CC BY
115
СИМБИОГЕНЕТИКА
19
© м. Л. Румянцева,
о. П. онищук, В. С. Белова,
о. Н. курчак, б. В. Симаров
Государственное научное учреждение Всероссийский НИИ сельскохозяйственной микробиологии Россельхозакадемии, Санкт-Петербург, Пушкин
' Анализ солеустойчивости, составов плазмид и симбиотических свойств у изолятов Sinorhizoboium meШoti, выделенных в 4-х генцентрах (Гц) люцерны, выявил достоверные различия между клубеньковыми (к) и почвенными (П) субпопуляциями. более 60 % к- и 77 % П -изолятов устойчивы к 3,5 % №0; солеустойчивые к-изоляты достоверно чаще формировали эффективный симбиоз с Medicago sativa и M. truncatula. Изоляты S. meШoti из Приаральского Гц имели сниженный уровень солеустойчивости в сравнении с изолятами из Среднеазиатского, Северо-кавказского и Европейско-Сибирского Гц, что связано с адаптационными процессами, обусловившими их жизнеспособность в экстремально засоленных почвах.
' ключевые слова: солеустойчивость клубеньковых бактерий; популяции; криптические плазмиды; Medicago sativa; M. truncatula; эффективность симбиоза.
Поступила в редакцию 24.02.2009 Принята к публикации 25.05.2009
УДК 633.31:576.851.155
полиморфизм штАммов SINORHIZOBIUM MELILOTI, выделенных в центрах разнообразия люцерны, различающихся по почвенно-климатическим условиям
Клубеньковые бактерии (ризобии) Sinorhizobium meliloti формируют высокоспецифичный симбиоз с люцерной, в результате которого происходит связывание атмосферного азота и перевод его в форму, доступную для растений (Мишустин, 1973). Растительно-микробные взаимодействия, особенно матуалистического типа, предполагают активные генетические процессы в геномах обоих симбионтов, направленные, в том числе на формирование эффективных азотфиксирующих симбиозов (Aguilar et al., 2004; Bena et al., 2005; Проворов и др., 2008). Генотипические характеристики штаммов-микросимбионтов играют важную роль при создании высокопродуктивных (прибавка зеленой массы растений) и стресс-устойчивых симбиотических пар: штамм ризобий — сорт (вид) растения-хозяина (Ибрагимова и др., 2006). Поэтому, изучение генетического разнообразия и выявление генов, контролирующих устойчивость бактерий к абиотическим стресс-факторам, и изучение их взаимосвязи с симбиотическими свойствами представляет практический и теоретический интерес. Наибольшее генетическое разнообразие клубеньковых бактерий следует ожидать в центрах разнообразия растений-хозяев (Румянцева, 2009).
Бобовые растения и клубеньковые бактерии оказывают существенное влияние на жизнеспособность друг друга. Растения усваивают вещества, которые ризобии синтезируют, в том числе и для защиты от солевого стресса, в то же время, корни растений вырабатывают экссудат, стимулирующий рост бактерий в ризосфере (Teplitski et al., 2000; Jimenez-Zurdo et al., 1997; Molbak et al., 2007). Особый интерес представляют данные о том, что растения люцерны в симбиозе с селекционно-подобранными штаммами-инокулянтами приобретают большую устойчивость к стрессовым условиям, что выражается в увеличении прибавки зеленой массы растений (Ибрагимова и др., 2006). Именно поэтому, растительно-микробные системы, устойчивые к воздействию абиотических стресс-факторов, крайне востребованы для развития фитомелиоративных технологий восстановления деградированных почв, например, засоленных почв, площадь которых за последние 20 лет увеличилась в мире в 2,5 раза и достигла 800 мл га (Zahran, 2001; FAO, 2005).
