CC BY
80
УДК 616-089.44-06-074
ПЕРВЫЙ СЛУЧАЙ ВЫДЕЛЕНИЯ В РОССИИ ROTHIA MUCILAGINOSA ИЗ КРОВИ ПАЦИЕНТКИ С ОСЛОЖНЕНИЕМ ПОСЛЕ КОНТУРНОЙ ПЛАСТИКИ
О.Ю. Борисова1, В.А. Алешкин1, Н.М. Каргальцева1, В.И. Кочеровец2, В.Л. Пастушенков3, Е.И. Карпова4, О.И. Данишук4, С.С. Афанасьев1,
1ФБУН «Московский научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии им. Г.Н. Габричевского»; 2ГБОУ ВПО «Первый Московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова»; 3ООО «Фарм-Трисан», г. Санкт-Петербург; 4Центр пластической хирургии «Клиника Данищука», г. Москва
Борисова Ольга Юрьевна - e-mail: olgborisova@mail.ru
Описан первый случай выделения Rothia mucilaginosa из крови у пациентки с осложнением после контурной пластики. Микроорганизм относится к нормальной флоре полости рта и верхних дыхательных путей, но способен вызывать серьезные заболевания у иммунокомпромисных больных. Rothia mucilaginosa - это факультативно-анаэробные грамположительные, каталазоотрицательные кокки яйцевидной формы, располагающиеся парами и тетрадами, относящиеся к семейству Micrococcaceae, классу Actinobacteria, роду Rothia.
Ключевые слова: Rothia mucilaginosa, гемокультура, осложнение, контурная пластика.
The first case of Rothia mucilaginosa obtaining from blood of the patient with complication after contour plasty is reported. This microorganism has been recognized as part of normal flora in the buccal cavity and the upper airways. It has been described as a pathogen of the severe diseases in the immunodeficient patients. Rothia mucilaginosa is facultative-anaerobic, gram-positive, catalase-negative cocci of the obovoid form and combines the couples or tetrads. This microorganism belongs to family Micrococcaceae, class Actinobacteria, genus Rothia.
Key words: Rothia mucilaginosa, blood culture, complication, contour plasty.
V. МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ АСПЕКТЫ ИНФЕКЦИЙ, СВЯЗАННЫХ С ОКАЗАНИЕМ МЕДИЦИНСКОЙ ПОМОЩИ. ПРОБЛЕМА РЕЗИСТЕНТНОСТИ МИКРООРГАНИЗМОВ К АНТИМИКРОБНЫМ ПРЕПАРАТАМ И ПУТИ ЕЕ РЕШЕНИЯ
Введение
В настоящее время контурная пластика широко применяется в виду развития эстетической медицины [1]. Популярность инъекционных омолаживающих методик растет очень быстро. Иногда имеют место разного рода последствия после использования препаратов на основе гиалуроновой кислоты [2, 3], несмотря на то, что препараты относятся к биологически-совместимым. У пациента осложнения могут проявляться в виде: болевых ощущений даже при использовании анастезирующего крема, аллергических реакций (0,05%), выпячивания и миграции геля при введении филлера слишком поверхностно или излишне глубоко, образования гематом и отеков, воспалительных процессов в месте проведения инъекций с образованием гранулем -«узелков» в области воспаления. Образование гранулем рассматривается как механизм реактивной защиты на «внешнее вторжение», и образование фиброза происходит в результате уплотнения соединительной ткани в области инъекции, что свидетельствует о выработке нового коллагена. Такого рода осложнения могут произойти спустя даже несколько месяцев после контурной пластики. Осложнения также могут быть по другим причинам: нестерильно выполненная манипуляция, инфицированный гель или пациент с хроническим воспалением, которое является противопока-
занием для выполнения каких-либо пластических манипуляций. Микробиологическое обследование пациентов с осложнением после контурной пластики не разработано, поэтому в отечественной литературе имеются единичные публикации [4].
