CC BY
31
УДК 57.08;574.5; 572.1;579.26
ИССЛЕДОВАНИЕ МИКРОБНОГО РАЗНООБРАЗИЯ ПОЧВ В РАЙОНЕ РАЗМЕЩЕНИЯ ХРАНИЛИЩА РАДИОАКТИВНЫХ ОТХОДОВ ГОРОДА ОБНИНСКА
DOI: 10.24411/1816-1863-2018-13025
о
Н. Н. Павлова, к. б. н, л
доцент Обнинского института г
атомной энергетики — филиала я
Национального исследовательского
ядерного университета «МИФИ»,
nadpavl@yandex.ru,
Т. В. Мельникова, к. х. н.,
доцент Обнинского института
атомной энергетики — филиала
Национального исследовательского
ядерного университета «МИФИ»,
tritel2010@gmail.com,
М. М. Рассказова, к. б. н,
доцент Обнинского института
атомной энергетики — филиала
Национального исследовательского
ядерного университета «МИФИ»,
rassmarina@mail.ru
В представленном исследовании проведена оценка структуры сообщества почвенных микроорганизмов в районе размещения хранилища радиоактивных отходов г. Обнинска. Объектами исследования служили 16 почвенных образцов, отобранных на территории хранилища радиоактивных отходов и за его пределами. В качестве контроля использовались два почвенных образца (№ К и № К1) из сходных экотопов в лесопарковой зоне г. Обнинска. Во всех почвенных пробах выделяли ДНК и проводили полимеразную цепную реакцию с анализом ее продуктов на основе градиентного гель-электрофореза с последующим проведением сравнительного анализа полученных нуклеотидных последовательностей с последовательностями, депонированными в базе данных GeneBank. В результате исследования были идентифицированы доминирующие организмы, обнаруженные во всех почвенных образцах, включая контрольные, которые отличаются способностью переносить различные стрессовые ситуации — присутствие гербицидов, тяжелых металлов, радионуклидов и нефтепродуктов. Остальная микрофлора также характеризуется повышенной стрессоустойчивостью.
In the present study there has been assessed the structure of soil microorganisms community in the area of storage facility for radioactive waste in Obninsk. The objects of research are sixteen soil samples selected from the territory of storage facility for radioactive waste and beyond. Two soil samples (№ K and № K1) from similar ecosystems of woodland park zone in Obninsk were used as a control. We did the isolation of DNA from all soil samples and conducted PCR with subsequent analysis of its products based on gradient electrophoresis gel (then with conducting a comparative analysis between acquired DNA nu-cleotide sequence and nucleotide sequences from GeneBank base). As a result, there were identified dominant organisms, discovered in all soil samples (including control ones) which could carry on with different stressful situations such as the presence of herbicides, heavy metals, radionuclides and oil products. The rest microflora also offers high resistance to stress.
Ключевые слова: биомониторинг почв, почвенные микроорганизмы, хранилище радиоактивных отходов, радионуклиды.
Key words: biomonitoring of soils, soil microorganisms, radioactive waste storage, radionuclides.
Гомеостаз в почве поддерживается с помощью механизмов основанных, в первую очередь, на микробном пуле. Микроорганизмы (грибы, водоросли, простейшие, бактерии, актиномицеты) являются важнейшим компонентом почвы и вносят значительный вклад в формирование структуры наземных экосистем [1]. Однако сведения о биологии почвенных микроорганизмов, о видовом разнообразии,
об их относительном обилии в различных типах почв весьма ограничены [2]. Мало изученными остаются вопросы, касающиеся количественного и качественного состава, структуры различных микробных сообществ в зависимости от физических и химических свойств почвы, при действии различных экологических факторов [3].
Следует отметить, что в последние годы были разработаны молекулярно-гене-
IK
О (Г)
тические методы, позволяющие идентифицировать и определить разнообразие микроорганизмов в различных средах, включая и организмы, которые не поддаются изучению при помощи традиционных микробиологических методов [4, 5]. К таким методам относится молекулярный метод денатурирующего градиентного гель-электрофореза (ДГГЭ) продуктов полимеразной цепной реакции (ПЦР), который позволяет сравнивать состав различных микробных сообществ в целом [5—7].
