CC BY
61
УДК 616-089.29:612.014.464
ЭФФЕКТ ЭПОКРИНА НА ПРООКСИДАНТНО-АНТИОКСИДАНТНОЕ РАВНОВЕСИЕ ПРИ ГИПОТЕРМИИ
И ОТОГРЕВАНИИ
С.В. Глуткин
Кафедра нормальной физиологии УО «Гродненский государственный медицинский университет»
Проведено исследование по изучению влияния эпокрина на прооксидантно-антиоксидантное равновесие крыс в условиях холодового воздействия и последующего отогревания. Выявлено, что эпокрин снижает содержание продуктов перекисного окисления липидов и повышает антиоксидантную защиту при гипотермии и отогревании.
Ключевые слова: эритропоэтин, гипотермия, отогревание, кровь, перекисное окисление липидов, антиокси-дант
Influence ofepocrin on the prooxidant-antioxidant balance in rats during a cold exposure with the following rewarming has been studied. It has been revealed, that epocrin decreases tissue lipid peroxidation and increases antioxidant capacity during hypothermia and rewarming.
Key words: erythropoetin, hypothermia, rewarming, blood, lipid peroxidation, antioxidant
Воздействие низкой температуры на гомойотер-мный организм приводит к усилению процессов перекисного окисления липидов (ПОЛ), к снижению антиоксидантной защиты организма [33, 10, 1]. В ряде случаев в результате действия гипотермии на гомойотермный организм развивается кислородное голодание тканей [5, 8, 4]. При гипоксии происходит формирование комплекса белковых молекул, гипоксического индуцированного фактора, который способствует адаптации клетки к гипоксии [2] и является ключевым регулятором, ответственным за индукцию генов, которые облегчают адаптацию и выживание клеток и целого организма от нормоксии (21%-ый 02) к гипоксии (1%-ый 02) (32, 27). Гипоксический индуцированный фактор выступает в качестве активатора синтеза эритропоэтина, регулируя транскрипцию его гена, включая рецепторы эритропоэтина [18, 3]. Данный гликопротеин контролирует эритропоэз, влияя на пролиферацию и дифференциацию клеток предшественников эритроцитов, угнетая их апоптоз. Также он ингибирует апоптоз клеток при окислительных повреждениях, предохраняя клеточную мембрану [14, 25, 29]. Эритропоэтин обладает не только гемопоэтическим действием, но он также оказывает влияние на некроветворные ткани организма [3]. В то же время не достаточно изучено его участие в процессах ПОЛ, противоречивы данные о влиянии эритропоэтина на антиоксиданты [20, 13, 17, 30].
Целью нашей работы являлось изучение активности процессов ПОЛ и факторов антиоксидант-ной защиты в условиях введения эритропоэтина
при холодовом воздействии и последующем отогревании крыс.
Материалы и методы исследования
Эксперименты проведены на 54 крысах-самцах массой 220-270 г, содержавшихся в стандартных условиях вивария. Животные наркотизировались тиопенталом натрия (50 мг/кг, внутрибрюшинно). Крысы в период охлаждения и отогревания располагались в специальных боксах без непосредственного контакта с водой. Холодовое воздействие выполнялось в течение 120 минут при температуре воды 19°С в боксе, отогревание крыс осуществлялось на протяжении последующих 120 минут со средней скоростью отогревания 0.06°С/мин. В наших исследованиях использовался препарат эпок-рин (эпоэтин-альфа, ГУП «Государственный научно-исследовательский институт особо чистых биопрепаратов», г. Санкт-Петербург). На протяжении 10 дней крысам внутрибрюшинно вводился эпокрин в дозе 100 Ед/кг однократно ежесуточно. Затем животные подвергались холодовому воздействию и последующему отогреванию. Животные были разделены на 6 экспериментальных групп: 1-я - контроль (п=9); 2-я - гипотермия (п=8); 3-я -гипотермия/отогревание (п=9); 4-я - животные, получавшие эпокрин (п=9); 5-я - эпокрин + гипотермия (п=9); 6-я - эпокрин + гипотермия/отогревание (п=10). Измерение ректальной температуры производили с помощью электротермометра ТПЭМ-1 через каждые 10 минут. Забор органов и тканей осуществлялся у животных, подвергавшихся только холодовому воздействию, в конце гипо-
термии, в остальных группах - в конце периода отогревания. Выполненные манипуляции на животных проводили с разрешения этической комиссии Гродненского государственного медицинского университета.
