CC BY
108
УДК612.127.2:612.014.464:616.152.21
КИСЛОРОДЗАВИСИМЫЕ ПРОЦЕССЫ ПРИ ВВЕДЕНИИ ЛИПОПОЛИСАХАРИДА Е. В. Шульга, к. м.н.; М.Э. Казак; В .В. Зинчук, д. м. н., профессор
УО « Гродненский государственный медицинский университет »
Анализируются современные и собственные данные о кислородзависимых процессах организма при введении липополисахарида. Обсуждается возможность коррекции этих процессов с помощью физиологически активных веществ (мелатонин, эритропоэтин, 1-метилникотинамид) при участии Ь-аргинин-NO системы.
Ключевые слова: липополисахарид, кислород, монооксид азота, перекисное окисление липидов.
Modern and our own data concerning oxygen dependant functions during lipopolysaccharide administration were analyzed. Possibility of these processes correction using physiologically active substances (melatonin, erythropoietin, 1-methylnicotinamide) with L-arginine-NO system participation are discussed.
Key words: oxygen, nitric oxide, lipid peroxidation.
ЛПС (липополисахарид) является облигатным компонентом клеточной мембраны грамотрицательных бактерий, которые широко распространены в природе. Интерес к данному фактору обусловлен тем, что организм человека постоянно контактирует с достаточно большим количеством этого эндотоксина, что обеспечивает поддержание гомеостаза и адаптацию организма к стрессовым воздействиям. Однако действие больших доз ЛПС приводит к нарушению оксигенации тканей и развитию гипоксии. Влияние ЛПС на кислородзависимые процессы изучено пока недостаточно.
ЛПС является субстанцией, диапазон вызываемых влияний которой характеризуется широтой разнообразных эффектов [19]. При его действии происходит умень -шение альвеолярно-артериального градиента оксигена-ции в легких, появление цитокинов в кровотоке (фактор некроза опухоли-□ (ФНО-П), ИЛ-1П, ИЛ-6, ИЛ-8), актива- ция ферментов, образующих монооксид азота (NO) и простагландины, в частности, простагландин Е [49]. По- вышается продукция свободных радикалов, увеличива- ется фрагментация ДНК, активность каспаз-9 и каспаз-3, развивается апоптоз и митохондриальная транслокация антиапоптозных белков Bcl-2 и Bcl-XL [41].
Известно, что причиной развития окислительного стресса, индуцированного ЛПС, является усиление генерации активных форм кислорода (АФК) и нарушение баланса между свободнорадикальными процессами и факторами АОС (антиоксидантной системы) [32].
Эффекты ЛПС реализуются как путем прямого взаимодействия с липидным компонентом клеточных мембран, так и опосредованно, за счет связывания с мембранными рецепторами и инициирования ряда каскадных реакций. Транспорт данного токсина осуществляется с помощью белка, связывающего ЛПС и доставляющего его к мембранно-связанным или к свободным рецепторам CD 14, после чего образовавшийся комплекс взаимодействует с рецепторами Toll-like 4, которые способны осуществлять трансмембранную передачу сигнала, активировать клетки через нуклеарный фактор каппа В (NF-kB) [1], вызывать продукцию провоспалительных цитокинов (ИЛ)-8, фактора роста эндотелия сосудов, молекулы межклеточной адгезии-1, молекулы сосудисто-клеточной адгезии-1, усиливать генерацию свободных радикалов и инициировать развитие окислительного стресса [46].
Введение больших доз ЛПС на протяжении 24 часов приводит к развитию окислительного стресса [55] вследствие нарушения сбалансированности прооксидантной
системы и АОС. Этот процесс является универсальным механизмом повреждения клетки и характеризуется увеличением внутриклеточной генерации АФК, которые выступают в роли повреждающего агента и, благодаря высокой реакционной способности на фоне истощения АОС, приводят к окислительным модификациям биомолекул, изменению активности ферментных систем, нарушению структуры биомембран [17]. При этом ухудшаются гемореологические показатели (относительная вязкость крови, динамическая вязкость крови при различных стандартных градиентах сдвига, индекс деформируемости эритроцитов) в микроциркуляторном русле, обусловленные активацией перекисного окисления ли-пидов (ПОЛ) и угнетением АОС [14]. В условиях окислительного стресса избыточная генерация АФК влияет на митоген-активируемые протеинкиназы .ТЫК и р38, активация которых воздействует на провоспалительные ци-токины (ИЛ-1 □, ФНО-П), свободные радикалы, регулирует апоптоз путем фосфорилирования и активации фактора транскрипции р53 и проапоптотических белков семейства Вс1-2, а также р38 активирует ЫБ-кВ в ответ на стресс [31].
При окислительном стрессе, индуцированном ЛПС, наблюдается увеличение уровня малонового диальдеги-да (МДА), нитрат/нитритов, а также отмечается снижение активности антиоксидантных ферментов (суперок-сиддисмутазы (СОД), глутатион (в8И)-пероксидазы, ми-елопероксидазы (МПО) и каталазы) [52]. Развивающиеся окислительные повреждения при действии ЛПС вызывают уменьшение толщины поверхности эндотелия, обусловливая нарушения структуры гликокаликса сосудистого русла и развитие эндотелиальной дисфункции, которая приводит к ухудшению микроциркуляции и снижению оксигенации тканей. Высказываются различные мнения о развитии сосудистой дисфункции как в результате прямого действия данного фактора на эндотелий, так и вторичного, за счет высвобождающихся цитокинов (ФНО-а ИМ) [27].