Относительно новым способом разделения ПЦР-амплификатов являются методы электрофореза в полиакриламид-ном геле, содержащем денатурирующий градиент. В таком геле ПЦР-амплифика-ты мигрируют в соответствии с их первичной структурой и нуклеотидным составом. Денатурирующий градиент достигается либо созданием разницы температур, либо добавлением денатурирующих агентов (обычно мочевины и формамида).
Для повышения разрешающей способности метода обычно используют ПЦР-амплификаты не полноразмерного гена 168 рРНК, а тех его фрагментов, где сосредоточены наиболее вариабельные участки последовательности. В противоположность сложной технологии молекулярного клонирования этот способ дает быструю оценку разнообразия бактериального сообщества, основанную на получении электрофоретического профиля, где каждая полоса соответствует одному из членов сообщества. Таким образом, данный способ можно считать идеальным для проведения мониторинга динамики изменений состава природного сообщества.
В настоящее время, в связи с интенсивным развитием атомной энергетики особенно актуальными становятся исследования, связанные с оценкой влияния образующихся в результате функционирования предприятий ядерно-топливного цикла радиоактивных отходов на объекты окружающей среды (ОС). Последнее время изучение влияния пунктов размещения радиоактивных отходов на ОС сводится к оценке внешнего облучения человека, не уделяя должного внимания исследованиям объектов окружающей среды, подвергающихся радиоактивному загрязнению в результате хозяйственной деятельности человека.
В связи с этим целью представленной работы является изучение структуры сообщества почвенных микроорганизмов в районе расположения хранилища радиоактивных отходов г. Обнинска. Для д ости-жения указанной цели были поставлены следующие задачи:
1) выделение ДНК из исследуемых почвенных образцов и проведение поли-меразной цепной реакции с последующим анализом ее продуктов на основе градиентного гель-электрофореза;
2) проведение сравнительного анализа полученных нуклеотидных последовательностей с последовательностями, депонированными в базе данных GeneBank.
Объектами исследования служили 16 почвенных образцов, отобранных в районе расположения хранилища радиоактивных отходов г. Обнинска. В качестве контроля использовались два почвенных образца (№ К и № К1) из сходных экотопов в лесопарковой зоне г. Обнинска. Схема точек пробоотбора представлена на рисунке 1.
Выделение ДНК из почвенных образцов проводили с помощью коммерческого набора реактивов UltraSoil DNA Kit (MO BIO, США) в полном соответствии с рекомендациями фирмы-производителя.
Выделенную ДНК использовали в качестве матрицы для постановки полиме-разной цепной реакции на фрагмент гена, кодирующего 16S рРНК. Для амплификации фрагментов гена 16S рРНК применили праймеры 341F и 907R, разработанные в 1993 и 1998 гг., соответственно [5]. Прай-мер 341F содержал GC-кламп для разделения фрагментов гена 16S рРНК с помощью метода ДГГЭ. Реакционная смесь для проведения ПЦР объемом 25 мкл на 1 образец включала в себя буфер для ПЦР производства компании Хеликон (Россия), 200 мкм каждого дезоксирибонуклеотид трифосфата, 25 пмоль каждого из прайме-ров, 1 единицу Taq ДНК-полимеразы (Хе-ликон, Россия), 6 мкг бычьего сывороточного альбумина.
Полимеразная цепная реакция проводилась при следующем температурно-временном профиле: первичная денатурация — 5 мин при 94 °С; затем 20 циклов — 1 мин при 94 °С, 1 мин при 65 °С с последующим уменьшением температуры отжига на 0,5 °С и 3 мин при 72 °С. Конечная элонгация заняла 7 мин при 72 °С.
