CC BY
60
2014
ВЕСТНИК САНКТ-ПЕТЕРБУРГСКОГО УНИВЕРСИТЕТА
Сер. 11
Вып. 2
ОРГАНИЗАЦИЯ ЗДАВООХРАНЕНИЯ
УДК 61
И. А. Пирожков1,2, А. Б. Смолянинов1,2, А. В. Чечеткин3, Д. А. Иволгин1,2, А. С. Хрупина1,2, Л. Петц4
ОРГАНИЗАЦИЯ ОБЩЕСТВЕННОГО РЕГИСТРА ДОНОРОВ ПУПОВИННОЙ КРОВИ С ГЕНОТИПОМ CCR5 DELTA 32/DELTA 32 ДЛЯ ЛЕЧЕНИЯ ВИЧ-ИНФЕКЦИИ
1 Покровский банк стволовых клеток, Российская Федерация, 199106, Санкт-Петербург, Большой пр. В.О., 85
2 НИЛ клеточных технологий Северо-Западного государственного медицинского университета им. И. И. Мечникова, Российская Федерация, 191015, Санкт-Петербург, Кирочная ул., 41
3 Российский НИИ гематологии и переливания крови, Российская Федерация, 191024, Санкт-Петербург, Дегтярная ул., 3
4 StemCyte International Cord Blood Center, Covina, California 91722, США
Целью данной работы явилось скрининговое обследование образцов пуповинной крови для детекции полиморфизма CCR5 delta 32, их типирование по системе HLA и характеристика их по количеству ядросодержащих клеток. Обследовано 2260 образцов пуповинной крови. Обнаружено 25 CCR5 delta 32/delta 32 (1,11%). Вирус иммунодефицита человека проникает в клетку посредством связывания гликопротеина вирусной оболочки gp 120 с мембранными рецепторами CD4 и CCR5. Одновременная экспрессия рецепторов CD4 и CCR5 встречается на Т-лимфоцитах, моноцитах, макрофагах и дендритных клетках. Существует полиморфизм CCR5 delta 32, представляющий из себя делецию 32 пар нуклеотидов в кодирующей области гена CCR5. В результате экспрессии мутантного гена в гомозиготном состоянии транслируется укороченный, функционально неактивный белок CCR5. Вследствие этого гомозиготные носители этого полиморфизма обладают практически полной резистентностью к инфицированию ВИЧ. Перспективы применения пуповинной крови при лечении ВИЧ-инфекции связаны с возможностью проведения трансплантации гемопоэтических стволовых клеток пуповинной крови ВИЧ-инфицированному реципиенту от донора, являющегося гомозиготным носителем полиморфизма CCR5 delta 32. Библиогр. 41 назв. Табл. 2.
Ключевые слова: пуповинная кровь, вирус иммунодефицита человека, CCR5 delta 32, трансплантация гемопоэтических стволовых клеток.
ORGANIZATION OF CCR5 DELTA 32/DELTA 32 PUBLIC CORD BLOOD REGISTRY FOR TREATMENT OF HIV INFECTION
I. A. Pirozhkov1, A. B. Smolyaninov1,2, A. V. Chechetkin3, D. A. Ivolgin1,2, A. S. Khrupina1,2, L. Petz4
1 Stem cell bank "Pokrovsky", 85, Bol'shoi pr. VO, St. Petersburg, 199106, Russian Federation
2 SIL of cells technologies North-Western State Medical University named after I. I. Mechnikov, 41, Kirochnaia ul., St. Petersburg, 191015, Russian Federation
3 Russian Research Institute of Hematology and Transfusiology, 3, ul. Degtyarnaya, St. Petersburg, 191024, Russian Federation
4 StemCyte International Cord Blood Center, Covina, California 91722, USA
Binding of the human immunodeficiency virus (HIV) envelope gp 120 glycoprotein to CD4 and CCR5 receptors on the cell membrane initiates the viral entry process. Simultaneous expression of these two receptors have been observed on T lymphocytes, monocytes, macrophages and dendritic cells. There is lost-of-function mutation of CCR5 gene representing a 32 base deletion in the coding region
of the gene. Homozygous carriers of the CCR5 delta 32 mutation are resistant to HIV infection because the mutation prevents functional expression of the CCR5 receptor. Perspectives of using umbilical cord blood for cure of HIV infection are associated with the possibility of umbilical cord blood hematopoietic stem cell transplantation to HIV-infected patients from homozygous carriers of the CCR5 delta 32 mutation. The object of this research was the screening of cord blood samples for CCR5 delta 32/CCR5 delta 32 polymorphism detection and HLA-typing and characterization of the number of nucleated cells of these samples to establish public inventory of such umbilical cord blood donors. It was investigated 2260 umbilical cord blood samples. We found 25 CCR5 delta 32/CCR5 delta 32 samples (1,11%). Refs 41. Tables 2.
