CC BY
168
вельзумер, в создании которых участвовали бойцовые Выводы. В целом результаты проведенных исследо-куры малайского типа. Следует отметить, что величины ваний показали, что использование двух типов тест-систем
генетических дистанций, рассчитанных с использованием анализа микросателлитов кур, различающихся числом
тест-системы «короткого» типа в абсолютном выражении анализируемых локусов, дают сходную картину оценки со-
были выше, чем аналогичные для тест-системы «длинного» стояния популяций. Для определения спектра прикладного
типа, что, на наш взгляд, связанного со снижением доли применения разработанных тест-систем требуется прове-
межпопуляционной изменчивости вследствие введения дение дополнительных исследований с увеличением числа
дополнительного числа локусов. пород кур и размера выборок.
Литература.
1. Зиновьева Н.А., Гладырь Е.А. Генетическая экспертиза сельскохозяйственных животных: применение тест-систем на основе микросателлитов //Достижения науки и техники АПК. - 2011. - № 9. - с. 19-20.
2. Tautz D. Hypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA markers // Nucleic Acids Research. -1989. - 17. - 6463-6471
3. Зиновьева Н.А., Сизарева Е.И., Гладырь Е.А., Проскурина Н.В., Шавырина К.М. Некоторые аспекты использования микросателлитов в свиноводстве //Достижения науки и техники АПК. - 2009. - № 8. - с. 38-41.
4. Зиновьева Н.А., Стрекозов Н.И., Молофеева Л.А. Оценка роли ДНК-микросателлитов в генетической характеристике популяции черно-пестрого скота //Зоотехния. - 2009. - № 1. - с. 2-4.
5. Фисинин В.И., Гладырь Е.А., Волкова В.В., Севастьянова А.А., Зиновьева Н.А. Анализ генетической структуры породдомашних кур с использованием микросателлитных маркеров // Проблемы биологии продуктивных животных. - 2011. - № 1. - с. 68-72.
6. Measurement of Domestic Animal Diversity (MoDAD): Recommended Microsatellite Markers // Secondary Guidelines for Development of National Farm Animal Genetics Resources Management Plants. - Rome: FAO Swines, 1998. - p. 19-24.
7. Measurement of Domestic Animal Diversity (MoDAD): New Recommended Microsatellite Markers // FAO/ISAG, 2004, режим доступа: http://dad.fao.org/.
8. Гладырь Е.А., Горелов П.В., Маурчева В.Н., Шахин А.В., Чинаров Ю.И., Зиновьева Н.А. Оценка результативности тест-системы на основе микросателлитов в проведении ДНК-экспертизы крупного рогатого скота //Достижения науки и техники АПК. - 2011. - № 8. - с. 51-54.
9. Peakall R., Ebert D., Cunningham R., Lindenmayer D.B. Mark-recapture by genetic tagging reveals restricted movements by bush rats, Rattus fuscipes, in a fragmented landscape // Journal of Zoology. - 2006. - 268. - 207-216.2006.
10. Paetkau D., Slade R., Burdens M., Estoup A. Genetic assignment methods for the direct, real-time estimation of migration rate: a simulationbased exploration of accuracy and power// Molecular Ecology. - 2004. - 13. - 55-65.
11. Nei M., Tajima F., Tateno, Y. Accuracy of estimated phylogenetic trees from molecular data // J. Mol. Evol., 1983, 19, 153-170.
THE STUDY OF INFORMATIVITY OF THE MULTIPLEX TEST SYSTEMS FOR ANALYSIS OF CHICKEN MICROSATELLITES WITH THE DIFFERENT NUMBER OF LOCI
I.P. Novgorodova, V.I. Fisinin, N.A. Zinovieva, E.A. Gladyr, M.V. Mikhaylov, J.S. Royter, G. Brem
Summary. The comparative study of two multiplex test systems for analysis of chicken microsatellites including eight (“short’ type) and eleven (“long” type) loci was performed. The analysis of 100 samples derived from five chicken breeds showed the high specificity of developed systems: the number of amplified loci was 99.88 and 99.91 per cent for “short” and “long” types of test systems, respectively. The compared test systems significantly not differed for the average number of alleles, the number of informative alleles and the number of effective alleles calculated per loci. The decrease of probability of genotype identity with increase of number of analyzed loci was shown. The correct assignment of individuals to own populations was achieved in 100 per cent cases using the test systems of both types. The high degree of correlation of population genetic parameters calculated using eight and eleven microsatellite loci was observed: r=+0.98 (p>0,999) for the average number of alleles per loci, r=+0.99 (p>0,999) for the degree of observed heterozygoty, r=+0.98 (p>0,999) for Fis index. The degree of intra population diversity evaluated using Rst (AMOVA) index was 13.1 and 11.9 per cent for “short” and “long” types of test systems, respectively. The analysis of genetic distances calculated on the base of DNA profiles of five chicken breeds using eight and eleven microsatellite loci showed the similar pattern of the phylogenetic relationships between investigated breeds (r=+0.97, p>0,999).
