CC BY
247© Мельников К.Н., Вислобоков А.И., 2004
ВЛИЯНИЕ БУПИВАКАИНА И ЛИДОКАИНА
на ионные каналы изолированных нейронов моллюска
К.Н. МЕЛЬНИКОВ, А.И. ВИСЛОБОКОВ
Санкт-Петербургский государственный медицинский университет им. академика И.П. Павлова МЗ РФ
Мельников К.Н., Вислобоков А.И. Влияние бупивакаина и ли-докаина на ионные каналы изолированных нейронов моллюска // Пси-хофармакол. и биол. наркол. 2004. Т. 4. № 2-3. С. 638-644. Санкт-Петербургский государственный медицинский университет им. академика И.П. Павлова МЗ РФ, Санкт-Петербург, 197022, ул. Л. Толстого, 6/8.
В работе показано, что местные анестетики бупивакаин и лидокаин преимущественно подавляют натриевые, но и в значительной степени также кальциевые и калиевые токи. Не обнаружено строгой избирательности действия исследованных веществ на ионные токи. Мембранот-ропное действие бупивакаина и ли-
докаина на нейронах может быть реализовано также через влияние на неспецифические токи утечки мембраны; потенциал поверхностного заряда мембраны вблизи ионных каналов; кинетику активации или инактивации ионных токов потен-циал-управляемых каналов.
!
Ключевые слова: местные анестетики, бупивакаин, лидока-ин, мембранотропное действие, нейроны, ионные токи.
Melnikov K.N., Vislobokov A.I.
Influence of bupivacaine and lidocaine on ionic channels of mollusk isolated neutrons // Psychopharmacol. Biol. Narcol. 2004. Vol. 4. № 2-3. P. 638644. I.P. Pavlov State Medical University, Saint-Petersburg, 197022.
It is shown in the paper, that local anesthetics bupivacaine and lidocaine suppress sodium channels mainly, and calcium and potassium ionic currents as well. It is not revealed a strict selectivity of action of the substances investigated on ionic currents. The membranotropic action of bupivacaine and lidocaine on neurons can be realized also through their influence on nonspecific currents of outflow of a membrane; on potential of a superficial charge of a membrane near to ionic channels; on kinetics of activation or inactivation for ionic currents of potential-controlled channels.
!
Key words: local anesthetics, bupivacaine, lidocaine, membrane action, neutrons, ionic currents.
Изучение механизмов действия местных анестетиков на ионные каналы нервной клетки в норме и в сочетании с различными внешними воздействиями, направленное на обоснование возможностей управления ее деятельностью [2, 3, 5], представляет значительный интерес для многих научных направлений биологии, а также фармакологии и медицины. Многообещающим направлением в исследованиях механизмов функционирования возбудимых клеток является сочетание физиологических и биофизических методик с использованием фармакологических средств. В ряде работ [4, 7, 13] именно фармакологические вещества, используемые в виде специфических блокаторов, модификаторов или модуляторов активности, являются средствами для выяснения свойств ионных каналов живых клеток.
На сегодняшний день недостаточно работ, в которых изучено влияние лекарственных средств на возбудимые клетки, хотя потенциал-управляемые ионные каналы и хеморецепторы, встроенные в
поверхностные мембраны клеток, обеспечивающие генерацию биоэлектрических импульсов в нервной системе, являются мишенью для многих лекарственных средств [10].
Среди фармакологических средств большое практическое значение имеют местные анестетики, реализуюшие свое действие на целостный организм через возбудимые клетки нервной и мышечной системы. Возбудимость этих клеток определяется по-тенциал-управляемыми ионными каналами в их соматических мембранах. В этой связи углубленное изучение влияния перечисленных групп фармакологических препаратов на нервные клетки представляется весьма актуальным.
Влияние местных анестетиков на возбудимые мембраны изучалось главным образом на нервных волокнах и трактуется их способностью блокировать натриевые ионные каналы [11, 12, 18]. Данных о действии анестетиков на кальциевые и калиевые каналы очень мало и они получены на различных объектах. Функциональная роль кальциевых
ГПфивн-J
638
и калиевых ионных каналов [7, 14, 15] в генерации биопотенциалов довольно велика, поэтому изучение влияния на них местных анестетиков становится необходимым.