Природные популяции ризобий состоят из сапрофитных форм бактерий, находящихся в почве (П-изоляты), и бактерий, которые попадают в почву при разрушении состарившихся клубеньков по завершении вегетационного периода (К-изоляты) (Bromfield et al., 1995; Hartmann et al., 1998; Bever et al., 2000, Roumiantseva et al., 2002; Gage D. J., 2004). Симбиотически активные штаммы ризобий, как правило, выделяли из клубеньков, сформированных в природных условиях, тогда как почвенные изоляты более конкурентоспособны, но менее симбиотически эффективны, кроме того, они испытывают одновременное воздействие множества почвенно-экологических и климатических факторов (Hartmann et al., 1998). Следовательно, их геном может быть обогащен генами, обуславливающими устойчивость к различным абиотическим стресс-факторам. П- и К-изоляты имеют различия по составу криптических плазмид и могут отличаться по симбиотическим свойствам (Percuoco et al., 1990; Hartmann et al., 1998; Roumiantseva et al., 2002). Однако, эти признаки не изучали ранее во взаимосвязи с устойчивостью ризобий к стрессовым факторам.
Целью данной работы было изучение полиморфизма природных штаммов Sinorhizobium meliloti, выделенных в центрах разнообразия куль-
Рис. 1. Распределение клубеньковых (К) и почвенных (П) изолятов 5. meliloti из генцентров люцерны по группам солеустойчивости. «А» и «С» — группы солеустойчивости; ПАГ, СКГ, ЕСГ — генцентры люцерны (см. методику)
турных растении, по устойчивости к засолению и связи этого признака с плазмидным составом и симбиотическими свойствами.
МЕТОДИКА
Природные штаммы ризобий и их выделение. Коллекция природных штаммов 5. теШоН включает изоляты ризобий, выделенные в географических центрах разнообразия люцерны или генцентрах, согласно (Вавилов Н. И., 1926; Жуковский П. М., 1971; Иванов А. И., 1980): При-аральский (ПАГ, 225 штаммов), Северо-Кавказский (СКГ, 161 штамм), Европейско-Сибирский (ЕСГ, 14 штаммов) и Среднеазиатский (САГ, 26 штаммов). Все перечисленные генцентры различались по почвенно-климатическим условиям, однако все они подвержены засушливости и резким перепадам температур. Район Приаралья подвержен значительному вторичному засолению, которое стало результатом интенсивной ирригации сельскохозяйственных полей, расположенных не менее, чем на 300 км к югу от генцентра (Румянцева, 2009). Выделение штаммов клубеньковых бактерий из почв (П-изоляты) и из клубеньков (К-изоляты) дикорастущих растений-хозяев проводили по стандартной методике (Андронов и др., 1999). Для выделения ризобий из почв использовали почвенную суспензию (1г почвы на 10 мл воды), которой инокули-ровали стерильные двухдневные проростки люцерны видов: Medicago sativa (сорт «Вега») и М. truncatula (сорт «Jemalong»). Растения выращивали в течение 6 недель в условиях стерильного микровегетационного опыта (Федоров и др., 1983), после чего отбирали по одному клубеньку с одного варианта для выделения ризобий.
Солеустойчивость штаммов определяли на твердой и в жидкой среде Т% содержащей разные концентрации №С1, по методике, описанной ранее (Ибрагимова и др., 2006). Изоляты 5. теШоН разделяли на группы-солеустойчивости (А и С) на основании данных роста 4-суточных бактериаль-
ных культур (измерение оптической плотности при OD600 нм) в жидкой среде TY с 0,6 М (3,5 %) NaCl.
Анализ плазмидного состава природных штаммов проводили методом электрофоретического разделения в
0,6%-м агарозном геле по модифицированному методу Экхардта (Андронов и др., 1999). Молекулярные массы (Мм) плазмид определяли согласно их электрофоретической подвижности в сравнении с подвижностью плазмид известной Мм тестерного штамма S. meliloti MVII.
Симбиотическую эффективность штаммов S. meliloti оценивали по изменению сухой массы растений люцерны относительно варианта без инокуляции. Эффективными считали штаммы, дающие прибавку более чем 75 % к контролю без инокуляции.
Статистическую обработку данных проводили с использованием программ Statistica 6.0 и Microsoft Excel 2000.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
Солеустойчивость природных штаммов S. meliloti
Изучение солеустойчивости природных К- и П-изолятов, выделенных в генцентрах ПАГ, СКГ и ЕСГ позволило распределить их на солеустойчивые (А) и солечувствительные (С) группы. Оказалось, что соотношение между группами А и С изолятов достоверно различно между К- и П-субпопуляциями как в ПАГ, так и в СКГ (Х2 = 39,5, р < 0,001 и Х2 = 9,97, р < 0,01, соответственно; рис. 1). Вместе с тем, сравнение К-субпопуляций ПАГ и СКГ показало, что они достоверно не различались по содержанию солеустойчивых изолятов. Однако П-субпопуляции этих же генцентров имели контрастные отличия: 78,4 % изолятов СКГ были солеустойчивыми, тогда как сходный процент изолятов ПАГ являлись солечувствительными (рис. 1).
