спиралях каждого гистонового димера [71]. Высокозаряженные N-концевые сегменты всех гистонов радиально отходят от поверхности нуклеосомы и не взаимодействуют с ДНК [12, 13, 71].
Однако структура нуклеосомы, следующая из кристаллографии артефактных частиц, по-видимому, не является окончательной, так как остается не неразрешенным ряд противоречий. Рентгеноструктурный анализ не позволяет определить положение флуктуирующих концов гистонов, составляющих около трети их полипептидных цепей, которые имеют максимальную плотность положительных зарядов и, по-видимому, вносят существенный вклад в структуру и модуляцию нуклеосом. По существующей модели, все концевые сегменты гистонов в октамере не связаны с ДНК [71, 87]. Однако согласно данным биохимического анализа (химическая пришивка гистонов к ДНК с разрывом полинуклеотидной цепи в сайте ковалентного связывания), дающего прямую и наиболее адекватную информацию о ДНК-гистоновых взаимодействиях, все eNH2 группы лизиновых
остатков гистонов на всем протяжении их полипептидных цепей находятся в электростатическом контакте с фосфатными группами ДНК и пуриновыми основаниями внутри больших и малых бороздок [1, 2, 15, 54, 77, 113]. Об отсутствии свободных лизиновых NH2 групп в компактных частицах свидетельствуют и данные ЯМР [24]. При этом половина двойной спирали ДНК экранирована гистонами в компактных частицах [1]. Данные рентгеноструктурного анализа кристаллов нуклеосом [38, 83, 103] и 10-нуклеотидная периодичность в распределении однонитевых разрывов полинуклеотидных цепей ДНКазой 1 [83] свидетельствуют о том, что большая часть нуклеосомной ДНК находится в прямой конфигурации, В-форме. Как прямая конфигурация ДНК, так и три резких изгиба [103, 104] не находят морфологического выражения в модели. Остался также неразрешенным «парадокс числа витков» (несоответствие модели двух витков ДНК на гистоновом коре экспериментально определенному числу супервитков, приходящемуся на 1 нуклеосому) [24, 29, 56, 117]. Разрешение 1,9-2,8 Á [70, 87], позволяющее визуализировать структуру нуклеосом, было достигнуто на частицах, сконструированных in vitro, и до настоящего времени не показано, насколько артефактная частица отражает структуру естественных нуклеосом, характер нуклеазной и протеазной протекции и электростатических контактов ее компонентов.
Нуклеосома может обратимо разворачиваться, переходить в линеаризованную форму без потери ДНК-гистоновых связей как in vitro [141, 143, 144], так и, вероятно, in vivo [41,44, 112]. В настоящее время отсутствует удовлетворительная модель такого перехода. Более того, устройство из двух витков ДНК, жестко фиксированных на преформированном коре, по-видимому, не имеет структурных предпосылок для каких-либо конформационных перестроек. В артефактной частице ее выступающие концы и центральные части альфа спиралей в комплексе находятся преимущественно вне ДНК [87]. Любые изменения в гистоновой компоненте не могут в этих условиях оказывать влияние на нуклеосомную структуру в целом. Эта черта находится в противоречии с данными рентгеноструктурного анализа естественных нуклеосом, свидетельствующими о полном совмещении в коровой частице белковой и ДНК плотностей [103].
АТФ-зависимые ремоделирующие комплексы. Упаковка ДНК в нуклеосомы является препятствием для осуществления матричных функций ДНК при репликации и транскрипции. Анализ изменений нуклеосомной структуры регуляторных и кодирующих областей генов на различных стадиях их активации остается одной из горячих точек в современных исследованиях механизмов эукариотической транскрипции. Прогресс в этой области знаний связан с успехами дрожжевой генетики, развитием систем in vitro транскрипции и анализа эффектов белковых факторов на моно- и олигонуклеосомные устройства, сконструированные на регуляторных участках различных генов, а также эффективных методов биохимического анализа ДНК-гистоновой ассоциации in vivo [93, 95].
Особенно информативным оказался генетический подход — скрининг мутаций, направленный на идентификацию генов, продукты которых требуются для активации генов, а также мутаций, супрессирующих дефекты в активации, и синтетических деталей [93, 95]. Наиболее продуктивными оказались скрины мутаций, влияющих на экспрессию двух индуцибельных генов ho и sue [79,123], и мутаций, супрессирующих дефекты транскрипции lis2 и his4 [118], связанные с инсерцией транспозона TY в их промогорные области {SPT, Suppressors Ту) [51].
В лаборатории И. Херковица [96] первоначально были идентифицированы swil, swi2, swi3 гены как позитивные регуляторы гена ho, кодирующего эндонуклеазу, которая
инициирует переключение (switching) типа спаривания дрожжевых клеток [123]. Отсутствие продуктов любого из этих генов приводило к 50-100-кратному снижению внутриклеточного содержания /го-мРНК и дефектам в переключении типа спаривания. Параллельные исследования в лаборатории доктора М. Карлсон [79] также привели к идентификации трех генов: snfl, snfi, snfb (Sucrose MmFermentors) как позитивных регуляторов гена sue, кодирующего инвертазу (инвертазная активность в дрожжах необходима для утилизации сахарозы). Эта группа генов обнаружила ряд особенностей. Их продукты были необходимыми для экспрессии определенного набора дрожжевых индуцибельных генов [96], а мутации в любом из них приводили к одному и тому же дефектному фенотипу, и, наконец, транскрипционные дефекты в мутантных штаммах супрессировались мутациями в генах, кодирующих структурные белки хроматина или компоненты системы транскрипции (SIN, Swi/Mlependent и SSN, Suppressors of SNF mutations). Так, SIN/ оказался одним из двух генов, кодирующих гистон НЗ, SIN2 - аллелью гена HMG1-подобно! о белка. Все супрессирующие мутации в гене НЗ выражались в одной аминокислотной (АК) замене в узкой области полипептидной цепи НЗ от 104 до 120 АК-остатка. Другая серия, из 10 ¿'/«-мутантов, имели замену в одной из двух позиций H4-V44 или R46 [93]. Два гена SPT оказались аллелями htal и htbl генов, кодирующих гистоны II2A и Н2В соответственно. SPT15 — ген ТАТА-бокс-связывающего белка (ТВР) [95].
Эти особенности и детальный генетический анализ мутантов привели к предположению, что продукты всех шести генов функционально связаны и, возможно, действуют в составе одного мультисубъединичного комплекса. Секвенирование ДНК показало, что swi2 и snf2 представляют один и тот же ген, названный swi2/snf2 [65]. Swil и swi3 оказались неэквивалентны генам snf,5 и snf6 [64, 93, 95].
Swi2/snf2 кодирует белок в 200 кДа, обладающий АТРазной активностью. АТРазный домен (около 600 центральных аминокислотных остатков) включает семь высоко консервативных мотивов амино-кислотной последовательности, характерных для известных ядерных ДНК-стимулируемых АТРаз [16, 22, 55]. Из дрожжевых клеток, экспрессирую-щих /ag-модифицированный для аффинной хроматографии и иммуноиреципитации белок SWI2/SNF2, был изолирован высокоочищенный белковый комплекс с молекулярной массой около 2 МДа, включающий 10-12 компонентов: продукты генов swil, swi2/snf2, swi3, snf5 к sn/6 и еще 5 белков, не идентифицируемых при мутантном анализе [93, 95]. АТФазная (swU/snfl) субъединица комплекса оказалась главным действующим компонентом в процессе ремоделирования нуклеосомной структуры [16, 22, 55, 64, 95].
С использованием генетических и биохимических подходов было установлено, что хроматин-ремоделирующие комплексы, содержащие АТФазу, гомологичную swi2/ snf2 (принадлежит семейству DEAD/H ядерных ДНК-стимулируемых ЛТФаз [33]), представлены в клетках дрожжей и высших организмов множеством эволюционно консервативных форм, различающихся по субъединичному составу, внутриклеточному содержанию, значению для выживания [44]. Наблюдаемая дивергентность белковых ансамблей одного функционального назначения, возможно, отражает многообразие путей регуляции генетической активности и процессов, требующих ремоделирования нуклеосомной структуры хроматина (репликации, транскрипции, рекомбинации или репарации ДНК). На сегодняшний день АТФ-зависимые хроматин-ремоделирующие комплексы подразделяют на 4 класса: SWI/SNF, ISWI (Imitation SWItch), CHD (Chrom-odomain Helicase DNA-binding) и IN080 (от Inositol) [14]. Известные характеристики комплексов и их субъединиц представлены в табл. 1.