Key words: test systems, microsatellites, chicken breeds.
УДК 636.082
КРИОКОНСЕРВАЦИЯ МУЖСКИХ ПОЛОВЫХ КЛЕТОК КАК МЕТОД СОХРАНЕНИЯ ГЕНЕТИЧЕСКИХ РЕСУРСОВ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННОЙ ПТИЦЫ*
В.И. ФИСИНИН, академик РАСХН, директор ВНИТИП Россельхозакадемии В.А. БАГИРОВ, член-корреспондент РАСХН, зам. директора
Н.А. ВОЛКОВА, доктор биологических наук, зав. лабораторией
Н.А. ЗИНОВЬЕВА, академик РАСХН, директор ВИЖ Россельхозакадемии
Я.С. РОЙТЕР, доктор сельскохозяйственных наук, зам. директора
ВНИТИП Россельхозакадемии М.А. ЖИЛИНСКИЙ, аспирант ВИЖ Россельхозакадемии E-mail: vugarbagirov@mail.ru
Резюме. Рассмотрены перспективы использования половых клеток самцов для разработки эффективных криотехнологий сохранения генетических ресурсов сельскохозяйственной птицы. На основании анализа литературных данных показано, что сегодня для криоконсервации генетических ресурсов сельско-
*Работа выполнена при финансовой поддержке Минобрнауки РФ, государственный контракт № 11.519.11.2024. Достижения науки и техники АПК, №8-2012 ______________________________________________________ 65
хозяйственной птицы в качестве генетического материала используют половые, первичные половые и зародышевые клетки. Криоконсервация половых клеток петухов остается наиболее распространенным методом сохранения генофонда сельскохозяйственной птицы, так как он наиболее отработан, по сравнению с другими подходами. Использование первичных половых клеток самцов позволяет решать такие проблемы, возникающие при криоконсервации спермы, как нестабильность результатов и низкий процент выживаемости клеток после криоконсервации. Преимущество зародышевых клеток - прежде всего, возможность использования генетического материала не только мужских, но и женских особей. В дальнейшем при доработке этого метода до возможности его рутинного использования, он может стать основным в программах по сохранению генетических ресурсов сельскохозяйственной птицы.
Ключевые слова: биоразнообразие, генофонд, криобанк, криоконсервация, примордиальные зародышевые клетки, спер-матогонии, сперматозоиды
Сохранение генетического разнообразия сельскохозяйственных животных и птицы - одна из приоритетных задач современной биологической науки [1...3]. Сегодня существует достаточно большое количество пород, как местных, имеющих ограниченный ареал распространения, так и разводимых в масштабах одной или нескольких стран. Однако перевод птицеводства на промышленную основу обусловил резкое сокращение их числа из-за создания высокопродуктивных специализированных линий и кроссов для производства яиц и мяса, отселектированных с использованием ограниченного числа пород и линий. В результате очень большое число пород и породных групп птиц, ранее созданных учеными нашей страны, а также местные популяции оказались на грани исчезновения. Резко сократилось не только поголовье, но и прекратилась племенная работа, хотя многие из них представляют определенную ценность по тем или иным показателям, характеризующим хозяйственно-полезные качества птицы, и в дальнейшем могут быть использованы в селекции.
Сохранение генетических ресурсов домашней птицы давно стало проблемой мирового масштаба, затрагивающей стратегические интересы многих стран. По данным ФАО / ЮНЕП, на сегодняшний день из 734 пород кур, зарегистрированных в мире, не вызывает опасений судьба лишь 195 (26,6 %). Обеднение мирового генофонда приводит к сокращению биологического разнообразия, которое необходимо для повышения эффективности селекции в будущем. Наиболее ценным генетическим ресурсом считают местные популяции, не прошедшие через жесткие селекционные программы. Аборигенная птица обычно обладает такими положительными качествами, как повышенная жизнеспособность и резистентность к различным заболеваниям, крепость конституции и костяка и др. На 28 Всемирном конгрессе по птицеводству (Брисбан, Австралия, 2008 г.) была отмечена необходимость сбора данных о фенотипе местных пород, так как в будущем это позволит более эффективно сохранять весь комплекс признаков, в том числе уникальных.