Нами была выявлена высокая частота встречаемости солеустойчивых изолятов в П-субпопуляциях СКГ и ЕСГ
Рис. 2. Электрофоретический анализ состава плазмид у штаммов S.meШoti, выделенных из СКГ (А) и ПАГ (Б) районов
Рис. 3. Распределение изолятов S. meliloti, выделенных в Приаральском и Северо-Кавказском генцентрах, по количеству крип-тических плазмид. Обозначения см. рис. 1
генцентров (рис. 1). В то же время, существенное преобладание солечувствительных изолятов в П-субпопуляции ПАГ (в 3,6 и 5,4 раза выше, чем в СКГ и ЕСГ, соответственно; рис. 1) может считаться отличительным признаком для этого экологического региона, который претерпевает интенсивное вторичное засоление. Данные о механизмах солеустойчивости у ризобий, опубликованные в литературе, не являются достаточными для объяснения выявленного факта. Однако необходимо подчеркнуть, что уровень солеустойчивости, относительно которого штаммы S. meliloti были разделены на группы А и С (0,6М или 3,5 % NaCl), превышает в три-пять раз устойчивость других видов ризобий из семейства Rhizobiaceae (все представители R. leguminosarum, Agrobacterium rhizogenes, R. etli, Bradirhizobium japonicum) (Boncompagni et al., 1999) и в восемь раз уровень устойчивости растения-хозяина (Ибрагимова и др., 2006).
Изучение коллекции эффективных штаммов (27), выделенных в высокогорном районе Среднеазиатского ген-центра (САГ), показало, что их уровень устойчивости к соли выше чем у ПАГ-, СКГ- и ЕСГ-изолятов. Различия по А и С группам солеустойчивости были выявлены на среде TY с 0,8 М (4,7 %) NaCl (данные не приводятся). Интересно отметить, что устойчивость изученных нами популяций S. meliloti, превышает солеустойчивость бактерий этого же вида, выделенных ранее в иных географических регионах
и изученных при 0,3—0,7 M (2,5—4,1 %) NaCl, согласно (Zahran, 1999; Boncompagni et al., 1999; Yan et al., 2000). Причины такого уровня природной солеустойчивости у изолятов САГ, формирующих эффективный симбиоз с люцерной, являются задачей последующих исследований.
Плазмиды природных штаммов S. meliloti
Анализ плазмидного состава исследуемых популяций S. meliloti показал, что все изоляты содержали хромосому, две высокомолекулярные плазмиды (SMa и SMb), характерные для этого вида бактерий (Galibert et al., 2001). Кроме того, около 80 % всех проанализированных изолятов содержали криптические плазмиды: у изолятов СКГ выявлено от одной до четырех криптических плазмид, а у изолятов ПАГ — от одной до трех плазмид (рис. 2). Следует отметить, что доли изолятов, содержавших более одной плазмиды, составили 53,7 % и 16,4 % у изолятов СКГ и ПАГ, соответственно. Молекулярные массы криптических плазмид, выявленных у изолятов ПАГ и СКГ, варьировали от 40 до 440 т. п. н.
К-изоляты СКГ содержали преимущественно две, тогда как П-изоляты — одну криптическую плазмиду (рис.3). Показано, что изоляты СКГ содержали меньшее количество плазмид: 58 % П- и 31 % — К-изолятов (X2 = 44,3; p < 0,01). Распределение по классам для штаммов, выделенных в ПАГ однородно (X2 = 7,2; p > 0,05).
50
СО 40
0
1 зо
пз
З 20 ^ 10
о
i—i
1
■ _ Г Е п
_ 1 П
L ^ □ д ■ □ и - II 11.