Таблица 1
Субъединичный состав белковых комплексов, обеспечивающих АТФ-зависимое ремоделирование нуклеосом [41, 43, 94]
Семейство Ор- га-низм Название комплекса Субъединицы Функциональные домены
1 2 3 4 5
Swi2/Sn G АТФазный домен; бромодомен
Swil ARID, LXXLL-мотив
SWI/SNF (Switching/ Sucrose Non-Fermenting) Swi3 SWIRM, SANT
Swp73/Snfl2 SWIB
Snf6 АТФ-связывающий домен
tu ■S •S > Si y Snf5; Arp7/Swp61; Arp9/ Swp59; Swp82/ Yfl04$w; Swp29/Tfg3/ Tafl4/Arlc; Rttl02; Snfll Доменная организация не известна
и Sthl АТФазный домен
Rscl,2 & 4 ДНК-связывающий домен
RSC (Remodel the Structure of Chromatin) Rsc9 ARID
Rsc8 SWIRM, SANT, лейциновая застежка
ьц Sfhl ; Rsc7/Npl6p; Rsc6: Arp7/Rsc 11 ; Arp9/Rsc 12 ; Rttl02; Rsc5, 10, 13-15 Доменная организация не известна
Z ÎT1 Brahma АТФазный домен, бромодомен
£ сл OSA ARID; LXXLL-мотив
BAP (Brm-Assotiatcd Moira SWIRM, SANT, лейциновая застежка (домен олигомеризации)
Protein) BAP55 ARPs; гистон-связывающая субъединица
BAP60 SWIB домен
Snrl; Actin Доменная организация не известна
<S> 1 bO о с Brahma АТФазный домен, бромодомен
BAF250 ARID
Щ 5 q Polybromo Бромодомен, ВАН, IIMG, С,Н2-цинковый палец
PBAP BAP 170 ARID домен
(Polybromo-associated BAP) Moria SWIRM, SANT, лейциновая застежка
Snrl Snl'5
BAP60 SWIB
BAP55 ARPs; гистон-связывающая субъединица
Actin
1 2 3 4 5
Brgl или hBrm АТФазный домен
BAF (Brgl/Brm- BAF170&155 ARID
hSnf5/INIl
associated factor) Baf60a SWIB
BAF 53 Гистон-связывающая субъединица
. sapieni Actin
BRG1 АТФаза
а; Polybromo/B AF180 Бромодомен, ВАН, HMG, цинковый палец
PBAF (Polybromo-associated BAF) BAF170&155 ARID, цинковый палец
hSnf5/INIl; Baf60a Доменная организация не известна
ISW1 BAF 53 Гистои-связывающая субъединица
Actin Функция не известна
ISWla Iswl АТФазный домен, SANT, SLIDE, HAND
(Imitation switch la) Ioc3 (Imitation switch one complex 3) Доменная организация не определена
<а> ISWlb Iswl АТФазный домен, содержит SANT домен, SLIDE; HAND
.£3 (Imitation switch lb) Ioc2 PHD
¡Ü CÜ Ioc4 PWWP
со Isw2 АТФазный домен
ISW2 (Imitation switch 2) Itcl (140 кДа) Домен, родственный Acfl
Dpb4 Домен гистоновой укладки
Dlsl То же
ACF (-0,4 Mfla) ATP-utihzmg 1SWI (Imitation SWItch) АТФ-азный домен, SANT, SLIDE, HAND, Aid (Acfl Interaction Domen)
nucleosome assembly remodeling factor 3 cy6i.eflHHHUbi Acfl WAC, WAKZ мотивы, DDT, BAZ, два PHD пальца и бромодомен
i. и CHRAC (chromatin accessibility complex) (~0,7Mfla) 5 cy6T>e,n;nHHii ISWI АТФазный домен, SANT, SLIDE, HAND, Aid (Acfl Interaction Domen)
0 1 Acfl Доменная организация не известна
X и J tu Chracl6 Домен гистоновой укладки
s Q Chracl4 То же
NURF (nucleosome-remodeling factor) (-0,5 Mfla) ISWI АТФаза, содержит SANT домен, SLIDE; HAND, Aid
NurDOl Бромодомен
Nurf55 Участвует в АТФазной активности
Nurf38 Пирофосфатаза, участвует в АТФазной активности
1 2 3 4 5
hACF hSNF2h АТФазный домен
(human ACF) hAcfl Доменная организация не известна
WICH hSNF2h АТФазный домен
Wstf Доменная организация не известна
hCHRAC (chromatin accessibility complex) hSNF2h АТФазный домен
hAsfl ?
to hCHRAC 17 Домен гистоновой укладки
hCHRAC 15 Домен гистоновой укладки
>5 RSF hSNF2h АТФазный домен
(remodeling and spacing factor) p325/Rsfl Домен связывания с коровыми гистонами
hSNF2h АТФазный домен
CHD hSNF2h Mi2; Mtal&2; HDAC1&2; RbAp46; RbAp48; MBD2&3; Rad21; SA1&2; Smcl&3 Доменная организация не известна
<u 1 w и И CHD1 (chromodomain helicase DNA-binding 1) Chdl АТФазный домен, хромодомен
Chd4 АТФазный домен
melanogaster Mi2 Rpd3 Доменная организация не известна
ч CHD1 Chdl АТФазный домен
Ino80 АТФазо-геликазный домен
Arp8 Домен связывания Агр4 и актина, домен связывания НЗ и Н4 in vitro
NhplO HMG-подобный белок, домен ассоциации Ies3
yIN080 Arp4 Домен связывания с АТФ, домен связывания с гистонами
(yeast Inositol 80) Rvbl АТФазный домен, 3'-5'-геликазный домен
<и <3 Rvb2 АТФ-азный домен, 3'-5'-геликазный домен
IN080 •а > it Tall 4 YEATS; домен связывания каталитической субъединицей
о и les6; Actl; IES2; ARP5; Iesl; Ies3;Ies4;Ies5 Доменная организация не известна
Swrl АТФазо-геликазный домен
Swc4/Godl SANT
ySWRl (yeast Swi2/ Snf2 related 1) Rvbl АТФазный домен ААА+ семейства, 3'-5'-геликазный домен
Rvb2 АТФазный домен ААА+ семейства, 3 '-5 '-геликазный домен
Окончание табл. 1
1 2 3 4 J
Bdfl 2 бромодомена
Агрб Домен связывания нуклеосом
и Yaf9 YEATS. Домен ассоциации Swc4
о ОС о S У Vps71/Swc6 Домен связывания Htzl и нуклеосом, домен ассоциации Swc2 и Swc3.
g у И Vps72/Swc2 Домен ассоциации Swc3, гистон-шаперон-нодобный домен
Aorl/Swc5; Actl; Swcl/ Swc3; Arp4 Доменная организация не известна
АТРазные субъединицы всех изученных ремоделирующих комплексов содержат практически идентичные АТРазные домены, но различаются но фланкирующим их участкам, которые могут включать дополнительные функциональные домены, характеризующие каждый класс. Мотивы аминокислотных последовательностей, определяющие домены различного функционального назначения, встречаются во всех субъединицах комплекса (см. табл. 1). Наиболее характерны следующие [43, 37]:
Бромодомен — узнает ацетилированные NH2 группы гистонов;
Хромодомен — узнает метилированные NH2 группы гистонов;
SANT (Swi3, Ada2, N-CoR, TFIIIB) — 50 аминокислотных остатков, ДНК и гистоны связывающий домен;
SLIDE (SANT-like ISWI domain) — SANT-подобный домен;
SWIRM (SWI3p, Rsc8p, Moira) участвует в белок-белковых взаимодействиях;
ARID (AT-Rich Interaction Domain) вовлечен в сиквенс-специфическое или сиквенс-неспецифическое ДНК связывание;
ВАН (Bromo Adjacent Homology) участвует в белок-белковых взаимодействиях;
HMG (High Mobility Group) связывание ДНК;
PHD fingers (Plant homeodomain);
WAC (WSTF, Acfl, cbpl46p) мотив;
WAKZ (WSTF, Acfl, KIAA0314, ZK783.4) мотив;
DDT (DNA binding homeobox and Different Transcription factors) — ДНК-связыва-ющий домен;
Aid (Acfl Interaction Domen) - домен связывания Acfl.
Возможность получения ремоделирующих комплексов в высокоочищенном состоянии [95] стимулировала in vitro исследования процесса нуклеосомного ремоделирования на моно- и олигонуклеосомных конструкциях, содержащих ДНК регуляторных участков различных генов. Дж. Котэ и коллеги [27] показали, что при воздействии SWI/SNF увеличивается доступность регуляторных сайтов ДНК, которые были включены в нуклеосому, для связывания активаторов, дериватов GAL4.0 дестабилизации нуклеосомной структуры в процессе АТФ-зависимого ремоделирования свидетельствуют увеличение доступности ДНК к нуклеазному перевариванию [27,28] и вероятность перемещения октамеров в транс на донорную ДНК или их смещения в цис [36,40,97]. Известными эффектами воздействия SWI/SNF являются формирование петель на протяженных нуклеосомных устройствах или выпетливание ДНК на поверхности октамера, а также объединение мононуклеосомных частиц в стабильные димеры [21, 36, 131, 138].
SWI/SNF и ISWI комплексы различаются по способу хроматинового ремоделирования [14, 78, 94]. АТРазная активность ISWI комплексов стимулируется интактными ну-клеосомами, но не свободной ДНК, тогда как АТРазная активность SWI/SNF проявляется
как в присутствии свободной ДНК, так и нуклеосом [94]. SWI/SNF комплексы нарушают ДНК-гистоновые связи. Это выражается в повышении доступности нуклеосомной ДНК к нуклеазному перевариванию [27, 28, 90]. Напротив, ISWI не вызывают перестройки нуклеосом, оставляя неизменным характер нуклеазного переваривания ДНК. CHRAC и ACF, члены ISWI семейства, индуцируют процесс нуклеосомной ассамблеи, приводящий к остановке транскрипции. NURF же действует in vitro, как SWI/SNF, и дестабилизирует нуклеосомную структуру. Подобно SWI/SNF комплексам, ISWI способны создавать безнуклеосомные области, как предполагают авторы работы [63], путем перемещения гистоновых октамеров в соседние позиции на той же самой ДНК.
Белок RSC, выделенный из клеток дрожжей на основе его гомологии со SWI/SNF, способен полностью дезинтегрировать нуклеосомы и переносить гистоновые октамеры на другие акцепторы [23, 107]. Содержание этого комплекса [23] в дрожжевых клетках на порядок превышает содержание SWI/SNF. В отличие от SWI/SNF, RSC обязателен для митотического роста [133]. Дефекты его компонентов не супрессируются дефектами в структурных белках хроматина. Генетические мишени RSC не идентифицированы. Его хроматин-ремоделирующая активность требуется для прогрессии клеточного цикла, а также репликации ДНК и транскрипционной регуляции [14, 93].
Одни модели АТФ-зависимого ремоделирования исходят из представлений об изменении гистонового состава нуклеосом. Например, SWI/SNF-подобные комплексы, используя энергию гидролиза АТФ, удаляют один или два Н2А-Н2В димера [137]. Однако оказалось, что различные типы гистон-гистоновых сшивок не блокируют АТФ-зависимого ремоделирования нуклеосом [28]. Более того, высокочувствительные методы флуоресцентного анализа структуры не выявили изменений в организации гистонового октамера в ремоделированных формах нуклеосом [36,131]. Теперь существуют доказательства того, что АТФ-зависимое ремоделирование вызывает изменения в топологии нуклеосомальпой ДНК [46], переход в новую ДНКазо-1-чувствительную конформацию без дезинтеграции компактных частиц, освобождения или смещения гистонов [11, 36, 43, 40, 67].
Воздействие АТФ-зависимых ремоделирующих комплексов, вероятно, не является достаточным для завершения процесса преобразования нуклеосом для транскрипции. В кооперации с ними действует другой класс нуклеосомных ремоделяторов, обеспечивающий специфические модификации гистоновых молекул.
