CC BY
80
Раздел I.
БИОЛОГИЯ СЛОЖНЫХ СИСТЕМ. ФИЗИКО-БИОЛОГИЧЕСКОЕ И МАТЕМАТИЧЕСКОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ ФУНКЦИОНИРОВАНИЯ ОРГАНОВ И СИСТЕМ ЧЕЛОВЕКА
УДК 611.71
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ 3-D ЗАДАННОГО ОСТЕОГЕНЕЗА КОСТНОЙ ТКАНИ НА БАЗЕ АУТОЛОГИЧНЫХ КУЛЬТУР МУЛЬТИПОТЕНТНЫХ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТРОМАЛЬНЫХ КЛЕТОК КРЫС И ОСТЕОПЛАСТИЧЕСКИХ МАТЕРИАЛОВ ДЛЯ УСТРАНЕНИЯ ДЕФЕКТОВ КОСТИ
А.А. ОРЛОВ*, И.Н. САБУРИНА**, В.С. РЕПИН**, Н.И.НОВИКОВА***, А.Н. МУРАШОВ***, Д.В. ИВАНОВ****, Е.И. ГОРЕЛИК*
В статье представлена уникальная разработка восстановления поврежденных костных элементов с помощью 3-D моделирования и
использования аутологичных клеток.
Ключевые слова: клеточные технологии, 3-D моделирование, новые технологии, реконструктивная хирургия.
Традиционные методы хирургического лечения в современной челюстно-лицевой хирургии дают возможность добиться желаемого результата при различных дефектах и деформациях. История развития хирургической техники тесно связана с развитием научно-технического прогресса и социального заказа, который является основной мотивацией к поиску более точного метода воссоздания физиологической, эстетической функции утраченного участка лица. Методики устранения дефектов и деформаций включают применение алло-, гетеро-, аутологичных трансплантатов, метало- и полимероконструкций, компрессион-но-дистракционные методы.
В последние 30 лет получила широкое распространение пластическая и реконструктивная хирургия. Но несмотря на блестящую технику аутотрансплантации с микрососудистой хирур-гей не всегда удается полноценно восполнить дефект утраченной кости с минимальным повреждением донорской области.
Цель исследования - разработать способ восстановления дефекта утраченной костной ткани с использованием клеточных технологий и 3-D моделирования.
Материалы и методы исследования. Работа выполнена на крысах вида Rattus spp., линии CD (Sprague-Dawley), поставщик НПП «Питомник лабораторных животных» ФИБХ РАН, г. Пущино.
Этические принципы. Все процедуры с животными в исследовании были рассмотрены и утверждены Институтской комиссией по уходу и использованию животных на предмет соответствия этическим принципам.
Выбор вида животных. Для данного исследования были выбраны крысы как вид, общепринятый для доклинических исследований.
Содержание животных. Условия содержания животных соответствовали стандартам, указанным в руководстве The Guide for Care and Use of Laboratory Animals (ILAR publication, 1996, National Academy Press, 1996).
Клетки для содержания животных. Животные содержались по 5 в поликарбонатных клетках на подстиле; клетки покрыты стальными решетчатыми крышками с кормовым углублением.
Подстил. Использовался коммерческий подстил для грызунов LIGNOCEL (JRS, Germany). Не было контаминации подстила, способной повлиять на результаты исследования.
Корм. Стандартный гранулированный корм «Корм для содержания лабораторных грызунов ПК-120» (Россия, ГОСТ) давался ad libitum в кормовое углубление стальной решетчатой крышки клетки. Данные о составе и качестве корма от производителя хранятся в документации лаборатории. Не было контаминации корма, способной повлиять на результаты исследования.