Повышение в плазме уровня гомоцистеина (серосодержащей аминокислоты, являющейся промежуточным продуктом метаболизма метионина) усиливает окислительные повреждения, инициирует гиперполяризацию мембран, образование пероксинитрита, повышение уровня общего цистеина и снижение содержания в8И [45]. Высокие уровни данной аминокислоты вызывают повреждение эндотелиальных клеток артерий, ухудшение продукции и уменьшение биодоступности N0, окисление липопротеинов низкой плотности, а также увеличе-
ние генерации АФК, активацию NF-kB, развитие эндоте-лиальной дисфункции и окислительного стресса [56]. Кроме того, гомоцистеин усиливает эффекты ЛПС в эн-дотелиальных клетках сосудов пуповины, потенциирует его способность генерировать АФК через активацию NF-kB [28]. При этом уменьшение уровня данной аминокислоты через процессы транссульфурирования наблюдается под действием каталазы, СОД и П-токоферола [47].
Введение ЛПС приводит к потере массы тела, развитию метаболического ацидоза [24]. В сердце, легком и аорте отмечается усиление процессов ПОЛ, а также уменьшение сократимости перфузируемого изолированного сердца, увеличение продукции NO, которое способствует активации апоптоза [48]. Отмечается первоначальное увеличение содержания GSH и повышение активности GSH-пероксидазы в миокарде после введения ЛПС, а через 16 часов - уменьшение, тогда как уровень NO и пероксинитрита увеличивается через 4 часа и остается повышенным через 24 и 48 часов [54]. Однако через 5 суток после введения данного токсина содержание нитрат/нитритов снижается в плазме крови [44]. ЛПС вызывает повреждение ткани легкого и почек, снижение напряжения кислорода (pO2 ) в микроциркуляторном русле, повышение уровня МДА, активности МПО, экспрессии внутриклеточных молекул адгезии-1 и индуцибель-ная изоформа NO-синтазы (hNOQ [50]. Выявлено, что ЛПС Escherichia coli (E. coli) в дозе 200 мкг/кг приводит к уменьшению pO2, снижению насыщения крови кислородом и pH крови в капиллярной сети слизистой оболочки тощей кишки, что способствует развитию гипокси-ческих изменений в тканях [25].
Известно, что введение ЛПС в просвет толстого кишечника изменяет тоническую активность его афферентных волокон, следствием чего могут быть нарушения нервно-рефлекторных взаимосвязей в системе пищеварения [16]. Данный фактор также оказывает влияние на активность симпатических пре- и постганглионарных нейронов, на модуляцию висцеро-висцеральных рефлексов, на центральные и периферические звенья интеро-цептивных рефлексов желудка и кишечника [4].
ЛПС влияет на механизмы нервной и гормональной регуляции организма. Его внутривенное введение в дозе 0,5 мкг/кг у кроликов через 1,5-2,0 часа приводит к повышению содержания адренокортикотропного гормона, кортизола, тиреотропного гормона, тиреоидных гормонов, антидиуретического гормона, активации кожных симпатических нервов, угнетению активности чревного нерва и сердечных ветвей [5]. Введение данного токсина также увеличивает уровень 6-кето-простагландина F1D, вызывает развитие гипералгезии, реализуемое за счет ингибирования продукции простациклина [42].
ЛПС в зависимости от дозы может вызывать различные эффекты со стороны системы терморегуляции. При стандартных температурных условиях внутривенное введение относительно небольших доз (0,5 мкг/кг) данного фактора кроликам приводит к повышению температуры на 0,8-1,2 °С, развитию двухфазовой лихорадки, усилению процессов энергообмена за счет усиления потребления кислорода, повышению содержания глюкозы и свободных жирных кислот [5]. Повышение температуры окружающей среды приводит к усилению лихорадки за счет уменьшения кровотока в «оболочке» и снижения потоотделения. При низкой внешней температуре животные более чувствительны к действию данного токсина [53], что способствует нарастанию температуры тела за счет усиления процессов химической терморегуляции.
Введение больших доз (20 мг/кг и более) ЛПС кроликам при стандартных условиях вызывает эндотоксический шок, который сопровождается снижением температуры тела [2]. Кроме того, введенные предварительно невысокие дозы данного токсина через 24 часа вызывают уменьшение чувствительности к последующей, более высокой дозе, и снижают развитие окислительного стресса [29].
ЛПС вызывает существенные изменения функционирования различных составляющих механизмов транспорта кислорода кровью. Так, в своих исследованиях N. Matsuda et al. [34] показали, что внутривенное введение данного фактора (100 мкг/кг) кроликам вызывает нарушение гемодинамики и в дальнейшем - появление признаков гипоксии в тканях. Установлено, что инъекция ЛПС E. coli через 60 и 120 минут способствует значительному снижению р02 артериальной крови, уменьшению окси-генации тканей слизистой оболочки тощей кишки и, соответственно, развитию тканевой гипоксии [35]. Введение данного фактора также приводит к повреждению ткани легкого и, как следствие, ухудшению газового обмена (снижение р02, увеличение напряжения углекислого газа (рС02)) и снижению рН в артериальной крови [51]. При его действии в почках отмечается также ухудшение микроциркуляции за счет снижения кровотока, нарушения доставки кислорода, уменьшения среднего значения р0 2 [36]. В условиях гипоксии отмечается увеличение гема-токрита, повышение вязкости крови, увеличение уровня нитрат/нитритов, при этом уменьшается и диаметр арте-риол, ухудшается кровоток и капиллярное кровообращение [26]. ЛПС, введенный крысам в дозе 10 мг/кг, снижает концентрацию гемоглобина, содержание эритроцитов и стимуляцию эритропоэза, индуцированные дарбепоэ-тином [38].