Посттрансляционные модификации гистоновых молекул, связанные с процессом транскрипции. Гистоны являются мишенями ряда посттрансляционных модификаций: ацетилирование и метилирование лизинов (К) и аргининов (R), фосфорилирование серинов (S) и треонинов (Т), убиквитилирование лизинов Н2А и Н2В, поли-АДФ-рибо-зилирование и др. [49, 61].
Первые данные о связи ацетилирования е-аминогрупп лизиновых остатков гистонов с процессом транскрипции были получены в 1964 г. [9]. В последующие годы была показана корреляция между транскрипционной активностью хроматина и уровнем ацетилирования коровых гистонов: хроматин активного ß-глобинового гена иммунопреципитировал при добавлении антител на гиперацетилированный гистон FI4 [47].
Связь между ацетилированием гистонов и транскрипцией стала очевидной после того, как было установлено, что один из факторов, активирующих транскрипцию многих генов дрожжей, — GCN5 обладает ацетилтрансферазной активностью (HAT) [20], которая необходима для этой стимуляциии. Значение HAT было сразу же подтверждено сходными результатами на млекопитающих [114, 124, 125]. Коактиватор человека рЗОО/ СРВ был идентифицирован как HAT, активность которой коррелировала с его эффектом
на транскрипцию [84]. Следующими открытыми НАТ-содержащими коактиваторами были ядерные рецепторы гормонов и субьединицы общего транскрипционного фактора TAF 250 [75].
Поскольку дрожжевой белок GCN5 in vitro был способен ацетилировать свободные гистоны (но не в составе нуклеосом), начались поиски комплексов, включающих GCN5. При генетической селекции в дрожжах была выявлена группа генов ada (alteration/c/efi-ciency in activation), включающая также ada2, ada3 и gcn5, являющихся аллелями генов swi7, swil8 и swiJ9, которые были необходимы для активации гена ho и других генов [95, 99]. Биохимический подход, направленный на поиск комплексов, способных ацетилировать in vitro нуклеосомные гистоны выявил 2 высокомолекулярных комплекса (0,8 и 1,8 МДа). Оба комплекса содержали продукты ada2, ada3 и gcn5 генов. Более крупный, включающий дополнительные белки, кодируемые spt3, spt8 и sptl, был назван SAGA (Spt, Ada, Gcn5 ^4cetyltransferase). Интактные нуклеосомы были физиологическим субстратом для обоих комплексов [93].
Таблица 2
Посттрансляционные модификации гистоновых молекул [47, 61, 130]
Гистон Сайт модификации HAT (Histone Acetil Transferase) HMT (Histone Metil Transferase) Киназы Убиквитин лигазы
1 2 3 4 J 6
Н2А S1 MSK1
К4 (S. cerevisiae) Esal
К5 (mammals) Tip60 p300/CBP
К7 (S. cerevisiae) Hatl: Esal
Т119 NHK-1 К119 (mammals) HR6A.B?
SI29 (S. cerevisiae) Mecl
SI39 (mammalian H2A.X) ATR, ATM, DNA-PK
Н2В K5 ATF2
K11 S. cerevisiae) Gcn5
K12 (mammals) рЗОО/CBP; ATF2
S14 (vertebrates) Mstl
K16 'S. cerevisiae) Gcn5
K15 ^mammals) рЗОО/CBP; ATF2
K20 p300
S33 (D. melanogaster) TAF1
К120 (mammals) HR6A, В?
К123 (S. cerevisiae) Rad6
нз K4 Esal; Hpa2 Setl (yeast); Set9 (vertebrates); MLL. Trx
K9 Gcn5; SRC-1 Suv39h, Clr4; G9a; SETDB1; Dim-5, Kriptonite; Ashl (D. melanogaster)
S10 Aurora-B kinase; MSK1, MSK2
Окончание табл. 2
1 2 3 4 S 6
нз К14 Gcn5, PCAF; Esal, Tip60; SRC-1; Elp3; Hpa2; TFIIIC90; TAF1; Sas2; Sas3:p300
R17 CARM1
К18 Gcn5 (SAGA/ STAGA complex); p300/CBP
К23 Gcn5 (SAGA/ STAGA complex) Sas3; p300/CBP
К27 Gcn5 Ezh2
К36 Set2
К79 Dotlp
Н4 R3 PRMT1
К5 Hatl; Esal, Tip60; ATF2; Hpa3; p300
К8 Gcn5, PCAF; Esal, Tip60; ATF2; Elp3; p300
К12 Hatl; Esal, Tip60; Hpa2
К16 Gcn5; MOF (D. melanogaster)-, Esal (yeast), Tip60 (mammals); ATF2: Sas2
К20 PR-Set7; Suv4-20h; Ashl i.D. melanogasteñ
Комплекс SAGA эволюционно консервативен. Одним из гомологов SAGA является рЗОО/СВР-ассоциированный фактор (PCAF) человека [84]. PCAF преимущественно ацетилирует N-концевые сегменты гистона Н4. Субтратами ядерных ацетилтрансфераз, помимо гистонов, являются белки, вовлеченные в регуляцию транскрипции, такие, как р53, E2F1, TFIIE, TF2F, TCF, GATAI, HMGI(Y) и ACTR [62, 74].
В настоящее время накапливаются данные о связи модификаций специфических аминокислотных остатков гистоновых цепей со стадиями транскрипции. В табл. 2 представлены различные модификации гистонов и их предполагаемая функция. Было показано, что инициация транскрипции в дрожжах и клетках человека требует ацетилирования в НЗК9, НЗК14 и гистона Н4 в промоторе и 5'-концевой области гена. Подобные модификации гораздо реже встречаются в кодирующих областях [7, 98]. Ацетилтрансферазы, такие, как GCN5 и ESA 1, также преимущественно сосредоточены в промоторных областях активных генов [61].
Возможно, цепь событий, ведущих к специфической активации генов, начинается со связывания транскрипционных факторов, обладающих одновременно ДНК-связывающей
и ацетилтрансферазной активностью, которые определяют место и направление апеллирования гистонов. Так, при исследованиях системы регуляции ho гена было уствановлено, что SWI/SNF и SAGA действуют кооперативно на одном и том же участке [26]. Сначала с промотором ho связывается специфический фактор Swi5, что делает возможным присоединение ремоделируюгцего комплекса SWI/SNF. Воздействие SWI/SNF на промотор облегчает процесс ацетилирования гистонов комплесом SAGA, в свою очередь связывающимся с промотором . Затем на ДНК помещается специфичный активатор и инициируется транскрипция [4, 26]. Кооперативное действие SWI/SNF и SAGA было показано и для корегулируемых РН05 и РН08 промоторов в дрожжах [101, 102]. Однако, если в случае ho гиперацетилированию гистонов предшествовало связывание SWI/SNF комплекса [26], в РН05 и других случаях гиперацетилирование наблюдается в отсутс твие ремоделирования хроматина [102, 128]. На промоторе РН08 показано, что гипераце тилирование гистонов не приводит к ослаблению их взаимодействия с ДНК, но, возможно, просто служит сигналом, который может быть прочитан последующими хроматин модифицирующими активностями [102]. Показано, что SWI/SNF стабильно связывается с гиперацетилирован-ными нуклеосомами через субъединицы, содержащие бромодомен [45]. Основная роль гиперацетилирования гистонов на промоторах РН05 и РН08, по-видимому, состоит в стабилизации связи SWI/SNF комплекса на хроматине промотора.
На S.cerevisiae и млекопитающих показано существование корреляции между ги-перацетилированием и фосфорилированием гистонов в одних и тех же нуклеосомах, что может указывать на кооперативность в действии этих модификаций [61]. Выдвинуты две гипотезы о роли фосфорилирования в активации генов. Согласно одной гипотезе, фосфори-лирование существенно для последующего ацетилирования. В S.cerevisiae протеинкиназа SNF1 функционирует совместно с ацетилазой GCN5 на IN01 промогоре, фосфорилируя H3S10. Это обеспечивет связывание GCN5 для последующего ацетилирования НЗК14 [69]. Другие данные показывают, что процессы фосфорилирования и ацетилирования гистонов являются независимыми [130].
С процессом транскрипции сопряжены и другие модификации гистоновых молекул — метилирование лизиновых и аргининовых остатков и убиквитирование гистонов Н2А и Н2В. Показано, что переход от инициации транскрипции к элонгации ассоциирован с метилированием НЗК4 с присоединением от одной до трех метальных групп [61]. Распределение ди- и монометалированных форм НЗК4 в хроматине активных генов S. cerevisiae, человека, мыши и цыпленка относительно гомогенно, тогда как пик триметилированных НЗК4 соответствует промоторной и 5 '-концевой областям [98]. Фосфорилированис С-кон-цевого домена (CTD) субъединицы РНК полимеразы II (RNAPII) комплексом TFIIH ири переходе к элонгации в S.cerevisiae существенно для последующего триметилирования НЗК4, триметилированный НЗК4 долгое время сохраняется в промоторной области и, возможно, играет важную роль в реинициации транскрипции [80].
Белок убиквитин (с MB 8,5 кДа) ковалентно прикрепляется к гистонам Н2А и Н2В через образование изопептидной связи между С-концевым глицином убиквитина и е-амино-группой лизина гистонов [81]. На дрожжевом гене дегидрофоллатредуктазы было обнаружено, что в состоянии активной транскрипции содержание убиквитинированных форм Н2А и Н2В в хроматине увеличено в 2 раза по сравнению с суммарным хроматином [135]. Моно- и полиубиквитинированные формы гистона Н2В преимущественно локализованы в транскрипционно активных регионах [31]. Активация gall и suc2 генов S. cerevisiae сопровождается убиквитинированием Н2ВК123 в нуклеосомах промоторной области. Эта модификация является короткоживущей и, возможно, нужна для связывания комплекса
SAGA, содержащего белок Ubp8, который удаляет остатки убиквитина [61]. Показано также, что убиквитинирование Н2ВК123 является предпосылкой к метилированию НЗК4. Имеются данные, указывающие на взаимозависимость убиквитинирования и метилирования гистонов Н2В и НЗ соответственно [19]. Оказалось также, что в процессе модификации этих гистонов участвуют две АТФазные субъединицы 19S регуляторных комплексов протеасом — Rpt4 и Rpt6 [35]. Связывание протеасом с активным хроматином зависит от убиквитинирования гистона Н2В, а мутации в субъединицах Rpt4 и Rpt6 предотвращают метилирование НЗК4 и НЗК79, но не нарушают убиквитинирование Н2В. После генной активации нротеасомные компоненты движутся с РНК полимеразой II и ремоделируют хроматин, используя свою АТР-зависимую шаперонную активность [72]. Нротеасомные АТФазы, таким образом, обеспечивают связь между промогор-ассоциированным убикви-тинилированием гистона Н2В и независимым от транскрипции метилированием гистона НЗ на участке транскрибируемого гена [35, 72]. Значение этих взаимодействий для процесса транскрипции остается пока не ясным.
