CC BY
28
ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКАЯ И ОБЩАЯ БИОЛОГИЯ / PHYSICAL-CHEMICAL AND GENERAL BIOLOGY
Оригинальная статья / Original article
УДК 582.548.25: 57.085.23
DOI: 10.21285/2227-2925-2017-7-3-99-109
ОСОБЕННОСТИ ПОЛУЧЕНИЯ И СОХРАНЕНИЯ
CANNA х HYBRIDA HORT. EX BACKER В УСЛОВИЯХ IN VITRO
© А.Ш. Тевфик***, И.В. Митрофанова**
*Научно-исследовательский институт сельского хозяйства Крыма, Российская Федерация, 295493, Республика Крым, г. Симферополь, ул. Киевская, 150. **Ордена Трудового Красного Знамени Никитский ботанический сад -Национальный научный центр РАН,
Российская Федерация, 298648, Республика Крым, г. Ялта, ул. Никитский спуск, 52.
Целью исследования было изучение путей морфогенеза, особенностей регенерации различных эксплантов в культуре in vitro и разработка биотехнологических приёмов микроразмножения и сохранения перспективных сортов канны садовой. Эксперименты проводили в лаборатории биотехнологии и вирусологии растений Никитского Ботанического Сада - Национального Научного Центра. Для индукции адвентивного побегообразования эксплантов использовали питательную среду Мурасиге и Скуга (МС) с 30 г/л сахарозы, 10 г/л агар-агара с регуляторами роста БАП и тДз. Для депонирования in vitro экспланты (вегетативные почки и меристемоиды) помещали на модифицированную нами среду МС с 60 г/л сахарозы и 0,2-0,4 г/л ССС. Культуральные сосуды с экс-плантами переносили в холодильные камеры с низкой позитивной температурой (2 - 6°С) и освещенностью 0,1-0,5 клк. Установлено, что для активного адвентивного побегообразования при культивировании эксплантов сортов Дар Востока и Суевия необходимо добавление в питательную среду МС 1,27 мг/л ТДЗ, для сорта Ливадия - 1,91 мг/л ТДЗ. Показано, что для депонирования меристемоидов сортов Дар Востока, Ливадия и Суевия оптимальной является питательная среда 1А МС с 0,15-0,25 г/л ССС; для адвентивных побегов сорта Суевия — 1А МС с 0,2 г/л ССС. Ключевые слова: канна садовая, микроразмножение, in vitro, меристемоид, депонирование.
Формат цитирования: Тевфик А.Ш., Митрофанова И.В. Особенности получения и сохранения Canna х hybrida hort ex Backer в условиях in vitro // Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. 2017. Т. 7, N 3. С. 99-109. DOI: 10.21285/2227-2925-2017-7-3-99-109
IN VITRO DERIVATION AND STORAGE CHARACTERISTICS OF CANNA x HYBRIDA HORT. EX BACKER
© A.Sh.Tevfik* **, I.V. Mitrofanova**
*Research Institute of Agriculture of Crimea,
150 Kievskaya str., Simferopol, 295493, Crimea Republic, Russian Federation, **Order of the Red Banner Nikita Botanical Gardens - National Scientific Center RAS 52, Nikitsky Spusk St., Nikita, Yalta, Crimea Republic, 298648, Russian Federation
The aim of the study was to investigate means of morphogenesis and explant regeneration characteristics in in vitro culture and to develop biotechnological methods for micropropagation and conservation of promising garden varieties of Canna. The experiments were conducted in the plant biotechnology and virology laboratory of the Nikitsky Botanical Garden, National Centre of Science. For the induction of adventitious shoot development of explants, a Murashige and Skoog (MS) nutrient medium was used having 30 g /1 of sucrose, 10 g /1 of agar-agar with BAP and TDZ growth regulators. For the in vitro deposition, explants (vegetative buds and meristemoids) were placed on a modified MS medium having 60 g /1 of sucrose and 0.2-0.4 g /1 of ССС. The culture vessels with explants were transferred to cooling chambers with a low positive temperature (2-6 ° C) and an illumination of 0.1-0.5 klx. It was found that for active adventitious shoot formation during
cultivation of Dar Vostoka and Suevia explant varieties, it is necessary to add 1.27 mg /1 of TDZ to the MS nutrient medium, and 1.91 mg /1 of TDZ for the Livadia variety. It is shown that for the deposition of meriste-moids of Dar Vostoka, Livadia and Suevia varieties, the nutrient medium of 1 MS with 0.15-0.25 g /1 of CCC is optimal; for adventitious shoots of the Suevia variety, the optimal nutrient was 1 MS with 0.2 g /1 of CCC. Key words: garden canna, micropropagation, in vitro, meristemoid, conservation
For citation: Tevfik A.Sh., Mitrofanova I.V. In vitro derivation and storage characteristics of Canna x Hybrida hort. ex backer . Izvestia Vuzov. Prikladnaya Chimia I Biotechnologia [Proceedings of Universitets. Applied chemistry and biotechnology]. 2017, vol. 7, no. 3, pp. 99-109. (in Russian). DOI: 10.21285/2227-2925-20177-3-99-109
ВВЕДЕНИЕ
Канна садовая (Canna x hybrida hort ex Backer) - декоративно-лиственная культура, имеющая высокие соцветия с крупными, оригинальными цветками и очередные крупные широкоовальные листья. Эта культура имеет длительное цветение и хорошо переносит низкую влажность воздуха, что является особенно актуальным для Южного берега Крыма [2]. В последние годы на канне обнаружены целый ряд фитопатогенов, среди которых патогены вирусной природы занимают особое место [4]. В связи с этим необходимо отбирать здоровый материал для вегетативного размножения данной культуры.