Keywords: umbilical cord blood, human immunodeficiency virus, CCR5 delta 32, hematopoietic stem cell transplantation.
Синдром приобретенного иммунодефицита (СПИД) был впервые охарактеризован как новая нозологическая единица в 1981 г. [1, 2]. Вскоре было обнаружено, что возбудителями синдрома приобретенного иммунодефицита являются 2 ленти-вируса из семейства ретровирусов — вирусы иммунодефицита человека (ВИЧ) тип 1 и тип 2 [3-5]. Подавляющее большинство случаев заболевания вызывает ВИЧ-1. В США, Европе и России главным образом распространен ВИЧ-1. Разработаны эффективные схемы лечения, позволяющие значительно увеличить продолжительность жизни больных, однако существующие терапевтические стратегии не приводят к полному выздоровлению пациента. Лечение ВИЧ-инфекции столкнулось и с новыми проблемами — ранней и отдаленной токсичностью препаратов и развитием лекарственной резистентности вируса.
В настоящее время в мире известен единственный официально подтвержденный случай излечения от СПИДа. В 2007 г. в Германии ВИЧ-инфицированному пациенту с острым миелоидным лейкозом была произведена трансплантация ге-мопоэтических стволовых клеток (ТГСК) периферической крови от донора, гомозиготного носителя мутации CCR5 delta 32. Сразу после трансплантации была прекращена высокоактивная антиретровирусная терапия. Полный химеризм развился на 61 день после трансплантации. На 68 день после трансплантации провирусная ДНК находилась на недетектируемом уровне в плазме крови. Кроме того, при анализе периферической крови, биоптатов различных тканей, включая кишечник, печень, мозг, лимфоузлы, наличие провирусной ДНК в течение всего периода времени, прошедшего после трансплантации, выявлено не было [6, 7].
Полиморфизм CCR5 delta 32 был обнаружен в гене, кодирующем один из двух рецепторов, необходимых ВИЧ для входа в клетку. Первоначально было выяснено, что для проникновения внутрь клетки вирус использует мембранный рецептор CD4 [8-10]. Однако скоро стало ясно, что для входа вируса в клетку недостаточно связывания только с одним рецептором. В 1996 г. пять различных научных групп независимо друг от друга сделали открытие, что вместе с CD4 для проникновения через мембрану клетки ВИЧ необходим хемокиновый рецептор CCR5. Одновременная экспрессия рецепторов CD4 и CCR5 встречается на Т-лимфоцитах, моноцитах, макрофагах и дендритных клетках. Белок CCR5 кодируется геном CCR5, расположенным на коротком плече хромосомы 3 в позиции 21 (3p21). Существует полиморфизм CCR5 delta 32, представляющий из себя делецию 32 пар нуклеотидов в кодирующей области гена CCR5. В результате у гомозиготных носителей мутантного гена транслируется дефектный белок CCR5, не экспрессирующийся на мембране клетки. По этой причине гомозиготные носители этого полиморфизма обладают практиче-
ски полной резистентностью к инфицированию ВИЧ [11-15]. Эпидемиологические исследования продемонстрировали, что гетерозиготными носителями полиморфизма CCR5 delta 32 являются 10-20% представителей европеоидной расы, около 1% европеоидов имеют генотип CCR5 delta 32/delta 32. У представителей негроидной и монголоидной рас не было обнаружено гомозиготного носительства мутации CCR5 delta 32 [16, 17].