Выявлены единичные сведения о состоянии кисло-родтранспортной функции (КТФ) крови и проокидант-но-антиоксидантного баланса организма при развитии лихорадки, вызванной относительно небольшими дозами ЛПС Salmonella typhi. Так, внутривенное введение данного фактора кроликам-самцам в дозе 0,6 мкг/кг приводило к повышению ректальной температуры, ухудшению кислородсвязывающих свойств крови, сдвигу кривой диссоциации оксигемоглобина (КДО) вправо и уменьшению индекса деформируемости эритроцитов [7]. Внутримышечная инъекция данного токсина крысам вызывала развитие умеренного метаболического ацидоза, ухудшение кислородного обеспечения, а также увеличение оснований Шиффа (ОШ) совместно со снижением факторов АОС (□-токоферол и каталаза) в эритроцитах крови и тканях (сердце, почки, печень) [9]. При окислительном стрессе, индуцированном внутривенным введением более высоких доз (500 мкг/кг) ЛПС кроликам, к концу 120 и 240 мин. параметр р50 повышался, что обусловливало снижение сродства гемоглобина к кислороду (СГК) и сдвиг реальных КДО вправо, а также усиление процессов ПОЛ (повышение уровня диеновых конъ-югатов (ДК) и ОШ) и уменьшение концентрации □-токоферола и активности каталазы [3].
В нашем исследовании [22] получены результаты, демонстрирующие эффект ЛПС на кислородсвязываю-щие свойства крови, процессы ПОЛ и АОС на протяжении первых пяти суток. Установлено, что через 12 часов после его введения наблюдаются наиболее существенные нарушения со стороны показателей кислотно-основного состояния и КТФ крови, обусловливающие ухудшение доставки кислорода к различным органам. Но уже через сутки отмечается тенденция улучшения данных
показателей, а через 5 суток - восстановление до величин контрольной группы. Наблюдается уменьшение СГК и, соответственно, смещение КДО вправо при реальных значениях рН, рСО2 и температуры через 12 часов после инъекции ЛПС (р50реал возрастает с 33,2±0,70 до 39,2±0,93 мм рт. ст., p<0,008), а через 5 суток после введения данного фактора отмечается смещение её положения к контролю. Данные изменения важны для формирования адаптационных реакций организма на это воздействие с учетом того, что гемоглобин, изменяя свое сродство к кислороду, регулирует доставку О2 к тканям в соответствии с их потребностями и его использованием для генерации АФК [11].
Известно, что инъекция ЛПС инициирует развитие окислительных повреждений на клеточном уровне, нарушение функционирования различных органов в результате повышения уровня МДА, концентрации перекиси водорода при снижении содержания GSH, соотношения восстановленного/окисленного GSH [32], а также ведет к уменьшению активности ферментативного компонента АОС (СОД, каталаза) [55]. В наших опытах оценена активность процессов ПОЛ и антиоксидантной защиты в тканях и крови через 12 часов, одни и пять суток после введения ЛПС [22]. Отмечается увеличение уровня ДК, ОШ и снижение концентрации □-токоферола в крови и тканях (аорта, сердце, легкие, печень и почки) через 12 часов после введения ЛПС, что отражает дисбаланс прооксидантно-антиоксидантного равновесия в сторону повышения продукции свободных радикалов. При этом наиболее значительные изменения уровня первичных и конечных продуктов ПОЛ наблюдаются в печени и аорте, соответственно. В частности, уровень ДК увеличивается с 2,1 (2,1-2,7) до 3,4 (3,1-4,4) Ш^/г (p<0,008) в печени. Концентрация □-токоферола наиболее выражен-но снижается также в данном органе с 9,0 (8,3-9,6) до 5,6 (4,0-6,0) мкмоль/г (p<0,008). Через 12 часов после введения ЛПС наблюдается уменьшение активности каталазы в тканях (наиболее значительно в легких), в то время как в эритроцитах - повышение показателя (с 24,8±0,70 до 30,9±0,81 ммоль Н2О2/мин/г гемоглобина, p<0,008), что может рассматриваться как компенсаторная реакция организма на ранних стадиях развития окислительного стресса [18]. В нашем исследовании отмечается также повышение уровня гомоцистеина в плазме крови (с 6,30±0,36 до 10,97±0,89 мкмоль/л, p<0,008) через 12 часов после введения ЛПС. Гипергомоцистеинемия является маркером окислительных повреждений. Следует отметить, что в развитии выявленных окислительных нарушений, обусловленных действием ЛПС, участвуют механизмы транспорта кислорода. В частности, при уменьшении СГК наблюдается усиление оксигенации тканей, приводящее к избытку кислорода и генерации АФК в клетке, так как в результате активации стрессреализующих систем повышается доставка кислорода в ткани, намного превышающая их потребность в нем.