Биотехнологические методы в комплексе с хемо- и термотерапией позволяют оздоровить декоративные, плодовые и лекарственные растения, затем размножать их в достаточном количестве [3, 8, 21, 22]. Вместе с тем одной из важнейших проблем современности является сохранение биоразнообразия. Наряду с сохранением ex situ и in situ, активно применяются методы депонирования растений в условиях in vitro и криосохранение. Биотехнологические подходы для сохранения in vitro растений активно разрабатываются как для дикорастущих, так и для культурных растений [6, 9-11, 15, 17, 18, 23, 26]. Однако каждый вид, сорт и форма требуют разработки конкретного для него подходящего способа депонирования, который включает целый ряд этапов [6].
В лаборатории биотехнологии и вирусологии растений Никитского ботанического сада исследовались различные вопросы, касающиеся реализации морфогенетического потенциала органов и тканей канны садовой: особенности введения в культуру in vitro; влияние стерилизации на дальнейшее развитие экс-плантов; изучение регенерационного потенциала вегетативных почек [13, 14], разработка метода эмбриокультуры [12].
Цель данного исследования - выявить пути морфогенеза, особенности регенерации различных эксплантов в культуре in vitro и разработать биотехнологические приёмы микро-
размножения и сохранения перспективных сортов канны садовой.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
В исследовании использовали перспективные сорта канны садовой из коллекционных насаждений Никитского ботанического сада -Национального научного центра (НБС-ННЦ): группы Крози - 2 сорта селекции НБС-ННЦ (Дар Востока и Ливадия) и группы орхидеевид-ных: 1 сорт зарубежной селекции (Суевия).
Исследования проводили в лаборатории биотехнологии и вирусологии растений НБС-ННЦ. В работе использовали методы культуры органов и тканей растений общепринятые [1, 5] и разработанные в отделе биотехнологии растений НБС [6]. В качестве первичных эксплан-тов использовали вегетативные почки.
Для стерилизации растительного материала использовали 2 схемы ступенчатой стерилизации с применением таких антисептиков как этанол (Септол, Украина), коммерческий препарат Domestos (Великобритания), коммерческий препарат ДезТаб (КНР), Thimerosal (Merk, Германия) с разной экспозицией.
Вегетативные почки помещали на модифицированную питательную среду Murashige, Skoog (MC) [24] с 3,0 % сахарозы, 1,0 % агар-агара (агар-агар «D19» (Е406), «Hispanagar S.A.», Испания). Для инициации развития экс-плантов в питательную среду МС добавляли 6-бензиламинопурин (БАП, Sigma, США) и гиб-берелловую кислоту (ГК3, Sigma, США). Экс-планты предварительно оздоравливали с помощью хемотерапии in vitro, используя вирозал (рибавирин, Sigma, США) в концентрации 5 мг/л и амиксин (Украина) - 4 мг/л. На этапах индукции адвентивного побегообразования и собственно микроразмножения использовали вещества цитокининового (БАП, тидиазурон (ТДЗ)) и ауксинового (индолилуксусную кислоту (ИУК)) типов действия. В качестве базовых сред использовали МС и Woody Plant Medium (WPM) [20]. Все манипуляции с эксплантами осуществляли в ламинарных боксах. Эксплан-ты помещали в культуральную комнату с температурой 24±1 °С, 16-часовым фотопериодом
Таблица 1
Бонитировка растений по внешним признакам после длительного сохранения по 4-бальной шкале
Table 1
Bonitation of plants in outward sign after long-term storage by four-point scale
Балл Характеристика
1 2 3 4 Материал уже погиб или инфицирован Материал очень поврежденный, много листьев потемнело Материал частично поврежденный, 2/3 листьев зеленых Материал неповрежденный, допускается 1 бурый лист
и освещенностью 2-3 клк. Опыты проводили трижды в десятикратной повторности, определяли среднее,отклонение от среднего, подсчитывая количество образовавшихся меристе-моидов и микропобегов.
Увеличение продолжительности беспересадочного хранения эксплантов канны (адвентивные побеги и меристемоиды, образовавшиеся в основании микропобегов в стандартных условиях in vitro) достигали при помощи культивирования в условиях низких положительной температуры (2-6 °С) и освещенности 0,1-0,5 клк. В качестве питательной среды нами была использована среда ЛА МС, дополненная осмо-тиком (60 г/л сахарозы) и ингибитором роста (ретардант - хлорхолинхлорид (ССС) в концентрации 0,15-0,4 г/л). Контролем служила питательная среда, на которой экспланты культивировали до закладки на депонирование. После переноса эксплантов на среду для депонирования в генобанке in vitro их помещали в холодильные камеры (Liebherr FKv 4143, Германия). Состояние растительного материала оценивали через каждые 30 сут культивирования с помощью бонитировочной шкалы (табл. 1) [7, 23].