Несмотря на успешный опыт лечения ВИЧ-инфекции посредством ТГСК с генотипом CCR5 delta 32/delta 32, этот случай до сих пор остается единственным в клинической практике. Применение гемопоэтических стволовых клеток (ГСК) периферической крови и костного мозга для трансплантации при ВИЧ-инфекции очень проблематично в настоящее время. Это связано с редкой встречаемостью в популяции полиморфизма CCR5 delta 32 и с необходимостью строгой совместимости донора и реципиента по системе HLA (Human Leucocyte Antigens). Так, для проведения ТГСК костного мозга и периферической крови необходимо совпадение минимум 7 из 8 аллелей в четырех локусах HLA-A, -В, -С, -DRB1 при типировании высокого разрешения [18, 19]. При ТГСК пуповинной крови достаточно совпадения 4 из 6 аллелей в локусах HLA-A, -B при типировании низкого разрешения и в локу-се HLA-DRB1 при типировании высокого разрешения [20, 21]. Пуповинная кровь успешно используется как источник гемопоэтических стволовых клеток с 1988 г. для лечения онкологических и неонкологических гематологических заболеваний, а также при лечении заболеваний других органов и систем [22-24]. К 2011 г. в трансплантационных центрах по всему миру было проведено уже более 20 тысяч ТГСК пуповинной крови для лечения детей и взрослых с гематологическими заболеваниями [25]. Результаты многочисленных сравнительных исследований ТГСК костного мозга, периферической крови и пуповинной крови позволяют рассматривать пупо-винную кровь как эквивалентный альтернативный источник гемопоэтических стволовых клеток [26-32].
Целью данной работы является скрининговое обследование образцов пуповин-ной крови, размещенных на хранение в Покровском банке стволовых клеток, для выявления носительства мутации CCR5 delta 32. На основе этой работы будет организован общественный регистр доноров пуповинной крови с генотипом CCR5 delta 32/delta 32 в Северо-Западном федеральном округе Российской Федерации для лечения ВИЧ-инфекции.
Материалы и методы. Получение пуповинной крови. Все образцы пуповинной крови были собраны как во время срочных родов, так и во время операции кесарева сечения. Забор пуповинной крови осуществлялся сразу после рождения ребенка — пуповина клеммировалась в течение 30 с после рождения ребенка, затем рассекалась между зажимами и, после обработки пуповины в месте предполагаемого прокола антисептиком, производилась пункция пупочной вены. Кровь поступала в мешок самотеком. Сбор крови проводился до полного опустошения пупочной вены. По окончании сбора крови на трубку рядом с иглой накладывался зажим, игла извлекалась из вены, кровь перемешивалась с антикоагулянтом. Контейнер упаковывался в индивидуальный пластиковый пакет. При поступлении контейнера с кровью в Покровский банк стволовых клеток после его идентификации и обработки поверхности антисептиком пакет с кровью переносился в подготовленный ламинарный бокс, где из него перед началом выделения фракции ядросодержащих клеток отбиралось
по 1 мл в две микропробирки типа Эппендорф для исследования на гемоанализаторе и HLA-типирования. Микропробирки маркировались. Фракция ядросодержащих клеток из пуповинной крови выделялась двумя методами: с использованием модифицированного метода двойного центрифугирования [33] в модификации Американской ассоциации банков крови [34]; с использованием автоматической системы «Sepax S100» («Biosafe», Швейцария). После получения клеточного концентрата в ламинарном боксе стерильным шприцем в криопакет вводился рассчитанный объем криопротектора (ДМСО 10%, Pall, Великобритания) в мл. Замораживание концентрата осуществлялось в программируемом замораживателе Cryo 560-16 (Planer, Великобритания). Криокоробка с образцом переносилась на длительное хранение при температуре, не превышающей -150°, в сосуд Дьюара с жидким азотом.
Определение полиморфизма CCR5 delta 32 с помощью метода полимеразной цепной реакции (ПЦР). ДНК выделялась из 0,9 мл замороженной пуповинной крови с использованием коммерческих наборов Protrans (Германия) и Axygen (США). Скрининговое исследование образцов на CCR5 delta 32 аллель проведено с помощью метода полимеразной цепной реакцией. Использовались следующие праймеры, фланкирующие делеционный сайт:
F: CTGTGTTTGCGTCTCTCCCA
R: CCTCTTCTTCTCATTTCGACACCG.