* ООО «Академическая стоматологическая клиника»
***ГУ РАМН НИИ ОПП
Филиал ИБХ им.академиков М.М.Шемякина и Ю.А.Овчинникова
**** ГУП ТО «НИИ НМТ»
Вода. Профильтрованная водопроводная вода давалась ad libitum в стандартных автоклавированных питьевых бутылочках со стальными крышками-носиками. Подготовка воды обеспечивает отсутствие контаминации, способной повлиять на результаты исследования. В лаборатории проводится периодический анализ питьевой воды на микробиологическую контаминацию. Результаты анализа воды хранятся в документации лаборатории.
Условия окружающей среды. Животные содержались в контролируемых условиях окружающей среды (18-26° C и 3070% относительная влажность). Температура и влажность постоянно контролировались и документировались вручную раз в день. В комнатах содержания животных поддерживался 12 часовой цикл освещения и, по крайней мере, 10 кратная смена объема воздуха комнаты в час.
Акклиматизация. Животные были адаптированы/акклиматизированы в лаборатории в течение как минимум 7 дней до начала введения.
Распределение животных по группам. В экспериментальные группы были отобраны животные без признаков отклонений внешнего вида, так, чтобы индивидуальное значение массы не отклонялось от среднего значения в группе более чем на ±10%.
Распределение животных по группам представлено в табл. 1.
Таблица 1
Распределение животных по группам и доза вводимого материала
№ группы Кол-во животных № животного Тестируемый препарат Кол-во клеток Объем введения (мл)
1 4 1; 2; 3;4 культура клеток 10 миллионов 2
2 4 5; 6; 7; 8 культура клеток 1 миллион 2
3 4 9;10;11; 12 физ.раствор 0 2
Введение материала: Производили в межлопаточную область в объеме 2 мл. У животных контрольной группы вводился чистый физ. раствор.
Результаты и их обсуждение. Исследовали пирогенное и местно-раздражающее действия культуры человеческих мульти-потентных мезенхимальных стромальных клеток (ММСК) при введении их подкожно в межлопаточную область в разных концентрациях в объеме 2 мл физраствора. Провели исследование пирогенного эффекта и местно раздражающего действия человеческих мезенхимальных плюропотентных клеток на животных моделях крысах линии СЭ. Мезенхимальные клетки в физиологическом растворе вводили однократно в межлопаточную область подкожно в двух концентрациях: 1 миллион клеток в 2 мл физраствора и 10 миллионов клеток в 2 мл физраствора. Животным контрольной группы вводили в межлопаточную область подкожно Физраствор в объеме 2 мл однократно. Перед введением культуры клеток и физраствора у животных измерялась температура тела в течение 5 минут с помощью специальных приборов. После введения культуры клеток и физраствора температура тела измерялась по схеме: в течение 60 минут непрерывно, далее через каждые 30 минут в течение трех часов (через 90, 120, 150, 180 минут). После регистрации температуры тела животных поместили в индивидуальные клетки. На 3 и 7 сутки после введения мезенхимальных клеток животные были подвергнуты эвтаназии, после чего из межлопаточной области был взят образец кожи с прилегающими тканями для гистологического анализа места введения клеток на предмет местно-раздражающего действия. Результаты исследования пирогенного эффекта позволили сделать вывод, что введение культуры клеток в концентрации 1 миллион и 10 миллионов, не вызвало изменение температуры
тела относительно нормальной физиологической температуры крыс. Результаты гистологического анализа позволили прийти к выводу, что введение культуры человеческих мультипотентных мезенхимальных клеток в концентрации 1 миллион и 10 миллионов вызвало местно раздражающее действие. Введение культуры клеток в концентрации 10 миллионов вызвало выраженную иммунную реакцию в гиподерме в виде большого локального лимфоцитарного инфильтрата. Результаты представлены на рисунке
1. Введение клеток в концентрации 1 миллион вызвало умеренную иммунную реакцию в виде небольшого по площади диффузного лимфоцитарного инфильтрата в, гиподерме. Результаты представлены на рис. 2.