Кроме бонитировки оценивали материал по таким показателям:
- длина микропобега, длина меристемо-
ида;
- количество образовавшихся меристе-моидов;
- жизнеспособность.
ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
В результате ранее проводившихся нами исследований установлено влияние типа и концентрации регуляторов роста на регене-рационный потенциал эксплантов канны садовой. Так, применение питательной среды МС с 1,5 мг/л БАП и 1,5 мг/л ИУК индуцировало появление до 2 дополнительных побегов на эксплант в основании микропобегов сорта Суевия [13, 14]. Однако у остальных изучаемых сортов адвентивного побегооб-
разования не отмечали. Низкая концентрация тидиазурона (0,64 мг/л) не способствовала образованию адвентивных структур в культуре вегетативных почек исследуемых сортов. Выявлено, что для активного адвентивного побегообразования при культивировании эксплантов сортов Дар Востока и Суевия необходимо добавление в питательную среду МС 1,27 мг/л ТДЗ, для сорта Ливадия - 1,91 мг/л ТДЗ.
Особое внимание заслуживает тот факт, что продолжительное культивирование эксплантов сортов Суевия (рис. 1, а), и Ливадия (рис. 1, б) и Дар Востока (рис. 1, в) приводило к образованию в основании микропобегов мери-стемоидов. В зарубежных публикациях, касающихся вида канны Canna edulis Ker Gawl. наряду с меристемоидами встречается и другое название - протокормоподобные структуры [25].
Исследуя влияние различных концентраций ТДЗ, сроков культивировани у изучаемых сортов удалось выявить максимальный эффект регенерации при адвентивном побегообразовании, что обеспечивало формирование наибольшего количества меристемоидов на эксплант (рис. 2).
Необходимо отметить, что после перенесения меристемоидов канны садовой, культивируемых на питательной среде, содержащей ТДЗ, на безгормональную питательную среду МС индуцировался процесс образования новых меристемоидов. Так, в основании меристемоидов сорта Суевия на 40-е сут культивирования формировалось до 4 дополнительных меристемоидов на эксплант. Вместе с тем, образовавшиеся меристемоиды имели преимущественно бежевую окраску и были крупнее (длиной 0,5-0,6 см), по сравнению с полученными на питательной среде МС с ТДЗ (длиной 0,2-0,5 см). Однако, длительное культивирование не приводило к образованию новых меристемоидов. Наряду с этим, культивирование меристемоидов сорта Ливадия на безгормональной питательной среде МС способствовало образованию на 60-е сут культивирования
а (a)
б (b)
в (c)
Рис. 1. Меристемоиды канны садовой: а - сорта Суевия; б - сорта Ливадия;
в - сорта Дар Востока (масштаб 1 см)
I-
3
m о Ч s
0 s
О) H
M
1 É о 2
" 2 о re
О) х
з-
s Ц
о
50 45 40 35 30 25 20 15 10 5 0
Fig. 1. Meristemoids of canna: a - cvs. Suevia; b - cvs. Livadia; c - cvs. Dar Vostoka (scale 1 cm)
Суевия Суевия Да р Востока Дар Востока Ливадия Ливадия 1,27 1,91 1,27 1,91 1,27 1,91
Сорт/концентрация ТДЗ, мг/л
и 90 сут
1120 сут
в 150 сут
□ 165 сут
^180 сут
Рис. 2. Влияние концентрации тидиазурона на количество образовавшихся меристемоидов на эксплант у 3 сортов канны садовой при разных сроках культивирования
Fig. 2. Influence of 1-phenyl-3-(1,2,3-thiadiazol-5-yl)urea concentration on canna meristemoids formation at different time of cultivation
до 12 меристемоидов на эксплант. Дальнейшее их культивирование на данной среде индуцировало образование новых меристемоидов.
Для активизации регенерационных процессов меристемоиды помещали на ряд питательных сред: МС с 1,5 мг/л БАП и 1,5 мг/л ИУК; МС с 2,0-4,0 мг/л БАП и 1 мг/л ГК3; WPM c 0,75 мг/л БАП. Исследования показали, что увеличение регенерационной способности меристемоидов и количества образовавшихся из них вегетативных почек зависело от длитель-
ности культивирования и частоты пассажей.
В ходе экспериментов наблюдали увеличение длины меристемоидов канны сортов Суевия и Ливадия, из которых развивались вегетативные почки. При переносе на свежеприготовленную питательную среду через 7 сут культивирования отмечали индукцию адвентивного побегообразования (рис. 3). Вместе с тем, для сорта Ливадия было характерным формирование адвентивных побегов с последующим корнеобразованием.