L-аргинин-NO система участвует в формировании кислородсвязывающих свойств крови. Известно, что низкие концентрации NO, продуцируемые эндотелиальной изоформой NO-синтазы в течение нескольких секунд, оказывают цитопротекторное действие, уменьшают продукцию провоспалительных цитокинов, в то время как чрезмерно большое количество NO, генерируемое иЫОС под действием ЛПС в течение длительного периода времени, обладает цитотоксическими эффектами [33]. Уста -новлено, что введение селективного ингибитора иNOС (N6-(1-iminoethyl)-L-lysine hydrochloride) крысам предот-
вращает нарушения гемодинамических показателей и газового состава крови при септическом шоке, вызванном наложением лигатуры на толстый кишечник [37]. В наших исследованиях [21] показано, что инъекция АГ (аминогуанидин) в дозе 300 мг/кг через 12 часов после введения ЛПС вызывает улучшение показателей КТФ крови, снижение р50 на 6,2% (р<0,05) при реальных значениях рН, рСО2 и температуры. Данный селективный ингибитор иЫОС уменьшает окислительные нарушения, индуцированные ЛПС, снижая уровень гомоцистеина на 29,8% (р<0,05) и уменьшая дисбаланс прооксидантно-антиоксидантного состояния: отмечается снижение активности свободнорадикальных процессов в крови и тканях (наиболее выражено уменьшение в печени содержания ДК, а в почках - МДА) одновременно с повышением концентрации □-токоферола в аорте, в сердце, в легких, в почках и в плазме, а также увеличение активности каталазы в исследуемых тканях (наиболее значимо в легких) и её снижение в эритроцитах.
Коррекция окислительных повреждений и нарушений КТФ крови, вызванных введением ЛПС, нами проводилась также с помощью мелатонина в дозе 4 мг/кг/сут на протяжении 3 суток [13]. Данный гормон, продуцируемый в основном эпифизом, сетчаткой глаза, клетками эндокринной системы желудочно-кишечного тракта, обладает широким спектром эффектов: антиоксидант-ных, иммуномодулирующих, антистрессорных и других. В наших исследованиях установлено, что данная субстанция уменьшает нарушения кислотно-основного состояния, возникающие после введения ЛПС, и увеличивает показатели Су02 и р02 на 41,2% (р<0,05) и 9,5% (р<0,05), соответственно, а также повышает СГК (уменьшает р50 еал на 13,1%, р<0,05) при реальных значениях рН, рСО 2 и температуры, что влияет на процессы транспорта кислорода кровью.
Данный гормон может действовать как «скавенджер» свободных радикалов, который способен нейтрализовать активные формы кислорода и азота, проявляя, тем самым, прямые антиоксидантные свойства, а также опосредованно стимулировать активность антиоксидантных ферментов (СОД, в8Н-Рх, глутатионредуктазы) [23]. Ус -тановлена способность мелатонина уменьшать окислительные повреждения путем снижения уровня гомоци-стеина, стабилизации клеточных мембран, уменьшения активности циклооксигеназы-2, ЫБ-кВ и экспрессии иЫОС, а также индукции Вах, активности каспаз-3 и развития апоптоза [39]. По нашим данным, после введения мелатонина и ЛПС наблюдается снижение уровня ДК и концентрации МДА одновременно с увеличением уровня факторов антиоксидантной защиты в тканях (аорте, сердце, легких, печени и почках) и крови. Так, в частности, наблюдается снижение содержания ДК в легких и в почках, а также повышение концентрации □-токоферола в легких и в почках. Применение мелатонина также снижает уровень гомоцистеина в плазме крови на 40,9% (р<0,05) после введения ЛПС. Выявленное в нашем исследовании влияние мелатонина на прооксидантно-ан-тиоксидантное состояние организма (снижение прироста свободнорадикальных процессов и повышение анти-оксидантной защиты) через 12 часов после введения ЛПС отражает антиоксидантное действие данной субстанции.
В следующей серии исследования [13] для коррекции выявленных нарушений использовался эритропоэтин-^ (ЭПО), который, как известно, обладает способностью повышать количество эритроцитов. В последнее время активно исследуются и неэритропоэтические эффекты
данной субстанции. В нашей работе показано, что введение ЭПО перед инъекцией ЛПС улучшает показатели транспорта кислорода кровью, при этом p50 снижается на 7,2% (p<0,05) при реальных значениях рН, рСО и температуры. Отмечается уменьшение признаков метаболического ацидоза и гипоксии. Как видим, данные изменения способствуют улучшению кислородсвязывающих свойств крови, оптимизации оксигенации тканей еще до активации эритропоэза и последующего увеличения кислородной емкости крови. Наряду с улучшением показателей КТФ крови, ЭПО уменьшает концентрацию гомо-цистеина в плазме крови и активность свободнорадикаль-ных процессов (снижает прирост уровня ДК, содержание МДА) в крови и тканях (аорте, сердце, легких, печени и почках). При этом наиболее значительное уменьшение прироста первичных и промежуточных продуктов ПОЛ, возникающее после введения ЭПО, отмечается прежде всего в печени и аорте. Данное соединение способствует также увеличению концентрации П-токоферола в плазме крови и исследуемых тканях (наиболее выражено в печени), тогда как активность каталазы повышается в данных тканях (наиболее значительно в легких) и снижается в эритроцитах. Выявленное уменьшение окислительных повреждений, индуцированных ЛПС, может быть обусловлено ингибированием активности NF-kB, снижением провоспалительных цитокинов (ФНО-П, ИЛ-6) и увеличением продукции ИЛ-10, а также уменьшением апоп-тоза в легких, печени, тонком кишечнике, тимусе и селезенке, ингибированием активности каспаз-3, генерации NO, образования пероксинитрита и гипоксии ткани. Кроме того, повышение СГК, вызванное применением ЭПО, за счет перестройки внутриэритроцитарной системы регуляции кислородсвязывающих свойств крови, может быть дополнительным механизмом формирования про-оксидантно-антиоксидантного равновесия.