В программах по сохранению генетических ресурсов сельскохозяйственной птицы можно выделить две основные стратегии: разведение и поддержание популяции сохраняемой породы и криоконсервация генетического материала ex situ [1,2].
Самый надежный способ сохранения генетических ресурсов - поддержание и воспроизводство особей породы. Особенно это актуально для инбредных и селекционируемых в течение долгого времени популяций с их
интегрированной совокупностью аллелей количественных признаков [2]. Однако реализация такого подхода связана со значительными финансовыми издержками, размеры которых варьируют в зависимости от численности разводимой популяции. Для поддержания селекционируемых генетических ресурсов она должна быть больше (часто несколько сотен птиц), чем у популяций, которые несут одиночные генные мутации. Последние могут воспроизводиться при численности носителей мутации менее десяти. Кроме того, размеры поголовья определяются жизнеспособностью особей, уровнем инбридинга и риском стихийных бедствий, способных привести к исчезновению генетического ресурса за короткий период времени.
Криоконсервация больше подходит в качестве средства сохранения генетических ресурсов, находящихся на грани исчезновения. Это дикие виды птиц, редкие породы, мутанты или специальные линии, используемые в исследованиях.
Выбор метода зависит от его надежности, позволяющей получать необходимое количество особей, особенностей биоресурса, доступности технической поддержки, аппаратуры и наличия помещений.
В идеале необходимо использовать несколько методов или иметь резерв для восстановления ресурсов при возникновении риска их потери, в том числе из-за отказа оборудования или действия человеческого фактора.
В России в отличие от стран Европы единая программа по сохранению генетических ресурсов сельскохозяйственной птицы только начинает создаваться. Ключевым аспектом при этом остается разработка научно обоснованных подходов к формированию криобанков, которые позволят избежать необратимых потерь пород и генов и могут быть использованы для воссоздания породы, поддержания малых популяций и сохранения генетического разнообразия (генов, свойств, пород) в селекционных программах.
Генетическим материалом для криоконсервации могут служить как мужские (спермии), так и женские (яйцеклетки) половые клетки. Однако из-за биологических особенностей птицы подходы, используемые в работе с другими видами животных, в этом случае малоэффективны. Несмотря на то, что методы криоконсервации спермы некоторых видов сельскохозяйственных птиц уже существуют [4...6], вопрос о разработке эффективных криотехнологий остается актуальным.
Цель наших исследований - оценить перспективы использования различных половых клеток птицы в качестве источника генетического материала для криоконсервации.
С учетом видовых особенностей птицы в качестве источника генетического материала для криоконсервации можно рассматривать следующие типы клеток: примордиальные половые зародышевые клетки (ПЗК), первичные (сперматогонии) и зрелые (спермии) половые клетки самцов.
Использование в программах по сохранению генети-ческихресурсовПЗК, присутствующих в эмбрионе птиц на ранних стадиях развития, предполагает получение химерных особей по линии, как мужских, так и женских половых клеток [7]. На сегодняшний день доказана тотипотент-ность ПЗК, которые служат предшественниками половых клеток (сперматозоидов и яйцеклеток) [8]. При этом ПЗК, полученные от генетических самцов, при их трансплантации в эмбрионы, развивающиеся по пути женской особи, могут дифференцироваться в полноценные женские половые гаметы - яйцеклетки и, наоборот, донорские ПЗК
генетических самок в эмбрионах-реципиентах мужского пола могут развиться до функционально нормальных сперматозоидов [9], что исключает необходимость идентификации пола у отдельных особей, как на этапе сбора генетического материала, так и на этапе воссоздания породы при введении донорских клеток.
В отличие от млекопитающих, у птиц эмбрионы ввиду их развития вне материнского организма доступны для проведения различных манипуляций, что открывает широкие возможности в плане получения соматических и генеративных химер [10,11]. Вместе с тем, интенсивное использование ПЗК в программах по сохранению генофонда ограничено ввиду малого количества клеток такого типа в эмбрионах. Для решения этой проблемы можно использовать концентрирование ПЗК в градиенте различных веществ; уменьшение числа эндогенных ПЗК путем облучения ультрафиолетом, гамма-радиацией, лазером, химической обработки бусульфаном, механического вырезания зародышевого диска; культивирование in vitro [12...14].