Полученные из меристемоидов микропо-
а (a)
б (b)
в (c)
г (d)
Рис. 3. Регенерация in vitro канны: а - вегетативные почки, развивающиеся из меристемоидов 'Ливадия'; б - адвентивное побегообразование у сорта Ливадия; в - вегетативные почки, развивающиеся из меристемоидов 'Суевия'; г - адвентивное побегообразование у сорта Суевия (масштаб 1 см)
Fig. 3. In vitro regeneration of canna: a - vegetative buds forming for Livadia meristemoids; b - adventitious strand formation for Livadia variety; c - vegetative buds forming for Suevia meristemoids; d - adventitious strand formation for Suevia variety (scale 1 cm)
беги обладали высоким морфогенетическим ответом и были способны формировать адвентивные микропобеги (100%) по сравнению с введенными в условия in vitro вегетативными почками. Необходимо отметить, что, при использовании первичных эксплантов вегетативных почек интактного растения, количество образовавшихся адвентивных микропобегов не превышало 2 шт./эксплант. Используя, полученные нами, меристемоиды удалось значительно повысить коэффициент размножения. Эти данные представлены в табл. 2.
Исследования показали, что в основании микропобегов, полученных из меристемоидов сорта Ливадия и Суевия на 40 сут культивирования образовалось до 4,0 и 4,8 адвентивных побегов на эксплант соответственно.
При хранении растительных коллекций in vitro в стандартных условиях выращивания растений (при температуре 24 °С, 16-часовом фотопериоде и освещенности 2-3 клк), существует необходимость частого субкультививи-рования эксплантов на свежеприготовленную питательную среду, что кроме повышения час-
Таблица 2
Влияние генотипа и состава питательной среды на количество образовавшихся адвентивных микропобегов на эксплант, шт.
Table 2
Influence of genotype and medium composition on the number of formed adventitious microstrands to explant, piece
Генотип Питательная среда Продолжительность культивирования, сут
и концентрация регуляторов роста, мг/л 10 20 30 40
Суевия МС + 2-4 БАП + 1 ГК3 МС + 1,5 БАП + 1,5 ИУК 1,4 ± 0,27 0,8 ± 0,22 2,2 ± 0,22 1,6 ± 0,27 2,6 ± 0,27 2,2 ± 0,22 4,8 ± 0,22 4,4 ± 0,27
Ливадия WPM + 0,75 БАП 0,6 ± 0,27 1,2 ± 0,22 1,8 ± 0,22 4,0±0,35
МС + 1,5 БАП + 1,5 ИУК - 0,8 ± 0,22 1,4 ± 0,27 3,2±0,22
Таблица 3
Состояние эксплантов канны садовой в зависимости от концентрации ССС в питательной среде % МС (бонитировка по внешнему признаку по 4-бальной шкале, представленной в экспериментальной части)
Table 3
Condition of canna explants according to CCC concentration in nutrient medium % MS (Bonitation of plants in outward sign by four-point scale given in Table 1)
Генотип Тип Концентрация ССС, г/л Продолжительность культивирования, месяц
экспланта 1 2 3 4 5 6 7
адвентивный побег 0,2 0,4 4 4 3 3 2 2 2 2 1 1 _* —
Дар Востока меристемоид Контроль (МС+1,5 мг/л БАП+1,5 мг/л ИУК) 0,15 0,2 0,25 0,3 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 3 со со со со см 2 3 3 3 1 1 2 3 2 1 3 1
Ливадия меристемоид контроль (МС+1,27 мг/л ТДЗ) 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 ■■а- ^ ^ ^ ^ со ■■а- ^ ^ ^ ^ см 4 4 4 4 4 2 см ^ ^ ^ см см 1 3 3 3 1 1 3 3 3 2
адвентивный побег 0,2 0,4 4 4 4 3 4 2 4 1 4 3 3
Суевия меристемоид контроль (МС б/г) 0,15 0,2 0,25 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 со СО '■а- см со со со 1 3 3 2 3 3 2
0,3 4 4 4 3 1 - -
*- отсутствие жизнеспособных эксплантов.
тоты контаминации, может вызвать активное деление клеток и способствовать возникновению сомаклональной изменчивости. Для увеличения интервала между пассажами используют различные методы и приемы, основанные на замедлении роста пробирочных растений [16-19]. Преимуществами медленно-растущей коллекции растений in vitro явля-ются: возможность значительно сократить занимаемую площадь; асептическое сохранение и облегчение дальнейшего размножения безви-русного материала; значительное сокращение затрат [5, 11, 14].
На депонирование в условия in vitro (1-7 мес культивирования) были помещены адвентивные побеги и меристемоиды сортов Дар Востока, Ливадия и Суевия. Результаты, представленные в табл. 3, демонстрируют предварительную оценку жизнеспособности эксплан-тов (бонитировку по 4-бальной шкале).
Так, в процессе исследований было показано, что при длительном культивировании всех изучаемых сортов канны садовой при низких положительных температурах ясно прослеживается тенденция снижения жизнеспособности при увеличении срока депонирования, а также снижение жизнеспособности при повышении концентрации ССС в питательной среде. Установлено, что для поддержания жизнеспособности меристемоидов в условиях
генобанка in vitro оптимальной концентрацией ССС является 0,15-0,25 г/л. Вместе с тем, при культивировании меристемоидов канны садовой на контрольной среде без осмотика и ретарданта в условиях пониженной температуры отмечали снижение жизнеспособности на 4-ый месяц культивирования у всех изучаемых сортов.