Иммунологическая реакция на введение ксеногенных клеток в гиподерме на 7 сутки
Рис. 1. Введение культуры клеток в концентрации 10 миллионов вызвало выраженную иммунную реакцию в гиподерме в виде большого локального лимфоцитарного инфильтрата (7 сутки, окраска Гематоксилин-Эозином, ув. 10х10).
Рис. 2. Введение культуры клеток в концентрации 1 миллион вызвало умеренную иммунную реакцию в гиподерме в виде небольшого по площади лимфоцитарного инфильтрата (7сутки, окраска Гематоксилин-Эозином, ув. 10х20)
Дизайн второго этапа исследования состоял из введения ал-логенного и аутологичного материалов.
У трех животных (№1, №2, №3) забирались фрагменты подкожного жира из области нижней части живота. Для этого рассекалась кожа, отсепаровывалась гиподерма от мышц брюшной стенки, отрезался фрагмент подкожного жира, который впоследствии помещался в среду для культивирования клеток, кожа зашивалась. Из подкожного жира методом культивирования получали культуры клеток №1, №2, №3 от каждого животного в соответствии с номером животного. Аутологичные клетки животному вводились подкожно в область холки (отстуая от линии ушей примерно 2 см погружение иглы в ткань) и отслеживали реакцию на 7 сутки. Всем животным вводилось 10 миллионов клеток в 2 мл физраствора. В качестве контроля вводили - физраствор. Общее количество: составило 6 животных из них 3 экспериментальных и 3 контрольных.
Распределение лабораторных животных по группам и вводимому материалу представлены в табл. 2. При введении алло-генных клеток сформировали группы животных из расчета по 3 животных на каждую временную точку (3 и 7 сутки после введения клеток) и вводили подкожно в область холки (отступя от линии ушей примерно 2 см+2 см погружение иглы в ткань) культуру клеток от одного из трех животных. Всем животным вводилось 10 миллионов клеток в 2 мл физраствора. В качестве контроля вводили физраствор. Всего было задействовано животных
9, из них 6 экспериментальных и 3 контрольных. Результаты оценивали методом гистологического анализа области введения препаратов на 3 и 7 сутки после введения клеточных культур.
Таблица 2
Животные и культуры клеток
№ животного № культуры клетки Сроки (сутки)
1 1 Ауто 7
2 2 Ауто 7
3 3 Ауто 7
4 1 Алло 3
5 1 Алло 7
6 2 Алло 3
7 2 Алло 7
8 3 Алло 3
9 3 Алло 7
При внешнем осмотре кожного покрова в межлопаточной области на 3 и 7 сутки после введения культуры мезенхимальных клеток, ни у одного животного не было отмечено признаков местно раздражающего действия. Состояние кожных покровов соответствовало общепринятой норме. Была отмечена тенденция к росту температуры при введении натрия хлорида в объеме 2 мл и дозы 2 (10 миллионов мезенхимальных клеток в 2 мл физраствора), в то время как при введении дозы 1 (1 миллион мезенхимальных клеток в 2 мл физраствора), данной тенденции не наблюдалось. В процессе забора материала для гистологии у животных, которым было введено 10 миллионов ММСК, на 3 сутки отмечалась под кожей небольшая папула без признаков воспаления. На 7 сутки после введения папула резорбировалась без остаточных явлений. Животным, которым вводилась доза №1(1 миллион ММСК), признаков воспаления не обнаружено. На рис. 3 представлена реакция на введение аутологичных клеток.