Концентрацию показателей ПОЛ исследовали в гомогенатах тканей экспериментальных животных: в верхней гептановой фазе измеряли оптическую плотность диеновых конъюгатов (ДК) при длине волны 233 нм на спектрофотометре «СФ-46» (ЛОМО) [7], в хлороформной фазе определяли интенсивность флуоресценции оснований Шиффа (ОШ) на спектрофлуориметре «F-4010» («Hitachi») [19]. Кроме того, исследовали уровень факторов антиоксидантной защиты: в верхнем гексановом слое измеряли флуоресценцию б-токоферола с использованием стандарта фирмы «Sigma» на спектрофлуориметре «F-4010» («Hitachi») [9], активность каталазы оценивали спектрофотометричес-ки, измеряя оптическую плотность окраски смеси при длине 410 нм и рассчитывалась на 1 мг белка по формуле [6].
Статистическая обработка данных осуществлялась с использованием программы «Statistica». Средние выборочные значения количественных признаков приведены в виде х ± S - , где x - среднее значение, S - - ошибка среднего значения. Критический уровень значимости p принимали равным 0,05. Поскольку в боль-
тканях: в легких - на 50,5% (р<0,05), в печени - на 36,1% (р<0,05), в почках - на 38,1% (р<0,05), в сердце - на 48,6% (р<0,05) относительно контрольной группы. Последующее отогревание животных характеризуется более высоким уровнем ДК в тканях: в легких - на 42,3% (р<0,05), в печени - на 24,6% (р<0,05), в почках - на 28,7% (р<0,05), в сердце - на 40,2% (р<0,05) относительно контроля. Инъекции эпокрина снижали содержание ДК как в период гипотермии, так и при отогревании: в легких - на 31,5 (р<0,05) и 22,8% (р<0,05), в печени -на 42,6 (р<0,05) и 17,0% (р<0,05), в почках - на 35,6 (р<0,05) и 40,8% (р<0,05), в сердце - на 32,0 (р<0,05) и 25,0% (р<0,05), соответственно.
Схожий характер в динамике изменения уровня ОШ наблюдался в исследуемых тканях (таблица 2). Повышение содержания ОШ в тканях произошло как после гипотермии: в легких - на 25,3% (р<0,05), в печени - на 26,0% (р<0,05), в почках -на 27,5% (р<0,05), в сердце - на 24,8% (р<0,05); так и после отогревания: в легких - на 21,2% (р<0,05), в печени - на 30,1% (р<0,05), в почках -на 20,0% (р<0,05), в сердце - на 15,3% (р<0,05). Введение эритропоэтина животным этих групп снижало концентрацию ОШ в гомогенатах и после холодового воздействия, и после отогревания: в легких - на 12,2 (р<0,05) и 10,6% (р<0,05), в печени - на 11,7 (р<0,05) и 14,6% (р<0,05), в почках -
шинстве групп признаки не имели нормального распределения, соответственно, при сравнении средних групповых количественных признаков применялся непараметрический метод - медианный тест Краскэла-Валлиса. При сравнении независимых групп с ненормальным распределением значений одного или двух количественных признаков использовался непараметрический метод - тест Манна-Уитни.