На сегодняшний день есть несколько сообщений о получении химерных птиц путем введения в эмбрионы донорских ПЗК [15,16]. Так, при инъекции заморожено-оттаянных ПЗК, выделенных от одной породы, в эмбрионы-реципиенты другой получены особи, химерные по зародышевой линии клеток. При их скрещивании между собой удалось воссоздать особей исходной донорской породы, что свидетельствует о перспективности использования ПЗК в качестве материала для сохранения генетических ресурсов птиц и перспективности этого направления.
Получение культуры стволовых клеток семенников (СКС) - сперматогоний - представляет огромный интерес из-за возможности проведения с ними различных манипуляций и решения ряда практических задач. На сегодняшний день в этом направлении достигнуты определенные успехи, которые открывают широкие возможности для использования клеток этого типа в программах по сохранению биоресурсных коллекций пород сельскохозяйственной птицы [17, 18]. Использование СКС в качестве материала для сохранения генетических ресурсов схематично можно представить следующим образом: извлечение стволовых клеток из семенников донора; культивирование in vitro; пересадка в семенники стерильных реципиентов; получение спермы; оплодотворение самок; получение потомства.
Эффективность выделения СКС из ткани семенника зависит от возраста петуха-донора. Наибольшее количество таких клеток можно получить только на ранних стадиях онтогенеза в период их активной пролиферации. С возрастом число сперматогоний в семенных канальцах семенника снижается до минимума, необходимого для поддержания сперматогенеза [19].
Первая успешная трансплантация СКС с восстановлением сперматогенеза из сперматогониальных стволовых клеток, инъецированных в семявыносящие канальцы хозяина, была продемонстрирована на мышах в 1994 г. [20]. Передача СКС была подтверждена у потомства.
Позднее было установлено, что донорские мышиные СКС, пересаженные в семенники стерильных животных того же вида, сохранялись в них в течение года, при этом качественные и количественные характеристики в части канальцев полностью восстанавливались [21]. Спермии, продуцируемые реципиентами, могли оплодотворять яйцеклетки и производить потомство, несущее генотип самца-донора. В опытах по пересадке клеток из семен-
ников хомяка к мышам, хотя и происходил сперматогенез, но наблюдались аномалии в морфологии клеток сперма-тогенного эпителия (в спермиях отсутствовали акросомы, отмечалось отделение головок от хвостов).
Генетическая тотипотентность СКС подтверждает перспективность использования клеток этого типа в программах по сохранению генофонда животных, в том числе птицы, в качестве источника генетического материала. Оптимизация режимов выделения и условий замораживания сперматогоний позволит получить простой и эффективный метод воссоздания породы.
Половые клетки самцов (спермии) можно использовать для реконструкции пород через поглотительные скрещивания, однако в потомстве определенный процент генов сохранится от родоначальной материнской популяции. Поэтому для восстановления 95 % генома породы необходимо получение пяти генераций потомков.
Сейчас сперма самцов - основной материал, используемый в программах по сохранению генетических ресурсов животных и птиц, что связано с широким распространением метода искусственного осеменения в животноводстве и птицеводстве.
На сегодняшний день накоплен огромный материал, касающийся различных аспектов криоконсервации спермы многих видов птицы [4.6, 22.24]. Современные ее методы в целом обеспечивают удовлетворительное получение потомства, однако существует проблема, связанная с низким выходом полноценных клеток. Кроме того, для некоторых видов птиц, в частности индюка, такая технология до сих пор не разработана.
Для криоконсервации спермы птиц предложены различные по составу защитные среды, включающие аминокислоты, углеводы (моно-, ди- и полисахариды), органические (глутаматы, лактаты, цитраты, ацетаты) и неорганические (хлориды, сульфаты, фосфаты, карбонаты) соли, некоторые биологически активные соединения (альбумины, липиды, ферменты, гормоны, антиоксиданты и др.). При этом при формировании многокомпонентной криозащитной среды в ее состав необходимо включать компоненты, выполняющие определенную функцию в цикле криоконсервирования спермы птиц.
Использование защитной среды необходимо для разбавления спермы до нужной концентрации клеток при осеменении, поддержания жизнеспособности сперматозоидов в течение непродолжительного хранения, снижения негативного действия низких температур на этапе замораживания и предупреждения осмотического дисбаланса во время оттаивания. Несмотря на то, что применяемые защитные среды позволяют сохранять сперму птиц in vitro без утраты оплодотворяющей способности сперматозоидов, работы, направленные на повышение их эффективности продолжаются [25...27].