Рис. 3. Введение культуры клеток в концентрации 10 миллион не вызвало иммунную реакцию в гиподерме, но были отмечены признаки умеренного неспецифического воспаления в ответ на повреждающее действие введения клеток (7 сутки, окраска Гематоксилин-Эозином, ув. 10х40)
При введении аллогенных клеток обнаружен большой инфильтрат, преимущественно состоящий из лимфоцитов. Среди лимфоцитов отмечено большое количество остатков цитоплазмы разрушенных клеток, крупные единичные клетки веретенообразной формы, следует полагать, что ими являются сохранившиеся мезенхимальные клетки, а также единичные нейтрофилы и эозино-филы, единичные макрофаги. Инфильтрат изолирован от окружающих тканей соединительнотканной капсулой с многочисленными фибробластами. В прилегающей к инфильтрату гиподерме отмечено умеренное кровенаполнение микроциркуляторного рус-
ла. Результаты иммунологической реакция на введение аллогенных клеток в гиподерме на 7 сутки представлены на рис. 4.
По полученным данным отмечено, что при применении аллогенных и особенно ксеногенных клеток выражены иммунные реакции в гиподерме в виде локального лимфоцитарного инфильтрата. Дальнейшие экспериментальные работы проводились с использованием аутологичных клеток.
Следующий этап экспериментальной работы включал проведение сравнительной оценки остеогенеза при направленной остеоинтеграции остеопластического материала «ХРОНОС» (3-Э остеогенеза костной ткани) на базе аутологичной культуры ММСК выращенных на остеоиндуктивном матриксе, на костной ткани нижней челюсти и в межфасциальном пространстве меж-лопаточной области у экспериментальных животных.
Рис. 4. Введение культуры клеток в концентрации 10 миллион вызвало выраженную иммунную реакцию в гиподерме в виде локального лимфоцитарного инфильтрата (7 сутки, окраска Гематоксилин-Эозином, ув. 10х20)
Пластины остеопластического материала «ХРОНОС» и остеопластического материала Хронос с ММСК накладывались и фиксировались к нижней челюсти крысы, а также в межфасциальном пространстве межлопаточной области в пределах субку-тиса гиподермы. Методика выполнения была следующей: в подчелюстной области делался разрез кожи, мышцы отсепаровыва-лись для визуализации угол, тела и ветви нижней челюсти, куда в приклад фиксировались при помощи стальной проволоки блоки остеопластического материала, после чего рана послойно ушивалась. В межфасциальном пространстве межлопаточной области выполнялся продольный разрез кожи и в область гиподермы помещался блок остеопластического материала, после чего рана послойно ушивалась. Хирургические операции осуществлялись с использованием кетаминового наркоза. Через 1, 3 недели. 2 и 6 месяцев по три животных из каждой группы выводились из эксперимента. У них забирался фрагмент кости нижней челюсти и фрагмент кожи с прилегающими мышцами из области имплантации блоков остеопластического материала «ХРОНОС». Распределение животных по группам представлено в табл. 3
Таблица 3
Распределение животных по группам при использовании материала ХРОНОС
Номер группы Препарат Способ введения Кол-во животных Номера животных
1 Остеопластический материал ХРОНОС+ММСК Имплантация на область нижней челюсти; Подкожная имплантация 12 1-12
2 Остеопластический материал ХРОНОС Имплантация на область нижней челюсти; Подкожная имплантация 12 13-24
Количество клеток на один кусочек матрикса рассчитывали, основываясь на данных исследовательской литературы и предварительных опытов. Количество клеток, внесенных в каждую лунку непосредственно на матрикс составляло 100 тысяч. На рис. 5-8 представлены этапы трансплантации остеопластического материала.
Рис. 5. Схема строения нижней челюсти экспериментального животного
На 20 сутки между основной и контрольной группами найдена четкая разница при гистологическом исследовании области, где размещался остеопластический материал. Результаты представлены на рис. 9.
При исследовании материала фиксированного к кости, определяются четкие различия по формированию зрелой костной ткани в группе материала ХРОНОС с ММСК относительно контрольной группы. Данные представлены на рис. 10.
При сравнении гистологических срезов тканей экспериментальных животных после применения остеопластического материала «ХРОНОС» отмечено, что при заселении материала ММСК процессы оссификации происходят намного выражение по сравнению с материалом без клеток. Гситологические данные представлены на рис.11 и 12.