Мало работ посвящено изучению механизмов действия лекарственных средств на удобном в методическом отношении объекте — нейронах моллюсков. Кроме того, такие работы фрагментарны, проводятся с регистрацией отдельных токов (на отдельных каналах) и в узком диапазоне концентраций. Поэтому необходимы дальнейшие систематические исследования изменений трансмембранных ионных токов через потенциал-управляемые натриевые, кальциевые и калиевые ионные каналы при действии мембраноактивных фармакологических препаратов, использующихся в медицинской практике или вновь синтезированных, что имеет и большое практические значение.
МЕТОДИКА
Объектом исследования были нейроны брю-хоногого моллюска — прудовика большого (Ьутпава stagnalis). Ионные мембранные механизмы элект-рогенеза и закономерности функционирования нейронов моллюсков принципиально сходны с таковыми для нейронов млекопитающих [8]. В работе использовали неидентифицированные нейроны, выделенные по методике М.А. Костенко [6]. Из тела моллюска вырезали окологлоточное кольцо нервных ганглиев, которое затем в течение 40-60 минут подвергали ферментативной обработке путем помещения в 0,25% раствор трипсина на физиологическом растворе для прудовиков.
На рис. 1 показана схема строения ганглионар-ной нервной системы прудовика с расположением в некоторых ганглиях гигантских нейронов, которые можно идентифицировать. Электронномикроско-пическое исследование структуры цитоплазмы изолированных нейронов [9] показало отсутствие каких-либо существенных изменений по сравнению с интактными клетками в первые 3 суток после их выделения. В цитоплазме хорошо сохраняется эн-доплазматическая сеть, аппарат Гольджи, митохондрии, сложная форма ядра с многочисленными выростами. Наружная сторона поверхностной мембраны таких нейронов свободна от глиальных клеток и других диффузионных барьеров. Характерной особенностью структуры поверхностной мембраны нейронов моллюсков является наличие глубоких впячиваний, заполненных отростками глиальных клеток. У изолированных нейронов такие впячивания оказываются свободными от заполнения и в значительной мере выпрямленными (возможно, за счет некоторого набухания клетки).
В работе использовали методику внутриклеточного диализа и фиксации мембранного потенциала [8] на целой клетке, помещаемой на поли-
Рис. 1.
Схема строения окологлоточного кольца нервных ганглиев прудовика [1]:
П — педальные ганглии, Пл. — плевральные, Мп. и Бп. — малый и большой париетальные, В — висцеральный.
этиленовую пипетку. Разделение суммарных ионных токов на отдельные кальциевые, натриевые и калиевые производили композицией ионных составов вне- и внутриклеточных растворов нейронов и поддержанием соответствующих мембранных потенциалов [2, 4].
Перфузирующий раствор подавали в камеру, где находился нейрон на полиэтиленовой микропипетке, а диализирующий — внутрь этой пипетки. Для исследования использовали местные анестетики бупивакаин и лидокаин (гидрохлориды — 0,5% раствор во флаконах по 20 мл, «ASTA», Швеция) в концентрациях от 62,5 до 1000 мкМ).
Исследуемые вещества в различных концентрациях добавляли в перфузирующий раствор. Эффект развивался быстро и стабилизировался через 2-3 мин, отмывание вели 5-7 мин. Исходные величины ионных токов принимали за 100%, а установившиеся при действии всех веществ выражали в процентах к исходным и обрабатывали с использованием t- критерия Стьюдента.
На основании полученных данных были построены вольт-амперные характеристики мембраны для различных токов и зависимости «концентрация-эффект (по 5-6 измерений для каждой точки кривой зависимости «концентрация-эффект»). Оценку изменений амплитуды и кинетики ионных токов при действии исследованных соединений вели визуально с экрана осциллографа или после распечатки кривых токов, введенных в компьютер.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
Основные данные об изменениях кальциевых токов под влиянием лидокаина и бупивакаина в различных концентрациях представлены на рис. 2 в виде зависимостей «концентрация-эффект».