Таким образом, для криоконсервации генетических ресурсов сельскохозяйственной птицы в качестве генетического материала можно использовать половые, первичные половые и зародышевые клетки. Наиболее распространенным методом остается криоконсервация зрелых половых клеток самцов - спермиев. Использование первичных половых и зародышевых клеток - относительно новое, но достаточно перспективное направление, при реализации которого можно решать такие проблемы, возникающие при криоконсервации спермы, как нестабильность результатов, низкий процент выживаемости клеток и др. В дальнейшем при отработке технологий криоконсервации генетических ресурсов с применением зародышевых и первичных
половых клеток до возможности их рутинного исполь- мах по сохранению генофонда сельскохозяйственной
зования, этот подход может стать основным в програм- птицы.
Литература.
1. Генофонды сельскохозяйственных животных: Генетические ресурсы животноводства России / отв. ред. И.А. Захаров. -М.: Наука, 2006. - 462с.
2. Ройтер Я.С., Егорова А.В., Устинова Е.С. и др. Племенная работа в птицеводстве. - Сергиев Посад: ГНУ ВНИТИП, 2011. - 255с.
3. Генетический потенциал дикой фауны в создании новых селекционных форм животных/ Насибов Ш.Н., Багиров В.А., Кленовицкий П.М., Иолчиев Б.С., Зиновьева Н.А., Воеводин В.А., Амиршоев Ф.С. //Достижения науки и техники АПК. - 2010. -№8. - С. 59-62.
4. Броерский А.В. Криоконсервация спермы с/х птицы. (Обзор иностранной литературы) // Сельскохозяйственная биология. - 1989. - № 2. - С. 33-39.
5. Давтян А.Д. Искусственное осеменение в птицеводстве. - М: ВАСХНИЛ, 1984. - 59 с.
6. Сахацкий Н.И., Терещенко А.В., Артеменко А.Б. Технология замораживания спермы петухов//Птицеводство. - 1991. -N 5. - С. 10-11.
7. Yasuda Y., Tajima A., Fujimoto T., Kuwana T. A method to obtain avian germ-line chimaeras using isolated primordial germ cells // J. Reprod. Fertil. - 2001. - V. 96. - P. 521-528.
8. Park T.S., Jeong D. K., Kim J. N., Song G.H., Hong Y.H., Lim J.M., Han J.Y. Improvedgermline transmission in chicken chimeras produced by transplantation of gonadal primordial germ cells into recipient embryos // Biol. Reprod. - 2003. - V.68. - P. 16571662.
9. KagamiH., Tagami T., Matsubara Y., Harumi T., Hanada H., Maruyama K., SakuraiM., Kuwana T., Naito M. The developmental origin of primordial germ cells and the transmission of the donor-derived gametes in mixed-sex germline chimeras to the offspring in the chicken //Mol. Reprod. Dev. - 1997. - V.48. - P. 501-510.
10. Borwornpinyo S. Optimal hatchability of cultured chicken embryos from freshly laid eggs in surrogate eggshells // MS thesis, North Carolina State University. - 2000. - V.85. - P. 189-205.
11. Speksnijder G., Ivarie R. A modified method of shell windowing for producing somatic or germline chimeras in fertilized chicken eggs// Poult. Sci. - 2000. - V. 79. - P. 1430-1433.
12. Mozdziak P., Angerman-Stewart J., Rushton B., Pardue S., Petitte J. Isolation of chicken primordial germ cells using fluorescence-activated cell sorting // Poult. Sci. - 2005. - V.84. - P. 594-600.
13. Zhao D., Kuwana T. Purification of avian circulating primordial germ cells by nycodenz density gradient centrifugation // Br. Poult. Sci. 2003. - V. 44. - P. 30-35.
14. Song Y., D'Costa S., Pardue S., Petitte J. Production of germline chimeric chickens following the administration of a busulfan emulsion//Mol. Reprod. Dev. - 2005. - V.70. - P. 438-444.
15. Han J., Park T., Hong Y., Jeong D., Kim J., Kim K., Lim J. Production of germline chimeras by transfer of chicken gonadal primordial germ cells maintained in vitro for an extended period// Theriogenology. - 2002. - V.58. - P. 1531-1539.
16. Tajima A., Naito M., Yasuda Y., Kuwana T. Production of germ-line chimeras by transfer of cryopreserved gonadal primordial germ cells (gPGCs) in fowl// Journal of Experimental Zoology. - 1998. - V.280. - P. 265-267.