Рис. 6. Выделение угла нижней челюсти
Рис. 7. Фиксация остеопластического материала на угле нижней челюсти
Рис. 8. Фиксация материала в межлопаточной области
Рис. 9. Сегмент кожи из межлопаточной области с имплантированным остеопластическим материалам
Рис. 10. Образование кости на границе трансплантата - кости и в трансплантате
Применение технологий тканевой инженерии позволяет ускорить процесс остеогенеза при его снижении. Основная цель тканевой инженерии - воссоздание (in vitro ed in vivo) аналогов утерянных или поврежденных тканей и органов, наделенных всеми морфо-функциональными характеристиками.
Рис.11. de novo образованная костная ткань на поверхности ветви нижней челюсти (материал ХРОНОС, 40 сутки, ув. 10х10 Ван Гинзону)
Рис.12. De novo образованная костная ткань на поверхности ветви нижней челюсти (материал Хронос+ мск, 40 сутки, ув. 10х10 Гематоксилин-Эозин)
Выводы:
1. При применении ксеногенных и аллогенных клеточных культур развивается выраженная иммунная реакция в виде неспецифического воспаления.
2. Применение ММСК стимулирует процесс остеогенеза, сокращая время и улучшая качество формирования кости.
3. Применение остеопластических материалов, заселенными аутологичными ММСК даёт возможность устранять большие по объему дефекты костной ткани, и что очень важно, позволяет производить реабилитацию дефектов челюстно-лицевой области у больных с аутоимунными патологиями, при которых процессы дегенерции кости доминируют над процессами регенерации.
4. Применение остеопластических материалов, заселенными аутологичными ММСК и внедренные в межфасциальное пространство подлопаточных или подмышечных областей, даёт возможность вырастить собственную кость и в дальнейшем перемещать ее на деформированный участок, применяя микрососу-дистую хирургическую технику.
5. В настоящее время эксперимент продолжается. По окончании эксперимента и обработки отдаленных результатов, материалы будут изложены в последующих публикациях.
Литература
1. Безруков В.М., Григоръян A.C. Гидроксилапатит как субстрат для костной пластики: теоретические и практические аспекты проблемы // Стоматология. 1996. N° 5. С. 7-12.
2. Иванов С.Ю., Кузнецов Р.К., Чайлахян Р.К. и др. Перспективы применения в стоматологии материалов «Биоматрикс»
и «Алломатрикс-имплант» в сочетании с остеогенными клетка-ми-предшественниками костного мозга// Клиническая имплантология и стоматология. 2001. № 3/4. С. 37-40.
3. Леонтьев В.К.. Биологически активные синтетические кальций-фосфатсодержащие материалы для стоматологии // Стоматология. 1996. № 5. С. 4-6.
4. Arnold. U.; Lindenhayn K.;Perka C. In vitro-cultivation of human periosteum derived cells in bioresorbable polymer-TCP-composites // Biomaterials. 2002. Vol.23, №11., P. 2303-2310.
5. Brighton C.T., Lorich D.G., Kupcha R., Reilly T.M., Jones A.R., Woodbury R.A. The pericyte as a possible osteoblast progenitor cell // Clin Orthop 1992; 287-99.
6. Eyckmans J. and Luyten F.P. Species Specificity of Ectopic Bone Formation Using Periosteum-Derived Mesenchymal Progenitor Cells // Tissue Engineering-Volume 12, Number 8, 2006.
7. French B., Kurtz-Hoffmann J., Lindemann N.; Muller S. Tissue engineering of vascularized bone and soft tissue transplants // Mund Kiefer Gesichtschir. 2000. № 4 (Suppl. 2). P. 49.
8. Gangji, V. Treatment of Osteonecrosis of the Femoral Head with Implantation of Autologous Bone-Marrow Cells // The Journal of Bone and Joint Surgery American. 2005. Vol. 87. P. 106-112.