Целью исследования было установление возможной патогенетической роли микроорганизмов в осложнении после контурной пластики.
Материал и методы
У пациентки Г., 1962 года рождения, после проведения контурной пластики в виде инъекции филлера на основе гиалуроновой кислоты в носогубную складку развилось осложнение. Были назначены общий клинический анализ крови, исследование на иммунный статус и микробиологическое исследование крови. Клинический и иммунологический анализы крови были выполнены по общепринятым методикам. Комплексное микробиологическое исследование пробы периферической крови состояло из микроскопии мазка крови и бактериологического посева крови. Материалом исследования служил лейкоцитарный слой пробы периферической крови, полученной при венопунк-ции. Мазки крови были окрашены по Граму. Изучение микропрепаратов проводили при помощи световой иммерсионной микроскопии с использованием бинокулярного
NK
МЕДИЦИНСКИЙ
АЛЬМАНАХ
микроскопа Axiostarplus (CarlZeiss, Германия), оснащенного иммерсионным объективом A-Plan 100x1.25, окуляр х10 (CarlZeiss, Германия). С целью получения гемокультуры осуществляли посев крови на кровяной агар на основе СПА («Микроген», Махачкала) с добавлением 15% крови крупного рогатого скота с последующей инкубацией при 37°С в аэробных условиях. Идентификацию микроорганизмов осуществляли на основе бактериологических методов с учетом тинкториальных, культуральных и биохимических свойств. Морфологию колоний оценивали с помощью биологического стереомикроскопа МСП-1 Вариант 2 (ЛОМО, Россия). Увеличение микроскопа х10-80, zoom-объектив х1-4, окуляры х10/20. Видовую идентификацию проводили масс-спектрометрическим методом с использованием время-пролетного масс-спектрометра BioMerieux VITEK MS MALDI-TOF («bioMerieux», Франция). Предварительно проводили пробоподготовку: суточную бактериальную культуру суспендировали в эппендорфе в 300 мкл деионизованной воды, далее прогревали в микротермостате при 95°С в течение 25 минут, охлаждали и добавляли 900 мкл этилового спирта; пробы хорошо встряхивали и центрифугировали на 13 000 об/мин в течение 2 мин; полностью удаляли супернант и подсушивали; добавляли 25 мкл 70% муравьиной кислоты и перемешивали пипетированием, далее инкубировали при комнатной температуре в течение 3 мин, добавляли 25 мкл N-ацетонитрила, перемешивали пипетированием и центрифугировали в течение 2 мин при 13 000 об/мин. Подготовленные образцы наносили на слайды.
Окончательную идентификацию выделенных микроорганизмов также проводили путем амплификации фрагментов гена rpoB и последующего прямого секвенирова-ния амплифицированных фрагментов. Хромосомальную ДНК выделяли методом кипячения согласно (Маниатис Т., 1984) из 72-часовой бактериальной культуры, выращенной на кровяном агаре. Далее одну микробиологическую петлю культуры суспендировали в 150 мкл деионизиро-ванной воды и инкубировали 20 минут при 95°С, после чего центрифугировали при 12 000 об/мин. Выявление фрагментов гена rpoB осуществляли с помощью полиме-разной цепной реакции. Амплификацию фрагментов нуклеотидных последовательностей проводили в термо-циклере «Терцик» («ДНК-технология», Москва). Детекцию результатов амплификации осуществляли путем постановки горизонтального электрофореза в 1,8% агарозном геле при 160V в течение 1 часа с последующим сравнением электрофоретической подвижности специфических светящихся фрагментов амплифицированных продуктов с подвижностью фрагментов маркера молекулярных весов DNALadderMix («Fermentas», Литва). Секвенирование фрагментов ДНК микроорганизма осуществляли согласно общепринятому методу Сенджера (Sanger F.) с помощью ABIPRISMBigDyeTerminatorCyclesequencingreadyreactionkit на ABIDNA-секвенаторе («PerkinElmerAppliedBiosystems») в ФГБУН НИИФХМ ФМБА России (Москва). Результаты сек-венирования обрабатывались с помощью программного обеспечения BLAST и ChromasLite (для формата хромато-граммы), секвенированные последовательности сопоставляли с международной on-line базой данных EMBL/NCBI (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore).