- горизонтали (линии равной высоты над уровнем моря)
I__) емкость для хранения ТРО
11 точки отбора проб
*
контрольные скважины Г ) емкость для хранения жидких РАО
Рис. 1. Схема точек пробоотбора
Результаты ПЦР визуализировали на 1,2 % агарозном геле, окрашенном этидиумом бромидом. Полимеразную цепную реакцию проводили на термоциклере MyCycler (BioRad, США).
Денатурирующий градиентный гель-электрофорез (ДГГЭ) проводили с помощью системы D-Code Universal Mutation Detection System (BioRad, США). Ампли-коны разделяли в 6,5 % полиакриламид-ном геле (отношение содержания акри-ламида к бисакриламиду 37,5:1) в денатурирующем градиенте 40—65 % (100 % де-натурант содержал 7М мочевину и 40 % формамида). Электрофорез проводили в однократном TAE-буфере (40 mM Tris-ацетат, 1 mM EDTA, pH 7.4) при постоянной температуре 60 °С и напряжении 100 V в течение 17 час. Полученные гели окрашивали раствором этидиум бромида (0,5 мкг/мл) в течение 30 мин, затем гель отмывали от остатков красителя в течение
30 мин и документировали с помощью системы гель-документации Gel Doc System (BioRad, США). ДНК из основных видимых полос была элюирована стерильной деионизованной водой и использована для определения нуклеотидных последовательностей с помощью набора реактивов Big Dye Terminator v.3 и автоматического секвенатора ABI Prism 3100 (Applied Biosystems Inc., США) с использованием праймера 341F без GC клампа [8—10].
Анализ полученных нуклеотидных последовательностей фрагментов генов 16S рРНК проводили с помощью программного пакета BLAST [http:// www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST].
Результаты и обсуждение. Проведено исследование микробного разнообразия почв в районе размещения хранилища радиоактивных отходов. Исследования проводились на 16 образцах почв, отобран-
о>
О
О -1
X
I_
О ^
О
Рис. 2. Результаты анализа продуктов полимеразной цепной реакции на основе денатурирующего градиентного гель-электрофореза
ных на территории хранилища и за его пределами (1—16) и на 2 контрольных образцах (К, К1). Результаты БЬАБТ-ана-лиза нуклеотидных последовательностей фрагментов гена, кодирующего 168 гКЫА, представлены в таблице 1.
Для оценки микробного разнообразия исследованных почв применялся анализ фрагмента гена, кодирующего 168 гКЫА. Рибосомальный ген широко используется в филогении прокариот как достаточно консервативный участок ДНК.
Во всех почвенных образцах, как контрольных, так и отобранных в районе расположения хранилища радиоактивных отходов г. Обнинска, ДГГЭ-анализ показал наличие трех доминирующих организмов. Первый (рис. 2, полоса 1) оказался наиболее близок к некультивируемому организму, обнаруженному в почве орошаемых полей в Индии (85 % сходства).
Из культивируемых микроорганизмов самым близким родственником к нему оказался Geoalkalibacter subterraneus — анаэробный организм, выделенный из нефтяного резервуара и способный восстанавливать различные м еталлы для получения энергии для роста (80 % сходства). Второй доминант (рис. 2, полоса 2) оказался ближайшим родственником некуль-тивируемой бактерии, детектированной в почве Вьетнама, загрязненной гербицидами и диоксином — 94 % сходства, и мета-нотрофа II группы (Alphaproteobacteria) из покровной почвы свалок (92 %).
Последний доминант (рис. 2, полоса 3), присутствующий во всех исследованных почвенных образцах, был наиболее бли-
зок к организму из осадков системы био-ремедиации 236U в грунтовых водах (86 %) и к некультивируемому клону Massilia sp, обнаруженному в очистных сооружениях.
Помимо доминант в почвенном образце № 1 были обнаружены организмы, наиболее близкие к некультивируемым организмам из почвы, загрязненной цинком и кадмием (рис. 2, полоса 4 и 7); к некультивируемому представителю рода Parviba-culum из биореактора (рис. 2, полоса 5); к некультивируемому представителю рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); и к некультивируе-мой бактерии из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 9).