9. Horiuchi К., Amizuka N., Takeshita S., Takamatsu H., Kat-suura M., Ozawa H. et al. Identification and characterization of a novel protein, periostin, with restricted expression to periosteum and periodontal ligament and increased expression by transforming growth factor beta. J Bone Miner Res 1999; 14:1239^49.
10. James H.P.; Hui M.D.; Li Li.; Yee-Hong T.; Hong-Wei Ouyang. Comparative Study of the Ability of Mesenchymal Stem Cells Derived from Bone Marrow, Periosteum, and Adipose Tissue in Treatment of Partial Growth Arrest in Rabbit // Tissue Engineering. Volume 11, Number 5/6, 2005.
11. Jee W.S. Integrated bone tissue physiology: anatomy and physiology. Bone Mechanics Handbook. Boca Raton7 CRC Press; 2001.
12. Livingston, T. In vivo evaluation of a bioactive scaffold for bone tissue engineering // J. Biomed. Mater. Res. 2002. Vol. 62, №l. P. 1-1.
13. Mizuno H.; Hata K-I., Kojima K.; Bonassar L.J.; С. А. Vacanti C.A. A Novel Approach to Regenerating Periodontal Tissue by Grafting Autologous Cultured Periosteum// Tissue EngineeringVolume 12, Number 5, 2006
14. Rehman J. et al. Secretion of angiogenic and antiapop totic factors by human adipose stromal cells.//Circulation, 2004. 109(10): p. 1292-8.
15. Reilly TM, Seldes R, Luchetti W, Brighton CT. Similarities in the phenotypic expression of pericytes and bone cells. Clin Orthop 1998;95-103.
16. Shang Q., Wang Z., Liu W. et al. Tissue-engineered bone repair of sheep cranial defects with autologous bone marrow stromal cells // J. Craniofac. Surg. 2001. Vol.12, №6. P. 586-593.
17. Zuk P.A., et al. "Mulitilineage Cells from Human Adipose Tissue: Implication for Cell-Based Therapies" // Tissue Engineering. 2001. P. 7-2, 211-228.
EXPERIMENTAL MODELING 3-D TARGET OSSEOUS TISSUE OSTEOGENESIS ON THE BASIS OF AUTOLOGOUS CULTURES OF MULTIPOTENTIAL MESENCHYMAL STROMAL RAT CELLS AND OSTEOPLASTIC MATERIALS FOR ELIMINATING BONE DEFECTS
A.A.ORLOV, I.N.SABURINA, V.S.REPIN, N.I.NOVIKOVA, A.N.MURASHOV, D.V.IVANOV, YE.I.GORELIK
Tula Research Institute of New Medical Technologies
The article presents a unique technology of restoring damaged bone elements with the help of 3-D modeling and the use of autologic.
Keywords: cell technologies, 3-D modeling, new technologies, reconstructive surgery.
УДК 579.61
ВЛИЯНИЕ УГЛЕВОДОВ НА ИНТЕНСИВНОСТЬ АДГЕЗИИ ЗОЛОТИСТОГО СТАФИЛОКОККА
О. Е. ФАЛОВА*
Изучена адгезивная активность штаммов золотистого стафилококка,
выделенных с кожи лиц с хроническими дерматозами. Отмечено
варьирование среднего показателя адгезии в широких пределах.
Ульяновский государственный технический университет, 432027,
г. Ульяновск, ул. Северный Венец, 32, т. 8(8422)992653, falova@rambler.ru
Смоделирован процесс ингибирования адгезии золотистого стафилококка различными углеводами. Показано, что лактоза в большей степени, чем остальные сахара, ингибировала адгезию микроорганизмов к эритроцитам.
Ключевые слова: адгезивная активность, ингибирование адгезии, золотистый стафилококк.