Исходные средние величины кальциевых токов до действия анестетиков были около 15 нА.
^2004 г. № 2-3^
639
VI, Са 120 Н
125 250
Рис. 2.
500 1000 С, ткМ
Зависимости «концентрация-эффект» для кальциевых токов при действии лидокаина и бупивакаина в различных концентрациях
По оси абсцисс — концентрация анестетиков, по оси ординат — ионный ток (I — при действии вещества, 1о — до действия), доверительные интервалы при р= 95%.
и, тУ
-60 -50 -40 -30 -20 -10
30
Рис. 3.
Изменения вольт-амперных характеристик кальциевых токов мембраны нейронов прудовика при действии бупивакаина в концентрации 62,5 мкМ
По оси абсцисс — тестирующий потенциал, по оси ординат — ионный ток. Сплошная линия- контроль, пунктирная — бупивакаин.
Из представленных данных можно заключить, что анестетики дозозависимо и обратимо подавляют токи, при этом бупивакаин подавляет их в большей степени. Например, в концентрации 1000 мкМ бупивакаин подавил кальциевые токи полностью, а лидокаин примерно на 40%. Обратимость эффектов подавления кальциевых токов после 7-10 мин отмывания — почти до исходных значений.
\Л0, N8, %
120 -
100 ■!
80-
60-
40 ■
20 ■
П-
—Д— Лидокаин —Х-- Бупивакаин
125 250
Рис. 4.
500 1000 С, ткМ
Зависимости «концентрация-эффект» для натриевых токов нейронов прудовика при действии лидокаина и бупивакаина в различных концентрациях
По оси абсцисс — концентрация, по оси ординат — ионный ток (I — при действии вещества, 1о — до действия), доверительные интервалы при р = 95%.
Кинетика развития кальциевых токов под влиянием анестетиков практически не изменялась, максимум их вольт-амперных характеристик (рис. 3) по оси потенциалов не сдвигался, т. е. потенциал фиксированных зарядов мембраны не изменялся. Неспецифические токи утечки мембраны при действии анестетиков понижались, что указывает на увеличение стабильности мембраны.
Результаты о влиянии анестетиков на натриевые токи нейронов представлены на рис. 4 в виде зависимостей «концентрация-эффект».
Средние величины натриевых токов нейронов до действия анестетиков были около 15 нА. Из представленных данных следует, что анестетики в разной степени подавляют натриевые токи и оно выражено сильнее, чем кальциевых токов. Восстановление токов после действия анестетиков до их исходных величин не происходит.
Изменения неспецифических токов утечки мембраны примерно такие же, как и для кальциевых: небольшое снижение при действии всех концентраций (стабилизация мембран).
Характер изменения натриевых токов под влиянием анестетиков показан на рис. 5 (снижение амплитуды и неизменность кинетики). Вольт-амперные характеристики мембраны для натриевых токов при действии анестетиков по оси потенциалов не смещались.
В целом эффекты анестетиков на натриевые токи сходны с влиянием на кальциевые, но они выражены сильнее, при этом бупивакаин подавляет натриевые токи также больше лидокаина.
ГИфИЕНТ
640
1Ыа, пА
Рис. 5.
Влияние бупивакаина на натриевые токи нейронов прудовика
1 — контроль, 2 — бупивакаин в концентрации 62 мкМ,
3 — 125 мкМ. Поддерживаемый потенциал--80 шУ (Т0,
Т3, Т4), тестирующий--20 шУ (Т1, Т2). Калибровки по
оси абсцисс: Т1 = Т2 = Т3 — 20 мс, по оси ординат — 5 нА.