Результаты и их обсуждение
Содержание ДК представлено в таблице 1. В результате холодового воздействия уровень ДК возрос в исследуемых
Таблица 1 - Содержание диеновых конъюгат в гомогенатах тканей крыс при гипотермии и последующем их отогревании в условиях введения эпокрина (х ± ^)
Параметры Контроль Эпокрин Гипотермия Эпокрин +гипотермия Гипотермия/ отогревание Эпокрин +гипотермия/ отогревание
n 9 9 8 9 9 10
легкие 6,91 5,69 10,40 7,12 9,83 7,59
±0,34 ±0,40 * ±0,37 * ±0,38 # $ ±0,44 * ±0,49 ¥$
печень 8,92 5,82 12,14 6,97 11,11 9,22
ДК, ±0,39 ±0,86 * ±0,25 * ±0,42 *# ±0,41 * ±0,56 ¥$
iA233 почки 7,21 6,12 9,96 6,41 9,28 5,49
Ед/г ±0,21 ±0,51 ±0,42 * ±0,53 # ±0,42 * ±0,57 * ¥
сердце 7,26 6,24 10,79 7,34 10,18 7,63
±0,35 ±0,45 ±0,40 * ±0,57 # ±0,35 * ±0,43 ¥$
Примечание: * - данные достоверны по отношению к контрольной группе, # - данные достоверны по отношению к группе гипотермия, ¥ - данные достоверны по отношению к группе гипотермия/отогревание, $ - данные достоверны по отношению к группе животных, получавших эпокрин
Таблица 2 - Содержание оснований Шиффа в гомогенатах тканей крыс при гипотермии и последующем их отогревании в условиях введения эпокрина (х ± ^)
Параметры Контроль Эпокрин Гипотермия Эпокрин +гипотермия Гипотермия/ отогревание Эпокрин +гипотермия/ отогревание
n 9 9 8 9 9 10
легкие 215,4 209,2 269,8 237,0 261,1 233,4
±3,39 ±3,79 ±3,66 * ±3,64 * # $ ±3,83 * ±3,51 * ¥ $
печень 205,2 215,3 258,6 228,3 267,0 228,1
ОШ, Ед/г ±3,41 ±4,44 ±3,08 * ±3,72 * # $ ±3,30 * # ±3,87 * ¥
почки 120,2 116,2 153,3 129,8 144,2 133,1
±3,16 ±3,79 ±3,84 * ±3,52 # $ ±2,83 * ±3,29 * ¥ $
сердце 214,1 221,9 267,2 234,3 246,9 228,3
±2,26 ±4,11 ±2,91 * ±2,55 * # $ ±3,62 * # ±3,98 * ¥
Примечание: * - данные достоверны по отношению к контрольной группе, # - данные достоверны по отношению к группе гипотермия, ¥ - данные достоверны по отношению к группе гипотермия/отогревание, $ - данные достоверны по отношению к группе животных, получавших эпокрин
на 15,3 (p<0,05) и 7,7% (p<0,05), в сердце - на 12,3 (p<0,05) и 7,5% (p<0,05), соответственно.
В результате холодового воздействия произошла активация процессов ПОЛ, что подтверждается повышенным содержанием первичных (ДК) и конечных (ОШ) продуктов ПОЛ. Отогревание не нормализовало данные параметры. В то же время инъекции эпокрина способствовали снижению активности процессов ПОЛ во всех исследуемых тканях и в период гипотермии, и в период отогревания. Известно из литературы, что введение эритропоэ-тина в условиях острого повреждения легкого на экспериментальной модели острого некротического панкреатита приводит к ингибированию полиморфно-ядерных лейкоцитов, снижает содержание провоспалительных цитокинов, сохраняет целостность эндотелиальных клеток, понижает активность процессов ПОЛ за счет снижения тканевого уровня малонового диальдегида (МДА) [29]. Calapai et al. (2000) показали, что введение эрит-ропоэтина после двухсторонней каротидной окклюзии понижает уровень МДА, отек головного мозга, увеличивая выживание. Он также играет важную роль в защите от ишемии/реперфузии мозга, за счет снижения процессов ПОЛ и повреждения гематоэнцефалического барьера [12]. Рекомби-натный человеческий эритропоэтин может применяться при заживлении ран, благодаря снижению активности процессов ПОЛ, отложению коллагена и экспрессии сосудистого эндотелиального фактора роста в поврежденной области [26].