В почвенном образце № 2 присутствовали организмы, наиболее близкие к не-культивируемому организму из почвы, загрязненной ц инком и кадмием (рис. 2, полоса 4); к некультивируемому представителю рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); к некуль-тивируемой бактерии из почвы под водя-никой красной Empetrum rubrum (рис. 2, полоса 8); и к некультивируемой бактерии из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 9).
В почвенном образце № 3 были обнаружены организмы, ближайшими родствен -никами которых оказались некультивиру-емый представитель рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); некультивируемая бактерия из почвы под водяникой красной Empetrum rubrum (рис. 2, полоса 8); и некультивиру-емая бактерия из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 9).
В почвенном образце № 4 были детектированы те же организмы, что и в образце № 3, также присутствовал организм (рис. 2, полоса 12), ближайшим родственником которого является Novosphingobium aromaticivorans, облигатный анаэроб, выделенный из почвы мангровых лесов и способный разлагать широкий спектр ароматических соединений.
В почвенном образце № 5 состав микробного сообщества был идентичен таковому в почвенном образце № 3.
Обитатели почвы образца № 6 были наиболее близки к некультивируемому представителю рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); к некультивируемой бактерии из почвы
под водяникой красной Empetrum rubrum (рис. 2, полоса 8).
Населяющие почвенный образец № 7 микроорганизмы оказались наиболее близкими к некультивируемому организму из почвы загрязненной цинком и кадмием (рис. 2, полоса 4); к некультивируемому представителю рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); к некультивируемой бактерии из почвы под водяникой красной Empetrum rubrum (рис. 2, полоса 8); к некультивиру-емой бактерии из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 9); к Novosphingo-bium aromaticivorans (рис. 2, полоса 12); к некультивируемому представителю рода Nitrospira (рис. 2, полоса 20) из растения
О»
О
О -1
Таблица 1
Результаты сравнительного анализа полученных нуклеотидных последовательностей с последовательностями, депонированными в базе данных ОепеБапк
Номер полосы на геле Ближайший родственник на основании сиквенса фрагмента гена, кодирующего 16S рРНК Сходство (%)
1 2 3
1 Uncultured bacterium isolate DGGE gel band 61 (JF910069) Geoalkalibacter subterraneus strain Redl (EU182247) 85 80
2 Uncultured bacterium isolate DGGE gel band DN11-4.6 (HQ335367) Uncultured type II methanotroph (HM755803) 94 92
3 Uncultured bacterium clone FW026-056 (EF692683) Uncultured Massilia sp. (AF408326) 86 84
4 Uncultured bacterium isolate DGGE gel band A28 (GQ463185) 83
5 Uncultured Parvibaculum sp. (DQ912804) 88
6 Uncultured Rhodococcus sp. (GQ289431) 93
7 Uncultured bacterium isolate DGGE gel band A28 (GQ463185) 94
8 Uncultured bacterium clone GB7N87001CERRD (HM687825) 88
9 Uncultured bacterium isolate DGGE gel band L6B10 (GQ289452) 96
12 Novosphingobium aromaticivorans strain SPNY (GQ214024) mangrove soil 92
13 Pseudomonas fluorescens strain b262 (EU434488) 91
14 Uncultured type II methanotroph isolate DGGE gel band LFwlll c20 (HM755791) 92
15 Uncultured Cupriavidus sp. isolate DGGE gel band 25-7 (GQ351493) 88
16 Uncultured bacterium isolate DGGE gel band A28 (GQ463185) 95
18 Uncultured Ferribacter sp. clone 213 (GU556428) 92
19 Uncultured bacterium isolate DGGE gel band L3B7 (GQ289405) 84
20 Uncultured Nitrospira sp. clone G3-81 (JF703383) 93
21 Uncultured bacterium clone Q_LQ1_H07 (FJ166782) 87
23 Uncultured bacterium isolate DGGE gel band DN11-4.6 (HQ335367) 92
25 Uncultured bacterium isolate DGGE gel band BC3 (JF508458) 93
26 Uncultured bacterium isolate DGGE gel band 10 (HM164426) 94
27 Uncultured Vogesella sp. clone 326 (EU097293) 93
28 Uncultured bacterium clone GB7N87001CGZEI (HM692481) 96
29 Uncultured soil bacterium clone G00VNXF07H74ZJ (JF399997) 90
29
№3, 2018
О
(D
Dysphania ambrosioides, произраставшего на свалке отходов из шахты, где добывали свинец и цинк. Данное растение активно накапливает тяжелые металлы.