В условиях введения ЛПС коррекцию нарушений также проводили с помощью 1-метилникотинамид хлорида (МНА, основного метаболита никотинамида). По некоторым данным, он может влиять на проявления окислительного стресса через изменение содержания ряда витаминов, в частности, Д и амидных форм В , никотина-
3 3
мида [30]. В наших экспериментах [21] МНА улучшает кислородсвязывающие свойства крови и уменьшает проявления прооксидантно-антиоксидантного дисбаланса в условиях введения ЛПС. Отмечается нормализация кислотно-основного состояния крови и увеличение SO 2на 14,5% (p<0,05) и рO2 на 14,0% (p<0,05), а также повышение СГК (показатель p50 еал снижается на 7,9%, p<0,05) и, соответственно, отклонение КДО при реальных значениях рН, рСО2 и температуры влево. МНА, введенный перед инъекцией ЛПС, уменьшает окислительные повреждения, что проявляется снижением уровня гомоцистеи-на на 44,3% (p<0,05), содержания ДК и МДА в тканях (аорте, сердце, легких, печени и почках) и крови, а также повышением уровня антиоксидантных факторов защиты (наиболее значительно в сердце на 57,2% (p<0,05) концентрации П-токоферола и в легких на 104,5% (p<0,05) активности каталазы). Однако эффекты данного фактора не связаны с его прямыми антиоксидантными свойствами [40]. Его влияние реализуется через эндотелий-зависимые механизмы (циклооксигеназу-2 и простагланди-ны), а также путем воздействия на продукцию NO, что может быть важным для кислородсвязывающих свойств крови, активности процессов ПОЛ, факторов антиокси-дантной защиты.
Ь-аргинин-NO система влияет на механизмы транс-
порта кислорода кровью и свободнорадикальные процессы при окислительных нарушениях. Известно, что ЛПС стимулирует экспрессию иЫОС, увеличивая избыточную продукцию N0, а также вызывает нарушение активности эндотелиальной изоформы N0-синтазы в различных органах, что в целом обусловливает дисбаланс Ь-аргинин-Ы0 системы и изменение физиологической роли N0 и N0-производных форм гемоглобина (мет-гемоглобина, нитрозилгемоглобина, 8-нитрозогемогло-бина) [12]. В нашей работе продукцию N0 оценивали по суммарному содержанию нитрат/нитритов. Так, через 12 часов после введения ЛПС данный показатель увеличивается на 7,3 мкмоль/л (р<0,05), через одни сутки - на 15,5 мкмоль/л (р<0,05), а через пять суток его значение снижается и приближается к величине контрольной группы. После введения ЛПС повышается продукция N0, ко -торый при взаимодействии с физиологическими субстратами приводит к увеличению количества 8-нитрозогемог-лобина, нитрозилгемоглобина в крови, а также, взаимодействуя с супероксид-анионом, образует мощный окислитель пероксинитрит. Данные N0-соединения имеют важное значение для формирования реологических свойств крови и в целом КТФ.
Образование различных N0-соединений гемоглобина оказывает регуляторное влияние как на СГК, так и на прооксидантно-антиоксидантное равновесие при действии ЛПС. Применение АГ в нашем исследовании вызывает уменьшение уровня нитрат/нитритов на 71,5% (р<0,05), мелатонина - 50,7% (р<0,05), ЭПО - 37,6% (р<0,05), МНА - 45,4% (р<0,05), что, очевидно, связано с ингибированием иЫ0С и снижением продукции N0.
Одни и те же молекулы участвуют как в повреждении клеток и тканей, так и в их защите от внешней агрессии, а также в процессах внутри- и межклеточной регуляции, в частности, N0, синтезирующийся эндотелиоцитами в наномолярных концентрациях, служит для физиологической регуляции тонуса сосудов, в то время как синтез этой же молекулы в цитотоксических микромолярных концентрациях активированными макрофагами приводит к отмене данной регуляции и к патологическому неконтролируемому расширению сосудов в очаге воспаления [6].
Развитие окислительного стресса обусловлено нарушением сбалансированности антиоксидантной и проокси-дантной систем, однако многие вопросы регуляторной функции АКФ, их взаимодействия с белками, липидами, углеводами и нуклеиновыми кислотами, а также их физиологическая роль остаются спорными [15]. Уменьше -ние дисбаланса Ь-аргинин-Ы0 системы, вызванное введением ЛПС в дозе 500 мкг/кг, через 12 часов, с помощью используемых нами средств (АГ, мелатонина, ЭПО и МНА) оказывает влияние на СГК и оптимизирует процессы оксигенации в сосудах малого круга кровообращения и деоксигенации в капиллярах большого круга.
Способность гемоглобина, изменяя СГК, регулировать количество кислорода, поступающего в ткани, рассматривается как один из факторов, участвующий в поддержании прооксидантно-антиоксидантного равновесия организма [10]. Рост свободнорадикальных процессов и снижение АОС приводит к нарушению межклеточного взаимодействия, обменных процессов, изменению проницаемости клеточных мембран. В данных условиях эффективность использования кислорода тканями снижается, в то время как усиление оксигенации тканей в результате снижения СГК и увеличения локального кровотока приводит к избытку кислорода в тканях, генерации АФК и активации свободнорадикальных процессов в клетке. Существует необходимость приведения в соответ-
ствие доставки кислорода с возможностями полноценной его утилизации тканями, что является важным звеном механизма регуляции прооксидантно-антиоксидантного состояния организма [10].