Наряду с параметрами продуктов ПОЛ оценивали показатели антиоксидантной защиты. Характер изменения активности каталазы приведен на
рисунке 1. Относительно контроля происходило снижение активности каталазы при гипотермии: в легких - на 29,8% (p<0,05), в печени - на 31,4% (p<0,05), в почках - на 22,4% (p<0,05), в сердце -на 25,9% (p<0,05). Схожая картина в динамике данного параметра наблюдается и после отогревания, по отношению к контрольной группе: в легких -на 27,4% (p<0,05), в печени - на 23,8% (p<0,05), в почках - на 17,4% (p<0,05), в сердце - на 21,8% (p<0,05). В группе животных, получавших эритро-поэтин и подвергавшихся только холодовому воздействию, активность фермента была несколько выше, чем в группе гипотермия: в легких - на 29,2% (p<0,05), в печени - на 23,3% (p<0,05), в почках -на 20,3% (p<0,05), в сердце - на 23,1% (p<0,05). Сохранилась более высокая активность каталазы и при отогревании: в легких - на 32,2% (p<0,05), в печени - на 22,6% (p<0,05), в почках - на 13,7% (p<0,05), в сердце - на 24,8% (p<0,05), в сравнении с группой гипотермия/отогревание. В то же время отсутствовали различия в активности данного фермента у животных, получавших эритро-поэтин, в условиях температурного воздействия и его отсутствия.
Уровень а-токоферола отображен на рисунке 2. Охлаждение крыс привело к снижению данного параметра во всех исследуемых тканях: в легких -на 18,8% (p<0,05), в печени - на 9,0% (p<0,05), в почках - на 12,0% (p<0,05), в сердце - на 14,9% (p<0,05), по отношению к контролю. При отогревании животных наблюдаемого восстановления содержания а-токоферола не произошло, характеризуясь также его снижением: в легких - на 13,8% (p<0,05), в печени - на 8,6% (p<0,05), в почках - на
□ легкие □ печень □ почки □ сердце
Рисунок 1 - Активность каталазы в гомогенатах тканей крыс при гипотермии и последующем их отогревании в условиях введения эпокрина (х + S- ). По оси абсцисс - группы животных: 1 - контроль, 2 - животные, получавшие эпокрин, 3 - гипотермия, 4 - эпокрин + гипотермия, 5 - гипотермия/отогревание, 6 - эпокрин + гипотермия/отогревание. Примечание:
* — данные достоверны по отношению к контрольной
группе;
# — данные достоверны по отношению к гипотермии;
данные достоверны по отношению к группе гипотермия/отогревание.
Рисунок 2 - Содержание б-токоферола в гомогенатах
тканей крыс при гипотермии и последующем их отогревании в условиях введения эпокрина ( х + S- ). По оси абсцисс - группы животных: 1 - контроль, 2 - животные, получавшие эпокрин, 3 - гипотермия, 4 - эпокрин + гипотермия, 5 - гипотермия/отогревание, 6 - эпокрин + гипотермия/отогревание. Примечание:
* — данные достоверны по отношению к контрольной
группе;
# — данные достоверны по отношению к гипотермии;
данные достоверны по отношению к группе гипотермия/отогревание.
11,2% (р<0,05), в сердце - на 12,7% (р<0,05). Концентрация а-токоферола в тканях крыс, получавших эритропоэтин и подвергнутых температурному влиянию, была выше в экспериментальных группах.