0 ПАГ 1 -К 2 3 4 0 О 1 <Г-К 2 3 4 0 і п/ 2 3 4 \Г-П 0 о 2 3 4 (Г-П
Рис. 4. Доля солеустойчивых изолятов в К- и П-субпопуляциях 5. теШой Приаральского и Северо-Кавказского генцентров (в % Обозначения см. рис. 1
Количественный состав плазмид, выявленный у природных изолятов, был сопоставлен с уровнем солеустой-чивости бактерий. Установлено, что доля солеустойчивых К-изолятов составила 42,5 % в группе изолятов ПАГ, содержащих одну плазмиду и только 19 % — у изолятов СКГ (рис. 4). Обратная картина наблюдалась для солеустойчивых П-изолятов этих популяций: 14 % ПАГ- и 34 % СКГ- изолятов содержали одну плазмиду. Сравнительный анализ обеих популяций показал, что большинство солеустойчивых ПАГ штаммов содержит 0—1 плазмиду, тогда как большинство солеустойчивых СКГ штаммов содержало от 1 до 4 плазмид.
Также была оценена частота встречаемости плазмид определенной молекулярной массы. Согласно литературным данным, плазмиды размером 150—200 т. п. н. могут содержать гены-ортологи симбиотически важных генов, а также генов, влияющих на адаптивность ризобий к абиотическим факторам ^^еш et а1., 2007). Установлено, что плазмиды в 150, 180 и 200 т.п.н. встречались с частотами от 6,8 до 49,6 % в геномах природных изолятов 5. теЫой изучаемых генцентров. Плазмиды в 150 т. п. н. были идентифицированы в два раза чаще у К-, чем у П-изолятов ПАГ, тем не менее, присутствие плазмид 150 и 180 т. п. н. у П- или К-изолятов СКГ или ПАГ не являлось достоверным. Плазмиды в 200 т.п.н. достоверно чаще были выявлены в К-субпопуляциях обоих генцентров (Х2 = 5,9; р < 0,1). Сравнительный анализ наличия в геноме плазмид Мм 150, 180, а также 200 т. п. н. и уровнем солеустойчивости К- или П-изолятов не выявил достоверных корреляций.
Таким образом, наличие криптических плазмид Мм в 150, 180 и 200 т. п. н. у солеустойчивых и солечувствительных П- и К-изолятов ПАГ и СКГ не зависело от происхождения изолятов, а также от анализируемого генцентра. Аналогичные результаты получены при сопоставлении результатов анализа солеустойчивости изолятов САГ и ЕСГ с составами плазмид, выявленных у них ранее (Андронов и
др., 1999; Roumiantseva et а1., 2002; данные не приводятся). Следовательно, криптические плазмиды, вышеуказанных размеров, вероятнее всего, не имеют генетических детерминант, связанных с устойчивостью к изучаемому признаку — воздействию соли. Тем не менее, представленные данные свидетельствуют в пользу того, что как в клубеньковых, так и в почвенных субпопуляциях имеют место определенные генетические процессы, результатом которых является наличие в геномах изолятов криптических плазмид определенного размера, а также их количество, характерное для каждого конкретного генцентра.
Симбиотические свойства природных штаммов Б. теШои
Симбиотическая эффективность штаммов 5. теШои изучена в симбиозе с широко распространенным и практически ценным видом люцерны М. з^ша (сорт Вега), а также с модельным видом М. иипеаЫ1а (сорт Jema1ong). Показано, что солеустойчивые К-изоляты и солечувствительные П-изоляты ПАГ образовывали эффективный симбиоз с двумя видами люцерны с М. sativa и М. ШпеаШа (рис. 5), при этом доли изолятов, образовывавших эффективный симбиоз с тем или другим видом люцерны, достоверно не различались. К-изоляты группы С и П-изоляты группы А этого же генцентра (рис. 5) содержали достоверно меньшее число симбиотически эффективных изолятов в сравнении с выше рассмотренными группами (X2 = 14,6, р < 0,1).
Анализ изолятов СКГ показал, что солеустойчивые К- и П-изоляты образовывали эффективный симбиоз с двумя изучаемыми видами люцерны (рис. 5). Однако доли К-, П-изолятов, формировавших эффективный симбиоз с М. truncatula, была достоверно выше, чем с М. sativa (Х2=3,87, Р < 0.05; рис. 5). К- и П-изоляты группы С содержали достоверно меньшее число симбио-тически эффективных изолятов, чем изоляты группы А (X2 = 7,4, р < 0,01).