Результаты исследования
У пациентки Г. в анамнезе отмечены хронический воспалительный процесс в ротовой полости и хронический эндометриоз, по поводу которых пациентка проходила длительное антимикробное лечение. Кроме того, в течение длительного времени (со слов пациентки) она находилась в состоянии стресса. На фоне этого состояния пациентке была проведена контурная пластика в виде инъекции филлера на основе гиалуроновой кислоты в носогубную складку. Через три дня после проведения процедуры появился отек полости рта и затрудненное дыхание. При обращении в медицинский центр, где была проведена манипуляция, ей был поставлен диагноз «отек Квинке». Проведенное лечение инъекциями антидота гиалуроновой кислоты положительного результата не дало. Осложнение развилось в виде абсцесса. В клинике пластической хирургии было проведено дренирование абсцесса и назначено лечение в соответствии с Московскими городскими стандартами стационарной медицинской помощи (код стандарта - 73180, шифр по МКБ - к 122). Согласно назначенному лечению пациентка принимала цефтриаксон (1,0 x 2 раза в день в/в), ципроф-локсацин (200,0 x 2 раза в день), метамизол Na 50% 2,0 в/м при болях, полоскание полости рта растворами антисептиков. Состояние пациентки при выписке из стационара отмечали как удовлетворительное. Отеки, зуд и высыпания регрессировали полностью. Сохранилась отечность слизистой оболочки ротоглотки в точке выхода слюнных желез. Результаты общего клинического исследования крови свидетельствовали о наличии хронического воспалительного процесса. На фоне нормальных гематологических показателей клинического анализа крови (гемоглобин, эритроциты, цветовой показатель, общее количество лейкоцитов) были отмечены: нейтропения, моноцитоз, эозиноцитоз и лимфоцитоз. Палочкоядерные нейтрофи-лы - 1,0 (1,0-6,0), сегментоядерные нейтрофилы -34,0 (47,0-72,0), эозинофилы - 5,0 (0,5-5,0), моноциты -12,0 (3,0-11,0) и лимфоциты - 48 (19-37).
Показатели иммунологического анализа крови были в норме. Общий иммуноглобулин Е (IgE) (A) 2,690 (1.00087.000). При микроскопии мазка периферической крови были обнаружены грамположительные кокки яйцевидной формы, располагающиеся парами и тетрадами в значительном количестве, и дрожжевые клетки в единичном количестве (рис. 1). Тромбоциты в значительном количестве располагались в свободном и агрегированном состояниях. При бактериологическом посеве крови выросли колонии белого цвета, без гемолиза, слизистые, плотно спаенные и трудноснимаемые с агаровой поверхности. Мазки из колоний были окрашены по Граму. Микроскопия колоний показала наличие грамположительных кокков яйцевидной формы, располагающихся парами и тетрадами (рис. 2). Выросшие грамположительные кокки были коагулазонегативными. Идентификация с помощью масс-спектрометрического метода с использованием время-пролетного масс-спектрометра BioMerieux VITEK MS MALDI-TOF показала наличие Rothiamucilaginosa. Проведение амплификации гена rpoB и последующее прямое секвенирование амплифицированных фрагментов и сопоставление с международной on-line базой данных
Al
SSM
EMBL/NCBI (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore) подтвердили принадлежность выросших микроорганизмов к виду Rothia mucilaginosa.