В почвенном образце № 8 присутствовали микроорганизмы, наиболее близкие к Pseudomonas fluorescens (рис. 2, полоса 13), облигатному аэробу, выделенному из сточных вод; к представителю Methylocystaceae (рис. 2, полоса 14) из покровной почвы свалки; и к некультивируемой бактерии рода Cupriavidus (рис. 2, полоса 15), некоторые представители которого хорошо переносят присутствие тяжелых металлов.
В почвенном образце № 9 обнаружены микроорганизмы, близкие к некультиви-руемому представителю рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); к некультивируемой бактерии из почвы под водяникой красной Empe-trum rubrum (рис. 2, полоса 8). Доминирующие микробные компоненты совпадают с таковыми в почвенном образце № 6.
Почва образца № 10 населена микроорганизмами, родственными некультивиру-емым организмам из почвы, загрязненной цинком и кадмием (рис. 2, полосы 4 и 16); некультивируемому представителю рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); некультивируемой бактерии из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 9); некультивируемой бактерии рода Cupriavidus (рис. 2, полоса 15); некультивируемой бактерии рода Ferri-bacter (рис. 2, полоса 18) из почвы, загрязненной противоледными реагентами; и некультивируемому представителю рода Nitrospira (рис. 2, полоса 20).
В почвенном образце № 11 присутствовали организмы, наиболее близкие к некультивируемым организмам из почвы, загрязненной цинком и кадмием (рис. 2, полосы 4,7 и 16); к некультивируемому представителю рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); и к некультивируемой бактерии из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 9).
В почвенном образце № 12 детектированы микроорганизмы, родственные не-культивируемому организму из почвы, загрязненной ц инком и кадмием (рис. 2, полоса 4); некультивируемому представителю рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); некульти-вируемой бактерии из почвы под водяни-
кой красной Empetrum rubrum (рис. 2, полоса 8).
Почва образца № 13 характеризуется присутствием бактерий, близких к не-культивируемому организму из почвы, загрязненной ц инком и кадмием (рис. 2, полоса 4); к некультивируемому представителю рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); к Novosphin-gobium aromaticivorans (рис. 2, полоса 12); и к представителю Methylocystaceae (рис. 2, полоса 14) из покровной почвы свалки.
Микробное население почвы образца № 14 представлено микроорганизмами, близкими к некультивируемому представителю рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); к некультивируемой бактерии из почвы под водяникой красной Empetrum rubrum (рис. 2, полоса 8); к Novosphingobium aromaticivorans (рис. 2, полоса 12); к Pseudomonas fluorescens (рис. 2, полоса 13), строгому анаэробу, выделенному из сточных вод; к представителю Methylocystaceae (рис. 2 полоса 14) из покровной почвы свалки; и к некультивируемой бактерии, детектированной в почве Вьетнама, загрязненной гербицидами и диоксином (рис. 2, полоса 23).
Микробное население почвы образца № 15 полностью совпадало с населением почвы образца № 14.
В почвенном образце № 16 обнаружены родственники некультивируемого представителя рода Rhodococcus из системы очистки сточных вод (рис. 2, полоса 6); некультивируемой бактерии из почвы под водяникой красной Empetrum rubrum (рис. 2, полоса 8); и Pseudomonas fluorescens (рис. 2, полоса 13).