Наряду с этим было выявлено, что адвентивные побеги канны исследуемых сортов при депонировании, имели разные показатели жизнеспособности. Так, экспланты сорта Дар Востока начинали темнеть уже через 2 мес культивирования на питательной среде с 0,2 и 0,4 г/л ССС. Вместе с тем, при культивировании в условиях замедления развития адвентивные побеги сорта Суевия сохраняли жизнеспособность на питательной среде с 0,2 г/л ССС до 6 мес депонирования. Однако при повышении концентрации ретарданта до 0,4 г/л отмечали снижение жизнеспособности уже после 2 мес культивирования.
Вместе с тем было выявлено, что при добавлении веществ, замедляющих развитие эксплантов (повышенной концентрации сахарозы и ССС), через 3 мес депонирования в основании меристемоидов изучаемых сортов канны садовой формировались новые мери-стемоиды (табл. 4).
Сравнительное изучение влияния концен-
Таблица 4
Влияние концентрации ССС на образование меристемоидов через 3 мес депонирования
Table 4
Influence of CCC concentration on meristemoids formation after 3 months of deposition
Генотип Показатели Концентрация ССС, г/л
контроль 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4
Ливадия Среднее количество меристемоидов/ эксплант, шт. 1,75 ± 0,29 1,2 ± 0,65 0,7 5 ± 0,29* 0,75 ± 0,55* 0 0
Средняя длина меристемоидов, см 1,5 ± 0,74 0,25 ± 0,088 0,9 3± 0,22 0,45 ± 0,10 0 0
Дар Востока Среднее количество меристемоидов/ эксплант, шт. 0 0 0 2,00 ± 0,71 0 0
Средняя длина меристемоидов, см 0 0 0 0,44 ± 0,02 0 0
Суевия Среднее количество меристемоидов/ эксплант, шт. 1,67 ± 0,82 2,50 ± 0,75 2,00 ± 0,71 2,75 ± 0,99 0 0
Средняя длина меристемоидов, см 0,38 ± 0,12 0,45 ± 0,04 0,55 ± 0,04 0,6 ± 0,06 0 0
Установлено достоверное различие с уровнем значимости Р<0,095.
трации ССС на развитие эксплантов в условиях депонирования показало, что повышение концентрации ретарданта в питательной среде приводило к снижению частоты образования меристемоидов сорта Ливадия. Так, на контрольной среде сформировалось в среднем 1,75 меристемоидов на эксплант, при добавлении 0,2-0,25 г/л ССС этот показатель снизился до 0,75 шт./эксплант.
Вместе с тем, при культивировании эксплантов сорта Дар Востока образование дополнительных меристемоидных структур отмечали только на среде с 0,25 г/л ССС.В ходе экспериментов было отмечено, что депонирование меристемоидов сорта Суевия на средах с низкими концентрациями ССС (0,15-0,25 г/л) способствовало активизации образования меристемоидов на эксплант (2-2,75 шт.) по сравнению с контролем (1,75 шт.). Наряду с этим, с повышением концентрации ССС от 0,15 до 0,25 г/л в среде увеличивалась длина мери-стемоидов от 0,45 до 0,6 см.
Показано, что использование питательной среды с 0,3-0,4 г/л ССС ингибировало развитие новых меристемоидов и рост имеющихся эксплантов у всех изучаемых нами сортов канны. Более длительный срок депонирования снижал регенерационную способность мери-
стемоидов канны у всех исследуемых сортов. Возможно, необходимо повышать значение температуры при продолжительном сохранении растительных объектов.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Таким образом, определены оптимальные концентрации ТДЗ на этапе собственно микроразмножения канны сортов Дар Востока и Суевия (1,27 мг/л), и для сорта Ливадия (1,91 мг/л).
Результаты наших исследований продемонстрировали возможность депонирования меристемоидов и адвентивных побегов 3 сортов канны садовой: Суевия, Ливадия и Дар Востока на протяжении 7 месяцев в беспересадочной культуре, тем самым полностью исключив субкультивирование. Проведенные эксперименты выявили способность меристе-моидов сохранять жизнеспособность и образовывать новые меристемоиды в условиях низкой положительной температуры на среде ЛА МС с добавлением 0,15-0,25 г/л ССС и 60 г/л сахарозы. Однако для успешного депонирования адвентивных побегов сорта Суевия необходимо добавление в питательную среду 0,2 г/л ССС.
Исследования выполнены при поддержке гранта Российского научного фонда № 14-50-00079.
БИБЛИОГРАФИЧЕСКИМ СПИСОК
1. Бутенко Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе. М.: ФБК-ПРЕСС, 1999. 160 с.
2. Дашкеев Е.А. Канны в Молдавии. Кишинев: Штиинца, 1975. 65 с.
3. Егорова Н.А., Ставцева И.В., Митрофанова И.В. Влияние хемотерапии на мор-фогенетический потенциал эксплантов лаванды в культуре in vitro // Таврический вестник аграрной науки. 2016. N 1. С. 9-19.