17. Han J., Hong Y., Lim J., Lee Y., Lee M., Jung J. Method for culturing avian spermatogonial stem cells and avian spermatogonial stem cells prepared thereby//United States Patent 7754479, 2010.
18. Jung J., Lee Y., Park T., Park S., Lim J., Han J. Identification, Culture, and Characterization of Germline Stem Cell-Like Cells in Chicken Testes // Biology of Reproduction. - 2007. - V. 76. - P. 173-182.
19. Белоглазова Е.В., Котова Т.О., Волкова Н.А., Волкова Л.А., Зиновьева Н.А., Эрнст Л.К. Возрастная динамика сперматогенеза у петухов в связи с оптимизацией сроков биоинженерных манипуляций// Сельскохозяйственная биология. - 2011. - №
6. - С. 60-64.
20. Brinster R., Avarbock M. Germline transmission of donor haplotype following spermatogonial transplantation //Proc. Natl. Acad. Sci. - 1994. - V.91. - P.11303-11307.
21. Ogawa T., Dobrinski I., Avarbock M., Brinster R. Xenogeneic spermatogenesis following transplantation of hamster germ cells to mouse testes//Biol. Reprod. - 1999. - V.60. - P. 515-521.
22. Latif A., Ijaz A., Aleem M., Mahmud A. Effect of osmotic pressure and pH on the short-term storage and fertility of broiler breeder sperm // Pakistan Vet. J. - 2005. - V. 25(4). - P. 179-182.
23. Линник Т.П., Бизикина О.В. Цитотоксичность и криопротекторная aктивность диолов, амидов и их смесей при криоконсервировании спермы петухов // Биофизика живой клетки. - 2003. - Т. 7. - С. 42-49.
24. Линник Т.П., Грищенко В.И., Артеменко А.В., Терещенко А.В. Влияние осмотичности криозащитной среды на сохранность спермиев петухов при криоконсервировании // Проблемы криобиологии. - 2000. - № 2. - С. 86-93.
25. Криосохранение и рациональное использование генетических ресурсов овец и коз / Насибов Ш.Н., Иолчиев Б.С., Кленовицкий П.М., Багиров В.А., Воеводин В.А., Зиновьева Н.А. //Достижения науки и техники АПК. - 2010. - №9. - С. 50-52.
26. Компьютерная технология оценки семени животных/ Иолчиев Б.С., Багиров В.А., Кленовицкий П.М., Кононов В.П., Насибов Ш.Н., Воеводин В.А. //Достижения науки и техники АПК. - 2011. - №9. - С. 46-48
27. Методы получения и криоконсервации семени для сохранения генетических ресурсов животных / Насибов Ш.Н., Воеводин В.А., Багиров В.А., Иолчиев Б.С., Кленовицкий П.М., Амиршоев Ф.С., Лесин С.А.//Вестник Казанского ГАУ- 2010 -№ 4 (18) - С. 139-141
28. Термическое расширение воды как фактор криогенных повреждений сперматозоидов/ Кононов В.П., Багиров В.А., Иолчиев Б.С., Кленовицкий П.М., Насибов Ш.Н. //Достижения науки и техники АПК. - 2011. - №10. - С. 42-44
THE CRYOCONSERVATION OF MAIL GENERATIVE CELLS AS THE METHOD OF PRESERVATION
OF GENETIC RECOURSES IN POULTRY V.I. Fisinin, V.A. Bagirov, N.A. Volkova, N.A. Zinovieva, Ya.S. Roiter, M.A. Zhilinskij
Summary. The prospects for the use of male germ cells for developing of effective cryotechnologies for conservation of genetic resources in poultry are examined. Literature data analysis has shown that at the present time germ cells, spermatogenic cells and primordial germ cells are used for cryopreservation of genetic resources in poultry. Cryopreservation of male germ cells remains the most common method of gene pool conservation in poultry, as this technology is the most studied in comparison with other approaches. The relatively new concepts in cryopreservation are the use of spermatogenic cells and primordial germ cells. These approaches are regarded as the most promising in comparison with the cryopreservation of sperm. The use of spermatogenic cells would solve some problems known in the cryopreservation of sperm, in particular, the instability of the results, the low percentage of cell viability. The advantage of primordial germ cells is the possibility of the use of female genetic material as well as male genetic material. In the future, as this approach will be developed for the routine use, it may become the general method for the conservation of genetic resources in poultry.
Key words: biodiversity, gene pool, cryobank, cryopreservation, primordial germ cells, spermatogenic cells, spermatozoids.
6B
Достижения науки и техники АПК, №8-2012