Рис. 5. Доли (%) солеустойчивых изолятов S. meliloti, образовывавших эффективный симбиоз с M. sativa иM. truncatula. А — К-изоляты, Б — П-изоляты
Изучение симбиотической эффективности изолятов САГ выявило, что более 76,9 % солеустойчивых К-изолятов образовывали эффективный симбиоз с М. sativa, тем не менее различия с другими группами изолятов были недостоверны (рис. 5). Солеустойчивые П-изоляты ЕСГ формировали эффективный симбиоз с обоими изучаемыми видами люцерны (рис. 5).
ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
Анализ природных изолятов 5. теШсМ, выделенных в 4-х генцентрах разнообразия люцерны, выявил существенные различия между клубеньковыми и почвенными субпопуляциями ризобий как внутри одного, так и между генцентрами по устойчивости к изучаемому стресс-фактору и по составу криптических плазмид. Установлено, что среди К-изолятов достоверно чаще встречались солеустойчивые штаммы, формировавшие эффективный симбиоз как с одним, так и с двумя видами растений люцерны.
Особого внимания заслуживают результаты анализа популяции ризобий из района Приаралья. Этот регион характеризуется чередованием сильнозасоленных участков с незасоленными, в результате чего почвенные популяции ризобий могут испытывать разнообразное воздействие со стороны окружающей среды. Тот факт, что большинство штаммов, выделенных в Приаральском генцентре, имело сниженный уровень солеустойчивости (хотя и превышает солеустойчивость близкородственных видов ризобий), указывает на то, что у бактерий данного региона произошли определенные адаптивные изменения, выразившиеся в снижении солеустойчиво-сти до уровня, оптимального для выживания. Согласно опубликованным данным, засоление, а также засушливость и резкий перепад температур рассматривают как стресс-факторы, которые имеют общие пути восприятия и передачи стресс-сигнала (Mahajan et а1., 2005). Можно предположить, что высокий уровень солеустойчивости у клубеньковых бактерий люцерны из Среднеазиатского,
Северо-Кавказского и Европейско-Сибирского генцентров, испытывающих, прежде всего, засушливость и перепады температур, — одна из норм реакций ризобий на имеющиеся в окружающей среде абиотические стресс-факторы, тогда как снижение этой «нормы» у ризобий из Приаралья привело к мобилизации иных адаптационных механизмов, обусловивших их жизнеспособность в экстремально засоленных почвах.
Работа поддержана грантом РФФИ 08040123-а.
Литература
1. Андронов Е. Е., Румянцева М. Л., Сагуленко В. В., СимаровБ. В., 1999. Влияние растения-хозяина на генетическое разнообразие природной популяции Sinorhizobium meliloti // Генетика. T. 35, № 10. С. 1169-1176.
2. Вавилов Н. И., 1926. Центры происхождения культурных растений // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. Т. 16. Вып. 2. С. 3-248.
3. Жуковский П. М., 1971. Мировой генофонд растений для селекции. В книге: Вавилов и сельскохозяйственная наука. Москва. Колос. C. 120-202.
4. Ибрагимова М. В., Румянцева М. Л., Онищук О. П. и др., 2006. Симбиоз клубеньковых бактерий Sinorhizobium meliloti с люцерной Medicago sativa в условиях засоления // Микробиология. Т. 75. № 1. С. 94-100.
5. Иванов А. И., 1980. Люцерна. Москва. Колос. 350 с.
6. Мишустин Е. Н., Шильникова В. К., 1973. Клубеньковые бактерии и инокуляционный процесс. — М.: Наука. С. 288.
7. Проворов Н. А., Воробьев Н. И., Андронов Е. Е.,
2008. Макро- и микроэволюция бактерий в системах симбиоза // Генетика. T. 44. № 1. C. 1-16.
8. Румянцева М. Л., 2009. Генетические ресурсы клубеньковых бактерий люцерны (обзор) // Генетика.
2009. Т. 45. № 9. С. 1-15.
9. Федоров С. Н., Бутвина О. Ю., Симаров Б. В., 1983. Мутагенное действие УФ-излучения на клубеньковые бактерии люцерны и анализ симбиотических свойств полученных ауксотрофных мутантов // Генетика. Т. 19. С. 727-736.