Приведение в соответствие доставки кислорода в клетки с потребностью в нем наблюдается в наших исследованиях при использовании АГ, мелатонина, ЭПО и МНА. Механизм протекции связан с регулированием свобод-норадикальных процессов путем оптимизации потока кислорода к клеткам. Целенаправленное воздействие на КТФ крови АГ, мелатонина, ЭПО и МНА способствует повышению СГК, уменьшению дисбаланса прооксидан-тно-антиоксидантного состояния организма. Представляется возможным осуществлять коррекцию окислительных нарушений, индуцированных ЛПС, путём использования данных физиологических факторов. Установленные закономерности демонстрируют, что АГ, мелатонин, ЭПО, МНА оказывают регуляторное действие на КТФ крови и прооксидантно-антиоксидантный баланс при действии ЛПС. Целенаправленное использование таких физиологических факторов, как АГ, мелатонин, ЭПО, МНА обусловливает уменьшение повреждающего действия ЛПС в организме через эффект на кислородсвязы-вающие свойства крови и прооксидантно-антиоксидант-ный баланс.
При введении ЛПС от E. coli Serotype O111:B4 в дозе 5 мг/кг (интраперитонеально, трехкратно с интервалом 24 часов) отмечаются значительные изменения кисло-родсвязующих свойств крови (величина как стандартного, так и реального p50 уменьшилась, что обуславливает сдвиг КДО влево) [неопубликованные данные].
Различные аспекты действия ЛПС на кислородсвязы-вающие свойства крови, сродство гемоглобина к кислороду, прооксидантно-антиоксидантный баланс и оценка вклада физиологически активных веществ, вырабатываемых в организме, на механизмы регуляции кислородт-ранспортной функции крови, свободнорадикальных процессов и антиоксидантной системы имеют сложный характер изменений, что необходимо учитывать для разработки новых способов регуляции кислородзависимых процессов организма в этих условиях.
Литература
1 . Викторов, А.В. Связывание липополисахарида и комплексов липополисахарида с сывороточными липопротеинами низкой плотности с макрофагами печени / А.В. Викторов, В. А. Юркив // Биомедицинская химия. - 2006. - Т. 52, № 1. - С. 36-43.
2. Висмонт, Ф.И. Эндотоксинемия в физиологии и патологии терморегуляции / Ф.И. Висмонт // Проблемы термофизиологии в биологии и медицине: к 100-летнему юбилею присуждения Нобелевской премии академику И.П. Павлову. - Минск: ПЧУП «Бизнесофсет», 2004. - С. 61-63.
3 . Глебов, А.Н. Кислородтранспортная функция крови и прооксидантно-антиоксидантного состояния организма при окислительном стрессе / А.Н. Глебов, В. В. Зинчук // Весщ НАН Беларуси Серыя медыка-б1ялапчных навук. - 2002. - № 2. - С. 71-74.
4. Гурин, В.Н. Механизмы лихорадки / В.Н. Гурин. - Мн.: Навука i тэхшка, 1993. - 165 с.
5 . Гурин , В.Н. Терморегуляци я и биолог ически активн ые вещества крови / В.Н. Гурин, А.В. Гурин. - Мн.: Бизнесофтсет, 2004. - 216 с.
6 . З ен ков, Н . К. О ки слительный стресс. Биохи м ич ески е и патофизиолог ические а спекты / Н.К. Зенков, В.З. Ланки н, Е.Б. Меньщикова. - М.: Наука/Интерпериодика, 2001. - 343 с.
7 . Зинчук, В.В. Влияние ингибирования NO-синтазы на кис-лородтранспортную функцию крови при лихорадке у кроликов / В.В. Зинчук, М.В. Борисюк // Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. - 1997. - Т. 83, № 4. - С. 111-116.
8 . Зинчук, В.В. Влияние эритропоэтина на кислородтранс-портную функцию крови и прооксидантно-антиоксидантное состояние у кроликов при введении липополисахарида / В.В. Зинчук, Е.В. Шульг а, И .Э . Гуляй // Росси йски й фи зиологи ческий журнал им. И.М. Сеченова. - 2010. - Т. 96, № 1. - С. 43-49.
9 . Зинчук, В.В. Прооксидантно-антиоксидантное состояние организма при введении липополисахарида в условиях коррекции срод ства г емоглобина к кислороду и L-аргин ин- NO -системы / В.В. Зинчук // Бюллетень экспер. биологии и медицины. - 2001. -Т. 131, № 1. - С. 39-42.
1 0 . Зинчук, В.В. Роль кислородсвязующих св ойств крови в поддержании прооксидантно-антиоксидантного равновесия организма / В.В. Зи нчук, М.В. Борисюк // Успехи физиологических наук. - 1999. - Т. 30, № 3. - С. 38-48.
1 1 . Зинчук, В.В. Роль кислородсвязующих св ойств крови в формировании прооксидантно-антиоксидантного состояния организма при г ипертерми ч еских состояниях разли чного генеза. Монография / В.В. Зинчук. - Гродно: ГГМУ, 2005.- 168 с.
1 2 . Зинчук, В.В. Участие оксида азота в формировании кис-лородсвязывающих свойств гемоглобина / В.В. Зинчук // Успехи физиологических наук. - 2003. - Т. 34, № 2. - С. 33-45.
13. Зинчук, В.В. Эффект мелатонина на кислородсвязующие свойства крови и прооксидантно-антиоксидантное состояние после введения липополисахарида / В.В. Зинчук, Е.В. Шульга // Экспер. и клинич. фармакология. - 2010. - Т. 73, № 4. - С. 18-22.
1 4 . Карн озин и антиоксиданты природ ного происхожд ения как средства профилактики острого посленагрузочного окислительного стресса / Е.А. Рожкова [и др.] // Экспер. и клинич. фармакология. - 2007. - Т. 70, № 5. - С. 44-46.