Ацетилирование и деацетилирование гистонов является циклическим процессом и рассматривается как центральное событие, обеспечивающее обратимый переход от репрессивной к пермессивной хроматиновой структуре. Молекулярные основы этого эффекта переключения остаются неизвестными. Рассматриваются две возможности: нарушение ДНК-гистоновых связей, дестабилизирующее нуклеосомную структуру, или создание сайтов связывания белковых модулей, таких, как бромодомены, которые представлены во многих регуляторных белках [136]. В целом характер структурных изменений нуклеосом (в категориях ДНК-гистоновых и гистон-гистоновых взаимодействий, на которых полностью основана нуклеосомная организация) под воздействием ремоделирующих факторов, наблюдаемых в системах in vitro, остается неизвестным.
Стадия элонгации транскрипции, факторы элонгации. Стадия элонгации (образование первой фосфодиэфирной связи) в транскрипции сопровождается серией параллельных биохимических процессов, обеспечивающих синтез РНК (адресная доставка свободных нуклеотидов и утилизация непрерывно освобождающегося неорганического пирофосфата) и сопряжение с транскрипционной элонгацией таких процессов, как пре-мРНК-процессинг, репарация ДНК и, возможно, белковых компонентов активного хроматина, модификация гистонов и других, действующих в системе белковых факторов, замена гистоновых субтипов (включение неканонических вариантов) и, наконец, деконденсация хроматина и реассамблея его нуклеосомной структуры [127]. В каждом из этих процессов действуют многокомпонентные белковые ансамбли, конкретные функции ключевых компонентов которых только начинают выясняться в последние годы.
Отличительной чертой РНК полимеразы II (RNAPII) является присутствие в С-тер-минальном домене (CTD) самой большой из ее субъединиц высоко консервативного тандемно повторяющегося (25-52 повторов) гептапептидного мотива (Tyr-Ser2-Pro-Thr Ser5-Pro-Ser7) [25]. Этот домен функционально взаимодействует с множеством факторов во время транскрипционного цикла и эти взаимодействия, по крайней мере, частично регулируются состоянием его фосфолирирования [127]. Первое событие, знаменующее переход от инициации к элонгации, сопровождается фосфорилированием Ser5 в гептаповторах CTD под действием киназы, ассоциированной с генеральным фактором транскрипции TFIIH [120]. Это обеспечивает освобождение промотора и синтез начальных 21-35 нуклеотидов [108]. Как показано для многих дрозофильных, человеческих и вирусных генов на этой стадии RNAPII, представленная гипофосфорилированной формой (RNAPIIa), входит в состояние паузы [108], в течение которой приводится в действие система раннего
кэпирования транскриптов [44]. На основании данных о распределении RNAPIIa на ио-литенных хромосомах дрозофилы [139] около 20% генов имеют молекулу паузирован-ной RNAPIIa в проксимальной части кодирующей области [66]. Активаторный белок, GAGA-фактор, также связан со многими сайтами. Кооперация RNAPIIa с вырожденными сиквенсспецифическими белками, такими, как-GAGA фактор, может быть общим механизмом установления открытой хроматиновой структуры (компетентного для индукции состояния) для генов домашнего хозяйства и других pre-set (компетентных для индукции) генов [37]. Присутствие GAGA-факторов и паузированной RNAPII на генах hsp является предпосылкой для связывания HSF (Heat-Shock Factor) после теплового шока [116].
Паузирование RNAPII в начальной стадии элонгации детерминируется двумя факторами: DSIF (Z)RB Sensitivity /ndusing Factor), состоящим из двух субъединиц — Spt4p и Spt5p и NELF (Negative üXongation Factor), комплексом из пяти компонентов, один из которых оказался ранее идентифицированным РНК-связывающим белком [142]. Транскрипция голой ДНК in vitro становится чувствительной к классическому ингибитору RNAPII элонгации in vivo — нуклеотидному аналогу DRB (5,6-Dichloro-/íiboíuranosilSenzimidazole), инактивирующему протеинкиназы. Интересно, что Spt5p имеет два С-терминальных элемента — CTR1 и CTR 2, содержащих консенсусы гептапептидных повторов CTD. При переходе к процессивной элонгации RNAPII и Spt5p гиперфосфорилируются по Ser2 гептапетидов под действием фактора элонгации pTEFb (positive Transcription Elongation Factor) [73], состоящего из DRB-чувствительной Cdk9 киназы (Cyclin-c/ependent tíñase) и циклина Т [92, 100]. В течение транскрипционного цикла RNAPII постоянно фосфорилируется pTEFb и дефосфорилируется Ser2- и 8ег5-специфичными CTD-фосфатазами. При этом сохраняется высокий уровень фосфорилирования Ser2 CTD RNAPII (RNAPIIo). Фосфорилированный Ser2 является маркером перехода к процессивной фазе элонгации, который влияет на ее скорость, PFIK-процессинг и терминацию [129]. Во время процессивной элонгации pTEFb, Spt4p и Spt5p обнаруживаются в кодирующих областях в ассоциации с RNAPIIo, как ее позитивные эффекторы [10, 44]. После окончания транскрипции фосфатазы (Fcpl и SSU72) снимают фосфорилирование серинов перед новым раундом транскрипции [120, 127].
Процессивая элонгация не является непрерывным и равномерным процессом. Даже в высокоочищенных системах транскрипции голой ДНК скорость элонгации на порядок ниже физиологической скорости (25 нуклеотидов/с) [44]. Несмотря на кажущиеся оптимальными условия, RNAPII постоянно паузирует на различных ступенях добавления нуклеотида или входит в состояние запрета (ареста) продолжения процесса. Транскрипционный запрет (arrest) отличается от остановки (stalling) или паузирования своей продолжительностью и потерей контакта между выступающим 3-концом РНК и активным центом RNAPII [127]. Скорость элонгации на свободной ДНК значительно возрастает под влиянием таких факторов, как TFIIS(SII), TFIIF, элонгины, белки семейства ELL, которые непосредственно взаимодействуют с ферментом и прерывают паузирование или снимают арест [127].
Сильный позитивный эффект TFIIS определяется снятием состояния ареста путем индукции гидролитического расщепления образующегося транскрипта в RNAPII-активном центре. При этом полимераза делает обратный ход (7-9 нуклеотидов) от сайта запрета, ревосстанавливает контакт с РНК и процессивное состояние [39].
Хотя большинство паузирующих RNAPII реактивируется под действием ассистирующих ей факторов, существует дополнительный процесс снятия ареста, если он оказывается продолжительным или необратимым [127]. Недавно стало известно, что выход из состояния запрета элонгации требует либо активности TFIIS для реактивации обратного хода, либо убиквитинирования и протеолитической деградации RNAPII протеасомами.
Протеолитическая деградация используется как последнее средство, обеспечивающее считывание гена, блокированного необратимо связанной RNAPII [122]. Кроме того, регуля-горные субчастицы протеасом 19S позитивно влияют на скорость элонгации, обеспечивая смену кофакторов транскрипции на различных ее стадиях, через их убиквитинирование и протеолиз [120].
Нарушения в ходе элонгации на голой ДНК in vitro могут быть связаны с неадекватным топологическим состоянием или повреждением ДНК-матрицы и зависят от ее нуклеотидной последовательности [51 ]. В живых клетках процесс элонгации блокируется снижением нуклеотидного пула (например в присутствии 6-азоурацила), повреждениями в ДНК, требующими включения специализированных механизмов быстрой сопряженной с транскрипцией репарации (TCR, Transcription-Coupled Äepair) или репарации других компонентов системы. Возникающий дисбаланс в сопряжении с параллельными процессами (сплайсинга или транспорта транскриптов) и, наконец, необходимость ремоделирования структуры хроматиновой матрицы [120, 127] .также являются причинами нарушения элонгации.
Методами иммунодетекции и иммунопреципитации в ассоциации с гиперацети-лированной элонгирующей формой RNAPIIo или с кодирующими областями активных генов обнаруживается множество белков и белковых ансамблей, которые разделяются на несколько функциональных классов [14,126]. Помимо факторов, преодолевающих паузи-рование или арест элонгации и компонентов сопряженных и параллельных биохимических процессов, обнаружено множество комплексов, которые обеспечивают, как предполагают авторы работ [14,44], преобразование нуклеосомной структуры хроматина для транскрипции. Нуклеогистоновая матрица в активном состоянии характеризуется высоким содержанием модифицированных (ацетилированных, метилированных, убиквитинированных) форм гистонов и присутствием неканонических гистоновых вариантов [14, 115].
Действие АТР-зависимых хроматин-ремоделирующих комплексов и гистоновых ацетилаз, по-видимому, не ограничивается областью промотора [44], как предполагали ранее [95]. Уровень аццетилирования гистонов в 5' и З'-концах активных генов выше, чем на промоторах [91]. В ß-глобиновом локусе гиперацетилированные гистоны выявляются на всем протяжении кодирующей области [34, 110]. Это показывает, что ацетилируюшая активность распространяется на весь хроматиновый домен, а не на ограниченный набор индивидуальных сайтов, определяемых сиквенсспецифическими факторами [132]. У человека HAT P/CAF коиммунопреципитирует с элонгирующей RNAPIIo [34]. Активность против in vitro паузирования RNAPII увеличивается при добавлении ацетилтрансферазы рЗОО. У дрожжей NuA3 HAT, ацетилирующая гистон НЗ, взаимодействует с фактором элонгации SPT16p в двугибридных пробах, указывая на роль в элонгации [44]. Из транскрибируемых областей генов дрожжей изолирован RNAPIIo-РНК-ДНК-комплекс. включающий элонгатор, который освобождался из комплекса при дефосфорилировании CTD [89]. Одна из субъединиц элонгатора, определяющая его активирующий эффект на транскрипцию — ELP3, является членом GNAT семейства гистоновых ацетилаз [42, 68, 140].