ПЦР проводилась в амплификаторе Biorad My Cycler Version 1.065. Условия реакции: 94°С — 5 мин; далее 94°С — 30 с, 56°С — 40 с, 72°С — 40 с в течение 35 циклов; затем 72°С — 10 мин и 15°С — 5 мин. Детекция полиморфизма осуществлялась в 9% полиакриламидном геле с применением вертикального электрофореза. Длина ПЦР фрагментов составляла 224 п. н. при нормальном варианте гена и 192 п. н. при гомозиготном полиморфизме CCR5 delta 32.
HLA-типирование. HLA-типирование образцов пуповинной крови производилось методом SSP (sequence-specific priming). ДНК выделялась из 0,5-0,7 мл пуповинной крови с применением наборов для выделения Protrans DNA Box 500 (Protrans, Германия). Концентрация ДНК оценивалась на спектрофотометре, среднее значение концентрации при выделении данным набором равно 70 мкг/мл. Далее производилась амплификация с использованием циклерплатных систем Protrans HLA-A*,-B*,-DRB1* (Protrans, Германия). После нанесения на планшет образцов ДНК они помещались в термоциклер (MyCycler, Biorad) для проведения реакции амплификации. По окончании термоциклирования производился электрофорез в агарозном геле. После нанесения продуктов амплификации в лунки геля электрофоретическую ячейку подключали к источнику питания и проводили электрофорез в течение 25 мин при 170V. Снимок геля производился через трансиллюминатор и заносился в компьютерную базу данных. В каждой из 96 лунок должен был получиться контрольный продукт для оценки проведения корректной амплификации, а также в некоторых лунках должна быть полоска специфичного продукта, что и определяло соответствующий генотип по локусам HLA-A, HLA-B и HLA-DRB1.
Результаты. При скрининговом исследовании образцов пуповинной крови для детекции полиморфизма CCR5 delta 32 с октября 2011 г. по октябрь 2013 г. было обследовано 2260 образцов. В результате исследования было обнаружено 25 образцов с генотипом CCR5 delta 32/delta 32 (1,11% в относительном количестве). В 439 образ-
цах полиморфизм CCR5 delta 32 присутствовал в гетерозиготном состоянии (19,42% в относительном количестве). Общее количество ядросодержащих клеток (ОЯК) в образцах, гомозиготных по мутации CCR5 delta 32, составило 1059±124х106, количество CD34+ клеток составило 3,95±1,08х106. Результаты HLA-типирования представлены в таблице 1.
Табпица 1. Результаты HLA-типирования образцов пуповинной крови с генотипом
CCR5 delta 32/delta 32
№ HLA-A HLA-B HLA-DRB1
1 2 26 15 38 7 13
2 2 3 35 58 1 14
3 2 3 41 56 13 15
4 24 68 38 44 13 13
5 2 32 44 44 11 12
6 3 3 7 27 15 16
7 1 23 8 44 3 7
8 2 25 18 57 4 7
9 2 25 27 44 1 11
10 3 33 44 47 1 13
11 2 11 8 27 3 14
12 2 2 7 18 4 11
13 1 2 8 51 3 11
14 1 3 13 35 1 7
15 29 32 7 27 4 10
16 3 29 13 40 4 13
Примечание: серым цветом выделены наиболее часто встречающиеся в Северо-Западном регионе России ИЬЛ-аллели (по данным Покровского банка стволовых клеток).
Как видно из этой таблицы, во всех CCR5 delta 32/delta 32 образцах выявлены наиболее распространенные на Северо-Западе России HLA-аллели (табл. 2.)
Таблица 2. Наиболее часто встречающиеся HLA-аллели в Северо-Западном регионе
Российской Федерации
Локус Наиболее часто встречаемый аллель Частота, % Средняя частота данного аллеля для европеоидной расы [35] Диапазон частот [35]
HLA-A *02 28,3 25,01 7,2-39,6
*03 15,8 6,87 1,6-25,6
*01 13,6 14,07 5,3-28,1
HLA-B *07 13,6 8,67 1,0-16,0
*35 12,3 10,33 5,0-18,3
*44 8,8 11,19 4,6-21,7
HLA-DRB1 *07 15,1 13,7 5,3-28,9
*15 14,8 10,73 5,7-25,6
*13 13,7 11,11 4,5-26,2
Обсуждение. Обнаружение полиморфизма CCR5 delta 32/delta 32 открывает новые перспективы в борьбе с ВИЧ-инфекцией. На сегодняшний день ТГСК с генотипом CCR5 delta 32/delta 32 является единственным методом, доказавшим эффективность в клинической практике. Однако использование образцов костного мозга или периферической крови взрослых доноров для проведения трансплантации при ВИЧ-инфекции является практически неприемлемым из-за редкой встречаемости полиморфизма в популяции и необходимости соблюдения строгих условий совместимости по системе HLA при подборе пары донор-реципиент. В то же время при проведении ТГСК пуповинной крови могут быть соблюдены значительно менее строгие условия гистосовместимости.