1 5 . Митоген акти виров анные протеин кина зы JNK и р38-ре-докс-зависимые молекулярные мишени нарушения апоптоза при окислительном стрессе / Н.В. Рязанцева [и др.] // Успехи физиологических наук. - 2009. - Т. 40, № 2. - С. 3-11.
16. Морозова, И.Л. Реакция афферентных волокон ободочной кишки на введение в ее просвет липополисахарида Escherichia coli н а фоне эксп ерим ентальн ого коли та / И.Л. Морозова , В.В. Солтанов // Новости медико-биологических наук. - 2005. - № 2.
- С. 12-16.
1 7 . Окислительный стресс. Прооксиданты и антиоксиданты / Е.Б. Меньщикова [и др.]. - М.: Слово, 2006. - 553 с.
1 8 . Роль свободных радикалов азота и кислорода в патогенезе ЛПС-и ндуцирован ной эндотоксемии / Т.В. Саникидзе [и др.] // Бюллетень экспер. биологии и медицины. - 2006. - Т. 141, № 2.
- С. 172-176.
1 9 . Рябиченко, Е.В. Цитокинстимулирующая активность ли-пополисахарида грамотрицательных бактерий и его роль в противоопухолевом иммунитете / Е.В. Рябиченко, В.М. Бондаренко, Л.Г. Веткова // Журнал микробиологии. - 2005. - № 6. - C. 76-81.
20. Шульга, Е.В. Кислородтранспортная функция крови и прооксидантно-антиоксидантное состояние организма в условиях коррекц ии L-арг ини н-NO системы / Е.В. Шульга // Журн ал ГрГМУ - 2009. - № 2. - С. 49-51.
2 1 . Шульга, Е.В. Кислородтранспортная функция крови и сво-боднорадикальные процессы у кроликов после введения липопо-лиса харида / Е.В. Шульга, В.В. Зин чук // Весщ Н АН Беларуси Сер. мед. навук. - 2009. - № 4. - С. 38-43.
2 2 . Шульга, Е.В. Эффект 1-метилникотинамида на кислородт-ранспортную функцию крови и свободнорадикальные процессы при введ ении липополисахарида / Е.В. Шульга, В.В. З инчук // Новости медико-биологических наук. - 2009. - № 3. - С. 17-22.
23. Actions of melatonin in the reduction of oxidative stress / R.J. Reiter [et al.] // J. Biomed. Sci. - 2000. - Vol. 7, № 6. - P. 444458.
2 4 . Activa tion of peroxisome prolifera tor-a ctivated receptora lpha by fenofibra te prevents myoca rdial dysfu nction du ring endotoxemia in rats / E. Jozefowicz [et al.] // Crit. Care Med. - 2007.
- Vol. 35, № 3. - P. 856-863.
2 5 . Arginine vasopressin does not a lter mucosa l tissue oxygen tension and oxygen supply in an acute endotoxemic pig model / H.
Knotzer [et al.] // Intensive Care Med. - 2006. - Vol. 32, № 1. - P. 170-174.
2 6 . Bertu glia, S. Intermittent hypoxia modu la tes nitric oxide-dependent va sodilation a nd ca pillary perfusion during ischemia-reperfusion-induced damage / S. Bertuglia // Am. J . Physiol. Heart. Circ. Physiol. - 2008. - Vol. 294, № 4. - P. 1914-1922.
27. Dauphinee, S.M. Lipopolysaccnaride signaling in endothelial cells / S.M. Dauphinee, A. Karsan // Laboratory Investigation. - 2006.
- Vol. 86 - P. 9-22.
2 8 . Effects of homocysteine on mu rine splenic B lymphocyte proliferation and its signal tra nsduction mechanism / Q . Zhang [et al.] // Cardiovasc. Res. - 2001. - Vol. 52, № 2. - P. 328-336.
29. Effects of low-dose lipopolysaccharide (LPS) pretreatment on LPS-induced intra-uterine fetal death and preterm labor / D.X. Xu [et al.] // Toxicology. - 2007. - Vol. 234, № 3. - P. 167-175.
30. Erythropoietin, forkhead proteins, and oxidative injury: biomarkers and biology / K. Maiese [et al.] // Scientific World Journal.
- 2009. - Vol. 2, № 9. - P. 1072-1104.
31. Gallo, K.A. Mixed-lineage kinase control of JNK and p38 MAPK pathways / K.A. Gallo, G.L. Johnson // Nature Reviews Molecular cell Biology. - 2002. - Vol. 3, № 9. - P. 663-672.
3 2 . G ora ca, A.H . Effect of a lpha-lipoic a cid on LPS-induced oxida tive stress in the hea rt / A.H . G oraca , A. Piechota, H . H uk -Kolega // J. Physiol. Pharmacol. - 2009. - Vol. 60, № 1. - P. 61-68.
33. Guzik, T.J. Nitric oxide and superoxide in inflammation and immune regulation / T.J. Guzik, R. Korbut, T. Adamek-Guzik // J. Physiol. Pharmacol. - 2003. - Vol. 54, № 4. - P. 469-487.
3 4. Hemodynamic significance of histamine synthesis and histamine H1- and H2-receptor gene expression during endotoxemia / N. Matsuda [et al.] // Naunyn. Schmiedebergs. Arch. Pharmacol. -2002. - Vol. 366, № 6. - P. 513-521.