Обсуждение
Вид Rothia mucilaginosa, ранее называемый Staphylococcus salivarius, Micrococcus mucilaginosus, Stomatococcus mucilaginosus, относится к факультативно-анаэробным грамположительным коккам яйцевидной формы. Микроорганизм входит в состав нормальной микрофлоры ротоглотки и верхних дыхательных путей [5] и является малоизученным микроорганизмом в России. Выделенный микроорганизм по современной классификации входит в состав семейства Micrococcaceae, класс Actinobacteria, род Rothia. Несмотря на то, что выделенный микроорганизм входит в состав нормальной микрофлоры полости рта и верхних дыхательных путей, описаны случаи выделения его при серьезных заболеваниях, таких как септицемия, этиологически связанных с Rothia mucilaginosa
как этиологическим агентом [6, 7]. Кроме того, с выделением Rothia mucilaginosa связывают пневмонию в Корее, где возбудитель был выделен из образца бронхоальвеоляр-ного лаважа у больной В-лимфобластной лимфомой [8]. В 1978 году описали случай первого выделения этого микроорганизма у больного эндокардитом [9].Часто этот микроорганизм рассматривали как оппортунистический патоген у иммунокомпетентных пациентов, так как факторами риска для него являются нейтропения, опухоли [10, 11]. В зарубежной литературе Rothia mucilaginosa представлен в роли патогена при бактериемии, инфекции центральной нервной системы, менингите, перитоните, остеомиелите, эндофтальмите и эндокардите протезированного клапана [12-17] и описаны случаи выделения Rothia mucilaginosa из крови и мокроты [13, 14, 15, 17, 18, 19].
Пациентке на фоне имеющегося воспалительного процесса в полости рта, о чем свидетельствовали показатели клинического анализа крови, была проведена контурная пластика носогубной складки, которая, возможно, спровоцировала развитие воспаления в виде последующего осложнения после контурной пластики, что было подтверждено результатами проведенного нами комплексного микробиологического исследования крови. Полученные данные показали, что патологический процесс в виде осложнения может иметь место при любом хирургическом вмешательстве, если оно проводится на фоне отсутствия полного состояния здоровья пациента. В данном описанном случае транзиторная бактериемия при хроническом воспалении в полости рта трансформировалась в состояние постоянной циркуляции микроорганизма в кровотоке, т. е. в инфекцию кровотока, сопровождаемое утяжелением состояния больного с явными клиническими симптомами. У нашей пациентки осложнение случилось как следствие контурной пластики.
Заключение
Проведение пластической хирургической манипуляции может явиться провокацией для активизации хронического вялотекущего воспалительного процесса и перехода его в стадию острого воспаления с циркуляцией микроорганизмов в кровотоке.
ЛИТЕРАТУРА
1. Губанова Е., Дьяченко Ю., Родина М. и др. Омоложение кожи лица препаратами стабилизированной гиалуроновой кислоты. Ревитализация деликатных зон. Процедура «Гидробаланс». Эстетическая медицина. 2010. Т. IX. № 2. С. 147-154.
Gubanova E, Djachenko U., Rodina M. i dr. Omolozhenie kozhi lica preparatamistabilizirovannoi gialuronovoi kisloti. Revitalizacia delikatnikh zon. Procedura «Gidrobalans». Esteticheskaja medicina. 2010. T. IX. № 2. S.147-154.
2. Карпова Е.И., Борхунова Е.Н. Клинико-морфологические проявления, диагностика и лечение гранулематозного воспаления после контурной инъекционной пластики с использованием различных филлеров. Врач. 2008. № 8. С. 68-72.
KarpovaE.I., BorchunovaE.N. Kliniko-morfologicheskie projavlenia, diagnostika i lechenie granulomatoznogo vospalenia posle konturnoi injekcionnoi plastiki s ispolzovaniem razlichnikh fillerov. Zhurnal. Vrach. 2008. № 8. S. 68-72.
3. Котенко К.В., Карпова Е.И., Круглова Л.С. Наиболее частые осложнения контурной инъекционной пластики деформаций тканей лица и возможности их профилактики низкоинтенсивным лазерным излучением. Клиническая дерматология и венерология. 2013. № 3. С. 55-58.