АТР-зависимые ремоделирующие комплексы также играют роль в элонгации. Мутации в нескольких компонентах S WI/SNF комплекса приводят к синтетической летальности при комбинации с мутациями гена, кодирующего фактор элонгации TFIIS [30]. Дрожжевые хроматин-ремоделирующие АТРазы (Iswlp) последовательно регулируют прохождение каждой стадии транскрипционного цикла [76]. Комплекс Iswla репрессирует инициацию, специфически позиционируя нуклеосомы, в то время как Isw 1 в действует в кодирующих
областях, контролируя число элонгирующих RNAPII и координацию синтеза и процес-синга пре-мРНК [120].
Метилирование и убиквинитрование гистонов в кодирующих областях совмещены во времени или сопряжены с элонгацией, в отличие от ацетилирования, которое может предшествовать ей [44]. Метилирование осуществляется Seil - и Set2-rncTOHOBbiMH метилазами (HMTase), которые помещаются к своим мишеням многокомпонентными комплексами. Для нуклеосомального метилирования НЗ требуется 5-субъединичный комплекс PAF1 и COMPASS (Complex Of Proteins associated with Setl). RNAPIIa с фосфорилированным по Ser5 CTD связывает COMPASS и кэпирующую машину. PAF1 взаимодействует с COMPASS, который прямо связан с RNAPII [80]. Setl, субъединица COMPASS, метилирует НЗК4 у промотора. Активность зависит от убиквитинирования Н2В. Оба комплекса обнаруживаются в ассоциации с RNAPIIa, RNAPIIo и ОРС (открытые рамки считывания). Предполагают, что PAF1 функционирует как платформа для помещения гистон-метилирующего комплекса [115.].
Гистоновое метилирование является крайне стабильной модификацией, которую обычно рассматривают как долговременный эпигенетический маркер. Несмотря на интенсивные попытки, гистоновые деметилазы не были обнаружены. Это возможное свидетельство того, что данная ковалентная модификация является необратимой [120]. Тем не менее характер метилирования гистонов в специфических районах генома оказывается динамичным [50, 82, 106]. Наиболее вероятной основой такой динамики рассматривают обмен метилированных форм на гистоновые субтипы [120].
Замена канонических гистонов на их варианты осуществляется специфическими комплексами, обладающими АТРазной и гистон-шаперонной активностью. Комплекс SWR1 (SH7î2/snf2 delated 1) состоит из 12 субъединиц, включает АТРазу, SWRlp и ги-стон H2AZ, селективно обменивает Н2А на его варианты, включая H2AZ [120]. Четыре субъединицы SWR1 также являются компонентами дрожжевого гистон Н4-ацетилтранс-феразного комплекса, NuA4 (Nucleosome Н4 Acetiltransferase). HIRA (histone regulatory homolog A) — гистоновый шаперон, включающий неаллельные каноническому вариан ты НЗ [8]. Субъединицы этих комплексов стимулируют процесс элонгации на искусственных хроматиновых матрицах и обнаруживаются в связи с RNAPIIo и на ОРС [8, 14].
Большая группа факторов, влияющих на процесс элонгации in vivo и in vitro (ранее были описаны как гистоновые шапероны, участвующие в сборке нуклеосом на вновь синтезированной ДНК во время репликации [14]) также являются членами белковых комплексов, которые требуются во время репарации ДНК [5]: ASF 1 (AntiSilencing Factor), CAF1 (Chromatin Assembly Factor 1), белки семейства NAP1 (Nucleosome Assembly Factor 1), Spt6p, нуклеоплазмин, комплекс DUF (DNA unwinding factor) /FACT(Facilitates Chromatin Transcription) и др. [14, 85, 111]. Разные факторы ассамблеи нуклеосом обычно обнаруживают предпочтение либо для Н2А-Н2В, либо НЗ-Н4 димеров.
Функция ремоделирования нуклеосомной структуры на стадии элонгации наиболее документирована для полифункционального (участвует в репликации, в контроле прохождения клеточного цикла и в репарации ДНК [121]) комплекса FACT (Facilitates Chromatin Transcription), включающего белок SPT16p и SSRP1 (Structure-Specific Recognition Protein) [18, 121].
Изначально роль FACTa как фактора элонгации основывалась на его способности обеспечивать элонгацию транскрипции на нуклеосомных конструкциях in vitro [17]. Позже было установлено, что он колокализован с РоШо и ОРС [120]. Исследования in vivo и in vitro показали, что по механизму действия FACT является шапероном. Дестабилизация
нуклеосомной структуры связана с удалением димеров Н2А-Н2В [17, 109]. Однако получены данные, что он также играет роль в восстановлении целостности нуклеосом после транскрипции [18, 109]. Предполагают, что FACT имеет двойную функцию: способствует разборке хроматина во фронте РНК полимеразы и ресборке нуклеосом после ее прохождения [17, 109]. Подобные функции обнаруживает и шаперон НЗ-Н4 — SPT6p [53, 109]. Новые доказательства того, что SPT6p участвует в восстановлении нуклеосомной структуры после прохождения РНК полимеразы II продемонстрировали М. W. Adkins и J. К. Tyler [6]. Оказалось, что в отсутствии SPT6p и ресборки нуклеосом, транскрипционные активаторы РН04 и РН02 не требуются для транскрипции pho5. Это согласуется с данными о том, что ADR1-активатор не требуется для активации генов ady2 и adh2, если нарушается нуклеосомная ресборка [6].
Сомнительно, что множество факторов, обнаруживаемых в ассоциации с полимера-зой или в ОРС (открытая рамка считывания) активных генов, действительно движутся с полимеразой. Скорее, существует быстрый обмен связывающихся с ферментом партнеров в зависимости от обстоятельств [126,127]. Компоненты сопутствующих, совмещенных по времени или сопряженных с элонгацией функциональных систем, действующих в хроматине, представлены в геноме и в основном, возможно, все реализуются в массе клеток при считывании большого числа генов, но в разных местах и в разное время. Это подтверждается тем фактом, что задействованные факторы часто перекрываются функционально, но не требуются для функции каждого из них [127]. Таким образом, пока нет убедительных данных о существовании одного большого монолитного полифункционального конгломерата, сцепленного с RNAPII и поддерживающего процесс элонгации [127].
Элонгация всех генов, вероятно, сопряжена с пре-мРНК процессингом [127]. Сопряжение элонгации с репарацией ДНК (TCR) определяется тем, что RNAPII не может обойти повреждение ДНК, но в норме является редким процессом. Пример - TFIIS и элонгины, связанные с RNAPIIo и дающие сильный эффект на транскрипцию in vitro. Но они присутствуют в комплексе только с паузирующей или находящейся в транскрипционном аресте RNAPIIo и детектируются на активных генах, если клетки обработаны 6-азоурацилом, снижающим пул УТФ и ГТФ, или при UV и радиационных повреждениях ДНК [10, 127].
Ацетилированные, метилированные, убиквитинированные формы и варианты гисто-нов маркируют компетентную к транскрипции или действующую в составе нуклеогистона хроматиновую матрицу. Следует отметить, однако, что канонические немодифицирован-ные варианты каждого из гистонов и в активном хроматине являются преобладающими [8]. Многие ацетилазы, факторы нуклеосомной ассамблеи и ремоделирующие комплексы участвуют в процессах, параллельных элонгации, смене гистоновых субтипов и TCR [126]. Так, ASF 1 взаимодействует с PAF1 комплексом,. CAF1 работает с HIRA [14]. Большое число этих факторов способствуют процессивной элонгации RNAPII на голой ДНК и искусственных хроматиновых матрицах путем снятия паузирования или ареста транскрипции [14, 126].
К. Strul [материалы конференции «Gene Regulatijn Up and Downstream», 2005] проверил как му тации в различных факторах элонгации влияют на скорость (число ну-клеотидов добавленных в секунду) и процессивность (эффективность завершения считывания) элонгации на плазмиде, содержащей ОРС гена YLR 454, сшитой с промотором gall и введенной в клетки дрожжей. Он нашел, что мутации в RPB2, субъединице RNAPII, сильно влияют на эти показатели, тогда как в генах, кодирующих субъединицы PAF1, Setl, Chd, TFIIS, элонгина А и другие, не давали заметных эффектов, показывая, что
не все обнаруживающиеся в ассоциации с RNAPII комплексы участвуют и действительно необходимы для процессивной элонгации каждого гена.
Потребность в FACT для транскрипционной элонгации проверялась в клетках дрожжей, трансформированных плазмидами, несущими различные гены под контролем одного и того же промотора. Деплеция SPT16p (субъединицы комплекса FACT) приводила к репрессии транскрипции только некоторых из них. Таким образом, и активность этого комплекса, видимо, не требуется для транскрипции многих генов [14, 52].
Факторы и закономерности «идеальной» эукариотической элонгации, сопряженной с процессингом пре-мРНК, не лимитируемой необходимостью репарации компонентов системы, а также устройство нуклеогистоновой матрицы в компетентном к транскрипции состоянии и очагах транскрипции предстоит определить.
Summary
Pavlova Е. Yu., Priyatkina Т. N. Reorganization (remodeling) of nucleosomal structure of chromatin under gene derepression. Modern data of chromatin (nucleosomes) structural unit organization and their transformation under gene derepression are presented. The role of multicomponent chromatin remodeling complexes and the known histone modifications in this process are considered.