Американские исследователи подсчитали, что регистр CCR5 delta 32/delta 32 доноров пуповинной крови, состоящий из 300 образцов, позволит осуществить подбор образца для трансплантации, совместимого по системе HLA и с необходимой для трансплантации клеточностью не менее 2,5х107 ОЯК/кг массы тела, с вероятностью 73,6% для детей и 27,9% для взрослых представителей европеоидной расы [36]. К тому же существуют многочисленные работы, демонстрирующие, что для проведения успешных комбинированных ТГСК пуповинной крови и гаплоиден-тичных трансплантаций необходимая клеточность может составлять 1х107 ОЯК/кг массы тела [37-39]. В этом случае вероятность подбора соответствующего донора пуповинной крови для ТГСК будет равняться 85,6% для детей и 82,1% для взрослых пациентов европеоидной расы [36]. Дополнительным доказательством эффективности ТГСК при ВИЧ-инфекции может служить клинический случай, когда ВИЧ-негативной 34-летней пациентке с острым миелоидным лейкозом была проведена двойная ТГСК пуповинной крови. Ретроспективно было обнаружено, что один из доноров пуповинной крови является гомозиготным носителем полиморфизма CCR5 delta 32. Исследование химеризма показало 100% приживление клеток CCR5 delta 32/delta 32 образца. In vitro исследования на 123 день после трансплантации показали, что мононуклеарные клетки периферической крови пациентки были резистентны к штаммам ВИЧ-1 BAL (CCR-тропный штамм) и NL4-3 (CXCR4-тропный штамм) [36]. В настоящее время ТГСК двух или трех образцов пуповинной крови является отработанной технологией, позволяющей избежать лимитирующего фактора в связи с недостаточной для взрослого реципиента клеточностью образца пуповинной крови и повышает доступность ТГСК для взрослых реципиентов [40, 41].
Поиск донора для трансплантации в региональном регистре доноров более целесообразен, чем поиск во всемирном регистре в связи со значительной вариабельностью географического распределения HLA-аллелей. Об этом также свидетельствуют данные по распространенности HLA-аллелей среди доноров пуповинной крови, полученные в настоящем исследовании. Во всех CCR5 delta 32/delta 32 образцах встречаются наиболее распространенные на Северо-Западе России HLA-аллели (см. табл. 1). Поэтому необходимо создавать собственный региональный общественный регистр доноров пуповинной крови с генотипом CCR5 delta 32/delta 32 для более эффективного поиска гистосовместимых образцов для проведения ТГСК. Подходящими кандидатами для ТГСК пуповинной крови от доноров с CCR5 delta 32/delta 32 генотипом могли бы стать ВИЧ-инфицированные лица, которым показана ТГСК по поводу гематологической или другой сопутствующей патологии. Также ТГСК
пуповинной крови с делеционными аллелями может быть показана пациентам со СПИД, резистентным к проводящейся антиретровирусной терапии.
Обнаруженные в результате скрининга CCR5 delta 32/delta 32 образцы пупо-винной крови при получении результатов клинических испытаний могли бы найти применение при лечении ВИЧ-инфекции в Российской Федерации и за рубежом. На основе этой работы будет организован общественный регистр доноров пуповинной крови с генотипом CCR5 delta 32/delta 32 в Северо-Западном федеральном округе Российской Федерации для лечения ВИЧ-инфекции.
Литература
1. Centers for Disease Control (CDC). Kaposi's sarcoma and Pneumocystis pneumonia among homosexual men — New York City and California // Morb. Mortal. Wkly. Rep. 1981. Vol. 30, N 25. P. 305-308.