10.Aguilar O. M., Riva O., Peltzer E., 2004. Analysis of Rhizobium etli and of its symbiosis with wild Phaseo-lus vulgaris supports coevolution in centres of host diversification // PNAS. Vol. 101. N 37. Р. 1354813553.
11.Bena G., Liet A., Huguet T., Olivieri I., 2005. Medica-go-Sinorhizobium symbiotic specificity evolution and the geographic expansion of Medicago // J. Evol. Biol. Vol. 18. P. 1547-1558.
12.Bever J. D., SimmsE. L. 2000. Evolution of nitrogen fixation in spatially structured populations of rhizobium // Heredity. Vol. 85. P. 366-372.
13.Boncompagni E, OsterasM, Poggi MC, le RudulierD., 1999. Occurrence of choline and glycine betaine uptake and metabolism in the family rhizobiaceae and their roles in osmoprotection // Appl. Environ. Microbiol. Vol. 65. N 5. P. 2072-2077.
14.Bromfield E. S. P., Barran L. R, Wheatcroft R, 1995. Relative genetic structure of a population of Rhizobium meliloti isolated directly from soil and from nodules of alfalfa (Medicago sativa) and sweet clover (Melilotus alba) // Mol. Ecol. Vol. 4. P. 183-188.
15. Gage D. J. 2004. Infection and nvasion of roots by symbiotic, nitrogen-fixing rhizobia during nodulation of temperate legumes // Microbiol Mol Biol Re.Vol. 68 N 2. P. 280-300.
16. FAO, 2005. Crops and drops: making the best use of water for agriculture // Rome. P. 22.
17.Jimenez-Zurdo JI, Garcia-Rodriguez FM, Toro N., 1997. The Rhizobium meliloti putA gene: its role in the establishment of the symbiotic interaction with alfalfa // Mol Microbiol. Vol. 23. № 1. P. 85-93.
18.Hartmann A., Giraud J. J., Catroux G., 1998. Genotypic diversity of Sinorhizobium (formely Rhizobium) meliloti strains isolated directly from soil and from nodules of alfalfa (Medicago sativa) grown in the same soil // FEMS Microbiol. Ecol. Vol. 25. P. 107-116.
19. Galibert F., T. M. Finan S. R. Long A. et al., 2001. The composite genome of the legume symbiont Sinorhizobium meliloti // Science. Vol. 293. P. 668-672.
20.Mahajan S, Tuteja N., 2005 Cold, salinity and drought stresses: an overview // Arch Biochem Biophys. Vol. 444. N 2. P. 139-158.
21.Molbak L., Molin S, Kroer N., 2007. Root growth and exudate production define the frequency of horizontal plasmid transfer in the Rhizosphere // FEMS Microbiol Ecol. Vol. 59. N 1. P. 167-176.
22.Percuoco S., Salzano G., Percuoco G., 1990. Plasmids and symbiotic properties in Rhizobium leguminosarum biovar viciae field isolates // Ann. Microbiol. Vol. 40. P. 141-154.
23.Roumiantseva M. L., Andronov E. E., Sharypova L. A. et al., 2002. Diversity of Sinorhizobium meliloti from the Central Asian alfalfa gene center // Appl. EnVol. Microbiol. Vol. 68. N 9. P. 4694-4697.
24. Stiens M, Schneiker S, Puhler A, Schluter A., 2007. Sequence analysis of the 181-kb accessory plasmid pS-meSM11b, isolated from a dominant Sinorhizobium meliloti strain identified during a long-term field release experiment // FEMS Microbiol. Lett. Vol. 271. N 2. P. 297-309.
25.Teplitski M., Robinson J. B., Bauer W. D., 2000. Plants secrete substances that mimic bacterial N-acyl homoserine lactone signal activities and affect population density-dependent behaviors in associated bacteria // Mol Plant Microbe Interact. Vol. 13. N 6. P. 637-648.
26. Yan A. M., WangE. T., Kan F. L. et al, 2000. Sinorhizobium meliloti associated with Medicago sativa and Melilotus sp. in arid saline soils in Xinjiang, China // Int J Syst Evol Microbiol. Vol. 50 № 5, P. 1887-1891.