Введение эпокрина животным, не подвергав-шихмся температурным воздействиям, привело к снижению уровня ДК (в легких - на 17,7% (р<0,05), в печени - на 34,8% (р<0,05)), увеличению б-токо-ферола в почках на 6,7% (р<0,05), остальные параметры прооксидантно-антиоксидантного равновесия достоверно значимо не изменялись по отношению к контролю.
Для защиты от негативного действия проокси-дантов организм синтезирует антиоксиданты, а также реализует многоуровневую защиту от окислителей [11]. В наших экспериментах гипотермия привела к снижению факторов антиоксидантной системы (каталазы, а-токоферола), что прослеживается и в период отогревания. Введение эпокрина способствовало улучшению данных параметров в условиях температурного воздействия. Известно, что лечение эритропоэтином и железом младенцев с низким весом приводит к увеличению содержания факторов антиоксидантной защиты (суперок-сиддисмутазы, каталазы), что связывают с повышением количества ретикулоцитов и стимуляции синтеза этих ферментов в молодых эритроцитах активными формами кислорода [20]. Инъекции данного биологически активного вещества уменьшают содержание малонового диальдегида, повышают активность супероксиддисмутазы при нефро-токсичности, вызыванной ванкомицином [17]. Эритропоэтин, влияя на активность NO-синтаз [15, 21], продукцию оксида азота [31, 23], и перокси-нитрита [28, 3], может вносить существенный вклад в регуляцию прооксидантно-антиоксидант-ного баланса. Также показано тесное взаимодействие между активностью супероксиддисмутазы 3 типа и экспрессией гена эритропоэтина при реакции тканей на гипоксию [28].
Известны работы по изучению защитной роли эритропоэтина при различных клеточных повреждениях, в которых он ограничивает деструктивные изменения, вызванные фактором некроза опухоли и другими провоспалительными цитокинами в головном мозге, сердце, почках и других тканях [14]. Данный гликопротеин защищает клетку от апоп-тоза через активацию протеинкиназ. Он также блокирует разрушение геномного ДНК, в первую очередь, через активацию каспаз 9 типа, либо через активацию каспаз 1 и 3 типов [25]. В условиях ишемии/реперфузии сердца эритропоэтин уменьшает зону инфаркта, а при ишемической болезни
сердца он оказывает защитное действие на клетки эндотелия сосудов [22]. В других экспериментах применение этого биологически активного вещества непосредственно защищало клетки миокарда, повышая их пролиферацию, уменьшая их апоптоз во время ишемических или реперфузионных повреждений, тем самым улучшая функциональные возможности левого желудочка [25]. In vivo его введение защищает миокард и поддерживает его функцию во время ишемии/реперфузии, что связано с ингибированием клеточного апоптоза [24]. Очевидно, что эритропоэтин участвует в защитных механизмах регуляции клеточной целостности. Возможно, эти механизмы реализуются через воздействие на прооксидантно-антиоксидантный баланс.
Полученные данные показывают, что введение эпокрина обуславливает наименьший дисбаланс прооксидантно-антиоксидантного равновесия в периоде отогревания крыс.
Выводы
1. Эпокрин снижает содержание продуктов пе-рекисного окисления липидов (диеновых конъю-гат, оснований Шиффа) в тканях (легкие, печень, почки, сердце), оказывает антиоксидантное действие, судя по уровню а-токоферола и активности каталазы при действии низкой температуры.
2. Введение эпокрина уменьшает нарушение прооксидантно-антиоксидантного равновесия у крыс в период отогревания, что проявляется в снижении активности процессов перекисного окисления липидов и повышением уровня антиоксидант-ной защиты организма в данный период.
3. Эпокрин обладает не только гемопоэтичес-кими свойствами, но и оказывает антиоксидантное действие на ткани, что может быть использовано для коррекции окислительного стресса, вызванного действием низкой температуры среды и последующим значительным снижением температуры тела.