Результаты о влиянии анестетиков на выходящие медленные калиевые токи представлены на рис. 6 в виде зависимостей «концентрация-эффект». Средние значения величин токов до действия анестетиков были около 40 нА. На основании представленных данных можно отметить, что влияние анестетиков на медленные калиевые токи монофазно, т. е. только подавление (как кальциевых и натриевых токов). Восстановление токов в процессе отмывания нейронов происходит так же, как кальциевых и натриевых токов — не полное. Неспецифические токи утечки мембраны под влиянием анестетиков изменялись так же, как и при регистрации кальциевых и натриевых токов (наблюдалась небольшая стабилизация мембран). Восстановление токов в процессе отмывания нейронов в течение 5-7 мин после действия в концентрации 1000 мкМ почти не происходит, что указывает на высокую степень связывания с мембранами.
В контрольных опытах было установлено, что характер влияния анестетиков на быстрые калиевые токи внешне напоминал их влияние на медленные калиевые, но оно несколько слабее.
Таким образом, исследованные анестетики лидокаин и бупивакаин в концентрациях 62,5 ■ 1000 мкМ обладают выраженным мембра-нотропным действием, которое проявляется в изменении ионных токов через потенциалоуправ-ляемые ионные каналы нейронов прудовика. Изменение ионных токов характеризуется про-
У\0, КБ, 12(Н
1000 С, ткМ
Рис. 6.
Зависимости «концентрация-эффект» для медленных калиевых токов нейронов прудовика при действии лидокаина и бупивакаина в различных концентрациях
По оси абсцисс — концентрация веществ, по оси ординат — ионный ток (I — при действии вещества, 1о — до действия), доверительные интервалы при р = 95%.
порциональным концентрации анестетиков (дозо-зависимым) подавлением ионных токов: входящих натриевых, кальциевых и выходящих калиевых вплоть до полного их угнетения в миллимо-лярном диапазоне. Регрессионный анализ с расчетом среднеэффективных концентраций позволил расположить изученные анестетики в соответствующие ряды подавления разных ионных каналов, что показывает тенденцию их определенной специфичности действия. Подавление ионных токов, вероятно, следует трактовать как электрофизиологический коррелят мембраностаблизиру-ющего эффекта местных анестетиков.
ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
Особенностями проведенного исследования влияния местных анестетиков на ионные токи нейронов прудовика были: 1) широкий диапазон изученных концентраций: от 62,5 до 1000 мкМ; 2) регистрация ряда трансмембранных ионных токов: кальциевых, натриевых, медленных и быстрых калиевых токов, а также и неспецифических токов утечки мембраны; 3) изучение изменений многих характеристик (параметров) токов — зависимостей «концентрация-эффект», вольт-амперных и инактивационных характеристик мембраны, кинетики ионных токов (с качественной оценкой).
Показано [27], что на культивируемых нейронах крысы и модифицированных батрахоток-
^2004 г. №
641
сином натриевых каналах ЕС50 для тетракаина равно 39,5 мкМ (а в наших экспериментах — 64,3 мкМ). На сенсорных нейронах крысы [26] показано, что кальциевые токи (в зависимости от типа) при 30 мкМ тетракаина угнетаются на 20-90% от исходных значений (у нас же ЕС50 = 168,7 мкМ, что очень близко к этим данным). Ионные каналы кожи лягушки, проводящие натрий и калий, блокируются тетракаином в концентрации 100 мкМ [16]. Одиночные кальциевые каналы саркоплазматического ре-тикулума скелетных мышц угнетаются при его действии в концентрации 150 мкМ [29]. Тетра-каин, пропаркаин и кокаин увеличивали выход кальция из митохондрий [17], тетракаин в концентрации 2мМ увеличивал выход кальция из микротрубочек скелетных мышц крысы [19], при увеличении выхода ионов кальция из везикул саркоплазматического ретикулума происходит также снижение фосфорилирования Са2+-АТФ-азы [28].