2. Greene W. C. A history of AIDS: looking back to see ahead // Eur. J. Immunol. 2007. Vol. 37. Suppl. 1. S. 94-102.
3. Barre-Sinoussi F. Isolation of a T-lymphotropic retrovirus from a patient at risk for acquired immune deficiency syndrome (AIDS) / F. Barre-Sinoussi, J. C. Chermann, F. Rey, M. T. Nugeyre, S. Chamaret, J. Gruest,
C. Dauguet, C. Axler-Blin, F. Vezinet-Brun, C. Rouzioux [et al.] // Science. 1983. Vol. 220. P. 868-871.
4. Gallo R. C. Frequent detection and isolation of cytopathic retroviruses (HTLV-III) from patients with AIDS and at risk for AIDS / R. C. Gallo, S. Z. Salahuddin, M. Popovic, G. M. Shearer, M. Kaplan, B. F. Haynes, T. J. Palker, R. Redfield, J. Oleske, B. Safai [et al.] // Science. 1984. Vol. 224. P. 500-503.
5. Chakrabarti L. Sequence of simian immunodeficiency virus from macaque and its relationship to other human and simian retroviruses / L. Chakrabarti, M. Guyader, M. Alizon, M. D. Daniel, R. C. Desrosiers, P. Tiollais, P. Sonigo // Nature. 1987. Vol. 328. P. 543-547.
6. Hutter G. Long-Term Control of HIV by CCR5 Delta32/Delta32 Stem-Cell Transplantation / G. Hutter,
D. Nowak, M. Mossner // N. Engl. J. Med. 2009. Vol. 360. P. 692-698.
7. Allers K. Evidence for the cure of HIV infection by CCR5A32/A32 stem cell transplantation / K. Allers, G. Hutter, J. Hofmann // Blood. 2011. Vol. 117, N 10. P. 2791-2799.
8. Guyader M. Genome organization and transactivation of the human immunodeficiency virus type 2 / M. Guyader, M. Emerman, P. Sonigo, F. Clavel, L. Montagnier, M. Alizon // Nature. 1987. Vol. 326. P. 662-669.
9. McDougal J. S. The T4 glycoprotein is a cell-surface receptor for the AIDS virus / J. S. McDougal, P. J. Maddon, A. G. Dalgleish, P. R. Clapham, D. R. Littman, M. Godfrey, D. E. Maddon, L. Chess, R. A. Weiss, R. Axel // Cold. Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 1986. Vol. 51. P. 703-711.
10. Sattentau Q. J. The role of CD4 in HIV binding and entry / Q. J. Sattentau, J. P. Moore // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 1993. Vol. 342, N 1299. P. 59-66.
11. Alkhatib G. CC CKR5: a RANTES, MIP-1alpha, MIP-1beta receptor as a fusion cofactor for mac-rophage-tropic HIV-1 / G. Alkhatib, C. Combadiere, C. C. Broder [et al.] // Science. 1996. Vol. 272, N 5270. P. 1955-1958.
12. Choe H. The beta-chemokine receptors CCR3 and CCR5 facilitate infection by primary HIV-1 isolates / H. Choe, M. Farzan, Y. Sun [et al.] // Cell. 1996. Vol. 85, N 7. P. 1135-1148.
13. Deng H. Identification of a major co-receptor for primary isolates of HIV-1 / H. Deng, R. Liu, W. Ellmeier [et al.] // Nature. 1996. Vol. 381, N 6584. P. 661-666.
14. Doranz B. J. A dual-tropic primary HIV-1 isolate that uses fusin and the betachemokine receptors CKR-5, CKR-3, and CKR-2b as fusion cofactors / B. J. Doranz, J. Rucker, Y. Yi [et al.] // Cell. 1996. Vol. 85, N 7. P. 1149-1158.
15. Dragic T. HIV-1 entry into CD4(+) cells is mediated by the chemokine receptor CC-CKR-5 / T. Drag-ic, V. Litwin, G. P. Allaway [et al.] // Nature. 1996. Vol. 381. P. 667-673.
16. Samson M. Resistance to HIV-1 infection in Caucasian individuals bearing mutant alleles ofthe CCR-5 chemokine receptor gene / M. Samson, F. Libert, B. J. Doranz [et al.] // Nature. 1996. Vol. 382. P. 722-725.
17. Novembre J. The geographic spread of the CCR5 Delta32 HIV-resistance allele / J. Novembre, A. P. Galvani, M. Slatkin // PLoS. Biol. 2005. Vol. 3, N 11. E. 339.