Литература
1. Глуткин С.В., Зинчук В.В., Глуткин А.В. Прооксидантно-ан-тиоксидантное равновесие при холодовом воздействии и последующем отогревании крыс в условиях коррекции L-аргинин-NO системы // Молекулярная медицина и биохимическая фармакология: Материалы Республиканской научной конференции / Под ред. П.С. Пронько, И.В. Зверинского - Гродно: 2007. - С.43-48
2. Захаров Ю.М. Чувствительность клеток к кислороду и продукция эритропоэтина / Ю.М. Захаров // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. - 2005. - № 9 (91). - С. 993 - 1004.
3. Захаров Ю.М. Неэритропоэтические функции эритропоэтина / Ю.М. Захаров // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. - 2007. -№ 6 (93). - С. 592- 607.
4. Иванов К.П. Физиологическая блокада механизмов холодо-вой смерти. Возобновление физиологических функций при глубокой смертельно опасной гипотермии. / К.П. Иванов // Усп. физиол. наук. - 2007. - № 2 (38). - С. 63-74.
5. Козырева Т.В. Функциональные изменения при адаптации организма к холоду. / Т.В. Козырева [и др.] // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. - 2003. - № 2 (34). - С. 76-84.
6. Королюк М.А. Метод определения активности каталазы / М.А. Королюк [и др.] // Лаб. дело. - 1988. - № 1. - С. 16-19.
7. Костюк В.А. Спектрофотометрическое определение диеновых конъюгатов. / В.А. Костюк [и др.] // Вопр. мед. химии. - 1984.- № 4. - С. 125 - 127.
8. Федоров Г.С. Механизмы угнетения физиологических функций при гипотермии и способ их стимуляции без отогревания тела. / Г.С. Федоров [и др.] // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. - 2006.
- № 11 (92). - С. 1373-1381.
9. Черняускене Р.Ч. Одновременное флюорометрическое определение концентраций витаминов Е и А в сыворотке крови. / Р.Ч. Черняускене [и др.] // Лаб. дело. - 1984. - № 6 - С. 362-365.
10. Шустанова Т.А. Свободнорадикальный механизм развития холодового стресса у крыс. / Т.А. Шустанова [и др.] // Российский физиол. журнал им. И.М. Сеченова. - 2004. - № 1 (90). - С. 73-82.
11. Alayash A.I. First-generation blood substitutes: what have we learned? Biochemical and physiological perspectives / A.I. Alayash [et al.] // Expert Opin Biol Ther. - 2007. - Vol. 7. - P. 665-675.
12. Bahcekapili N. The relationship between erythropoietin pretreatment with blood-brain barrier and lipid peroxidation after ischemia/ reperfusion in rats. / N. Bahcekapili [et al.] // Life Sci. - 2007. - № 14 (80). - P. 1245-1251.
13. Bailey D.M. Erythropoietin depletes iron stores: antioxidant neuroprotection for ischemic stroke? / D.M. Bailey [et al.] // Stroke. -2006. - № 10 (37). - Р. 2453.
14. Brines M. Discovering erythropoietin's extra-hematopoietic functions: biology and clinical promise. / M. Brines, A. Cerami // Kidney Int. - 2006. - № 2 (70). - P. 246-250.
15. Burger D. Erythropoietin protects cardiomyocytes from apoptosis via up-regulation of endothelial nitric oxide synthase. / D. Burger [et al.] / / Cardiovasc Res. - 2006. - № 1 (72). - P. 51-59.
16. Calapai G. Erythropoietin protects against brain ischemic injury by inhibition of nitric oxide formation. / G. Calapai [et al.] // Eur J Pharmacol. - 2000. - № 3 (401). - P. 349-356.
17. Cetin H. Novel evidence suggesting an anti-oxidant property for erythropoietin on vancomycin-induced nephrotoxicity in a rat model. / H. Cetin [et al.] // Clin Exp Pharmacol Physiol. - 2007. - № 11 (34) - P. 1181-1185.