27. Zahran H. H., 2001. Rhizobia from wild legumes: diversity, taxonomy, ecology, nitrogen fixation and biotechnology // J. Biotechnol. Vol. 91. № 2-3. P. 143-153.
Polymorphism among Sinorhizobium meliloti isolates native to the origins of alfalfa diversity differed in soil-climate characteristics
M. L. Roumiantseva, O. P. Onischuk, V. S. Belova,
O. N. Kurchak, B. V. Simarov
' SuMMARY: Sinorhizoboium meliloti populations native to the 4 distinct gene centers (GC) of alfalfa were explored toward the tolerance to salinity, cryptic plasmid profiles and symbiotic properties. The significant correlations detected among nodule (N) and trapped (T) isolates related to the similar or distinct populations. more than 60 % N- and 77 % T-isolates tolerant to 3,5 % NaCl; salt tolerant N-isolates formed effective symbiosis with Medicago sativa and M. truncatula significantly more often. Isolates native to the GC area next to aral Sea had possessed the reduced level of salt tolerance in comparison with the isolates originated from Central asian, North-Caucasian and Europe-Siberian GC; that, has related to adaptation processes, which have ensured their viability in extremely salted soils.
' Key woRDS: salt tolerance of rhizobia; populations; cryptic plasmids; alfalfa; symbiotic effectiveness.
' Информация об авторах
Румянцева Марина Львовна — к. б. н., ведущий научный сотрудник. Государственное научное учреждение Всероссийский НИИ сельскохозяйственной микробиологии Россельхозакадемии.
Шоссе Подбельского, д. 3, Санкт-Петербург, Пушкин-8, 196608. E-mail: genet@yandex.ru
Онищук Ольга Петровна — к. б. н., старший научный сотрудник. Государственное научное учреждение Всероссийский НИИ сельскохозяйственной микробиологии Россельхозакадемии.
Шоссе Подбельского, д. 3, Санкт-Петербург, Пушкин-8, 196608. E-mail: olony@yandex.ru
Белова Виктория Спартаковна — Государственное научное учреждение Всероссийский НИИ сельскохозяйственной микробиологии Россельхозакадемии. Шоссе Подбельского, д. 3, Санкт-Петербург, Пушкин-8, 196608. E-mail: genet@yandex.ru
Курчак Оксана Николаевна — к. б. н., старший научный сотрудник. Государственное научное учреждение Всероссийский НИИ сельскохозяйственной микробиологии Россельхозакадемии. Шоссе Подбельского, д. 3, Санкт-Петербург, Пушкин-8, 196608. E-mail: genet@yandex.ru
Roumiantseva Marina Lvovna — Candidate of Biological Sciences All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology.
Podbelsky Chaussee 3, St. Petersburg, Pushkin 8, 196608, Russia Russia E-mail: genet@yandex.ru
Onischuk Olga Petrovna — Candidate of Biological Sciences. Russia Research Institute for Agricultural Microbiology.
Podbelsky Chaussee 3, St. Petersburg, Pushkin 8, 196608, Russia E-mail: olony@yandex.ru
Belova Viktoriya Spartakovna — Russia Research Institute for Agricultural Microbiology.
Podbelsky Chaussee 3, St. Petersburg, Pushkin 8, 196608, Russia E-mail: genet@yandex.ru
Kurchak Oksana Nikolaevna — Candidate of Biological Sciences. Russia Research Institute for Agricultural Microbiology.
Podbelsky Chaussee 3, St. Petersburg, Pushkin 8, 196608, Russia E-mail: genet@yandex.ru
Симаров Борис Васильевич — д. б. н., заведующий лабораторией. Simarov Boris Vasilievieh — Doctor of Biological Sciences, Head of
Государственное научное учреждение Всероссийский НИИ сельскохо- the Laboratory. Russia Research Institute for Agricultural Microbiology,
зяйственной микробиологии Россельхозакадемии. Шоссе Подбельско- Podbelsky Chaussee 3, St. Petersburg, Pushkin 8, 196608, Russia
го, д. 3, Санкт-Петербург, Пушкин-8, 196608. E-mail: genet@yandex.ru E-mail: genet@yandex.ru