E-mail: tpriyatkina@mail.ru Литература
1. Постников Ю. В., Шик В. В., Белявский А. В., Бродолин К. Л., Храпко К. Р., Никольская Т. А., Мирзабеков А. Д. Хромосомные белки эритроцитов эмбрионов кур на транскрипционно активных и неактивных генах // Мол. биол. 1989. Т. 23. С. 1682-1691. 2. Преображенская О. В., Карпов В. IL, Нагорная Т. В., Мирзабеков А. Д. Структура хроматина, активного в транскрипции // Мол. биол. 1984. Т. 18. №
I. С. 8-20. 3. Четкое Ю. С., Поляков В. Ю. Ультраструктура клеточного ядра. М., 1974. 4. Aalfs D. J., Kingston Е. R. What does chromatin remodeling mean? // TIBS. 2000. Vol. 14. P. 548-555. S.Adams C. R., Kamakaka R. T. Chromatin assembly: biochemical identities and genetic redundancy // Curr. Opin. Genet. Dev. 1999. Vol. 9. P. 185-190. 6. Adkins M. W., Tyler J. K. Transcriptional activators are dispensable for transcription in the absence of Spt-mcdiated chromatin reassembly of promoter regions // Mol. Cell. 2006. Vol. 21. P. 405—416. 7. Agalioti Т., Chen G., Thanos D. Deciphering the transcriptional histone acetylation code for a human gene // Cell. 2002. Vol.111. N 3. P. 381-392. 8. Akey C. W„ Luger K. Histone chaperones and nu-cleosome assembly // Curr. Opin. Gen. and Develop. 2003. Vol.13. P. 6-14. 9.Allfrey V. G.. Faulkner R.. MirskyA. E. Acetilation and methylation of histones and their possible role in the regulation of RNA synthesis / /Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1964. Vol. 51. N 5. P. 315-335. 10.AndrulisE. D„ Guzman E„ DoringR, Werner J., Lis J. T. High-resolution localization of Drosophila Spt5 and Spt6 at heat shock genes in vivo: roles in promoter proximal pausing and transcription elongation // Gen. and Develop. 2007. Vol. 14. P. 2635-2649.
II. Aoyagi S., Wade P. A., Hayes J. J. Nucleosome sliding induced by the xMi-2 complex does not occur exclusively via a simple twist-diffusion mechanism // J. Biol. Chem, 2003. Vol. 278. P. 30562-30568. 12. Arents G., Moudrianakis E. N. The histone fold: a ubiquitous architectural motif utilized in DNA compaction and protein dimerization // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92. P. 11170-11174. 13. Arents G„ Moudrianakis E. N. Topography of the histone octamer surface: repiating structural motifs utilized in the docking of nucleosomal DNA// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90. P. 10489-10493.14. Armstrong J. A. Negotiating the nucleosome: factors that allow RNA polymerase II to elongate through chromatin // Biochem. Cell Biol. 2007. Vol. 85. P. 426^134. 15. Bavykin S. G., Usachenko S. I., Lishanskaya A. L., Shick V. V., Belyavsky A. V., Undritsov I. M.. Strokov A. A., Zalenskaya I. A., Mirzabekov A. D. Primary organization of nucleosomal core particles is invariable in repressed and active nuclei from animal, plant and yeast cells // Nucl. Ac. Res. 1985. Vol.13. N 10. P. 3439-3459.16. Becker P. В., Horz W. ATP-dependent nucleosome remodeling // Annu. Rev. Biochem. 2002. Vol. 71. P. 247-273. 17. Belotserkovskaya R., Oh. S., Bondarenko V. A., Orphanides G., Studitsky К M., Rein-berg D. FACT facilitates transcription-dependent nucleosome alteration // Science. 2003. Vol. 301. P. 1090-1093. 18. Belotserkovskaya R., Reinberg D. Facts about FACT and transcript elongation through chromatin // Curr.
Opin. Gen. and Develop. 2004, Vol. 14. N 2. P. 139-146. 19. Briggs S. D„ Xiao T., Sun Z W„ Caldwell J. A Shabanowitz J., Hunt D. F., Allis C. D., Strahl B. D. Gene silensing: trans-histone regulatory pathway in chromatin //Nature. 2002. Vol. 418. P. 498. 20. Brownell J. E„ Allis C. D. Special HATs for special occasions: linking histone acetilation to chromatin assembly and gene activation II Curr. Opin. Gen. and Dev. 1996. Vol.6. P. 176-184. 21. Bussiek M, Toth K., Brun N., Langowski J. DNA-loop formation on nucleosomes shown by in situ scaning force microscopy of supercoiled DNA // J. Mol. Biol. 2005. Vol. 345. P. 695-706. 22. Cairns B. R., Lorch Y, Li V., Lacomis L., Erdjument-Bromage H., Tempest P., Laurent B., Kornberg R. D. RSC, an abundance and essential chromatin remodeling complex // Cell. 1996. Vol. 97. P. 299-311. 23. Cairns B. R., Kim Y. J., Sayre M. N.. Laurent B. C., Kornberg R. D. A multi-subunit complex containing the SWI1/ADR6, SWI2/SNF2, SWI3, SNF5, and SNF6 gene products isolated from yeast // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. Vol. 91. P. 1950-1954. 24. Chambon P. The molecular biology of the eukaryotic genome is coming of age // Cold Spring Harbor Simp. Quant. Biol. 1978. Vol. 42. P. 1209-1234. 25. CordenJ. L. Tails of RNA polymerase II //Trends. Biochem. Sci. 1990. Vol. 15. P. 383-387. 26. Cosma M. P., Tanaka T., Nasmyth K. Ordered recruitment of transcription and chromatin remodeling factors to a cell cycle- and developmentally regulated promoter // Cell. 1999. Vol. 97. P. 299-311. 27. Cote J., Peterson C. I., Workman J. L. Perturbation of nucleosome core structure by the SWI/SNF complex persists after its detachment, enhancing subsequent transcription factor binding // Proc. Natl. Acad, Sci. USA. 1998. Vol. 95. P. 4947-4952. 28. Cote J., QuinnJ., Workman J., Peterson C. I. The yeast SWI/SNF complex facilitates the binding of GAL4 derivatives to nucleosomal DNA// Science. 1994. Vol. 265. P. 53-60.
29. Crick F.H. C. Linking number and nucleosomes // Proc. Natl. Acad. Sci. 1976. Vol. 73. P. 2639-2648.
30. Davie I. R., Murphy L. C. Level of ubiquitinated histone FOB in chromatin is coupled to ongoing transcription // Biochem. 1990. Vol. 29. P. 4752^757. 31. Davie J. K, Kane C. M. Genetic Interactions between TFIIS and the Swi-Snf Chromatin-Remodeling Complex // Mol. Cell. Biol. 2000. Vol. 20. N. 16. P. 5960-5973. 32. Dupraw E. J. Organisation of genetic material in eukariotic chromosomes // J. Cell and Mol. Biol. 1969. P. 515-589. 33. EisenJ. A., Sweder K. S., Hanawalt P. C. Evolution of the SNF2 family of proteins: subfamilies with distinct sequences and functions // Nucl. Ac. Res. 1995. Vol.23. P. 2715-2723. 34. Engel J. D., Tani-moto K. Looping, linking, and chromatin activity new insights into p-globin locus regulation // Cell. 2000. Vol. 100. P. 499-502. 35. EzhkovaE., Tansey W. P. Proteosomal ATPases link ubiquitylation of histone H2B to methylation of histone H3 // Mol. Cell. 2004. Vol.13. N 3. P. 435^42. 36. Fan H, He Xi, Kingston R. E„ Nar-likar G. J. Distinct strategies to make nucleosomal DNA accessible // Mol. Cell. 2003. Vol. 11. P. 1311-1322. 37. Farkas G., Leibovitch B. A., Elgin S. C. R. Chromatin organization and transcriptional control of gene expression in Drosophila II Gene. 2000. Vol. 253. P. 117-136.38. Finch J. T.,LutterL. C., Rhodes D„ Brown R. S„ Rushton B., I^evitt M., Klug A. Structure of nucleosome core particle of chromatin // Nature. 1977. Vol. 269. P. 29-36. 39. Fish R. N., Kane C. M. Promoting elongation with transcript cleavege stimulatory factors // Bio-chim. Biophys. Acta. 2002. Vol. 1577. P. 287-307. 40. FlausA., Owen-Hughes T. Mechanisms for ATP-depen-dent chromatin remodeling: farewell to the tuna-can octamer? // Curr. Opin. In Genetic and Devel. 2004. Vol. 14. N 2. P. 165-173. 41. Franke W. W., Scheer U., Tredelenburg M., Zentgraf H., Spring H. Morfology of transcriptionally active chromatin // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1978. Vol. 42. P. 755-778. 42. FrohloffF., Fichtner L., Jablonowski D., Breunig K. D., Schaffrath R. Saccharomyces cerevisiae Elongator mutations confer resistance to the Kluyveromyces lactis zymocin // EMBO J. 2001. Vol. 20. P. 1993-2003. 43. Gangaraju V. K., Bartholomew B. Mechanisms of ATP dependent chromatin remodeling // Mut. Res. Fundamental and Mol. Mechanisms of Mutagenesis. 2007. Vol. 618. N 1. P. 3-17. 44. Hartzog G. A., Speer J. L., Lindstrom D. L. Transcript elongation on a nucleoprotein template // Biochim. Biophys. Acta. 2002. Vol.1577. P. 276-286. 45. Hassan A. H., Prochasson P., Neely K. E., Galasinski S. C., Chandy M., Carrozza M. J., Workman ./. L. Funktion and selectivity of bromodomains in anchoring chromatin-modifying complexes to promoter nucleosomes // Cell. 2002. Vol. 111. P. 369-379. 46. Havas K, FlausA., Phelan M„ Kingston R„ Wade P. A., Litley D. M. J., Owen-Hughes T. Generation of superhelical torsion by ATP-dependent chromatin remodeling activities // Cell. 2000. Vol. 103. P. 1133-1142. 47. Hebbes T. R„ Turner C. H„ Thorne A. W. Crane-Robinson C. A minimal epitope anti-protein antibody that recognises a single modified amino acid // Mol. Immunol. 1989. Vol. 26. P. 865-873. 48. Hewish D. R., Burgoyhe L. A. Chromatin substructure. The digestion of chromatin DNA at regularly spaced sites by a nuclear deoxyribonuclease // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1973. Vol. 52. P. 504-510.49. Iizuka M., Smith M.M. Functional consequencrs of histone modifications //Curr. Opin. Gen. and Develop. 2003. Vol.13. P. 154-160. 50.1m H„ Park C„ Feng Q„ Johnson K. D„ Kiekhaefer C. M, Choi K, Zhang Y., Bresnick E. H. Dynamic regulation of histone H3 methylated at lysine 79 within a tissue-specific chromatin domain//J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. P. 18346-18352.51. IzbanM. G.,LuseD. S. Factor-stimulated