Почвы контрольных образцов № К и № К1 содержали организмы, ближайшими родственниками которых были не-культивируемая бактерия из загрязненной бензолом почвы (рис. 2, полоса 25); не-культивируемый организм из ризосферы сои, выращенной в кислой почве (рис. 2, полоса 26); некультивируемый представитель рода Vogesella (рис. 2, полоса 27), обнаруженный в почве под посевами редиса; некультивируемая бактерии из почвы под водяникой красной Empetrum rubrum (рис. 2 полоса 28). Организм, наиболее близкий к некультивируемой бактерии из незагрязненной почвы высокоширотной
Арктики, обработанной моноаммоний-фосфатом (рис. 2, полоса 29), присутствовал только в почвенном образце № К.
Результаты БЬЛБТ-анализа нуклео-тидных последовательностей фрагментов гена, кодирующего 16Б рРНК и уровень сходства для всех организмов в процентах представлены в таблице 1.
Таким образом, доминирующие организмы, обнаруженные во всех почвенных образцах, включая контрольные, отличаются способностью переносить различные стрессовые ситуации — присутствие гербицидов, тяжелых металлов, урана и нефтепродуктов. Остальная микрофлора также характеризуется повышенной стрес-соустойчивостью. Референтные микроорганизмы, позволяющие отличить контрольную почву от загрязненной, выявлены не были.
Заключение. Интерес к изучению микробных сообществ почв в значительной степени обусловлен их ролью в биогеохимических циклах элементов, сохранении питательных ресурсов в пределах экосистемы и формировании плодородия почв. Для того чтобы понять функционирование почвы как системы, необходимо знание как количественной характеристики микробного сообщества, так и качественной, отражающей видовой состав почвен-
ной микробиоты. Традиционные культу-ральные методы не позволяют в полной мере проводить оценку реального биоразнообразия почвенных микробных сообществ в силу присутствия в них значительного количества микроорганизмов, неспособных расти на питательных средах. Применение молекулярно-биологи-ческих методов для оценки биоразнообразия позволяет успешно решать многие проблемы, связанные с оценкой геноти-пического разнообразия.
Применение молекулярно-биологичес-ких методов в микробиологии дает возможность более глубокого изучения микробных сообществ. Отсутствие стадии культивирования при таких подходах позволяет более полно оценить разнообразие микроорганизмов в окружающей среде, так как в таких сложных экосистемах, как почвы, количество культивируемых клеток редко превышает 5 % от общего количества микроорганизмов. Кроме того, становится возможным изучать изменения состава почвенных микробных сообществ под воздействием различных факторов, идентифицировать отдельные природные микробные популяции или функциональные свойства сообществ, а также проводить мониторинг микроорганизмов, выделенных из сообществ.
о>
О
О -1
Библиографический список
1. Звягинцев Д. Г., Бабьева И. П., Зенова Г. М. Биология почв: учебник. — 3-е изд., испр. и доп. — М.: Изд-во МГУ, 2005. — 445 с.
2. Добровольский Г. В., Никитин Е. Д. Экология почв. Учение об экологических функциях почв: учебник. — М.: Изд-во МГУ; Наука, 2006. — 364 с.
3. Манучарова Н. А. Молекулярно-биологические аспекты исследований в экологии и микробиологии: учебное пособие. — М.: Изд-во МГУ, 2010. — 47 с.
4. Нетрусов А. И., Бонч-Осмоловская Е. А., Горленко В. М. и др. Экология микроорганизмов / Под ред. Нетрусова А. И. — М.: Академия, 2004. — 272 с.
5. Наалян А. Г. Влияние экологических факторов на качественный и количественный состав микро-биоты в почвах различных типов ландшафта: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. — Уфа, 2010. — 24 с.
6. Muyzer Gi. Genetic fingerprinting of microbial communities — present status and future perspectives // Methods of Microbial Community Analysis. — 1999. — P. 10.
7. N. R. New Perspective on the Natural Microbial World: Mole Microbial Ecology // Future. — 1996. — V. 62. — P. 463—470.
8. Muyzer G., De Waal E. C., Uitterlinden A. G. (1993). Profiling of Complex Microbial Populations by Denaturing Gradient Gel Electrophoresis Analysis of Polymerase Chain Reaction-amplified Genes Coding for 16S rRNA. Appl Environ Microbiol 59: 695—700.