3 5 . Influence of C1-esterase inhibitor on tissue oxygenation of jejunal mucosa during endotoxemia / W. Schmidt [et al.] // Int. J. Surg. Investig. - 1999. - Vol. 1, № 4. - P. 277-283.
3 6 . J oha nnes, T. N onresu scitated endotoxemia induces microcircula tory hypoxic a reas in the rena l cortex in the rat / T. Johannes, E.G. Mik, C. Ince // Shock. - 2009. - Vol. 31, № 1. - P. 97103.
3 7 . Kadoi, Y. Selective inducible nitric oxide inhibition can restore hemodynamics, bu t does not improve neu rologica l dysfu nction in experimenta lly-indu ced septic shock in rats / Y. Ka doi, F. Goto // Anesth. Analg. - 2004. - Vol. 99, № 1. - P. 212-220.
38. Lipopolysaccharide evokes resistance to erythropoiesis induced by the long-acting erythropoietin analogue darbepoetin alfa in rats / P. Brendt [et al.] // Anesth. Analg. - 2009. - Vol. 109, № 3.
- P. 705-711.
3 9 . Mela tonin protects against hydrogen peroxide-induced cell death signaling in SH-SY5Y cu ltured cells: involvement of nuclear factor kappa B, Bax and Bcl-2 / B. Chetsawang [et al.] // J. Pineal. Res. - 2006. - Vol. 41, № 2. - P. 116-123.
4 0 . 1-Methylnicotinamide: a potent a nti-inflammatory agent of vitamin origin / J. Gebicki [et al.] // Pol. J. Pharmacol. - 2003. - Vol. 55, № 1. - P. 109-112.
4 1 . Mishra, D.P. Endotoxin induces luteal cell apoptosis through the mitochondrial pathway / D.P. Mishra, A. Dhali // Prostaglandins Other Lipid Mediat. - 2007. - Vol. 83, № 1-2. - P. 75-88.
42. Nitric oxide reverses endotoxin-induced inflammatory hyperalgesia via inhibition of prostacyclin production in mice / B. Tunctan [et al.] // Pharmacol. Res. - 2006. - Vol. 53, № 2. - P. 177192.
4 3 . N itrosyl heme produ ction compa red in endotoxemic a nd hemorrhagic shock / N.A. Davies [et al.] // Free. Radic. Biol. Med. -2005. - Vol. 38, № 1. - P. 41-49.
4 4 . O xidative stress in mouse pla sma a nd lu ngs induced by cigarette smoke and lipopolysaccharide / S.S. Valenca [et al.] // Environ. Res. - 2008. - Vol. 108, № 2. - P. 199-204.
4 5 . Plasma cysteine and glutathione are independent markers of postmethionine loa d endothelia l dysfu nction / O . Pa rodi [et a l.] // Clin. Biochem. - 2007. - Vol. 40, № 3-4. - P. 188-193.
4 6 . Reactive oxygen and nitrogen species differentially regulate Toll-like receptor 4-mediated a ctivation of NF-B and interleu kin-8 expression / K.A. Ryan [et al.] // Infection. Immunity. - 2004. - Vol. 72, № 4. - P. 2123-2130.
4 7 . Redox regu lation of homocysteine-dependent glu ta thione synthesis / V. Vitvitsky [et al.] // Redox Rep. - 2003. - Vol. 8, № 1. -P. 57-63.
4 8 . Role of nitric oxide in the brain during lipopolysaccha ride-evoked systemic inflammation / G.A. Czapski [et al.] // J. Neurosci Res. - 2007. - Vol. 85, № 8. - P. 1694-1703.
4 9 . Roth, J. Fever induction pathways: evidence from responses to systemic or local cytokine formation / J. Roth, G.E.P. de Souza // Braz. J. Med. Biol. Res. - 2001. - Vol. 34, № 3. - P. 301-314.
5 0 . S-nitroso hu man serum albumin given a fter LPS challenge redu ces acute lung inju ry a nd prolongs surviva l in a ra t model of endotoxemia / A. Jakubowski [et al.] // Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharmacol. - 2009. - Vol. 379, № 3. - P. 281-290.
5 1 . Species-specific modulation of the nitric oxide pathway after acute experimentally induced endotoxemia / T. Bachetti [et al.] // Crit. Care Med. - 2003. - Vol. 31, № 5. - P. 1509-1514.
5 2. The protective effects of N-acetyl-L-cysteine and epigallocatechin-3-gallate on electric field-induced hepatic oxidative stress. / G. Guler [et al.] // Int. J. Radiat. Biol. - 2008. - Vol. 84, № 8.
- P. 669-680.
5 3 . T hermoregu latory responses to lipopolysa ccha ride in the mouse: dependence on the dose and ambient temperature / A.Y. Rudaya [et al.] // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. - 2005. - Vol. 289, № 5. - P. 1244-1252.
5 4 . Time course of nitric oxide, peroxynitrite, and antioxidants in the endotoxemic heart / M. Iqbal [et al.] // Crit. Care Med. - 2002.
- Vol. 30, № 6. - P. 1291-1296.
5 5 . Victor, V.M. N -a cetylcysteine protects mice from lethal endotoxemia by regulating the redox state of immu ne cells / V.M. Victor, M. Rocha, M. De la Fuente // Free Radic. Res. - 2003. - Vol. 37, № 9. - P. 919-929.
5 6 . Weiss, N. Mechanisms of increased vascular oxidant stress in hyperhomocys-teinemia and its impact on endothelial function / N. Weiss // Curr. Drug. Metab. - 2005. - Vol. 6, № 1. - P. 27-36.
Поступила 12.04.2011