Показано, что кальциевый антагонист вера-памил потенцирует спинальную анестезию локальными анестетиками [23]. 5% раствор ли-докаина или 0,5% раствор тетракаина равно-эффективно вызывают блок проведения в изолированном нерве лягушки [22]. Лидокаин в концентрации 500 мкМ снижал калиевые токи до 74% на культивируемых нейронах неокортекса эмбрионов крысы [13]. Лидокаин в концентрации 10 ■ 3000 мкМ блокировал активированные и инактивированные натриевые токи на одиночных кардиомиоцитах предсердия человека [20]. Лидокаин в концентрации 400 мкМ на миокарди-альных клетках крысы увеличивал постоянную времени медленной натриевой инактивации. Следует обратить внимание на довольно высокие концентрации лидокаина, которые использовали другие авторы [20], и в наших экспериментах из всех анестетиков лидокаин оказался по активности подавления токов на последнем месте. Внутриклеточное приложение тетракаина на мышцах лягушки (200 мкМ) подавляло выход Са2+ из клеточных депо [24]. Кроме того, в данной работе показано, что снижение рН в клетке снижает его эффекты.
Таким образом, все эти факты литературы подтверждают наши данные о характере подавления ионных токов нейронов моллюсков, а также и то, что наша модель адекватна задачам исследования влияния местных анестетиков, а наши результаты в какой-то мере, возможно экстраполировать и на теплокровных животных.
Молекулярный механизм подавления токов связан с тем, что при действии данных соединений снижается количество функционирующих каналов вследствие связывания их молекул со структурами ионных каналов. В работе [21] показано, что местные анестетики уменьшают свя-
зывание меченого батрахотоксина с мембранами синаптосом коры больших полушарий морской свинки, предполагается, что это происходит вследствие конкуренции за место связывания между батрахотоксином и анестетиками, хотя эти места различны. Кроме того, эти авторы предполагают определенное сходство молекулярных структур натриевых и кальциевых ионных каналов. Снижение ионных токов возможно также по причине уменьшения времени открытого состояния отдельных каналов или уменьшения частоты их открывания, но этого в нашем случае не происходило, поскольку кинетика развития ионных токов оставалась практически неизменной. Последнее отвергает также возможности взаимодействия исследованных веществ с воротными механизмами каналов. Факты наличия изменений кинетики отдельных ионных токов (ускорение инактивации калиевых токов), полученные в наших экспетиментах при действии некоторых анестетиков, могут указывать на взаимодействие с воротными структурами каналов.
Высокие концентрации анестетиков (0,5 и 1 мМ) в наших опытах резко снижали или полностью подавляли ионные токи, что сопровождалось увеличением неспецифических токов утечки (дестабилизацией мембран) и не полной обратимостью эффектов. В работе [25] на мембранах липосом при действии тетракаина в концентрации 10 мМ показана резкая дестабилизация мембран вследствие связывания анестетика с полярными головками фосфолипидов, что вызывает увеличенный вход воды в липосомы.
Подавление всех ионных токов при действии анестетиков примерно в равной степени — в особенности при действии леокаина и тетракаина в равных концентрациях свидетельствует о неспецифичности (неизбирательности) влияния на те или иные ионные каналы. Можно предположить, что это связано с каким-то единым мембранным механизмом действия и скорее всего — с взаимодействием анестетиков с липидами мембраны и единообразным нарушением функционирования всех ионных каналов. В литературе [27] есть упоминания о возможном взаимодействии одной молекулы тетракаина с одним натриевым ионным каналом и о потенциалозависимости блокирования ионных каналов, что мы также не исключаем. Вместе с тем можно видеть тенденцию более сильного подавления натриевых токов, которое начинается уже при концентрации 10-5 М, и, соответственно, меньшая величина ЕС50.
Местные анестетики оказывают существенное влияние на активность электровозбудимых клеток, возможно, через прямое действие на структуру потенциал-зависимых ионных каналов, что, вероятно, сопровождается изменением конформа-
ГИфИЕНТ
642
ционных свойств белковой молекулы каналов. Описанные изменения работы каналов, вероятно, могут быть эгнергонезависимыми, т. е. не связанными с выработкой АТФ. Изменение конформа-ционных свойств макромолекул канала может быть также опосредовано изменением ферментативной активности фосфолипаз, происходящей в результате взаимодействия анестетиков с били-пидным слоем мембраны.