РИС. 1.
Микрофотография Rothia mucilaginosa в мазке лейкоцитарного слоя крови (окрашивание по Граму) (Axiostar plus (Carl Zeiss, Германия), иммерсионный объектив A-Plan 100x1.25, окуляр х10 (Carl Zeiss, Германия).
РИС. 2.
Микрофотография мазка Rothia mucilaginosa (окрашивание по Граму, чистая культура) (Axiostar plus (Carl Zeiss, Германия), иммерсионный объектив A-Plan 100x1.25, окуляр х10 (Carl Zeiss, Германия).
NK
МЕДИЦИНСКИЙ
АЛЬМАНАХ
KotencoK.V., KarpovaE.I, KruglovaLS. Naibolee chastie oslozhnenija konturnoi injekcionnoi plastiki deformacii tkanei lica i vozmozhnosti ikh profilaktiki nizkointensivnim lazernim izlucheniem. Klinicheskaja dermatologija i venerologija. 2013. № 3. S. 55-58.
4. Каргальцева Н.М., Филатов А.В., Миролюбов С.Н. Одна из причин осложнений в пластической хирургии. Сборник статей научно-практического общества врачей косметологов Санкт-Петербурга, ГБОЦ ВПО СЗГМУ им. И.И. Мечникова, кафедра косметологии. 2014. Вып. 15. С. 122-124.
Kargaltseva N.M., Filatov A.B., Mirolubov S.N. Odna iz prichin oslozhnenii v plasticheskoi khirurgii. Sbornik statei nauchno-prakticheskogo obschestva vrachei kosmetologov Sankt-Petersburga, GBOC VPO CZGMU im. I.I. Mechnikova, kafedra kosmetologii. 2014. Vip. 15. S. 122-124.
5. Becker K., von Eiff C., Bernard K.A. et al. Staphylococcus, Micrococcus and other catalase-positive cocci. Manual of clinical microbiology. 10th ed. Washington DC: American Society for Microbiology. 2011. P. 308-330.
6. Vaccher S. et.al. Bacteremia caused by Rothia mucilaginosa in a patient with Shwachman-Diamond syndrome. Infection. 2007. № 3. P. 35.
7. Mateos M.C. et al. Rothia mucilaginosa bacteremia in a patient with acute monoblastic leukemia. Haemotologica. 2008. № 93 (1). Р. 531.
8. Eun-Jung Cho, Heungsup Sung, Sook-Ja Park, Mi-Na Kim, Sang-Oh Lee. Rothia mucilaginosa pneumonia diagnosed by quantitative cultures and intracellular organisms of bronchoalveolar lavage in a lymphoma patient. Ann.Lab.Med. 2013. Vol. 33 (2). P. 145-149.
9. Rubin S.J., Lyons R.W., Murcia A.J. Endocarditis associated with cardiac catheterization due to a Gram-positive coccus designated Micrococcus mucilaginosus incertae sedis. J. Clin. Microbiol. 1978. Vol. 7. P. 546-549.
10. Faiad G., Singh M., Narasimhan A. et al. Rothia mucilaginosa life threatening infections in non-neutropenic hosts. Open J. Intern. Med. 2011. Vol. 1. P. 68-71.
11. Ramanan P., Barreto J.N., Osmon D.R., Tosh P.K. Rothia bacteremia: a 10-yearexperience at Mayo Clinic, Rochester. J. Clin. Microbial. 2014. Vol. 52. № 9. P. 3184-3189.
12. Ascher D.P., Zbick C., White C., Fischer G.W. Infections due to Stomatococcus mucilaginosus: 10 cases and review. Rev. Infect. Dis. 1991. Vol. 13. P. 1048-1052.
13. Trevirio V., Garcia-Zabarte A., Quintas A. et al. Stomatococcus mucilaginosus septicemia in a patient with acutelymphoblastic leukaemia. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 1998. Vol. 17. P. 505-507.