4. Закубанский А.В., Чирков С.Н., Митрофанова О.В., Митрофанова И.В. Вирусы некоторых ценных плодовых, эфиромасличных и декоративных культур (обзор) // Бюллетень ГНБС. 2016. Вып. 121. С. 7-18. http://bult.nbgnsc.ru/download/121 (2)/1 -121-2016.pdf
5. Калинин Ф.Л., Сарнацкая В.В., Полищук В.Е. Методы культуры тканей в физиологии и биохимии растений. Киев: Наук. думка, 1980. 488 с.
6. Митрофанова И.В. Соматический эмбриогенез и органогенез как основа биотехнологии получения и сохранения многолетних садовых культур. Киев: Аграрна наука, 2011. 344 с.
7. Митрофанова 1.В., 1ванова Н.М., Митрофанова О.В., Ежов В.М. Споаб депонування в умовах in vitro плодових i декоративних культур. Ялта: НБС-ННЦ, 2010. 36 с.
8. Митрофанова О.В., Митрофанова И.В., Лесникова-Седошенко Н.П., Иванова Н.Н. Применение биотехнологических методов в оздоровлении растений и размножении безвирусного посадочного материала перспективных цветочно-декоративных культур // Сборник научных трудов ГНБС. 2014. Т. 138. С. 5-56.
9. Молканова О.И., Васильева О.Г., Коновалова Л.Н. Научные основы сохранения и устойчивого воспроизводства генофонда растений в культуре in vitro // Вестник Удмуртского университета. 2015. Т. 25, вып. 2. С. 95-100.
10. Новикова Т.И., Набиева А.Ю., Полубо-ярова Т.В. Сохранение редких и полезных растений в коллекции in vitro Центрального сибирского ботанического сада // Вестник ВОГиС. 2008. Т. 12, N 4. С. 564-572.
11. Ромаданова Н.В., Мишустина С.А., Ка-рашолакова Л.Н., Аралбаева М.М., Рахимбаев И.Р., Кушнаренко С.В. Создание коллекции in vitro дикорастущих видов Berberis sp. // Бюллетень ГНБС. Вып. 121. С. 69-76.
12. Тевфик А.Ш., Митрофанова И.В. Некоторые особенности культивирования in vitro и in vivo семян и изолированных зародышей Canna х hybrida hort. ex Backer // Бюллетень ГНБС. 2016. N 121. С. 143-147.
13. Тевфик А.Ш., Митрофанова И.В., Кузьмина Т.Н. Влияние регуляторов роста на регенерационную способность канны садовой (Canna х hybrida hort.) // Вестник Нижегородского университета им. Н.И. Лобачевского. 2014. N 3 (3). С. 124-127.
14. Тевфик А.Ш., Митрофанова И.В., Кузьмина Т.Н. Особенности клонального микроразмножения канны садовой (Canna х hybrida hort.) // Biotechnologia Acta. 2014. V. 7, N 5. С. 71-76.
15. Belokurova V.B. Methods of biotechnology in system of efforts aimed at plant biodiversity preservation (Review) // Cytology and Genetics. 2010. V. 44, N 3. P. 174-185.
16. Brown D.C.W., Thorpe T.A. Crop improvement through tissue culture // World Journal of Microbiology and Biotechnology. 1995. V. 11. P.409-415.
17. Cruz-Cruz C.A., Gonzalez-Arnao M.T., Engelmann F. Biotechnology and Conservation of Plant Biodiversity // Resources. 2013. V. 2. P. 7395. D0I:10.3390/resources2020073
18. Engelmann F. In vitro conservation methods // Biotechnology and plant genetic resources: Conservation and use / Eds. Ford-Lloyd B.V., Newbury J.H., Carrow J.A. UK: Wallingford: CABI Publishing, 1997. P. 119-162.
19. Malaurie B. Medium-and Long-term conservation and safe international exchange of germplasm from food and cash tropical crops // Acta Horticulturae. 2001. V. 560. P. 69-77.
20. McCown B.H., Lloyd G. Woody plant medium (WPM) - a mineral nutrient formulation for microculture of woody plant species // Hort Science. 1981. V. 16. P. 453-453.
21. Milosevic S., Cingel A., Jevremovic S. , Stankovic I., Bulajic A., Krstic B., Subotic A. Virus Elimination from Ornamental Plants Using in vitro Culture Techniques // Pestic. Phytomed. (Belgrade). 2012. V. 27, N 3. P. 203-211.
22. Mitrofanova I.V., Mitrofanova O.V., Lesni-kova-Sedoshenko N.P., Chelombit S.V., Shish-kina E.L., Chirkov S.N. Phytosanitary status of Ficus carica collection orchards in Nikita Botanical Gardens and biotechnology of fig plants regeneration // Acta Horticulturae. 2016. N 1139. P. 303310. DOI: 10.17660/ActaHortic.2016.1139.53
23. Mitrofanova I.V., Movchan O.P., Shishkin V.A., Mitrofanov V.I. Gene-pool collection in vitro in Nikitsky Botanical Gardens - National Scientific Center // Bull. of the State Nikita Botanical Garden. 2002. N 85. P. 30-33.
24. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15, N 3. P. 473-497.
25. Sakai T., Imai K. The influences of growth regulators and culture medium composition on shoot-tip cultures of edible canna // Environ. Control Biol. 2007. V. 45 (3). P. 155-163.
26. Thammasiri K. Conservation of Thai orchid species using cryobiotechnology // Bull. of the State Nikita Botanical Garden. 2016. N 120. P. 7-16.
27. Withers L.A., Engels J.M.M. The test tube genebank - a safe alternative to field conservation // IBPGR Newsletter for Asia and the Pasific. 1990. N 3. P. 1-2.
REFERENCES
1. Butenko R.G. Biologiya kletok vysshikh rastenii in vitro i biotekhnologii na ikh osnove. Uchebnoe posobie [Cell biology of higher plants in vitro and biotechnology on their base. Training manual]. Moscow: FBK-PRESS Publ., 1999, 160 p.
2. Dashkeev E.A. Kanny v Moldavii [Canna in Moldova]. Kishinev: Shtiitsa Publ., 1975, 65 p. (in Russian)
3. Egorova N.A., Stavtseva I.V. Mitrofanova I.V. Effects of chemotherapy on the morphoge-netic potential of lavender explants in culture in vitro. Tavricheskii vestnik agrarnoi nauki [Tau-rida herald of the agrarian sciences]. 2016, no. 1, pp. 9-19. (in Russian)
4. Zakubanskii A.V., Chirkov S.N., Mitrofanova O.V., Mitrofanova I.V. Viruses of some valuable fruits, essential-oil and ornamental plants. Review. Byulleten' gosudarstvennogo
Nikitskogo botanocheskogo sada [Bull. of the State Nikitskii Botanic Garden]. 2016, no. 121, pp. 7-18. (in Russian)
5. Kalinin F.L., Sarnatskaya V.V., Polishchuk V.E. Metody kul'tury tkanei v fiziologii i biokhimii rastenii [Methods of tissue culture in plant physiology and biochemistry]. Kiev: Naukova dumka Publ.,1980, 488 p.
6. Mitrofanova I.V. Somaticheskii embri-ogenez i organogenez kak osnova biotekhnologii polucheniya i sokhraneniya mnogoletnikh sado-vykh kultur [Somatic embryogenesis and organogenesis as a base of biotechnology of perennial horticultural plants obtaining and conservation]. Kiev: Agrarna nauka Publ., 2011, 344 p. (in Russi-ian)
7. Mitrofanova I.V., Ivanova N.N., Mitrofanova O.V., Yezhov V.N. Sposib deponuvannya v umovakh in vitro plodovikh i dekorativnikh kul'tur:
Metodichni rekomendatsi'i [The method of fruit and ornamental crops conservation in vitro: Guidelines]. Yalta. NBG-NSC, 2010, 36 p. (in Ukrainian)
8. Mitrofanova O.V., Mitrofanova I.V., Le-snikova-Sedoshenko N.P., Ivanova N.N. Using of biotechnological methods for plants improvement and propagation of virus-free planting material of perspective ornamental plants. In: Sbornik trudov gosudarstvennogo Nikitskogo botanocheskogo sada [Works of State Nikitskii Botanic Garden]. 2014, vol. 138, pp. 5-56. (in Russian)
9. Molkanova O.I., Vasil'eva O.G., Konovalova L.N. The scientific basis for conservation and sustainable reproduction of plant genofond in culture in vitro. Vestnik Ud-murtskogo Universiteta [Proc. of Udmurt University]. 2015, vol. 25, no. 2, pp. 95-100. (in Russian)
10. Novikova T.I., Nabieva A.Yu., Polu-boyarova T.V. Rare and useful plants' conservation in the in vitro collection of Central Siberian Botanical garden. Vestnik VOGiS [Russian journal of genetics]. 2008, vol. 12, no. 4, pp. 564572. (in Russian)
11. Romadanova N.V., Mishustina S.A., Ka-rasholakova L.N., Aralbaeva M.M., Rakhimbaev I.R., Kushnarenko S.V. In vitro collection of wild Berberis species. Byulleten' gosudarstvennogo Nikitskogo botanocheskogo sada [Bull. of the State Nikitskii Botanic Garden]. 2016, no. 121, pp. 69-76. (in Russian)
12. Tevfik A.Sh., Mitrofanova I.V. Some special features of seeds and isolated embryos of Canna * hybrida hort. ex Backer cultivation in vitro and in vivo. Byulleten' gosudarstvennogo Nikitskogo botanocheskogo sada [Bull. of the State Nikitskii Botanic Garden]. 2016, no. 121, pp. 56-62. (in Russian)
13. Tevfik A.Sh., Mitrofanova I.V. The influence of growth regulators on regeneration capacity of garden canna (Canna x hybrida hort.). Vestnik Nizhegorodskogo universiteta im. N.I. Loba-chevskogo [Vestnik of Lobachevsky state university of Nizhni Novgoro]. 2014, no. 3 (3), pp. 124127. (in Russian)
14. Tevfik A.Sh., Mitrofanova I.V., Kuzmina T.N. The peculiarities of clonal micropropagation of canna garden (Canna x hybrida hort.). Biotech-nologia Acta, 2014, vol. 7, no. 5, pp. 71-76. (in Russian)
15. Belokurova V.B. Methods of biotechnology in system of efforts aimed at plant biodiversity preservation. Review. Cytology and Genetics. 2010, vol. 44, no. 3, pp. 174-185.