Еще один показатель функционального состояния мембраны клетки — неспецифические мембранные токи утечки (неспецифической проводимости), отражающие количество ионных пор, через которые происходит свободная диффузия ионов и, который можно рассматривать, как показатель стабильности мембраны. В норме свободные низкомолекулярные вещества и ионы распределены по объему клетки весьма равномерно. Сохранение концентрационных градиентов обеспечивается активной транспортной функцией всех клеточных мембран, поддерживающих тем самым необходимую скорость метаболических процессов в каждом участке клетки, ограниченном замкнутыми мембранами. Под влиянием внешних воздействий увеличивается концентрационный градиент в тех участках мембраны, где до воздействия он имел меньшее значение, т. е. нарушается концентрационная гетерогенность. Это может привести к адсорбции веществ с низкой молекулярной массой на поверхности ферментов, в частности фосфолипаз, и снизить конформационную подвижность макромолекул, в результате чего нарушается активный и пассивный транспорт веществ и уменьшается стабильность мембраны. Изменения конформаци-онной активности макромолекул мембраны зависит от концентрации фармакологического агента. В случае малых доз конформационная активность молекул может быть повышена, а в случае больших — может наблюдаться повреждающее действие.
Таким образом, полученные результаты о действии анестетиков на трансмембранные ионные токи нейронов убедительно свидетельствуют о сильном мембранотропном их действии, выражающемся в дозозависимом подавлении (иногда увеличении) токов, в изменениях неспецифических токов утечки, кинетики токов. Многие соединения подавляют кальциевые, натриевые и калиевые ионные токи, действуют как бы неспецифически, но выявлены и индивидуальные черты их действия. Для каждого соединения можно найти некоторые отличительные особенности мембра-нотропного действия, которое, вероятно, определяется особенностями молекул этих соединений и их взаимодействием со структурами мембраны (связь «структура— действие»). Результаты исследований открывают перспективу именно такому направлению дальнейших исследований и ме-
тодика позволяет проводить их целенаправленно и достаточно эффективно.
ЛИТЕРАТУРА
1. Бочарова Л.С. Идентификация гигантских нейронов в ЦНС брюхоногих моллюсков // Приборы и методы для микроэлектродных исследований клеток. М., 1975. С. 18-27.
2. Вислобоков А.И. Трансмембранные ионные токи нейронов моллюсков и их зависимость от исходного уровня фиксированного потенциала и потенциала покоя // Вестн. Ленингр. ун-та. 1978. № 15. С. 68-74.
3. Вислобоков А.И. Физиологические процессы и состояния в живых системах // Вестн. Ленингр. унта. 1980. № 9. С. 51-61.
4. Вислобоков А.И., Зайцев АА., Игнатов Ю.Д., Са-воськин А.Л. Мембранные механизмы действия на нервные клетки анестетиков, аналгетиков и про-тивоаритмических средств // Мед. акад. журн. 2001. Т. 1. № 1. С. 25-33.
5. Вислобоков А.И., Игнатов Ю.Д. Цитофармакологи-ческое исследование механизмов действия мемб-ранотропных средств // Обзоры по клин. фарма-кол. и лек. терапии. 2003. Т. 2. № 1. С. 14-22.
6. Костенко МА. Выделение одиночных нервных клеток мозга моллюска Lymnaea stagnalis для дальнейшего культивирования их in vitro // Цитология. 1972. Т. 14. № 28. С. 1274-1278.
7. Костюк П.Г. Кальций и клеточная возбудимость. М., 1986. 255 с.
8. Костюк П.Г., Крышталь ОА. Механизмы электрической возбудимости нервной клетки. М., 1981. 204 с.
9. Погорелая Н.Х., Скибо Г.Г., Троицкая Н.К. Структурные особенности изолированных и перфузиро-ванных нейронов моллюсков Helix pomatia // Нейрофизиология. 1980. Т. 12. С. 297-302.
10. Сергеев П.В., Шимановский Н.Л. Рецепторы физиологически активных веществ. М., 1987. 400 с.