Одним из основных факторов патогенности микроорганизмов является их способность к колонизации, которая, в свою очередь, обусловлена процессом адгезии. Адгезия микроорганизмов к поверхностям клеток представляет начальный этап любого инфекционного процесса и обусловлена различными клеточными структурами бактерий - молекулами адгезии, которыми у гра-мотрицательной флоры являются пили и фимбрии, у грамполо-жительной флоры - гемагглютинин [5].
В литературе имеется много сведений о лектинах - протеинах или гликопротеинах, содержащих как минимум два или четыре активных центра, обладающих способностью связывать углеводы, не изменяя их структуры, что обеспечивает возможность агглютинировать клетки и преципитировать гликоконъюгаты при взаимодействии с углеводами, особенно с групповыми детерминантами крови [2,3,4]. Бактериальные клетки имеют на своей поверхности целый спектр рецепторов, узнающих углеводы и определяющих специфичность межклеточных взаимодействий. Спектр этих рецепторов различается у разных видов бактерий и является определяющим в проявлениях патогенности и в механизмах адаптации к условиям окружающей среды.
Особую актуальность молекулярные основы адгезии приобретают в условиях широкого распространения возбудителей госпитальных инфекций - золотистого стафилококка, а также в свете изучения патогенеза ряда хронических кожных дерматозов невыясненной этиологии.
Цель исследования — изучение степени влияния различных углеводов на процесс адгезии штаммов золотистого стафилококка, выделенных у лиц с хроническими дерматозами (псориаз, экзема, атопический дерматит).
Материалы и методы исследования. Исследованы смывы с кожи, полученные от 270 лиц в возрасте 18-80 лет, находящихся в стационаре областного кожно-венерологического диспансера г. Ульяновска с хроническими дерматозами: псориаз (43,1%), экзема (38,6%), атопический дерматит (18,1%). Контрольную группу составили 80 практически здоровых человек, репрезентативных по полу и возрасту.
Забор материала осуществляли с кожи ватным тампоном, смоченным 0,85% раствором хлористого натрия. Смывы в количестве 0,1 мл засевали на питательные среды, через 48 часов подсчитывали количество выросших колоний и пересчитывали на 1 см2 кожи. Родовую и видовую идентификацию осуществляли по стандартным методам. Адгезивные свойства определяли по методу Брилис с соавт. [1]. Клеточным субстратом служили формализованные эритроциты человека 0 (I) группы Rh (+). Подсчитывали средний показатель адгезии (СПА) - среднее количество микробов, адгезированных на одном эритроците, при подсчете не менее 25 эритроцитов. Для ингибирования адгезии 1% раствор исследуемого углевода смешивали с взвесью изучаемых микроорганизмов (1 млрд) в соотношении 1:1. Далее следовала стандартная методика определения адгезии микроорганизмов по Бри-лис с соавт. Полученные данные подвергали статистической обработке с использованием пакета прикладных программ Microsoft Bxcel 2003. Уровень значимостиp принимали равным 0,05.
Одними из наиболее частых и активных сочленов микробиоценоза кожи при хронических дерматозах являются грампо-ложительные кокки рода Staphylococcus, среди которых значительна доля Staphylococcus aureus [7].
Проведенные исследования выделенных с кожи штаммов золотистого стафилококка показали, что все изученные штаммы обладали адгезивностью, среднее значение которой составило 2,36±0,17 (в группе сравнения - 1,7±0,2). Причем СПА варьировал от 0,52 до 4,16. Значительное разнообразие этого показателя позволило выделить штаммы с низким (от 1,0 до 2,0), средним (от 2,0 до 4,0), высоким (от 4,0 и выше) и нулевым значением (0 -1,0) показателя адгезии. Так для штаммов группы с низким значением, СПА составил 1,7±0,05, со средним - 2,64±0,11, с высоким - 4,08±0,1, с нулевым - 0,79±0,1.
Ранее было показано, что интенсивность адгезии золотистого стафилококка определяется типом участка кожи, с которого