RNA polymerase II transcribes at phisiological elongation rates on naked DNA but very poorly on chromatin templates // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 13647-13655. 52. Jimeno-Gomalez S., Gomez-Herraros F., Ale-puz P. M., Chaves S. A gene-specific requirement for FACT during transcription is related to the chromatin organization of the transcribed region // Mol. Cell. Biol. 2006. Vol. 26. P. 8710-8721. 53. Kaplan C. D, Laprade L„ Winston F. Transcription elongation factors repress transcription initiation from cryptic sites // Science. 2003. Vol.301. P. 1096-1099. 54. Karpov V. L, Preobrazhenskaya O.V., Mirzabekov A.D. Chromatin structure of hsp70 genes, activated by heat shock: selective removal of histones from tye coding regions and their absence from the 5'region//Cell. 1984. Vol. 36. P. 423-431. 55. Khavari P. A., Peterson C. L, TamkunJ. W„ Mendel D. B., Crabtree G. R. BRG1 contains a conserved domain of the SWI2/SNF2 family necessary for normal mitotic growth and transcription // Nature. 1993. Vol.366. P. 170-174. 56. King A., Lutter L. C, Rhodes D. Helical periodicity of DNA on and off the nucleosome as probed by nucleosome // Cold Spring Harbor Simp. Quant. Biol. 1983. P. 285-292. 57. KlugA., Rhodes D„ Smith J., Finch ./. T„ Thomas J. O. A low resolution structure for the histone core of the nucleosome // Nature. 1980. Vol. 287. P. 509-515. 58. Kornberg R. D. Chromatin structure: a repeating unit of histones and DNA. Chromatin structure is based on a repeating unit of eight histone molecules and about 200 DNA base pairs // Science. 1974. Vol. 184. P. 868. 59. Kornberg R.D., Lorch Y. Twenty-five years of the nucleosome, fundamental particle of the eukaryote chromosome // Cell. 1999. Vol. 98. P. 285-294. 60. Kornberg R. D., Thomas J. O. Chromatin structure: oligomers of the histones // Science. 1974. Vol. 184. P. 865-868. 61. Koryakov D.E. Histone modification and regulation of chromatin function// Genetika. 2006. Vol.42. N 9. P. 1170-1185. 62. Kouzarides T. Acetylation: a regulatory modification to rival phosphorylation? // EMBO J. 2000. Vol. 19. N 6. P. 1176-179. 63. Langst G„ Bonte E. J., Corona D„ Becker P. B. Nucleosome movement by CHRAC and ISWI without disruption or transdisplacement of the histone octamer // Cell. 1999. Vol.97. P. 842-852. 64. Laurent B. C„ Treich I., Carlson M. Role of yeast SNF and SWI proteins in transcriptional activation // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1993. Vol. 58. P. 257-263. 65. Laurent B. C., Tretel I., Carlson M. Functional independence of the yeast SNF2, SNF5, and SNF6 proteins in transcriptional activation//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. P. 2687-2691. 66. Law A., HirayoshiK, 0 'Brien T., Lis J. T. Direct cloning of DNA that interacts in vivo with a specific protein: application to RNA polymerase II and sites of pausing in Drosophilall Nucleic Acids Res. 1998. Vol. 26. P. 919-924. 67. Lee K. M., SifS., Kingston R. E., Hayes J. J. hSWI/SNF disrupts interactions between the H2A N-terminal tail and nucleo-somal DNA// Biochemistry. 1999. Vol. 38. P. 8423-8429. 68.Li Y, Takagi Y„ Jiang Y, Tokunaga M., Erdju-ment-Bromage H., Tempst P., Kornberg R. D. A Multiprotein Complex That Interacts with RNA Polymerase II Elongator // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276. P. 29628-29631. 69. Lo W. S„ Duggun L„ Emre N. C. Snfl — A histone kinase that work in concert with the histone acetyltransferase GCN5 to regulate transcription // Science. 2001. Vol. 293. P. 1142-1146. 70. LugerK, MaederA. W„ Richmond R. K, Sargent D. E., Richmond T. J. X-ray structure of nucleosome core particle at 2,8 A resolution // Nature. 1997. Vol. 389. P. 251-259. 71. Luger K., Richmond T. J. The histone tails of the nucleosome // Current Opin. In Genetic and Devel. 1998. Vol. 8. P. 140 -146. 72. Makino Y, Yoshida T., Yogosawa S., Tonaka K. Muramatru M., Tamura T.A. Multiple mammalian proteasomal ATPases, but not proteasome itself, are associated with TATA-binding protein and a novel transcriptional activator, TIP120 // Genes Cells. 1999. Vol. 4. N 9. P. 529-539. 73. Marshall N. F., Price D. II. Purification of P-TEFb, a transcription factor required for the transition into productive elongation // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270. P. 12335-12338. 74. Marzio G„ Wagener C„ Gutierrez M. /., Cartwright P.. Helin K„ Giacca M. E2F family members are differentially regulated by reversible acetylation // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275. N 15. P. 10887-10892. 75. Mizzen C. A., YangX.-J„ Kokubo T„ BrownellJ. E„ Bannister A. J.. Owen-Hughes T., Workman J., Wang L., Berger S. L., Kouzarides T., Nakatani Y, Allis C. D. The TAFU250 subunit of TFIID has histone acetyltransferase activity// Cell. 1996. Vol. 87. P. 1261-1270. 76. MorillonA., Karabetsou N.. O'Sullivan J., Kent N., Proudfoot N.. Mellor J. Iswl chromatin remodeling ATI'ase coordinates transcription elongation and termination by RNA polymerase II // Cell. 2003. Vol. 115. P. 425-435. 77. Nacheva G , Gou-shinD. Y., Karpov V. L., Ebralidse K. K, Preobrazhenskaya O. V., Mirzabekov A. D. Change in the pattern of histone binding to DNA upon transcriptional action // Cell. 1989. Vol. 58. N 1. P. 27-36. 78. Narlikar G. J., Fan H.-Y., Kingston R. E. Cooperation between complexes that regulate chromatin structure and transcription //Cell. 2002. Vol. 108. P. 476^187. 79. Neigeborn L„ Carlson M. Genes affecting the regulation of SUC2 gene expression by glucose repression in Saccharomyces cerevisiae // Genetics. 1984. Vol. 108. P. 845-858. 80. Ng H. H.. Robert F., Young R. A., Struhl K. Targeted recruitment of Set 1 histone metylase by elongating Pol II provides a localized mark and memory of recent transcriptional activity // Mol. Cell. 2003. Vol. 11. P. 709-719. 81. Nickel B. E., Allis D. C., Davie J. R. Ubiquitinated histone H2B is preferentially located in transcriptional active
chromatin // Biochemistry. 1989. Vol. 28. N 3. P. 958-964. 82. Nicolas E„ Roumillac C„ Trouche D. Balance between acetylation and methylation of histone H3 lysine 9 on the E2F-responsive dihydrofolate reductase promoter// Mol. Cell. Biol. 2003. Vol. 23. P. 1614-1622. 83. Noll M. Internal structure of the chromatin subu-nit // Nucl. Ac. Res. 1974. Vol.1. P. 1573-1578. 84. Ogrizko V. V., Schiltz R. L„ Russanova V., HowardB. N.. Nakatani Y. The transcriptional coactivators p300 and CBP are histone acetyltransferases // Cell. 1996. Vol. 87. P. 953-959. 85. Okuhara K, Ohta K„ Seo H„ Shioda M„ Yamada T., Tanaka Y„ Dohame N.. Seyama Y, Shi-bata T., Murofishi H. A DNA unwinding factor involved in DNA replication in cell-free extracts of Xenopus eggs // Curr. Biol. 1999. Vol. 9. P. 341-350. 86. OlinsA. L„ Olins D. E. Spheroid chromatin units (n bodies) // Science. 1974. Vol. 183. P. 330-332. 87. Ong M. S., Richmond T. J., Davey C. A. DNA stretching and extrem kinking in the nucleosome core // J. Mol. Biol. 2007. Vol. 368. P. 1067-1074. 88. Orphanides G„ ReinbergD. A unified theory of gene expression // Cell. 2002. Vol. 22. P. 439-451. 89. Otero G„ Fellows J., Li Y., de Bizemont T„ Dirac A. M., Gustafsson C. M., Erdjument-Bromage H., Tempst P. Svejstrup J. Q. Elongator, a multisubunit component of a novel RNA Polymerase II holoenzyme for transcriptional elongation // Mol. Cell. 1999. Vol. 3. P. 109-118. 90. Panigrahi A. K., Tomar R. S., Chaturvedi M. M. Mechanism of nucleosome disruption and octamer transfer by the chicken SWI/SNF-like complex // Biochem.Biophis. Research Comm. 2003. Vol. 306. P. 72-78. 91. Park Y, Kuroda M. L. Epigenetic aspects of X-chromosome dosage compensation // Science. 2001. Vol. 293. P. 1083-1085. 92. Peng J., Marshall N. F.', Price D. H. Identification of a cyclin subunit required for the function of Drosophila P-TEFb // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273. P. 13855-13860. 93. Perez-Martin J. Chromatin and transcription in Saccharomyces cerevisiae //FEMS Microbiol. Rev. 1999. Vol. 23. P. 503-523.