18. Bray R. A. National marrow donor program HLA matching guidelines for unrelated adult donor hematopoietic cell transplants / R. A. Bray, C. K. Hurley, N. R. Kamani [et al.] // Biol. Blood Marrow Transplant. 2008. Vol. 14. P. 45-53.
19. Lee S. J. High-resolution donor-recipient HLA matching contributes to the success of unrelated donor marrow transplantation / S. J. Lee, J. Klein, M. Haagenson [et al.] // Blood. 2007. Vol. 110, N 13. P. 4576-4583.
20. Brunstein C. G. Alternative donor transplantation after reduced intensity conditioning: results of parallel phase 2 trials using partially HLA-mismatched related bone marrow or unrelated double umbilical cord blood grafts / C. G. Brunstein, E. J. Fuchs, S. L. Carter [et al.] // Blood. 2011. Vol. 118, N 2. P. 282-288.
21. Spellman S. R. A perspective on the selection of unrelated donors and cord blood units for transplantation / S. R. Spellman, M. Eapen, B. R. Logan [et al.] // Blood. 2012. Vol. 120, N 2. P. 259-265.
22. Wagner J. E. Allogeneic sibling umbilical-cord-blood transplantation in children with malignant and non-malignant disease / J. E. Wagner, N. A. Kernan, M. Steinbuch, H. E. Broxmeyer, E. Gluckman // Lancet.
1995. Vol. 346. P. 214.
23. Kurtzberg J. Placental blood as a source of hematopoietic stem cells for transplantation into unrelated recipients / J. Kurtzberg, M. Laughlin, M. L. Graham, C. Smith, J. F. Olson, E. C. Halperin, G. Ciocci, C. Carrier, C. E. Stevens, P. Rubinstein // N. Engl. J. Med. 1996. Vol. 335. P. 157.
24. Wagner J. E. Successful transplantation of HLA-matched and HLA-mismatched umbilical cord blood from unrelated donors: Analysis of engraftment and acute graft-versus-host disease / J. E. Wagner, J. Rosenthal, R. Sweetman, X. O. Shu, S. M. Davies, N. K. C. Ramsay, P. B. McGlave, L. Sender, M. S. Cairo // Blood.
1996. Vol. 88. P. 795.
25. Gluckman E. Milestones in umbilical cord blood transplantation / E. Gluckman, A. Ruggeri, F. Volt // Br. J. Haematol. 2011. Vol. 154, N 4. P. 441-447.
26. Chen Y. H. Comparative outcomes between cord blood transplantation and bone marrow or peripheral blood stem cell transplantation from unrelated donors in patients with hematologic malignancies: a single-institute analysis / Y. H. Chen, L. P. Xu, D. H. Liu [et al.] // Chin. Med. J. (Engl.) 2013. Vol. 126, N 13. P. 2499-2503.
27. Smith A. R. Hematopoietic cell transplantation for children with acute lymphoblastic leukemia in second complete remission: similar outcomes in recipients of unrelated marrow and umbilical cord blood versus marrow from HLA matched sibling donors / A. R. Smith, K. S. Baker, T. E. Defor [et al.] // Biol. Blood Marrow Transplant. 2009. Vol. 15, N 9. P. 1086-1093.
28. Tomblyn M. B. Myeloablative hematopoietic cell transplantation for acute lymphoblastic leukemia: analysis of graft sources and long-term outcome / M. B. Tomblyn, M. Arora, K. S. Baker [et al.] // J. Clin. Oncol.
2009. Vol. 27, N 22. P. 3634-3641.
29. Gutman J. A. Low relapse without excessive transplant-related mortality following myeloablative cord blood transplantation for acute leukemia in complete remission: a matched cohort analysis / J. A. Gutman, W. Leisenring, F. R. Appelbaum [et al.] // Biol. Blood Marrow Transplant. 2009. Vol. 15, N 9. P. 1122-1129.
30. Eapen M. Effect of graft source on unrelated donor haemopoietic stem-cell transplantation in adults with acute leukaemia: a retrospective analysis / M. Eapen, V. Rocha, G. Sanz [et al.] // The Lancet Oncology.
2010. Vol. 11, N 7. P. 653-660.
31. Brunstein C. G. Allogeneic hematopoietic cell transplantation for hematologic malignancy: relative risks and benefits of double umbilical cord blood / C. G. Brunstein, J. A. Gutman, D. J. Weisdorf [et al.] // Blood. 2010. Vol. 116, N 22. P. 4693-4699.