14. Korsholm T.L., Haahr V., Prag J. Eight cases of lower respiratory tract infection caused by Stomatococcus mucilaginosus. Scand. J. Infect. Dis. 2007. Vol. 39. P. 913-917.
15. Sanchez-Carrillo C., Cercenado E., Cibrian F., Bouza E. Stomatococcus mucilaginosus pneumonia in a livertransplant patient. Clin. Microbiol. Newsl. 1995. Vol. 16. P. 150-151.
16. Bruminhent J., Tokarczyk M.J., Jungkind D., Desimone J.A. Rothia mucilaginosa prosthetic device infections: a case of oristhetic valve endocarditis. J.Clin. Microbiol. 2013. Vol. 51 (5). P. 1629-1632.
17. Mitchell P.S., Huston B.J., Jones R.N., Holcomb L., Koontz F.P. Stomatococcus mucilaginosus bacteraemias: typical case presentations, simplified diagnostic criteria, and a literature review. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 1990. Vol. 13. P. 521-525.
18. Kaasch A.J., Saxler G., Seifert H. Septic arthritis due to Rothia mucilaginosa. Infection. 2011. Vol. 39. P. 81-82.
19. Morgan E.A., Henrich T.J., Jarell A.D. et al. Infectious granulomatous dermatitisassociated with Rothia mucilaginosa bacteremia: a case report. Am. J. Dermatopathol. 2010. Vol. 32. P. 175-179. ^
УДК 576.851.2:616.34-053.31-036.882-08
ОПЫТ СДЕРЖИВАНИЯ РАСПРОСТРАНЕНИЯ ВАНКОМИЦИНРЕЗИСТЕНТНЫХ ЭНТЕРОКОККОВ В ОТДЕЛЕНИИ РЕАНИМАЦИИ НОВОРОЖДЕННЫХ
А.В. Любимова1-2, Н.А. Шаляпина1, А.Г. Гончаров1-3, Е.В. Матвеева2,
Т.С. Курчикова2, Г.В. Рубин2, О.Г. Реуцкая2, Т.В. Бродина1, А.А. Шишмаков1,
1ГБОУ ВПО «Северо-Западный государственный медицинский университет им. И.И. Мечникова», г. Санкт-Петербург, 2СПб ГБУЗ «Детская городская больница № 17 Святителя Николая Чудотворца», г. Санкт-Петербург, 3ФГБНУ «Институт экспериментальной медицины», г. Санкт-Петербург
Любимова Анна Викторовна - e-mail: Lubimova@gmail.com
В статье представлены результаты опыта применения комплекса мер для купирования кластера колонизации пациентов ванкомицинрезистентным энтерококком (VRE) в отделении реанимации новорожденных. Частота колонизации кишечника VRE возросла до 28 на 100 пациентов в течение месяца. По результатам молекулярно-генетического типирования в отделении распространился один клон VRE. Улучшение гигиены рук медицинского персонала, очистка и дезинфекция объектов внешней среды, когортирование пациентов и медицинского персонала, контактная изоляция пациентов, колонизированных VRE, ежедневная обработка 2%-м водным раствором хлоргексидина один раз в сутки в течение 5 дней позволили снизить частоту колонизации VRE до 0.
Ключевые слова: ванкомицинрезистентный энтерококк, инфекционный контроль,
отделение реанимации новорожденных.
The article reports on the experience of successful control of a cluster of patients colonized with vancomy-cin-resistant enterococci (VRE) in a NICU. Within a month, VRE intestinal colonization rate increased to 28 per 100 patients. Results of molecular-genetic typing showed spread of a single clone of VRE. Improving hand hygiene of medical personnel, cleaning and disinfection of the environment, cohorting patients and medical staff, contact precautions for patients colonized with VRE, daily treatment with 2% chlorhexidine gluconate water solution once a day for 5 days allowed to reduce the incidence of VRE colonization to 0.
Key words: vancomycin-resistant enterococci, infection control,
neonatal intensive care unit.