94. Peterson C. L. ATP-dependent chromatin remodeling: going mobile // FEBS. 2000. Vol. 476. P. 68 -72.
95. Peterson C. L. The SWI/SNF protein machine: helping transcription factors contend with chromatin-medi-ated repression //Nucleus. 1995. Vol. 1. P. 185-206. 96. Peterson C. L., Hercowitz I. Characterization of the yeast SWI1, SWI2, and SWI3 genes, which encode a global activator of transcription // Cell. 1992. Vol. 68. P. 573-583. 97. PhelanM. L., Schnitzler G. R., Kingston R. E. Octamer transfer and creation of stably remodeled nucleosomes by human SWI-SNF and its isolated ATPases // Mol. Cell Biol. 2000. Vol. 20. N 17. P. 6380-6389. 98. Pokholok D. K., Harbison C. T., Levine S. Genome-wide map of nucleosome acetylation and metylation in Yeast // Cell. 2005. Vol.122. P. 517-527. 99. Pollard K. ./., Peterson C. L. Role for ADA/GCN5 products in antagonizing chromatin-mediated transcriptional repression // Mol. Cell. Biol. 1997. Vol. 17. P. 6212-6222. 100. Price D.H. P-TEFb, a C'yclin-Dependent Kinase Controlling Elongation by RNA Polymerase II // Mol. Cell. Biol. 2000. Vol. 20. P. 2629-2634. 101. Reinke H„ Gregory P. D„ Horz W. A transient histone hyperacet-ylation signal marks nucleosomes for remodeling at the PFI08 promoter // Mol. Cell. 2001. Vol. 7. P. 529-538. 102. Reinke H., Horz W. Ilistones are first hiperacetilated and then lose contact with the activated PH05 promoter // Mol. Cell. 2003. Vol. 11. P.1599-1607. 103. Richmond T. J., Finch J. T„ Rushton B., Rhodes D„ KlugA. Structure of the nucleosome core particle at 7E resolution // Nature. 1984. Vol. 311. P. 532 537. 104. Richmond T. J., Searles M. A., Simpson R. T. Cristals of a nucleosome core particle containing defined sequence DNA//J. Mol. Biol. 1988. Vol. 199. N 1. P. 161-170. 105.RisH., KubaiD. F. Chromosome structure // Ann. Rev. Gent. 1970. Vol. 4. P. 263-294. 106. Saccani S.. Natoli G. Dynamic changes in histone H3 Lys 9 methylation occurring at tightly regulated inducible inflammatory genes // Genes Dev. 2002. Vol. 16. P. 2219 2224. 107. Saha A., Wittmeyer J., Cairns B. R. Chromatin remodeling by RSC involves ATP-dependent DNA translocation It Genes Dev. 2002. Vol.16. P. 2120-2134. 108. Samkurashvili /.. Luse D. S. Structural changes in the RNA polymerase II transcription complex during transition from initiation to elongation // Mol. Cell. Biol. 1998. Vol. 18. P. 5343-5354.109. Saunders A., Werner J., Andrulis E. D., Nakayama T., Hirose S., ReinbergD., Lis J. T. Tracking FACT and the RNA polymerase II elongation complex through chromatin in vivo II Science. 2003. Vol.301. P. 1094-1096. 110. Schubeler D., Francastel C., Cimbora D. M„ ReikA., Martin D. I., Groudine M. Nuclear localization and histone acetylation: A pathway for chromatin opening and transcriptional activation of the human [3-globin locus // Genes Dev. 2000. Vol. 14. P. 940-950. 111. Seo H„ Okuhara K, Kurumizaka H., Yamada T., Shibata T., Ohta K., Akiyama T., Murofushi H. Incorporation of DUF/FACT into chromatin enhances the accessibility of nucleosomal DNA // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2003. Vol. 303. P. 8-13. 112. Sheer U. Structure of lampbrush chromosome loops during different states of transcriptional activity as visualized in the presence of physiological salt concentrations //Biol. Cell. 1987. Vol. 59. P. 33^42.113. Shick V. V., Beljavsky A. V., Bavykin S. G. Primary organization of the nucleosome core particles // J. Mol. Biol. 1980. Vol. 139. P. 491-517. 114. Shikama N.. Chan H. M„ Krstic-Demonacos M„ Smith L„ Lee C.-W., Cairns W, Thangue N.B. Functional interaction between nucleosome assembly proteins and p300/CREB-binding protein family coactivators // Mol. Cell. Biol. 2000. Vol. 20. N 23. P. 8933-8943. 115. Shilatifard A. Transcriptional
elongation control by RNA polymerase II: a new frontier // Biochim. Biophys. Acta. 2004. Vol. 1677. P. 79-86. 116. ShoplandL. S., Hirayoshi K, Fernandes M„ Lis J. T. HSF access to heat shock elements in vivo depends critically on promoter architecture defined by GAGA factor, TFIID, and FLNA polymerase II binding sites // Genes Dev. 1995. Vol. 9. P. 2756-2769. 117. Shure M., Vinograd J. The number of super helical turns in native virion SV-40 DNA and minicol LNA determined by the band couting method // Cell. 1976. Vol. 8. P. 215-226. 118. Simchen G., Winston F., Styles C. A., Fink G. R. Ty-mediated gene expression of the LYS2 and HIS4 genes of Saccharomyces cerevisiae is controlled by the same SPT genes // Proc. Natl. Acad. Sci. 1984. Vol. 81. P. 2431-2434. 119. Simpson R. T. Histones H3 and H4 interact with the ends of nucleosome DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1976. Vol. 73. P. 4400. 120. Sims R../., MandalS. S„ Reinberg D. Recent highlights of RNA-polymerase-II-mediated transcription // Curr. Opin. in Cell Biol. 2004. Vol. 16, N 3. P. 263-271.121. Singer R. A., Johnson G. C. The FACT chromatin modulator: genetic and structure/function relationships // Biochem. Cell. Biol. 2004. Vol. 82. P. 419-427. 122. Somesh B. P. Multiple mechanisms confining RNA polymerase II ubiqui-tylation to polymerases undergoing transcriptional arrest // Cell. 2005. Vol. 121. P. 913-923. 123. Stern M, Jensen R., Herkowitz 1. Five SWI genes are required for expression of the HO genes in yeast // J. Mol. Biol. 1984. Vol. 178. P. 853-868. 124. Sterner D. E., Berger S. L. Acetylation of histones and transcription-related factors // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2000. Vol. 64. N 2. P. 435-459. 125. Struhl K. Histone acetylation and transcriptional regulatory mechanisms // Genes Dev. 1998. Vol. 12. P. 599-606. 126. SvejstrupJ. Q. Chromatin elongation factors// Curr. Opin. In Genetic and Devel. 2002. Vol. 12. P. 156-161. 127. SvejstrupJ. Q. Contending with transcriptional arrest during RNAPII transcript elongation // Trends in Biochem. Sci. 2007. Vol. 32. N4. P. 165-171.128. Syntichaki P., Topalidou I., Thireos G. The Gcn5 bromodomain co-ordinates nuclcosome remodeling // Nature. 2000. Vol. 404. P. 414-417. 129. Thoma F, Roller T„ Klug A. Involment of histone HI in the organization of the nucleosome and of the salt-dependent superstructures of chromatin // J. Cell Biol. 1979. Vol. 83. P. 403-427. 130. Thomson S., Clayton A. L., Mahadevan L. C. Independent dynamic regulation of histone phosphorylation and acetylation during immediate-early gene induction // Mol. Cell. 2001. Vol. 8. P. 1231-1241. 131. TomschikM., ZhengH., VanHoldeK., ZlatanovaJ., LeubaS. H. Fast, long-range, reversible conformational fluctuations in nucleosomes revealed by single-pair fluorescence resonance energy transfer // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2005. Vol. 102. P. 3277-3283. 132. Trovers A. Chromatin modification by DNA tracking // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. Vol. 96. P. 13634-13637. 133. Tsuchiya E„ Hosotani T„ Mi-yakawa T. Amutation in NPS1/STH1, an essentia! gene encoding a component of a novel chromatin-remodel-ing complex RSC, alters the chromatin structure of Saccharomyces cerevisiae centromeres // Nucl. Ac. Res. 1998. Vol. 26. P. 3286-3292. 134. Van Holde K. E„ Zlatanova J. What determines the folding of the chromatin fiber? //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. Vol. 93. P. 10548-10555. 135. Varshavsky A., Levinger L„ Simdin 0., Barsocm J., Ozkaynak E., Swerdlov P., Finley D. Cellular and SV-40 chromatin: replication, segregation, ubiquitination and heterochromatin-specific protein // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1983. Vol. 47. P. 428-511.136. Verdone L., Caserta M, Mauro E. D. Role of histone acetylation in the control of gene expression// Biochem. Cell. Biol. 2005. Vol. 83. P. 344-353.137. Vicent G. P., NachtA. S„ Smith C. L„ Peterson C. L„ Dmitrov S., Beato M. DNA instructed displacement of histones H2A and H2B at an inducible promoter // Mol. Cell. 2004. Vol. 16. P. 439-452. 138. VilarJ. M. G., Saiz L. DNA looping in gene regulation: from the assembly of macromolecular complexes to the control of transcriptional noise // Curr. Opin. Gen. and Develop. 2005. Vol. 15. P. 136-144. 139. Weeks J. R., Hardin S. E., ShenJ., Lee, J. M., GreenleafA. L. Locus-specific variation in phosphorylation state of RNA polymerase II in vivo: correlations with gene activity and transcript processing // Genes Dev. 1993. Vol. 7. P. 2329-2344. 140. Winkler G. S„ Petrakis T. G„ EthelbergS., Tokunaga M„ Erdju-ment-Bromage H., Tempst P., SvejstrupJ. Q. RNA Polymerase II elongator holoenzyme is composed of two discrete subcomplexes // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276. P. 32743-32749. 141. Woodcock C. L. F, Frado L. Y. Ultrastructure of chromatin subunits during unfolding, histone depletion, and reconstraction // Spring Harbor Simp. Quant. Biol. 1978. Vol. 42. P. 43-55. 142. Yamaguchi Y„ Takagi T„ Wada T„ Yano K„ Furuya A., Sugi-moto S., HasegawaJ., Handa H. NELF, a multisubunit complex containing RD, cooperates with D1SF to repress RNA polymerase II elongation//Cell. 1999. Vol. 97. P. 41-51. 143. Zama M„ Olins D. E„ Wilkinson-Singley E., Olins A. L. Reversibility of nucleosome conformation perturbed by urea // Biochem. Biophys. Res. Com. 1978. Vol. 85. N 4. P. 1446-1452. 144. Zayets V. W„ Bavykin S. G., Karpov V. P. Organization of histone along nucleosome DNA//Nucl. Ac. Res. 1981. Vol. 9. N 5. P. 1053-1067.
CmambH npuHxma k nevamu 17 deKa6pn 20071.