18. Fantacci M. Carbamylated erythropoietin ameliorates the metabolic stress induced in vivo by severe chronic hypoxia. / M. Fantacci [et al.] // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2006. - № 46 (103). - P. 1753117536.
19. Fletcher B.L. Fluorescent products of lipid peroxidation of mitochondria and microsomes. / B.L. Fletcher [et al.] // Analyt. Biochem.
- 1973. - № 1 (52). - P. 1-9.
20. Friel J.K. Iron absorption and oxidant stress during erythropoietin therapy in very low birth weight premature infants: a cohort study / J.K. Friel [et al.] // BMC Pediatr. - 2005. - № 5. - Р. 29.
21. Guneli E. Erythropoietin protects the intestine against ischemia/ reperfusion injury in rats. / E. Guneli [et al.] // Mol Med. - 2007. - № 9-10 (13). - P. 509-517.
22. Koul D, Dhar S, Chen-Scarabelli C, Guglin M, Scarabelli TM. Erythropoietin: new horizon in cardiovascular medicine. / D. Koul [et al.] // Recent Patents Cardiovasc Drug Discov. - 2007. - № 1 (2). - P. 5-12.
23. Kumral A. Selective inhibition of nitric oxide in hypoxic-ischemic brain model in newborn rats: is it an explanation for the protective role of erythropoietin? / A. Kumral [et al.] // Biol Neonate. - 2004. - № 1 (85). -P. 51-54.
24. Lipsic E. Timing of erythropoietin treatment for cardioprotection in ischemia/reperfusion. / E. Lipsic [et al.] // J Cardiovasc Pharmacol. -2004. - № 4 (44). - P. 473-479.
25. Maiese K. New Avenues of Exploration for Erythropoietin. / K. Maiese [et al.] // JAMA. - 2005. - № 1 (293). - P. 90-95.
26. Sayan H. Erythropoietin stimulates wound healing and angiogenesis in mice. / H. Sayan [et al.] // J Invest Surg. - 2006. - № 3 (19). - P. 163-173.
27. Semenza G.L. Hypoxia-inducible factor 1: master regulator of O2 homeostasis. / G.L. Semenza // Curr Opin Genet Dev. - 1998. - № 5 (8). -P. 588-594.
28. Suliman HB, Ali M, Piantadosi CA. Superoxide dismutase-3 promotes full expression of the EPO response to hypoxia. / H.B. Suliman [et al.] // Blood. - 2004. - № 1 (104). - P. 43-50.
29. Tascilar O. Protective effects of erythropoietin against acute lung injury in a rat model of acute necrotizing pancreatitis / O. Tascilar [et al.] // World J Gastroenterol. - 2007. - № 13 (46). - Р. 6172-6182.
30. Tutal E. Influence of oxidative stress and inflammation on rHuEPO requirements of hemodialysis patients with CRP values «in normal range». / E. Tutal [et al.] // Transplant Proc. - 2007. - № 10 (39). - Р. 3035-3040.
31. Urao N. Erythropoietin-mobilized endothelial progenitors enhance reendothelialization via Akt-endothelial nitric oxide synthase activation and prevent neointimal hyperplasia. / Urao N. [et al.] // Circ Res. - 2006. - № 11 (98). P. 1405-1413.
32. Wang G.L. Hypoxia-inducible factor 1 is a basic-helix-loop-helix-PAS heterodimer regulated by cellular O2 tension. / G.L. Wang [et al.] // Proc Natl Acad Sci USA - 1995. - № 12 (92). - Р. 5510-5514.
33. Zinchuk V.V. Prooxidant-antioxidant balance in rats under hypothermia combined with modified hemoglobin-oxygen affinity / V.V. Zinchuk [et al.] //. Journal of Thermal Biology. - 2002. - № 27. - Р. 345352.
Поступила 10.06.08