16. Brown D.C.W., Thorpe T.A. Crop im-
provement through tissue culture. World Journal of Microbiology and Biotechnology. 1995, vol. 11, pp. 409-415.
17. Cruz-Cruz C.A., Gonzalez-Arnao M.T., Engelmann F. Biotechnology and Conservation of Plant Biodiversity. Resources. 2013, vol. 2, pp. 73-95. doi:10.3390/resources2020073
18. Engelmann F. In vitro conservation methods. In: Biotechnology and plant genetic resources: Conservation and use. Eds. Ford-Lloyd B.V., Newbury J.H., Carrow J.A. UK: Wallingford: CABI Publ., 1997, pp. 119-162.
19. Malaurie B. Medium-and Long-term conservation and safe international exchange of germplasm from food and cash tropical crops. Acta Horticulturae. 2001, vol. 560, pp. 69-77.
20. McCown B.H., Lloyd G. Woody plant medium (WPM) - a mineral nutrient formulation for microculture of woody plant species. HortScience. 1981, vol. 16, pp. 453-453.
21. Milosevic S., Cingel A., JevremovicS. , Stankovic I., Bulajic A., Krstic B., Subotic A. Virus Elimination from Ornamental Plants Using in vitro Culture Techniques. Pestic. Phytomed. 2012, vol. 27, no. 3, pp. 203-211.
22. Mitrofanova I.V., Mitrofanova O.V., Lesni-kova-Sedoshenko N.P., Chelombit S.V., Shish-kina E.L., Chirkov S.N. Phytosanitary status of Ficus carica collection orchards in Nikita Botanical Gardens and biotechnology of fig plants regeneration. Acta Horticulturae. 2016, no. 1139, pp. 303310. DOI: 10.17660/ActaHortic.2016.1139.53
23. Mitrofanova I.V., Movchan O.P., Shishkin V.A., Mitrofanov V.I. Gene-pool collection in vitro in Nikitsky Botanical Gardens - National Scientific Center. Byulleten' gosudarstvennogo Nikitskogo botanocheskogo sada [Bull. of the State Nikitskii Botanic Garden]. 2002, no. 85, pp. 30-33.
24. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 1962, vol. 15, no. 3, pp. 473-497.
25. Sakai T., Imai K. The influences of growth regulators and culture medium composition on shoot-tip cultures of edible canna. Environ. Control Biol. 2007, vol. 45 (3), pp. 155-163.
26. Thammasiri K. Conservation of Thai orchid species using cryobiotechnology. Byulleten' gosudarstvennogo Nikitskogo botanocheskogo sada [Bull. of the State Nikitskii Botanic Garden]. 2016, no. 120, pp. 7-16.
27. Withers L.A., Engels J.M.M. The test tube genebank - a safe alternative to field conservation. IBPGR Newsletter for Asia and the Pasific. 1990, no. 3, pp. 1-2.
Критерии авторства
Тевфик А.Ш., Митрофанова И.В. выполнили экспериментальную работу, на основании полученных результатов провели обобщение и написали рукопись. Тевфик А.Ш., Митрофанова И.В. имеют на статью равные авторские права и несут равную ответственность за плагиат.
Конфликт интересов
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ Принадлежность к организации
Арзы Ш. Тевфик,
Научно-исследовательский институт сельского хозяйства Крыма
К. б. н., мл. н.с. лаборатории биотехнологии tevfik.arzy@yandex.ua.
Ирина В. Митрофанова
Ордена Трудового Красного Знамени Никитский ботанический сад - Национальный научный центр РАН
Д.б.н., ст. н.с., зав. отделом биологии развития растений, биотехнологии и биобезопасности
irimitrofanova@yandex.ua.
Поступила 28.02.2017
Contribution
Tevfik A.Sh., Mitrofanova I.V. carried out the experimental work, on the basis of the results summarized the material and wrote the manuscript. Tevfik A.Sh., Mitrofanova I.V. have equal author's rights and bear equal responsibility for plagiarism.
Conflict of interests
The authors declare no conflict of interests regarding the publication of this article.
AUTHORS' INDEX Affiliations
Arzy Sh. Tevfik,
Research Institute of Agriculture of Crimea, Ph.D. (Biology), Junior Scientists Laboratory of Biotechnology, tevfik.arzy@yandex.ua.
Irina V. Mitrofanova
Nikitskii Botanical Garden - National Scientific Centre RAS
Doctor of Biology, Senior Researcher, Head of Plant Developmental Biology, Biotechnology and Biosafety Department irimitrofanova@yandex.ua.
Received 28.02.2017