32. Zhang M. J. Comparison of Outcomes after HLA-Matched Sibling and Unrelated Donor Transplantation for Children with High-Risk Acute Lymphoblastic Leukemia / M. J. Zhang, S. M. Davies, B. M. Camitta [et al.] // Biol. Blood Marrow Transplant. 2012. Vol. 18, N 8. P. 1204-1210.
33. Rubinstein P. Processing and cryopreservation of placental/umbilical cord blood for unrelated bone marrow reconstitution / P. Rubinstein, L. Dobrila, R. E. Rosenfield [et al.] // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92, N 22. P. 10119-10122.
34. Umbilical cord blood / D. H. McKenna [et al.] // Core Principles in cellular therapy / ed. by J. D. Ro-back [et al.] / AABB; Bethesda, 2008. Chapter 3. P. 47-72.
35. Marsh S. G. E. The HLA Facts Book / S. G. E. Marsh, P. Parham, L. D. Barber. London: Academic Press, 1999.
36. Petz L. D. Hematopoietic Cell Transplantation with Cord Blood for Cure of HIV Infections / L. D. Petz, I. Redei, Y. Bryson [et al.] // Biol. Blood Marrow Transplant. 2013. Vol. 19, N 3. P. 393-397.
37. Liu H. Reduced-intensity conditioning with combined haploidentical and cord blood transplantation results in rapid engraftment, low GVHD, and durable remissions / H. Liu, E. S. Rich, L. Godley [et al.] // Blood. 2011. Vol. 118, N 24. P. 6438-6445.
38. Magro E. Early hematopoietic recovery after single unit unrelated cord blood transplantation in adults supported by co-infusion of mobilized stem cells from a third party donor / E. Magro, C. Regidor, R. Cabrera [et al.] // Haematologica. 2006. Vol. 91, N 5. P. 640-648.
39. Sebrango A. Haematopoietic transplants combining a single unrelated cord blood unit and mobilized haematopoietic stem cells from an adult HLA-mismatched third party donor. Comparable results to transplants from HLA-identical related donors in adults with acute leukaemia and myelodysplastic syndromes / A. Sebrango, I. Vicuña, A. de Laiglesia // Best Pract. Res. Clin. Haematol. 2010. Vol. 23, N 2. P. 259-274.
40. Stanevsky A. Double umbilical cord blood transplant: more than a cell dose? / A. Stanevsky, A. Shi-moni, R. Yerushalmi [et al.] // Leuk. Lymphoma. 2010. Vol. 51, N 6. P. 975-982.
41. Scaradavou A. Double unit grafts successfully extend the application of umbilical cord blood transplantation in adults with acute leukemia / A. Scaradavou, C. G. Brunstein, M. Eapen // Blood. 2013. Vol. 121, N 5. P. 752-758.
Статья поступила в редакцию 25 марта 2014 г.
Контактная информация
Пирожков Иван Александрович — младший научный сотрудник, заведующий лабораторией; ipir@mail.ru
Смолянинов Александр Борисович — доктор медицинских наук, заведующий лабораторией, генеральный директор; doctorsmolvma@inbox.ru
Чечеткин Александр Викторович — доктор медицинских наук, профессор; aschech@rambler.ru
Иволгин Дмитрий Александрович — кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник, заведующий лабораторией; ida59m@mail.ru
Хрупина Александрина Сергеевна — заведующая лабораторией; sasha-khrupina@mail.ru Петц Лоуренс — профессор, главный врач; lpetz@stemcyte.com
Pirozhkov Ivan A. — Junior Researcher, Head of the Laboratory; ipir@mail.ru
Smolianinov Alexander B. — Doctor of Medicine, Head of the Laboratory, General Director; doctorsmolvma@inbox.ru
Chechetkin Alexander V. — Doctor of Medicine, Professor; aschech@rambler.ru
Ivolgin Dmitriy A. — Candidate of Medicine, Senior Researcher, Head of the Laboratory;
ida59m@mail.ru
Khrupina Alexandrina S. — Head of the Laboratory; sasha-khrupina@mail.ru Petz Lawrence — Chief Medical Officer, MD, Professor; lpetz@stemcyte.com