11. Ходоров Б.И. Проблема возбудимости. Л., 1969. 301 с.
12. Ходоров Б.И. Функциональная архитектура потен-циал-управляемых натриевых каналов клеточной мембраны // Всесоюзная конференция по нейро-наукам. Тез. докл. Киев, 1986. С. 13-14.
13. Andreasen M., Hablitz J. Local anestetics block transient outward potassium currents in rat neocortical neurons // J. Neurophysiol. 1993. Vol. 19. № 3. P. 1966-1975.
14. Caterall WA. Molecular properties of Na+ and Ca2+ channels // J. Bioenergetics and Biomembranes. 1996. Vol. 28. № 3. P. 219-230.
15. Caterall WA. Structure and regulation of voltage-gated Ca2+ channels // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2000. Vol. 16. P. 521-555.
16. Desmedt L., Simaels J., Van Driessche W. Ca(2+)-blockable, poorly selective cation channels in the apical
2004 г. № 2-3
643
membrane of amphibian epithelia. Tetracaine blocks the UO2(2+)-insensitive pathway // J. Gen. Physiol.
1993. Vol. 101. № 1. P. 103-116.
17. Grant R.L., Acosta D. A digitized fluorescence imaging study on the effects of local anesthetics on cytosolic calcium and mitochondrial membrane potential in cultured rabbit corneal epithelial cells // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1994. Vol. 129. № 1. P. 23-35.
18. Hille B. Ionic channel of exitable membranes. Masachusetts, 1992. 594 p.
19. Jaimovich E, Rojas E. Intracellular Ca2+ transients induced by high external K+ and tetracaine in cultured rat myotubes // Cell Calcium. 1994. Vol. 15. № 5. P. 356-368.
20. Jia Hong-Jun, Wasserstorm JA. Lidocain blocks Na channel in single human atrial cells // Acta pharmacol. sin. 1993. Vol. 14. № 5. P. 469.
21. Kwon Y, Triggle D.J. Interactions of local anesthetics with neuronal 1,4-dihydropyridine binding sites // Biochem. Pharmacol. 1991. Vol. 42. № 2. P. 213-216.
22. Lambert L.A., Lambert D.H., Strichartz G.R. Irreversible conduction block in isolated nerve by high concentrations of local anesthetics // Anesthesiol.
1994. Vol. 80. № 5. P.1082-1093.
23. Omote K., Iwasaki H., Kawamata M., Satoh O., Namiki A. Effects of verapamil on spinal anesthesia
with local anesthetics // Anesthesia and Analgesia. 1995. Vol. 80. № 3. P. 444-448.
24. Pizarro G, Csernoch L, Uribe I., Rios E. Differential effects of tetracaine on two kinetic components of calcium release in frog skeletal muscle fibres // J. Physiol. 1992. Vol. 457. P. 525-538.
25. Shimooka T., Shibata A., Terada H. The local anesthetic tetracaine destabilizes membrane structure by interaction with polar headgroups of phospholipids // Biochem. Biophys. Acta. 1992. Vol. 1104. № 2. P. 261-268.
26. Sugiyama K., Muteki T. Local anesthetics depress the calcium current of rat sensory neurons in culture // Anesthesiology. 1994. Vol. 80. № 6. P. 369-378.
27. Wang G.K., Mok W.M., Wang S.Y. Charged tetracaine as an inactivation enhancer in batrachotoxin-modified Na+ channels // Biophysical Journal. 1994. Vol. 67. № 5. P. 1851-1860.
28. Wolosker H., Pacheco A.G., de Meis L. Local anesthetics induce fast Ca2+ efflux through a nonenergized state of the sarcoplasmic reticulum Ca(2+)-ATPase // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. № 9. P. 5785-5789.
29. Xu L., Jones R., Meissner G. Effects of local anesthetics on single channel behavior of skeletal muscle calcium release channel // J. Gen. Physiol. 1993. Vol. 101. № 2. P. 207-233.
"Tn^BHT
644