9. Muyzer G., Brinkhoff T., Nubel U., Santegoeds C., Schafer H., Waver C. (1998). Denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE) in microbial ecology. In: Akkermans A. D. L., van Elsas J. D., de Bruijn F. J. (eds.). Molecular Microbial Ecology Manual. Kluwer Academic Publishers: Dordrecht, The Netherlands. P. 1—27.
10. Vandamme P., Coenye T. Taxonomy of the genus Cupriavidus: a tale of lost and found // Intern. Journal Syst. Evol. Microbiol. — 2004 Nov. — 54 (Pt. 6): 2285—9. http://ijs.microbiologyresearch.org/content/ journal/ijsem/10.1099/ijs.0.63247-0
STUDY OF MICROBIAL DIVERSITY OF SOILS IN THE AREA OF THE RADIOACTIVE
! WASTE STORAGE FACILITY IN OBNINSK
o
2 N. N. Pavlova, Ph. D. (Biol.), Associate Professor at the Obninsk Institute for Nuclear Power ^ Engineering (OINPE), nadpavl@yandex.ru,
T. V. Melnikova, Ph. D. (Chem.), Associate Professor at the Obninsk Institute for Nuclear Power Engineering (OINPE), tritel2010@gmail.com,
M. M. Rasskazova, Ph. D. (Biol.), Associate Professor at the Obninsk Institute for Nuclear Power Engineering (OINPE), rassmarina@mail.ru
References
1. Zvyagincev D. G., Babeva I. P., Zenova G. M. Soil biology: a Textbook, 3rd edition, Corrected and Augmented. — Moscow: Publishing House MGU, 2005. — 445 p.
2. Dobrovolskij G. V., Nikitin E. D. Soil Ecology. Doctrine of Ecological Functions of Soils: A Textbook. Moscow: Publishing House MGU; Science, 2006. — 364 p.
3. Manucharova N. A. Molecular-biological Aspects of Research in Ecology and Microbiology: A Textbook]. Moscow: Publishing House MGU, 2010. — 47 p.
4. Netrusov A. I., Bonch-Osmolovskaya E. A., Gorlenko V. M. Ecology of Microorganisms. Edited by Ne-trusov A. I. Moscow: Akademy, 2004. — 272 p.
5. Naalyan A. G. The Influence of Environmental Factors on the Qualitative and Quantitative Composition of Microbiota in Soils of Different Types of Terrain. Abstract. PhD Dissertation. Ufa, 2010. — 24 p.
6. Muyzer Gi. Genetic Fingerprinting of Microbial Communities — Present Status and Future Perspectives // Methods of Microbial Community Analysis, 1999. — 10 p.
7. Pace N. R. New Perspective on the Natural Microbial World: Mole Microbial Ecology // Future. — 1996. — V. 62. — P. 463—470.
8. Muyzer G., De Waal E. C., Uitterlinden A. G. Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase chain reaction-amplified genes coding for 16S rRNA // Applied and Environmental Microbiology. — 1993. — V. 59. — No. 3. — P. 695—700, available at https:// aem.asm.org/content/59/3/695
9. Muyzer G., Brinkhoff T., Nübel U., Santegoeds C., Schäfer H., Waver C. Denaturing Gradient Gel Electrophoresis (DGGE) in Microbial Ecology. In: Akkermans A. D. L., van Elsas J. D., de Bruijn F. J. (eds.). Molecular Microbial Ecology Manual. Kluwer Academic Publishers: Dordrecht. The Netherlands, 1998. P. 1—27.
10. Vandamme P., Coenye T. Taxonomy of the genus Cupriavidus: a tale of lost and found // Intern. Journal Syst. Evol. Microbiol. — 2004 Nov. — 54 (Pt. 6): 2285—9. http://ijs.microbiologyresearch.org/content/ journal/ijsem/10.1099/ijs.0.63247-0
32
№3, 2018
